1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Известия РАН. Серия биологическая
  4. № 6, 2023

Известия РАН. Серия биологическая, 2023, № 6, стр. 616-625

Структурная и функциональная характеристика корней Arabidopsis thaliana, полученных в культуре in vitro

И. В. Булавин 1, *, А. И. Сидякин 1, 2

1 Федеральное государственное бюджетное учреждение науки “Ордена Трудового Красного Знамени Никитский ботанический сад − Национальный научный центр РАН”
298648 Ялта, Никитский спуск, 52, Россия

2 Институт биохимических технологий, экологии и фармации федерального государственного автономного образовательного учреждения высшего образования “Крымский федеральный университет им. В.И. Вернадского”
295007 Симферополь, просп. Академика Вернадского, 4, Россия

* E-mail: cellbiolnbs@yandex.ru

Поступила в редакцию 05.09.2022
После доработки 20.03.2023
Принята к публикации 20.03.2023

Аннотация

Изучены две модели ризогенеза у Arabidopsis thaliana in vitro: 1) из каллуса и 2) черешков листовых эксплантов на безгормональной питательной среде Мурасиге–Скуга, содержащей 1/10 часть от общего минерального состава, а также среде с добавлением регулятора роста − индолил-3-маслянной кислоты. Морфолого-анатомические исследования показали изменения структуры корней, образованных de novo in vitro. Методом Сабинина–Колосова установлено снижение процента рабочей поверхности корней у обоих вариантов. Обсуждается возникновение структурных изменений при ризогенезе in vitro, а также их влияние на функциональность корней.

Ключевые слова: листовые экспланты, каллус, ризогенез in vitro, анатомия, функциональность

Список литературы

  1. Ахметова А.Ш., Зарипова А.А. Индукция морфогенеза лука нереидоцветного в культуре in vitro // Экобиотех. 2019. Т. 2. № 4. С. 540−544.

  2. Вечернина Н.А., Таварткиладзе О.К., Бородулина И.Д., Эрст А. Адаптация растений-регенерантов с использованием гидропоники // Известия АлтГУ. 2008. Т. 3. С. 7−10.

  3. Гусева К.Ю., Бородулина И.Д., Мякишева Е.П., Таварткиладзе О.К. Укоренение in vitro сортов картофеля (Solanum tuberosum L.) // Известия АлтГУ. 2013. № 3 (79). С. 56−60.

  4. Дуктова Н.А. Физиологические аспекты селекции твердой пшеницы на устойчивость к корневым гнилям // Земледелие и растениеводство. 2018. № 6. С. 24−27.

  5. Катаева Н.В., Бутенко Р.Г. Клональное микроразмножение растений. М.: Наука, 1983. 96 с.

  6. Климчук Д.О. Варіації ультраструктурної організації мітохондрій в клітинах гороху in vitro // Цитология и генетика. 2001. Т. 35. № 2. С. 36−42.

  7. Кушнір Г.П., Сарнацька В.В. Мікроклональне розмноження рослин. Теорія і практика. К.: Наук. Думка, 2005. 271 с.

  8. Панфилова О.Ф., Пильщикова Н.В., Фаттахова Н.К. Практикум по физиологии растений. М.: РГАУ-МСХА, 2010. 108 с.

  9. Тихомирова Л.И. Особенности индукции морфогенеза из различных фрагментов цветка ириса в культуре in vitro // Turczaninowia. 2010. Т. 13. № 3. С. 147−151.

  10. Amghar I., Ibriz M., Ibrahimi M., Boudra A., Gaboun F., Meziani R., Iraqi D., Mazri M.A., Diria G., Abdelwahd R. In vitro root induction from argan (Argania spinosa (L.) Skeels) adventitious shoots: influence of ammonium nitrate, auxins, silver nitrate and putrescine, and evaluation of plantlet acclimatization // Plants. 2021.V. 10. https://doi.org/10.3390/plants10061062

  11. Banda J., Bellande K., von Wangenheim D., Goh T., Guyomarc’h S., Laplaze L., Bennett M.J. Lateral root formation in Arabidopsis: A well-ordered LRexit // Trends Plant Sci. 2019. V. 24. P. 826−839. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2019.06.015

  12. Bairu M.W., Kane M.E. Physiological and developmental problems encountered by in vitro cultured plants // J. Plant Growth Regul. 2011. V. 63. P. 101−103.

  13. Barlow P.W. The root cap: cell dynamics, cell differentiation and cap function // J. Plant Growth Regul. 2002. V. 21. P. 261−286. https://doi.org/10.1007/s00344-002-0034-z

  14. Behnke H.-D., Eschlbeck G. Dilated cisternae in Capparales − an attempt towards the characterization of a specific endoplasmic reticulum // Protoplasma. 1978. V. 97. P. 351−363.

  15. Bones A.M., Evjen K., Iversen T.-H. Characterization and distribution of dilated cisternae of the endoplasmic reticulum in intact plants, protoplasts, and calli of Brassicaceae // Israel J. Bot. 1989. V. 38. P. 177−192.

