БИОХИМИЯ, 2019, том 84, вып. 9, с. 1311 - 1321

УДК 577.152.3

СРАВНЕНИЕ ИЗМЕНЕНИЙ СОСТОЯНИЯ

ФОТОСИНТЕТИЧЕСКОЙ АНТЕННЫ АРАБИДОПСИСА

И ЯЧМЕНЯ ПРИ ДЕЙСТВИИ СВЕТА

РАЗНОЙ ИНТЕНСИВНОСТИ*

Д.В. Ветошкина, М.А. Козулева, В.В. Терентьев, Е.М. Журикова,

М.М. Борисова)Мубаракшина, Б.Н. Иванов**

Институт фундаментальных проблем биологии РАН

Федерального исследовательского центра

«Пущинский научный центр биологических исследований РАН»,

142290 Пущино, Россия; электронная почта: ivboni@rambler.ru

Поступила в редакцию 23.04.2019

После доработки 23.05.2019

Принята к публикации 23.05.2019

Изменения распределения энергии света между фотосистемами 1 и 2 (ФС1 и ФС2), осуществляемые за счет

обратимого перемещения между фотосистемами части светособирающего комплекса (ССК2), так называе#

мые изменения состояния (ИС), были исследованы в листьях ячменя (Hordeum vulgare) и арабидопсиса

(Arabidopsis thaliana) при кратковременном освещении светом разной интенсивности, преимущественно

возбуждающим ФС2. Вызываемые освещением изменения соотношения максимумов при 745 и 685 нм в

спектре низкотемпературной (77 К) флуоресценции хлорофилла a (Хл а), характеризующих поглощение

энергии ФС1 и ФС2 соответственно, не позволили достаточно определенно выявить различие в процессе

ИС в ячмене и арабидопсисе, поскольку было найдено, что изменение отношения этих максимумов при вы#

сокой интенсивности света не связано с ИС. Накопление на свету фосфорилированных белков ССК2,

Lhcb1 и Lhcb2, участвующих в перемещении части ССК2 от ФС2 к ФС1, в листьях растений обоих видов

уменьшалось при увеличении интенсивности света, будучи при одинаковых интенсивностях выше в ячме#

не, чем в арабидопсисе. Релаксацию нефотохимического тушения флуоресценции (NPQ) Хл a после осве#

щения, характеризующую возвращение части ССК2 от ФС1 к ФС2, наблюдали в листьях ячменя в большем

диапазоне увеличивающихся интенсивностей света, чем в листьях арабидопсиса. Различия в уровнях на#

копления фосфорилированных белков Lhcb1 и Lhcb2 и в характеристиках релаксации NPQ после освеще#

ния показали, что в листьях ячменя процесс ИС может осуществляться не только при низких, но и при вы#

соких интенсивностях света, при которых он отсутствует в листьях арабидопсиса.

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: арабидопсис, ячмень, фотосинтез, фосфорилирование белков, флуоресценция хло#

рофилла.

DOI: 10.1134/S0320972519090094

Один из механизмов приспособления фото#

системами вследствие обратимого перемеще#

синтетического аппарата растений к условиям

ния внешней части светособирающего комп#

окружающей среды - перераспределение пог#

лекса (ССК2) между фотосистемой 2 (ФС2) и

лощаемой энергии квантов света между фото#

фотосистемой 1 (ФС1). При освещении светом,

возбуждающим преимущественно ФС2, акти#

Принятые сокращения: ИС - изменения состояния вируется киназа STN7, которая фосфорилирует

(state transitions); ССК

- светособирающий комплекс; внешние белки ССК2, что приводит к их отде#

С1, С2 - состояния 1 и 2; ФС1, ФС2 - фотосистемы 1 и 2;

лению от ФС2, присоединению к ФС1 и фор#

Хл - хлорофилл; At#ДT, At#stn7 - растения арабидопсиса

дикого типа и арабидопсиса с нокаутом гена, кодирующе#

мированию так называемого состояния 2 (С2)

го киназу STN7; Hv#NaF, Hv#H₂O - листья ячменя, инку#

[1, 2]. Последующее освещение светом, возбуж#

бированные в растворе NaF или в воде; NPQ - нефотохи# дающим ФС1, или затенение приводят к акти#

мическое тушение флуоресценции; ФЭТЦ - фотосинтети#

вации фосфатазы PPH1/TAP38 - фермента, ко#

ческая электрон#транспортная цепь.

торый дефосфорилирует белки ССК2, позволяя

* Первоначально английский вариант рукописи опублико#

им возвращаться к ФС2, формируя так называ#

ван на сайте «Biochemistry» (Moscow) http://protein.bio.

msu.ru/biokhimiya, в рубрике «Papers in Press», BM19#127,

емое состояние 1 (С1) [3, 4]. Эти процессы извест#

05.08.2019.

ны как классические «изменения состояний»

** Адресат для корреспонденции.

(ИС, state transitions).

1311

1312

ВЕТОШКИНА и др.

Прямым подходом к оценке ИС считается

20 мин, поскольку ранее мы показали, что ос#

выявление изменений после освещения в спект#

вещение при 50 мкмоль квантов м-2 с-1 в тече#

ре флуоресценции хлорофилла а (Хл а) при тем#

ние этого времени достаточно для полного пе#

пературе жидкого азота (77 K), при которой мо#

рехода в С2, что согласуется с данными лите#

лекулы Хл а, связанные с ФС2 или ФС1, излуча#

ратуры [15, 16].

ют флуоресценцию с максимумами, характери#

Измерение спектров флуоресценции хлоро)

зующими поступление энергии света к фотосис#

филла a при 77 К. Отделенные листья затемняли

темам [5]. Другой подход - измерение светоин#

в течение 90 мин, а затем либо сразу заморажи#

дуцированного накопления фосфорилирован#

вали при температуре жидкого азота, либо перед

ных белков Lhcb1 и Lhcb2, формирующих внеш#

замораживанием освещали с помощью светоди#

нюю антенну ССК2 [6]. Этот подход позволяет

ода с максимумом излучения при (640 ± 10) нм.

выявить, однако, только предпосылки для пере#

Интенсивность света варьировали, изменяя си#

распределения энергии между фотосистемами,

лу тока через светодиод. Спектры низкотемпе#

но не наличие такого перераспределения. Изме#

ратурной флуоресценции Хл a в ответ на воз#

рения флуоресценции Хл а ФС2 при комнатной

буждение светом низкой интенсивности с дли#

температуре, когда вклад ФС1 незначителен,

ной волны 435 нм регистрировали с помощью

могут быть использованы для выявления ИС пу#

спектрофлуориметра (модель 850, «Hitachi»,

тем анализа изменения нефотохимического ту#

Япония). Максимум флуоресценции при 745 нм

шения флуоресценции (NPQ) Хл а, т.е. измене#

показывал поступление энергии к ФС1, а мак#

ния расхода энергии, поступившей в ФС2.

симум при 685 нм - к ФС2 [5].

Сложность этого подхода состоит в том, что ряд

Выделение тилакоидных мембран и проведе)

других процессов, помимо перераспределения

ние вестерн)блот)анализа. Листья затемняли на

световой энергии между фотосистемами, вызы#

90 мин, а затем либо использовали сразу для вы#

вает это тушение [7-9].

деления тилакоидов, либо предварительно осве#

Влияние интенсивности света на протекание

щали в течение 20 мин светом с максимумом

ИС в высших растениях довольно хорошо изу#

при 640 нм и интенсивностью 50, 300, 600 или

чено в арабидопсисе как модельном организме

1200 мкмоль квантов м-2 с-1. Листья гомогенизи#

[10]. Процесс ИС был исследован также в куку#

ровали в среде, содержавшей 15 мМ NaF, 25 мМ

рузе [11], сое [12], ячмене [13], шпинате и тыкве

HEPES#KOH (pH 7,6), 400 мМ сахарозу, 20 мМ

[14]. Однако эти работы, проведенные в разных

NaCl, 5 мМ MgCl₂; для выделения и очистки ти#

лабораториях, не позволили установить особен#

лакоидных мембран использовали серию цент#

ности протекания ИС в листьях растений раз#

рифугирований [17]. К препаратам мембран до#

ных видов. Для выявления возможных отличий

бавляли 200 мМ Tris#HCl#буфер (pH 6,8), содер#

в протекании ИС в листьях ячменя (Hordeum

жавший 8%#ный Ds#Na, 32%#ный глицерин,

vulgare) и арабидопсиса (Arabidopsis thaliana) мы

0,4%#ный бромфеноловый синий и 400 мМ ди#

исследовали в одинаковых условиях влияние

тиотреитол, нагревали при 95 °С в течение 5 мин

интенсивности света на переходы С1 → С2 и

и центрифугировали при 4500 g в течение

С2 → С1. Классический процесс ИС иницииро#

15 мин. Препараты выравнивали по содержа#

вали освещением растений светом, преимущест#

нию хлорофилла; 1,5 и 2,0 мкг хлорофилла в

венно возбуждающим ФС2. Для оценки ИС бы#

препаратах арабидопсиса и ячменя соответ#

ли применены все три описанных выше подхода.

ственно наносили на гель. Разделение белков

проводили с помощью электрофореза в денату#

рирующих условиях в 16%#ном ПААГ в камере

МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Mini#PROTEAN Cell («Bio#Rad», США). Также

на гель наносили 5 мкл предварительно окра#

Условия выращивания растений и проведения

шенных белковых маркеров молекулярного веса

экспериментов. Растения Arabidopsis thaliana

PageRuler Prestained Protein Ladder («Thermo

дикого типа экотипа Columbia (At#ДT) и мутант#

Scientific», США). После электрофореза белки

ные растения с нокаутом гена At1g68830 (At#

переносили на нитроцеллюлозную мембрану

stn7) выращивали в климатической камере

(«Amersham», «Protran», США; 0,45 мкм NC) с

(20 °C) при освещении белым светом интен#

использованием системы для блоттинга Mini

сивностью 60 мкмоль квантов м-2 с-1 и продол#

Trans#Blot Cell («Bio#Rad», США). Мембраны

жительности светового периода 8 ч в день в те#

инкубировали с первичными антителами про#

чение 5-6 недель. Растения ячменя (Hordeum

тив белков Lhcb1 и Lhcb2, а также фосфорили#

vulgare) выращивали в тех же условиях в тече#

рованных белков Lhcb1P и Lhcb2P (AS13 2704,

ние 12-14 дней. В представленных экспери#

AS13 2705 и AS01 004, AS01 003; «Agrisera»,

ментах время освещения листьев составляло

США) в течение ночи при 4 °С. Применимость

БИОХИМИЯ том 84 вып. 9 2019

ИЗМЕНЕНИЕ СОСТОЯНИЯ ФОТОСИНТЕТИЧЕСКОЙ АНТЕННЫ ПРИ ОСВЕЩЕНИИ

1313

этих антител против Lhcb белков ячменя была

(At)ДТ), нокаутного мутанта арабидопсиса по

подтверждена в предварительных эксперимен#

киназе STN7 (At)stn7) и ячменя после освеще)

тах, в которых варьировали концентрацию тила#

ния светом разной интенсивности. На рис. 1, а

коидов ячменя, наносимых на гель. В качестве

показаны характерные спектры флуоресценции

вторичных антител использовали антитела, ме#

Хл a листьев арабидопсиса при 77 K до и после

ченные пероксидазой хрена («GE Healthcare»,

освещения этих листьев светом, возбуждающим

США), в разведении 1 : 5000. Конъюгаты анти#

преимущественно ФС2. За счет переноса части

тело-антиген детектировали с помощью набора

CCК2 от ФС2 к ФС1 процесс С1 → С2 отража#

для вестерн#блоттинга Pierce ECL Plus («Thermo

ется в этих спектрах как уменьшение максимума

Scientific», США) и системы гель#документации

флуоресценции при 685 нм, характеризующего

ChemiDoc

(«Bio#Rad», США). Оптическую

поступление световой энергии к ФС2, и увели#

плотность полос измеряли с помощью программ#

чение максимума флуоресценции при 745 нм,

ного пакета Image J.

характеризующего поступление световой энер#

Измерения эффективного квантового выхода

гии к ФС1 (рис. 1, а). Для оценки влияния ин#

ФС2 на свету и релаксации нефотохимического

тенсивности света на переход С1 → С2 исполь#

тушения флуоресценции (NPQ) хлорофилла после

зовали изменение после освещения отношения

освещения. Растения выдерживали в темноте в

величин этих максимумов (рис. 1, б). Отноше#

течение 90 мин. В экспериментах с NaF отде#

ние пиков флуоресценции ФС1/ФС2 сущест#

ленные листья перфорировали с нижней сторо#

венно увеличивалось по сравнению с отноше#

ны и инкубировали в темноте в воде или в раст#

нием в темноте как в At#ДТ, так и в ячмене при

воре NaF в течение еще 60 мин. Концентрация

освещении светом интенсивностью 50 мкмоль

NaF, 10 мМ для ячменя и 15 мМ для арабидопси#

квантов м-2 с-1. Это увеличение действительно

са, а также длительность инкубации листьев бы#

отражало наличие перехода С1 → С2, т.к. оно

ли подобраны в предварительных эксперимен#

отсутствовало у мутанта, не имеющего киназы

тах с учетом возможного влияния этого соеди#

STN7. В At#ДТ это соотношение при увеличе#

нения на другие процессы в хлоропластах, по#

нии интенсивности света до 600 мкмоль квантов

мимо ингибирования фосфатазы.

м-2 с-1 становилось ниже, чем при 50 мкмоль

Измерение флуоресценции Хл а листьев

квантов м-2 с-1, что согласуется с данными работ

проводили с помощью флуориметра Mini#PAM

Mekala et al. [18] и Trotta et al. [19], в которых

(«WALZ», Германия), но для освещения исполь#

максимальное проявление ИС наблюдали при

зовали светодиод с максимумом излучения при

низкой освещенности. Однако при 1200 мкмоль

640 нм. Вспышки насыщающего света (0,6 с,

квантов м-2 с-1 это отношение резко возрастало

6000 мкмоль квантов м-2 с-1, белый свет) подава#

(рис. 1, б). В листьях ячменя отношение пиков

ли в темноте, перед выключением действующе#

флуоресценции ФС1/ФС2 мало различалось

го света и через 1 мин после выключения света,

при 50, 300 и 600 мкмоль квантов м-2 с-1, но, как

а затем через каждые 3 мин в темноте для реги#

и в At#ДТ, оно значительно увеличивалось при

страции релаксации NPQ. Эффективный кван#

1200 мкмоль квантов м-2 с-1.

товый выход ФС2 рассчитывали по формуле:

На основании аналогичных измерений в

(F'm - Fs)/F'm, где Fs - стационарный уровень

растениях At#stn7 может быть установлено, ха#

флуоресценции на свету, а F'm - уровень флуо#

рактеризует ли отношение пиков флуоресцен#

ресценции при подаче насыщающей вспышки

ции ФС1/ФС2 переход С1 → С2 в At#ДТ при ин#

на свету перед выключением света. NPQ после

тенсивностях света, превышающих 50 мкмоль

освещения рассчитывали по формуле: (Fm -

квантов м-2 с-1. В мутантных растениях это от#

- F^dm)/F^dm, где Fm - уровень флуоресценции в

ношение по сравнению с темновым уровнем

адаптированных к темноте листьях при подаче

было немного выше при 300 и заметно выше -

вспышки насыщающего света, F^dm - уровень

при 600 мкмоль квантов м-2 с-1. При этом при

флуоресценции при подаче вспышки насыщаю#

300 мкмоль квантов м-2 с-1 оно было ниже, чем в

щего света в темноте после освещения. Величи#

At#ДТ, но при 600 и 1200 мкмоль квантов м-2 с-1

ны NPQ на рис. 3 и в табл. 1 и 2 рассчитывали на

достоверно не отличалось от такого отношения

основании величины F^dm в указанное время

в At#ДТ (рис. 1, б). Таким образом, увеличение

после выключения света.

отношения пиков флуоресценции ФС1/ФС2 в

Аt#ДТ при интенсивности света > 600 мкмоль

квантов м-2 с-1 вряд ли связано с переходом

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

С1 → С2.

Фосфорилирование белков Lhcb1 и Lhcb2 в

Спектры низкотемпературной флуоресценции

листьях арабидопсиса и ячменя при освещении

хлорофилла a листьев арабидопсиса дикого типа

светом разной интенсивности. После выдержива#

БИОХИМИЯ том 84 вып. 9 2019

1314

ВЕТОШКИНА и др.

ния растений в темноте (см. «Методы исследо#

обеспечивало переход С1 → С2. Однако при

вания») количество фосфорилированных бел#

600 мкмоль квантов м-2 с-1 небольшое накопле#

ков Lhcb1 и Lhcb2 (т.е. Lhcb1P и Lhcb2P) было

ние этих белков в At#ДТ (рис. 2, б) не было дос#

различным в листьях арабидопсиса и ячменя:

таточным для перехода С1 → С2. Об отсутствии

через 90 мин в темноте эти белки не детектиро#

этого перехода свидетельствует то, что отноше#

вались в ячмене, тогда как до 30% от их макси#

ние пиков флуоресценции ФС1/ФС2 в At#ДТ

мального уровня обнаруживали в арабидопсисе.

при 600 мкмоль квантов м-2 с-1 было близко к

Более того, белки Lhcb1P и Lhcb2P детектирова#

отношению в мутанте (рис.

1, б). При

лись в листьях арабидопсиса даже после 2 ч тем#

1200 мкмоль квантов м-2 с-1 уровни накопления

ноты. Уровни Lhcb1P и Lhcb2P в листьях At#ДТ

Lhcb1P и Lhcb2P в At#ДТ на свету были очень

и ячменя увеличивались при действии света,

малы. Поэтому можно вновь отметить, что уве#

возбуждающего преимущественно ФС2 (рис. 2).

личение отношения пиков флуоресценции

Наибольшие изменения происходили при

ФС1/ФС2 при 600 и 1200 мкмоль квантов м-2 с-1

50 мкмоль квантов м-2 с-1. Накопление белков

(рис. 1, б) едва ли связано с переходом С1 → С2.

Lhcb1P и Lhcb2P в At#ДТ было меньше после

В листьях ячменя значительные уровни

освещения светом интенсивностью 300 мкмоль

белков Lhcb1P и Lhcb2P, накапливающихся на

квантов м-2 с-1 и еще меньше при 600 мкмоль

свету, наблюдались не только при 50 мкмоль

квантов м-2 с-1 по сравнению с их накоплением

квантов м-2 с-1, но и при 300 и 600 мкмоль

при 50 мкмоль квантов м-2 с-1 (рис. 2, б). Эти ре#

квантов м-2 с-1 (рис. 2, в). Более высокие по

зультаты соответствуют данным, показываю#

сравнению с At#ДТ уровни фосфорилирован#

щим ингибирование киназы STN7 при высокой

ных белков, вероятно, позволяли осуществлять

освещенности [18, 19]. Более низкие уровни

переход С1 → С2 в ячмене при 300 и 600 мкмоль

светоиндуцированного накопления Lhcb1P и

квантов м-2 с-1, поскольку в ячмене, в отличие от

Lhcb2P при высоких интенсивностях света не

At#ДТ, отсутствовало падение отношения пиков

были результатом деструкции этих белков, что

флуоресценции ФС1/ФС2 при этих интенсив#

было проверено вестерн#блот#анализом сум#

ностях света (рис. 1, б). Отсутствие такого паде#

марных уровней белков Lhcb1 и Lhcb2 (данные

ния даже при 600 мкмоль квантов м-2 с-1, по#ви#

не приведены).

димому, было результатом суммирования повы#

Принимая во внимание, что отношение пи#

шенного по сравнению с темновым уровнем от#

ков флуоресценции ФС1/ФС2 в At#ДТ на свету

ношения ФС1/ФС2 вследствие перехода С1 → С2

интенсивностью 300 мкмоль квантов м-2 с-1 бы#

и не связанного с этим переходом увеличения

ло выше, чем в At#stn7, накопление Lhcb1P и

этого отношения при увеличении интенсивнос#

Lhcb2P в At#ДТ при этой интенсивности света

ти света, как это наблюдается в At#stn7 (рис. 1, б).

Рис. 1. а - Спектры низкотемпературной (77 К) флуоресценции хлорофилла a листьев арабидопсиса: 1 - после 90 мин в

темноте, 2 - после 90 мин в темноте и последующего освещения светом с λ_max = 640 нм интенсивностью 50 мкмоль кван#

тов м-2 с-1 в течение 20 мин. Флуоресценцию возбуждали светом с λ = 435 нм. Спектры нормировали при λ = 685 нм; б -

отношение выходов флуоресценции при 745 и 685 нм в листьях ячменя (1), арабидопсиса дикого типа (2) и арабидопсиса

с нокаутом гена At1g68830 (3). Листья замораживали либо после адаптации в темноте (Т), либо после 20 мин освещения

светом с λ_max = 640 нм указанной интенсивности. Представлены средние значения ± стандартная ошибка среднего (из

трех измерений в трех выращиваниях растений)

БИОХИМИЯ том 84 вып. 9 2019

ИЗМЕНЕНИЕ СОСТОЯНИЯ ФОТОСИНТЕТИЧЕСКОЙ АНТЕННЫ ПРИ ОСВЕЩЕНИИ

1315

Рис. 2. а - Типичные иммуноблоты фосфорилированных белков Lhcb1P и Lhcb2P в листьях арабидопсиса дикого типа (1, 2)

и ячменя (3, 4). Тилакоиды выделяли либо после 90 мин адаптации в темноте (Т), либо после 20 мин освещения светом с

λmax = 640 нм указанной интенсивности; б, в - относительная оптическая плотность полос, содержащих белки Lhcb1P (1, 3)

и Lhcb2P (2, 4), в листьях арабидопсиса дикого типа (1, 2) и ячменя (3, 4). Оптическую плотность полос нормировали на

максимальное значение, которое наблюдали после освещения листьев обоих видов растений светом 50 мкмоль квантов м-2 с-1.

Из оптической плотности после освещения вычитали оптическую плотность после адаптации к темноте. Представлены

средние значения ± стандартная ошибка среднего (из трех измерений в четырех выращиваниях растений)

Результаты, представленные в предыдущих

белков Lhcb1P и Lhcb2P напрямую не коррели#

подразделах, показывают, что оценка перехода

рует со степенью перехода С1 → С2, т.к. некото#

С1 → С2 при освещении светом, возбуждающим

рые уже фосфорилированные белки могут оста#

преимущественно ФС2, по изменению отноше#

ваться связанными с ФС2 [20-23].

ния пиков флуоресценции ФС1/ФС2 при тем#

Релаксация нефотохимического тушения

пературе 77 К не способна достаточно опреде#

флуоресценции хлорофилла a листьев арабидоп)

ленно выявить различие между арабидопсисом

сиса и ячменя после освещения светом разной ин)

и ячменем в зависимостях ИС от интенсивности

тенсивности. Типичные кривые релаксации

этого света, т.к. происходит не связанное с ИС

NPQ после 20 мин освещения светом интенсив#

повышение данного отношения при увеличе#

ностью 50 мкмоль квантов м-2 с-1, возбуждаю#

нии интенсивности света. Уровень фосфорили#

щим преимущественно ФС2, т.е. в условиях

рованных белков, в свою очередь, не может слу#

максимального перехода С1 → С2 в At#ДТ и Hv#

жить прямой оценкой ИС, поскольку данные

H₂O (что следует из рис. 1 и 2), представлены на

литературы свидетельствуют, что количество

рис. 3. Для выявления NPQ, связанного с пере#

БИОХИМИЯ том 84 вып. 9 2019

1316

ВЕТОШКИНА и др.

ходом С2 → С1, релаксацию NPQ сравнивали в

исходила полная релаксация процессов, вызы#

At#ДТ (рис. 3, а, кривая 2) и в мутанте At#stn7, в

вающих NPQ, за исключением ИС. Существен#

котором пигментный аппарат при освещении

но, что это время не зависело от способа нару#

оставался в состоянии С1 (рис. 3, а, кривая 3), а

шения ИС - отсутствие киназы STN7 или обра#

также в листьях ячменя, которые инкубировали

ботка NaF. Переход С2 → С1 после освещения в

либо в воде (Hv#H₂O) (рис. 3, б, кривая 2), либо

первом случае не осуществлялся из#за отсут#

в присутствии ингибитора фосфатазы NaF

ствия перехода С1 → С2 на свету, а во втором -

(Hv#NaF) (рис. 3, б, кривая 1); в последнем слу#

из#за ингибирования фосфатазы. В листьях яч#

чае пигментный аппарат после освещения оста#

меня при использовании обработки NaF для ин#

вался в состоянии С2. Видно, что в At#stn7 зна#

гибирования перехода С2 → С1 релаксация

чение NPQ в первые минуты после выключения

NPQ в листьях Hv#NaF выходила на плато через

света ниже, чем в At#ДТ, что указывает на отсут#

6-9 мин (рис. 3, б, кривая 1), тогда как в листь#

ствие вклада перехода С1 → С2 в NPQ. При этом

ях ячменя, инкубированных в воде, уменьшение

и в Hv#NaF, и в At#ДТ#NaF начальные темновые

NPQ продолжалось и после этого времени

значения NPQ близки к таковым в Hv#H₂O и в

(рис. 3, б, кривая 2).

At#ДТ, т.к. в этих листьях происходит переход

NPQ в листьях At#ДТ и At#stn7 достигало в

С1 → С2. Стационарные уровни NPQ в листьях,

темноте нулевого значения, т.е. происходила

инкубированных в растворах NaF, т.е. с нару#

полная релаксация NPQ. В листьях Hv#H₂O

шенным переходом С2 → С1, были выше, чем в

(рис. 3, б; табл. 2) и в листьях At#ДT#H₂O (дан#

листьях с «нормальным» протеканием этого

ные не приведены), т.е. перфорированных перед

процесса, поскольку часть ССК2, перешедшая к

инкубацией в воде, NPQ достигало стационар#

ФС1, оставалась связанной с этой фотосисте#

ных значений 0,03 и 0,02 соответственно, что,

мой, и к ФС2 поступало меньше энергии. Это

возможно, являлось следствием перфорации

обусловливало меньший уровень флуоресцен#

листьев. Как показало сходство релаксации

ции, чем до освещения, что отражалось в боль#

NPQ в листьях At#stn7 и At#ДТ#NaF, перфора#

шей величине NPQ.

ция, однако, не влияла на кинетику перехода

В листьях At#stn7 (рис. 3, а, кривая 3) и в

С2 → С1. Близкие величины эффективного

листьях At#ДТ#NaF (рис. 3, а, кривая 1) NPQ

квантового выхода ФС2 в листьях Hv#H₂O и Hv#

выходило на плато через 12-15 мин, в то время

NaF (0,69 и 0,68 соответственно) свидетельству#

как в At#ДТ (рис. 3, а, кривая 2) уменьшение

ют о том, что обработка листьев ячменя 10 мМ

NPQ продолжалось. Следовательно, за 12-

NaF не оказывала побочного влияния на пере#

15 мин в листьях арабидопсиса дикого типа про#

нос электронов в ФС2. В экспериментах с

Рис. 3. Релаксация NPQ после 20 мин освещения светом с λ_max = 640 нм интенсивностью 50 мкмоль квантов м-2 с-1 расте#

ний, выдержанных перед освещением в темноте в течение 90 мин. а - 1 - Листья арабидопсиса дикого типа, инкубиро#

ванные в 15 мМ NaF; 2 - листья арабидопсиса дикого типа; 3 - листья арабидопсиса с нокаутом гена At1g68830;

б - 1 - листья ячменя, инкубированные в 10 мМ NaF; 2 - листья ячменя, инкубированные в воде. Представлены типич#

ные зависимости, полученные усреднением трех измерений в одном из пяти выращиваний растений

БИОХИМИЯ том 84 вып. 9 2019

ИЗМЕНЕНИЕ СОСТОЯНИЯ ФОТОСИНТЕТИЧЕСКОЙ АНТЕННЫ ПРИ ОСВЕЩЕНИИ

1317

Таблица 1. Влияние интенсивности света (λ_max = 640 нм) при предварительном освещении им в течение 20 мин листьев

арабидопсиса дикого типа (Арабидопсис, At#ДT) и листьев мутанта арабидопсиса с нокаутом гена At1g68830 (Арабидоп#

сис, AT#stn7) на релаксацию нефотохимического тушения флуоресценции (NPQ) хлорофилла a после освещения

Интенсивность

Арабидопсис, At#ДT

Арабидопсис, At#stn7

света, мкмоль

квантов м-2 с-1

NPQ (15')

NPQ (42')

NPQ (15') - NPQ (42')

NPQ (15')

NPQ (42')

NPQ (15') - NPQ (42')

0,07 ± 0,01

0,00 ± 0,01

0,07 ± 0,01

0,01 ± 0,01

0,00 ± 0,01

0,01 ± 0,01

300

0,08 ± 0,01

0,06 ± 0,01

0,02 ± 0,01

0,08 ± 0,01

0,07 ± 0,01

0,01 ± 0,01

600

0,12 ± 0,01

0,10 ± 0,01

0,02 ± 0,01

0,10 ± 0,01

0,08 ± 0,01

0,02 ± 0,01

1200

0,14 ± 0,01

0,12 ± 0,01

0,02 ± 0,01

0,15 ± 0,01

0,14 ± 0,01

0,01 ± 0,01

Примечание. NPQ (15') и NPQ (42') - величины NPQ через 15 и 42 мин после выключения света. Представлены средние

значения ± стандартная ошибка среднего (из трех измерений в типичном из пяти выращиваний растений).

Таблица 2. Влияние интенсивности света (λ_max = 640 нм) при предварительном освещении им в течение 20 мин листьев яч#

меня, инкубированных в воде (Ячмень, Hv#Н₂О), и листьев ячменя, инкубированных в 10 мМ NaF (Ячмень, Hv#NaF), на

релаксацию нефотохимического тушения флуоресценции (NPQ) хлорофилла a после освещения

Интенсивность

Ячмень, Hv#Н₂О

Ячмень, Hv#NaF

света, мкмоль

квантов м-2 с-1

NPQ (9')

NPQ (36')

NPQ (9') - NPQ (36')

NPQ (9')

NPQ (36')

NPQ (9') - NPQ (36')

0,09 ± 0,01

0,03 ± 0,01

0,06 ± 0,01

0,08 ± 0,01

0,00 ± 0,01

300

0,15 ± 0,01

0,07 ± 0,01

0,08 ± 0,01

0,17 ± 0,01

0,15 ± 0,01

0,02 ± 0,01

600

0,19 ± 0,01

0,09 ± 0,02

0,10 ± 0,02

0,22 ± 0,01

0,18 ± 0,02

0,04 ± 0,02

1200

0,40 ± 0,01

0,24 ± 0,01

0,16 ± 0,01

0,38 ± 0,02

0,23 ± 0,01

0,15 ± 0,02

Примечание. NPQ (9') и NPQ (36') - величины NPQ через 9 и 36 мин после выключения света. Представлены средние зна#

чения ± стандартная ошибка среднего (из трех измерений в типичном из пяти выращиваний растений).

листьями арабидопсиса обработка 15 мМ NaF

для относительной оценки ИС при других ин#

не влияла на этот параметр (см. «Методы иссле#

тенсивностях света, чтобы сравнить релаксацию

дования»).

NPQ, связанную с ИС (возможно, более быст#

Переход С2 → С1 начинается после прекра#

рую при более высоких интенсивностях света,

щения освещения, но релаксация NPQ, связан#

как можно было предположить из рис. 1 и 2),

ная с переходом С2 → С1, может быть оценена

при всех интенсивностях света, поскольку клю#

только как разница в уровнях релаксации NPQ в

чевым для оценки вклада перехода С2 → С1 в

At#ДТ и At#stn7 для арабидопсиса и Hv#H₂O и

релаксацию NPQ было сравнение релаксации

Hv#NaF для ячменя. Для выявления перехода

NPQ в листьях, в которых этот переход проте#

С2 → С1 использовали релаксацию NPQ после

кал, и в листьях, в которых он отсутствовал.

15 мин темноты в At#ДТ и после 9 мин темноты

Значение (NPQ (15') - NPQ (42')) в At#ДТ

в Hv#H₂O. Поскольку после освещения светом

было выше, чем в At#stn7, только при 50 мкмоль

интенсивностью 50 мкмоль квантов м-2 с-1 NPQ

квантов м-2 с-1, а при 300, 600 и 1200 мкмоль

в At#ДT релаксировало полностью, т.е. достига#

квантов м-2 с-1 оно было практически одинако#

ло минимального значения, через 42 мин после

вым в At#stn7 и At#ДТ (табл. 1). Это указывает на

выключения света, а в Hv#H₂O - через 36 мин, и

то, что при 300, 600 и 1200 мкмоль квантов м-2 с-1

для оценки NPQ, связанного с переходом С2 → С1

переход С2 → С1 или отсутствовал, или был

в этих растениях, были выбраны разности

настолько мал, что не регистрировался в интер#

(NPQ (15') - NPQ (42')) для арабидопсиса и

вале от 15#й до 42#й мин темноты, следователь#

(NPQ (9') - NPQ (36')) для ячменя.

но, на свету отсутствовал переход С1 → С2. По#

При интенсивностях света, превышающих

скольку значения NPQ не были равны нулю к

50 мкмоль квантов м-2 с-1, релаксация других

42#й минуте темноты после освещения светом,

процессов, приводящих к NPQ, за время наблю#

превышающим 50 мкмоль квантов м-2 с-1, как в

дения не завершалась (см. ниже). Однако те же

At#ДТ, так и в мутанте, релаксация других про#

временны′ е рамки, что и после освещения

цессов, ведущих к NPQ, к этому моменту, как

50 мкмоль квантов м-2 с-1, были использованы

уже отмечалось, не завершалась.

БИОХИМИЯ том 84 вып. 9 2019

1318

ВЕТОШКИНА и др.

В ячмене разница (NPQ (9') - NPQ (36')) бы#

1200 мкмоль квантов м-2 с-1 как в At#ДТ, так и в

ла выше в Hv#Н₂О, чем в Hv#NaF, не только при

At#stn7, и особенно в ячмене, даже после дли#

50 мкмоль квантов м-2 с-1, но и при 300 и

тельного периода темноты, сохранялась значи#

600 мкмоль квантов м-2 с-1, и была близка в Hv#

тельная величина NPQ (табл. 1 и 2), что может

NaF и в Hv#Н₂О только при 1200 мкмоль кван#

свидетельствовать о возникновении фотоинги#

тов м-2 с-1 (табл. 2). Таким образом, в отличие от

бирования. В работе Mekala et al. [18] освещение

арабидопсиса, переход С2 → С1 в ячмене имел

целых растений белым светом 1000 мкмоль

место не только при 50 мкмоль квантов м-2 с-1,

квантов м-2 с-1, возбуждающим обе фотосисте#

но и при 300 и 600 мкмоль квантов м-2 с-1. Высо#

мы, даже в течение 2 ч, не привело к такому уве#

кие значения NPQ и в Hv#NaF, и в Hv#H₂O через

личению отношения пиков флуоресценции

36 мин после освещения светом интенсив#

ФС1/ФС2, как на рис. 1, б. Причина такого раз#

ностью 300, 600 и 1200 мкмоль квантов м-2 с-1

личия состоит, очевидно, в том, что в наших

свидетельствуют о возникновении при этих ин#

экспериментах листья освещались светом, в ос#

тенсивностях света длительно релаксирующего

новном поглощаемым ФС2, что приводило к

тушащего состояния, например, фотоингибиро#

высокому уровню восстановления переносчи#

вания.

ков фотосинтетической электрон#транспортной

цепи (ФЭТЦ) и создавало условия для фотоин#

гибирования ФС2 [24]. Поэтому, вероятно,

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

именно фотоингибирование обусловливало рез#

кое увеличение отношения пиков флуоресцен#

Разница между ИС в растениях арабидопси#

ции ФС1/ФС2 на свету интенсивностью

са и ячменя не была выявлена достаточно опре#

1200 мкмоль квантов м-2 с-1. Некоторое увели#

деленно с помощью измерения низкотемпера#

чение этого отношения вследствие фотоингиби#

турных спектров флуоресценции Хл a, хотя та#

рования проявляется уже при 600 мкмоль кван#

кие измерения считаются стандартным подхо#

тов м-2 с-1 (рис. 1, б). Таким образом, в случае

дом к оценке ИС. Высокие величины отноше#

применения света, возбуждающего преимуще#

ния пиков флуоресценции ФС1/ФС2 при 600 и

ственно ФС2, для исследования классического

1200 мкмоль квантов м-2 с-1 в At#ДТ (рис. 1, б) не

процесса ИС необходимо учитывать, что увели#

коррелировали с уровнем накопления белков

чение отношения пиков флуоресценции ФС1/

Lhcb1P и Lhcb2P (рис. 2, б): при 600 мкмоль

ФС2 при высокой интенсивности света не явля#

квантов м-2 с-1 их уровень составлял лишь

ется следствием этого процесса.

15-25% от уровня, наблюдаемого при 50 мкмоль

Разница в протекании ИС у арабидопсиса и

квантов м-2 с-1, когда процесс ИС был макси#

ячменя была выявлена при изучении фосфори#

мальным, а при 1200 мкмоль квантов м-2 с-1 в

лирования белков Lhcb1 и Lhcb2 на свету. В яч#

этих растениях практически отсутствовало све#

мене относительные уровни этих белков в фос#

тоиндуцируемое накопление белков Lhcb1P и

форилированном состоянии (по сравнению с

Lhcb2P. У ячменя очень высокое отношение пи#

таковыми в темноте) при интенсивностях света

ков флуоресценции ФС1/ФС2 при 1200 мкмоль

300, 600 и 1200 мкмоль квантов м-2 с-1 были за#

квантов м-2 с-1 (рис. 1, б) наблюдалось также при

метно выше, чем в At#ДТ (рис. 2, б, в). Как уже

невысоком уровне накопления белков Lhcb1P и

отмечалось выше, степень перехода С1 → С2 не

Lhcb2P, которое составляло лишь 30% от макси#

может быть напрямую сопоставлена с количест#

мального уровня (рис. 2, в).

вом белков Lhcb1P и Lhcb2P, хотя наличие этих

Таким образом, данные о накоплении фос#

белков служит необходимым условием процесса

форилированных белков Lhcb1 и Lhcb2 при ос#

ИС. Поэтому наблюдаемое различие между ара#

вещении подтверждают вывод о том, что резкое

бидопсисом и ячменем в фосфорилировании

увеличение отношения пиков ФС1/ФС2 после

белков CCК2 при одинаковой интенсивности

освещения светом 1200 мкмоль квантов м-2 с-1,

света отражает возможную разницу в активнос#

происходящее и в At#ДТ, и в At#stn7, не связано

ти киназы у этих растений. Отличия в количест#

с перераспределением светособирающих комп#

ве фосфорилированных белков в листьях араби#

лексов между фотосистемами, т.е. не может

допсиса и ячменя после выдерживания расте#

быть отнесено к переходу С1 → С2. На данный

ний в темноте позволяют также предположить

момент мы не можем дать исчерпывающее объ#

отличия и в активности фосфатазы.

яснение резкому увеличению отношения пиков

В дополнение к различию в фосфорилиро#

флуоресценции ФС1/ФС2 после освещения

вании белков Lhcb1 и Lhcb2 на свету в листьях

листьев растений обоих видов светом 1200 мкмоль

арабидопсиса и ячменя были обнаружены раз#

квантов м-2 с-1 (рис. 1, б). В то же время

личия в релаксации ИС после освещения. Сле#

можно отметить, что после освещения светом

дует отметить, что, по данным Leoni et al. [16],

БИОХИМИЯ том 84 вып. 9 2019

ИЗМЕНЕНИЕ СОСТОЯНИЯ ФОТОСИНТЕТИЧЕСКОЙ АНТЕННЫ ПРИ ОСВЕЩЕНИИ

1319

фосфорилирование белков начинается уже в

Таким образом, только применение двух

первые секунды освещения светом, преимуще#

подходов, а именно исследования релаксации

ственно возбуждающим ФС2, причем Lhcb2

NPQ и оценки уровня Lhcb1P и Lhcb2P, позво#

фосфорилируется быстрее, чем Lhcb1; однако

лило сделать вывод о том, что существует разни#

максимальное накопление обоих фосфорили#

ца в протекании ИС у ячменя и арабидопсиса.

рованных белков достигается после 20 мин ос#

Процесс ИС в ячмене наблюдался при 50, 300 и

вещения. Обратный переход С2 → С1 происхо#

600 мкмоль квантов м-2 с-1 и отсутствовал толь#

дит еще медленнее; после достижения макси#

ко при 1200 мкмоль квантов м-2 с-1, в то время

мального перехода С1 → С2 освещение светом,

как в растениях арабидопсиса его подавление

преимущественно возбуждающим ФС1, т.е. в

происходило уже при интенсивностях света,

условиях, в наибольшей степени способствую#

близких к 300 мкмоль квантов м-2 с-1. Накопле#

щих переходу С2 → С1, вызывало 90%#ное вос#

ние фосфорилированных белков, очевидно, оп#

становление гранальной структуры тилакоидов

ределяет глубину ИС, а уровень этого накопле#

только через 30 мин [15]. В арабидопсисе после

ния зависит от активностей как киназы, так и

освещения светом интенсивностью

300 и

фосфатазы. Поскольку эти ферменты располо#

600 мкмоль квантов м-2 с-1 переход С2 → С1 не

жены в тилакоидной мембране, их активность

выявлялся уже после 15 мин темноты (табл. 1).

зависит от функционирования путей электрон#

Это указывает на то, что переход С1 → С2 в

ного переноса в ФЭТЦ. При одинаковой интен#

At#ДТ при таких интенсивностях света был незна#

сивности света функционирование ФЭТЦ в

чительным или вообще отсутствовал. Однако,

арабидопсисе и ячмене может различаться, в

как было отмечено в разделе «Результаты иссле#

частности, по скорости продукции АФК (нап#

дования», в пользу наличия перехода С1 → С2 в

ример, продукция АФК в тилакоидах овса зна#

At#ДТ при 300 мкмоль квантов м-2 с-1 может

чительно превышает таковую в тилакоидах го#

свидетельствовать заметный уровень фосфори#

роха [25]). Возможно, именно различие в функ#

лированных белков при этой интенсивности

ционировании ФЭТЦ в арабидопсисе и ячмене

света и более высокое отношение пиков флуо#

обусловливает различие во влиянии интенсив#

ресценции ФС1/ФС2, чем в At#stn7. Проявле#

ности света на ИС.

ние перехода С1 → С2 при 77 К и отсутствие про#

Процесс ИС имеет решающее значение для

явления перехода С2 → С1 при релаксации NPQ

растений, поскольку позволяет им быстро регу#

после освещения 300 мкмоль квантов м-2 с-1 -

лировать распределение энергии между фото#

результат немедленного замораживания листь#

системами, приспосабливаясь к резким измене#

ев после освещения в первом случае и регистра#

ниям условий освещения. Полученные в работе

ции перехода С2 → С1 только через 15 мин тем#

результаты показали, что при одинаковых ин#

ноты. Если переход С1 → С2 на свету при этой

тенсивностях света этот процесс в ячмене и ара#

интенсивности света был незначителен, то пе#

бидопсисе происходит по#разному. Такое разли#

реход С2 → С1 через 15 мин темноты мог завер#

чие в протекании ИС может отражать генети#

шиться. В ячмене, в отличие от арабидопсиса,

чески закрепленное приспособление растений

переход С2 → С1 хорошо выявлялся и при 300,

этих видов к разным условиям обитания.

и при 600 мкмоль квантов м-2 с-1 (табл. 2). Такая

разница между ячменем и арабидопсисом хоро#

шо коррелировала с накоплением белков

Финансирование. Работа выполнена при под#

Lhcb1P и Lhcb2P в этих растениях. Разница в

держке Российского научного фонда (гранты

ИС у ячменя и арабидопсиса могла бы быть

№ 17#14#01371 и 17#76#10058).

обусловлена разным возрастом растений: 2 не#

Благодарности. Мы благодарны проф.

дели для ячменя и 5-6 недель для арабидопси#

Дарио Лейстеру (Ludwig#Maximilians#Universität,

са. Однако листья двухнедельного ячменя и

München), за предоставление семян арабидоп#

листья третьего яруса арабидопсиса имели

сиса с нокаутом гена, кодирующего киназу

практически одинаковую толщину, и мы не ус#

STN7.

тановили какой#либо существенной разницы в

Конфликт интересов. Авторы заявляют об от#

содержании хлорофилла на единицу площади

сутствии конфликта интересов.

листьев и в величинах квантового выхода ФС2.

Соблюдение этических норм. Настоящая

Вопрос о влиянии возраста растений и листьев

статья не содержит каких#либо исследований с

на ИС остается открытым и требует специаль#

участием людей и использованием животных в

ного исследования.

качестве объектов исследований.

БИОХИМИЯ том 84 вып. 9 2019

1320

ВЕТОШКИНА и др.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Rochaix, J.#D., Lemeille, S., Shapiguzov, A., Samol, I.,

Biophys. Acta Bioenerg., 932, 107-115, doi: 10.1016/0005#

Fucile, G., Willig, A., and Goldschmidt#Clermont, M.

2728(88)90144#2.

(2012) Protein kinases and phosphatases involved in the

14.

Rintamaki, E., Salonen, M., Suoranta, U.M., Carlberg, I.,

acclimation of the photosynthetic apparatus to a changing

Andersson, B., and Aro, E.M. (1997) Phosphorylation of

light environment, Philos. Trans. R Soc. Lond. B Biol. Sci.,

light#harvesting complex II and photosystem II core pro#

367, 3466-3474, doi: 10.1098/rstb.2012.0064.

teins shows different irradiance#dependent regulation in

Allen, J.F. (2003) Botany. State transitions - a question of

vivo. Application of phosphothreonine antibodies to analy#

balance, Science, 299, 1530-1532, doi: 10.1126/science.

sis of thylakoid phosphoproteins, J. Biol. Chem., 272,

1082833.

30476-30482, doi: 10.1074/jbc.272.48.30476.

Pribil, M., Pesaresi, P., Hertle, A., Barbato, R., and

15.

Chuartzman, S.G., Nevo, R., Shimoni, E., Charuvi, D.,

Leister, D. (2010) Role of plastid protein phosphatase

Kiss, V., Ohad, I., Brumfeld, V., and Reich, Z. (2008)

TAP38 in LHC2 dephosphorylation and thylakoid electron

Thylakoid membrane remodeling during state transitions

flow, PLoS Biol., 8, e1000288, doi: 10.1371/journal.pbio.

in Arabidopsis, Plant Cell, 20, 1029-1039, doi: 10.1105/

1000288.

tpc.107.055830.

Shapiguzov, A., Ingelsson, B., Samol, I., Andres, C.,

16.

Leoni, C., Pietrzykowska, M., Kiss, A.Z., Suorsa, M.,

Kessler, F., Rochaix, J.#D., Vener, A.V., and Goldschmidt#

Ceci, L.R., Aro, E.M., and Jansson, S. (2013) Very rapid

Clermont, M. (2010) The PPH1 phosphatase is specifical#

phosphorylation kinetics suggest a unique role for Lhcb2

ly involved in LHCII dephosphorylation and state transi#

during state transitions in Arabidopsis, Plant J., 76,

tions in Arabidopsis, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 107,

236-246, doi: 10.1111/tpj.12297.

4782-4787, doi: 10.1073/pnas.0913810107.

17.

Ignatova, L.K., Rudenko, N.N., Mudrik, V.A., and Ivanov, B.N.

McCormac, D.J., Bruce, D., and Greenberg, B.M.

(2011) Carbonic anhydrase activity in Arabidopsis thaliana

(1994). State transitions, light#harvesting antenna phos#

thylakoid membrane and fragments enriched with PSI or

phorylation and light#harvesting antenna migration in vivo

PSII, Photosynth. Res., 110, 89-98, doi: 10.1007/s11120#

in the higher plant Spirodela oligorrhiza, Biochim. Biophys.

011#9699#0.

Acta Bioenerg., 1187, 301-312, doi: 10.1016/0005#

18.

Mekala, N.R., Suorsa, M., Rantala, M., Aro, E.M., and

2728(94)90004#3.

Tikkanen, M. (2015) Plants actively avoid state transitions

Bennett, J. (1979) Chloroplast phosphoproteins. The pro#

upon changes in light intensity: role of light#harvesting

tein kinase of thylakoid membranes is light#dependent,

complex II protein dephosphorylation in high light, Plant

FEBS Lett.,

103,

342-344, doi:

10.1016/0014#

Physiol., 168, 721-734, doi: 10.1104/pp.15.00488.

5793(79)81358#7.

19.

Trotta, A., Suorsa, M., Rantala, M., Lundin, B., and

Niyogi, K.K., Grossman, A.R., and Bjorkman, O. (1998)

Aro, E.M. (2016) Serine and threonine residues of plant

Arabidopsis mutants define a central role for the xantho#

STN7 kinase are differentially phosphorylated upon

phyll cycle in the regulation of photosynthetic energy con#

changing light conditions and specifically influence the

version, Plant Cell,

10,

1121-1134, doi:

10.1105/

activity and stability of the kinase, Plant J., 87, 484-494,

tpc.10.7.1121.

doi: 10.1111/tpj.13213.

Cazzaniga, S., Dall’Osto, L., Kong, S.G., Wada, M., and

20.

Damkjaer, J.T., Kereiche, S., Johnson, M.P., Kovacs, L.,

Bassi, R. (2013) Interaction between avoidance of photon

Kiss, A.Z., Boekema, E.J., Ruban, A.V., Horton, P., and

absorption, excess energy dissipation and zeaxanthin syn#

Jansson, S. (2009) The photosystem II light#harvesting

thesis against photooxidative stress in Arabidopsis, Plant J.,

protein Lhcb3 affects the macrostructure of photosystem II

76, 568-579, doi: 10.1111/tpj.12314.

and the rate of state transitions in Arabidopsis, Plant Cell,

Nilkens, M., Kress, E., Lambrev, P., Miloslavina, Y.,

21, 3245-3256, doi: 10.1105/tpc.108.064006.

Muller, M., Holzwarth, A.R., and Jahns, P.

(2010)

21.

Tikkanen, M., Grieco, M., Kangasjärvi, S., and Aro, E.M.

Identification of a slowly inducible zeaxanthin#dependent

(2010) Thylakoid protein phosphorylation in higher plant

component of non#photochemical quenching of chloro#

chloroplasts optimizes electron transfer under fluctuating

phyll fluorescence generated under steady#state conditions

light, Plant Physiol.,

152,

723-735, doi:

10.1104/

in Arabidopsis, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1797,

pp.109.150250.

466-475, doi: 10.1016/j.bbabio.2010.01.001.

22.

Wientjes, E., van Amerongen, H., and Croce, R. (2013)

10.

Tikkanen, M., Piippo, M., Suorsa, M., Sirpio, S., Mulo, P.,

LHCII is an antenna of both photosystems after long#term

Vainonen, J., Vener, A., Allahverdiyeva, Ya., and Aro, E.M.

acclimation, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1827,

(2006) State transitions revisited#a buffering system for

420-426, doi: 10.1016/j.bbabio.2012.12.009.

dynamic low light acclimation of Arabidopsis, Plant Mol.

23.

Zhang, S., and Scheller, H.V. (2004) Light#harvesting

Biol., 62, 779-793, doi: 10.1007/s11103#006#9088#9.

complex II binds to several small subunits of photosystem I,

11.

Fernyhough, P., Horton, P., and Foyer, C. (1984) In

J. Biol. Chem.,

279,

3180-3187, doi:

10.1074/jbc.

Advances in photosynthesis research, Springer, Dordrecht,

M311640200.

pp. 299-302, doi: 10.1007/978#94#017#4973#2_68.

24.

Osmond, C.B. (1981) Photorespiration and photoinhibi#

12.

Demmig, B., Cleland, R.E., and Bjorkman, O. (1987)

tion: some implications for the energetics of photosynthe#

Photoinhibition, 77 K chlorophyll fluorescence quenching

sis, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg.,

639,

77-98,

and phosphorylation of the light#harvesting chlorophyll#

doi: 10.1016/0304#4173(81)90006#9.

protein complex of photosystem II in soybean leaves,

25.

Шмелева В.Л., Иванов Б.Н., Пигулевская Т.К., Чер#

Planta, 172, 378-385, doi: 10.1007/BF00398667.

навина И.А. (1984) Электронный транспорт и фото#

13.

Horton, P., and Hague, A. (1988) Studies on the induction

фосфорилирование в хлоропластах растений овса при

of chlorophyll fluorescence in isolated barley protoplasts.

избытке цинка в среде выращивания, Физиол. и био/

IV. Resolution of non#photochemical quenching, Biochim.

хим. культурных растений, 16, 31-37.

БИОХИМИЯ том 84 вып. 9 2019

ИЗМЕНЕНИЕ СОСТОЯНИЯ ФОТОСИНТЕТИЧЕСКОЙ АНТЕННЫ ПРИ ОСВЕЩЕНИИ

1321

COMPARISON OF STATE TRANSITIONS OF THE PHOTOSYNTHETIC

ANTENNAE IN ARABIDOPSIS AND BARLEY

AT VARIOUS LIGHT INTENSITIES

D. V. Vetoshkina, M. A. Kozuleva, V. V. Terentyev, E. M. Zhurikova,

M. M. Borisova)Mubarakshina, and B. N. Ivanov*

Institute of Basic Biological Problems, Federal Research Center «Pushchino Scientific Center

for Biological Research of the Russian Academy of Sciences»,

142290 Pushchino, Moscow Region, Russia; E/mail: ivboni@rambler.ru

Received April 23, 2019

Revised May 23, 2019

Accepted May 23, 2019

Changes in light energy distribution between photosystems I and II (PSI and PSII) owing to reversible moving of part

of light#harvesting complex (LHCII) between the photosystems (state transitions, ST) have been studied in leaves of

barley (Hordeum vulgare) and arabidopsis (Arabidopsis thaliana) under short#term illumination with light of various

intensity exciting mainly PSII. Light#induced changes in the ratio of maxima at 745 and 685 nm in a low#tempera#

ture (77 K) spectrum of chlorophyll a fluorescence, which characterize an absorption of energy by PSI and PSII,

respectively, did not reveal the distinction in ST in barley and arabidopsis at various light intensities; moreover, we

found that the change in the ratio of these maxima by high#intensity light was not connected to ST at all. The light#

induced accumulation of phosphorylated LHCII proteins, Lhcb1 и Lhcb2, involved in relocation of part of LHCII

from PSII to PSI, decreased in leaves of both plant species under increase in light intensity, being higher in barley

compared to arabidopsis at all intensities. The relaxation of non#photochemical quenching of chlorophyll a fluores#

cence (NPQ) following illumination that indicates the return of part of LHCII from PSI to PSII was observed in the

broader region of increasing light intensities in barley compared to arabidopsis. The differences in the levels of accu#

mulation of phosphorylated proteins Lhcb1 and Lhcb2 as well as in the characteristics of NPQ relaxation following

illumination have revealed that in barley leaves the ST process occurs not only at low# but also at high#intensity light,

when it is absent in arabidopsis leaves.

Keywords: arabidopsis, barley, photosynthesis, phosphorylation of antenna proteins, chlorophyll a fluorescence

8 БИОХИМИЯ том 84 вып. 9 2019