  16. Budisantoso I., Amalia N., Kamsinah. In vitro callus induction from leaf explants of Vanda sp. stimulated by 2.4-D // Biosaintifika. 2017. V. 9. № 3. P. 492−497. https://doi.org/10.15294/biosaintifika.v9i3.11018

  17. Bulavin I., Brailko V., Zhdanova I. In vitro rhizogenesis of the Lavandula angustifolia cultivars // BIO Web of Conferences. 2020. V. 24. https://doi.org/10.1051/bioconf/20202400017

  18. Capron A., Chatfield S., Provart N., Berleth T. Embryogenesis: pattern formation from a single cell // The Arabidopsis Book. 2009. V. 7. e0126. https://doi.org/10.1199/tab.0126

  19. Chi-ni H., Schuyler S.K. Organogenesis and somatic embryogenesis in callus cultures of Rosa hybrida and Rosa chinensis minima // PCTOC. 1996. V. 44. P. 1−6.

  20. Dalila Z.D., Jaafar H., Manaf A.A. Effects of 2.4-D and kinetin on callus induction of Barringtonia racemosa leaf and endosperm explants in different types of basal media // Asian J. Plant Sci. 2013. V. 12. P. 21−27. https://doi.org/10.3923/ajps.2013.21.27

  21. De Klerk G.J., Arnholdt-Schmitt B., Lieberei R., Neumann K.-H. Regeneration of roots, shoots and embryos: physiological, biochemical and molecular aspects // Biol. Plant. 1997. V. 39. P. 53–66. https://doi.org/10.1023/A:1000304922507

  22. Delporte F., Pretova A., du Jardin P., Watillon B. Morpho-histology and genotype dependence of in vitro morphogenesis in mature embryo cultures of wheat // Protoplasma. 2014. V. 251. P. 1455−1470. https://doi.org/10.1007/s00709-014-0647-7

  23. Hilaire E., Paulsen A.Q., Brown C.S., Guikema J.A. Plastid distribution in columella cells of a starchless Arabidopsis mutant grown in microgravity // Plant Cell Physiol. 1997. V. 38. № 4. P. 490−494.

  24. Iliev I., Kitin P. Origin, morphology, and anatomy of fasciation in plants cultured in vivo and in vitro // Plant Growth Regul. 2011. V. 63. P. 115−129. https://doi.org/10.1007/s10725-010-9540-3

  25. Iversen T.-H. The morphology, occurrence, and distribution of dilated cisternae of the endoplasmic reticulum in tissues of plants of the Cruciferae // Protoplasma. 1970. V. 71. P. 467−477.

  26. Jagiello-Kubiec K., Nowakowska K., Lukaszewska A.J., Pacholczak A. Morpho-anatomical and biochemical changes associated with rooting of micropropagated ninebark cuttings // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2021. V. 147. P. 229–237. https://doi.org/10.1007/s11240-021-02119-x

  27. Karimian R., Lahouti M., Davarpanah S. Effects of different concentrations of 2.4-D and kinetin on callogenesis of Taxus brevifolia Nutt. // J. Appl. Biotechnol. Rep. 2014. V. 1. № 4. P. 167−170.

  28. Labrousse P., Delmail D., Decou R., Carlue M., Lhernould S., Krausz P. Nemesia root hair response to paper pulp substrate for micropropagation // Sci. World J. 2012. Article ID 859243. https://doi.org/10.1100/2012/859243

  29. Louro R.P., Dos Santos A.V., Machado R.D. Ultrastructure of Eucalyptus grandis × Eucalyptus urophylla. I. shoots cultivated in vitro in multiplication and elongation-rooting media // Int. J. Plant Sci. 1999. V. 160. № 2. P. 217−227. https://doi.org/10.1086/314118

  30. Manokari M., Priyadharshini S., Shekhawat M. Micro-structural stability of micropropagated plants of Vitex negundo L. // Microsc. Microanal. 2021. V. 27. № 3. P. 626−634. https://doi.org/10.1017/S1431927621000283

  31. Marín-Méndez W., Sanchéz-Chacón E., Gatica-Arias A.M., Ramírez-Fonseca P., Freer-Bustamante E., Valdez-Melara M. Ultrastructure and histology of organogenesis induced from shoot tips of maize (Zea mays, Poaceae) // Rev. biol. trop. 2009. V. 57. Suppl. 1. P. 129−139.

  32. Martínez Pastur G., Arena M., Hernandez L., Curvetto N., Eliasco E. Histological events during in vitro rooting of Nothofagus nervosa (Fagaceae) // N. Z. J. Bot. 2005. V. 43. № 1. 61−70. https://doi.org/10.1080/0028825X.2005.9512944

  33. Matsushima R., Kondo M., Nishimura M., Hara-Nishimura I. A novel ER-derived compartment, the ER body, selectively accumulates a beta-glucosidase with an ER retention signal in Arabidopsis // Plant J. 2003. V. 33. P. 493−502. https://doi.org/10.1046/j.1365-313X.2003.01636.x

  34. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures // Plant Physiol. 1962. V. 15. P. 473−497. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x

  35. McClelland M.T., Smith M.A.L., Carothers Z.B. The effects of in vitro and ex vitro root initiation on subsequent microcutting root quality in three woody plants // PCTOC. 1990. V. 23. P. 115−123.

  36. Nagano A.J., Matsushima R., Hara-Nishimura I. Activation of an ER-body-localized β-glucosidase via a cytosolic binding partner in damaged tissues of Arabidopsis thaliana // Plant and Cell Physiol. 2005. V. 46. № 7. P. 1140−1148. https://doi.org/10.1093/pcp/pci126

  37. Naija S., Elloumi N., Jbir N., Ammar S., Kevers C. Anatomical and biochemical changes during adventitious rooting of apple rootstocks MM 106 cultured in vitro // C. R. Biol. 2008. V. 331. № 7. P. 518−825. https://doi.org/10.1016/j.crvi.2008.04.002

  38. Özkul M., Özel Ç.A., Yüzbaşıoğlu D., Ünal F. Does 2.4-dichlorophenoxyacetic acid (2.4-D) induce genotoxic effects in tissue cultured Allium roots? // Cytotechnology. 2016. V. 68. P. 2395−2405. https://doi.org/10.1007/s10616-016-9956-3

  39. Pardal R., Heidstra R. Root stem cell niche networks: it’s complexed! Insights from Arabidopsis // J. Exp. Bot. 2021. V. 72. P. 6727−6738. https://doi.org/10.1093/jxb/erab272

  40. Park J.B., Lee K.B., Lee S. Histological study of callus formation and root regeneration from mung bean (Vigna radiata W.) // J. Plant Biol. 2002. V. 45. P. 170−176. https://doi.org/10.1007/BF03030310

  41. Péret B., De Rybel B., Casimiro I., Benková E., Swarup R., Laplaze L., Beeckman T., Bennett M.J. Arabidopsis lateral root development: an emerging story // Trends Plant Sci. 2009. V. 14. P. 399−408. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2009.05.002

  42. Rani G., Arora S., Nagpal A. Direct rhizogenesis from in vitro leaves of Withania somnifera (L.) Dunal // J. Herbs Spices Med. Plants. 2003. V. 10. P. 47−54. https://doi.org/10.1300/J044v10n03_05

  43. Reis R.V., Chierrito T.P.C., Silva T.F.O., Albiero A.L.M., Souza L.A., Goncalves J.E., Oliveira A.J.B., Goncalves R.A.C. Morpho-anatomical study of Stevia rebaudiana roots grown in vitro and in vivo // Rev. bras. farmacogn. 2017. V. 27. P. 34−39. https://doi.org/10.1016/j.bjp.2016.08.007

  44. Rogalski M., Moraes L.K.A., Felisbino C., Crestani L., Guerra M.P., Silva A.L. Enraizamento in vitro de porta-enxertos de Prunus // Rev. Bras. Frutic. 2003. V. 25. № 2. P. 293−296.

  45. Rose R.J., Wang X.-D., Nolan K.E., Rolfe B.G. Root meristems in Medicago truncatula tissue culture arise from vascular-derived procambial-like cells in a process regulated by ethylene // J. Exp. Bot. 2006. V. 57. № 10. P. 2227−2235. https://doi.org/10.1093/jxb/erj187

  46. Soriano L., de Oliveira C.R., Muniz F.R., Machado I.S. In vitro rhizogenesis of Ananas comosus var. erectifolius under influence of synthetic auxins // Res. Soc. Dev. 2022. V. 11. № 5. e35511528055. https://doi.org/10.33448/rsd-v11i5.28055

  47. Souza J.A., Bettoni J.C., Costa M.D., Baldissera T.C., Mangrich dos Passos J.F., Primieri S. In vitro rooting and acclimatization of “Marubakaido” apple rootstock using indole-3-acetic acid from rhizobacteria // Communications in Plant Sciences. 2022. V. 12. P. 16−23. https://doi.org/10.26814/cps2022003

  48. Tylicki A., Burza W., Kuras M., Dziadczyk E., Malepszy S. Structural and ultrastructural analysis of root primordia in vitro cultures (RPC) of Solanum lycopersicoides Dun // Plant Sci. 2000. V. 156. № 1. P. 73−83. https://doi.org/10.1016/s0168-9452(00)00237-5

  49. Wafa S.N., Mat Taha R., Mohajer S., Mahmad N., Ahmed A.B.A. Organogenesis and ultrastructural features of in vitro grown Canna indica L. // BioMed Res. Int. 2016. V. 2016. Article ID 2820454. https://doi.org/10.1155/2016/2820454

  50. Whaley W.G., Mollenhauer H.H., Leech J.H. The ultrastructure of the meristematic cell // Am. J. Bot. 1960. V. 47. № 6. P. 401−449. https://doi.org/10.2307/2439557

  51. Zhang D.J., Yang Y.J., Liu C.Y., Zhang F., Wu Q.S. Root hair growth and development in response to nutrients and phytohormones / Root Biology. Soil Biology // Eds. Giri B., Prasad R., Varma A. Springer, Cham, 2018. V. 52. P. 65−84. https://doi.org/10.1007/978-3-319-75910-4_3

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Известия РАН. Серия биологическая

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал