БИОХИМИЯ, 2023, том 88, вып. 8, с. 1392 - 1411

УДК 577

РЕГУЛЯЦИЯ ДНК-ПРАЙМАЗЫ-ПОЛИМЕРАЗЫ

PrimPol ЧЕЛОВЕКА

Обзор

¹ ФГБУ НИЦ «Курчатовский институт»,

123182 Москва, Россия; электронная почта: lizaboldinova@yandex.ru

² Институт биологии гена РАН, 119334 Москва, Россия

Поступила в редакцию 09.12.2022

После доработки 27.06.2023

Принята к публикации 28.06.2023

Передача генетической информации зависит от успешного завершения репликации ДНК. В ге-

номной ДНК ежедневно образуются повреждения, которые создают препятствия для работы ДНК-

полимераз и могут приводить к блокировке репликации, образованию разрывов ДНК, нарушению

клеточного цикла и апоптозу. Кроме механизмов репарации ДНК, в клетке эволюционно сформи-

ровалось множество механизмов толерантности к повреждениям ДНК, одним из которых является

реинициация синтеза ДНК на повреждённых участках лидирующей цепи с помощью ДНК-прай-

мазы-полимеразы PrimPol. PrimPol человека была впервые описана в 2013 г. Свойства и функ-

ции PrimPol в последние годы активно исследуются, однако о регуляции работы PrimPol и связи

нарушения функции фермента с заболеваниями известно очень мало. Настоящий обзор посвящён

анализу механизмов регуляции PrimPol человека в контексте репликации ДНК. Подробно рассмо-

трено взаимодействие PrimPol с другими белками и предпринята попытка составления возможного

пути регуляции активности PrimPol человека. В работе также затронут вопрос связи дисфункции

PrimPol с заболеваниями человека.

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: праймаза-полимераза PrimPol, реинициация синтеза ДНК, репликация, поврежде-

ния ДНК.

DOI: 10.31857/S0320972523080080, EDN: IJZUAF

ВВЕДЕНИЕ

ка продвижения репликативной вилки [5-7].

PrimPol эффективно включает нуклеотиды на-

Праймаза-полимераза PrimPol относит-

против ряда повреждений ДНК, являясь транс-

ся к суперсемейству архей-эукариотических

лезионной (от англ. «translesion» - через по-

праймаз (АЭП), широко представленных у

вреждение) ДНКП [2, 4, 8-14]. PrimPol вклю-

эукариот, архей и ряда вирусов [1]. PrimPol

чается в работу во время репликации ДНК под

человека является уникальным ферментом,

действием генотоксического стресса и быстро

способным синтезировать ДНК de novo, то есть

накапливается на повреждённом участке хро-

без использования праймера [2-4]. Основной

матина [6, 7, 15, 16]. Было показано, что ре-

функцией PrimPol в клетке считается участие в

инициация синтеза ДНК с помощью PrimPol

реинициации синтеза ДНК на повреждённых

важна для «прохождения» крупных бенз[а]пи-

участках генома, когда из-за столкновения с

реновых аддуктов [17], межцепочечных и внут-

повреждением происходит остановка реплика-

рицепочечных сшивок ДНК [16, 18], G-квад-

тивной ДНК-полимеразы (ДНКП) и задерж- руплексов

[19]. Изучение свойств PrimPol

Принятые сокращения: ДНКП - ДНК-полимераза; оцДНК - одноцепочечная ДНК; ATR - Ataxia Telangiectasia and

Rad3-related, серин/треониновая протеинкиназа; CHK1 - CHeckpoint Kinase 1, чекпойнт-киназа 1; CMG - комплекс

ДНК-хеликазы Cdc45-MCM-GINS; PCNA - Proliferating Cell Nuclear Antigen, ядерный антиген пролиферирующих

клеток; PolDIP2 - Polymerase δ-Interacting Protein 2, белок 2, взаимодействующий с полимеразой δ; RPA - Replication

Protein A, репликативный белок А; USP36 - Ubiquitin-Specific-processing Protease 36; WRNIP1 - Werner helicase-Interacting

Protein 1, белок 1, взаимодействующий с хеликазой Вернера.

* Адресат для корреспонденции.

1392

РЕГУЛЯЦИЯ ДНК-ПРАЙМАЗЫ-ПОЛИМЕРАЗЫ PrimPol ЧЕЛОВЕКА

1393

является актуальным, поскольку нарушение её

и сохранение целостности ДНК: топоизомера-

функций связано с развитием офтальмологи-

за I, комплекс ДНК-хеликазы Cdc45-MCM-

ческих заболеваний [20-22], усилением мито-

GINS (CMG), комплекс Pol α-праймаза,

хондриальной токсичности противовирусных

ДНКП Pol ε и Pol δ, ядерный антиген про-

препаратов [23] и повышением устойчивости

лиферирующих клеток (Proliferating Cell Nu-

клеток к препаратам химиотерапии [16, 24].

clear Antigen, PCNA), репликативный фактор C

Кроме того, уникальные свойства PrimPol

(Replication Factor C, RFC), репликативный

делают её интересным объектом для биотех-

белок А (Replication Protein A, RPA), вспомо-

нологического применения, например, для

гательные белки AND-1 (Acidic Nucleoplasmic

совершенствования секвенирования древней

DNA-binding protein), CLASPIN, TIM-TIPIN

ДНК [25, 26]. В настоящем обзоре обсужда-

(TIMELESS-TIMELESS Interacting Protein) и

ется регуляция активности PrimPol в контек-

многие другие [29-35] (рис. 1).

сте процесса репликации и генотоксического

Все фазы репликации в клетке строго ре-

и репликативного стресса, что является допол-

гулируются для того, чтобы обеспечить пол-

нением более ранних обзоров, затрагивающих

ное и точное копирование генома один раз за

эту тему [27, 28]. В работе приведены сведения

клеточный цикл. Сборке активной реплисо-

обо всех известных на данный момент взаимо-

мы предшествует распознавание точек начала

действиях PrimPol человека с белками-парт-

репликации в фазе G1 клеточного цикла ком-

нёрами и предпринята попытка анализа путей

плексом ORC (Origin Recognition Complex) [36],

регуляции работы PrimPol на основе имею-

который затем вместе с белками-загрузчиками

щихся данных. В обзоре также рассмотрен воз-

служит платформой для связывания репли-

можный вклад нарушения функций PrimPol в

кативной хеликазы MCM (MiniChromosome

развитие заболеваний человека.

Maintenance) [37]. Вначале хеликаза MCM об-

разует неактивный двойной комплекс вокруг

обеих цепей ДНК - так называемый прере-

РЕПЛИКАЦИЯ ДНК И ОСНОВНЫЕ

пликативный комплекс, остающийся неактив-

УЧАСТНИКИ РЕПЛИСОМЫ

ным до конца фазы G1. Активация хеликазы

происходит при вступлении клетки в S-фазу

Регуляция работы PrimPol происходит в

за счёт взаимодействия MCM с белками ком-

контексте процесса репликации ДНК и основ-

плекса GINS (сокращение от go-ichi-ni-san -

ных механизмов контроля за целостностью

названий субъединиц белков Sld5, Psf1, Psf2,

генома. Репликация ДНК происходит в фазе

Psf3) и Cdc45 (Cell Division Cycle 45) с образо-

синтеза (S-фазе) клеточного цикла с помо-

ванием активных комплексов CMG (Cdc45-

щью мультибелкового комплекса - реплисо-

MCM2-7-GINS) - хеликаз [38], располагаю-

мы. У эукариот в реплисому входят основные

щихся на комплементарных цепях ДНК [39].

репликативные белки, отвечающие за рас-

Активированные CMG-хеликазы начинают

плетание дуплекса ДНК, точное копирование

двигаться вдоль лидирующих цепей ДНК

Рис. 1. Основные белки реплисомы эукариот. Матричная ДНК обозначена голубыми и тёмно-синими линиями,

РНК-ДНК-праймеры - зелёными линиями, вновь синтезированная ДНК - красными и жёлтыми линиями

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

394

БОЛДИНОВА, МАКАРОВА

в противоположных направлениях от точки на-

другой (отстающая цепь) по мере расплета-

чала репликации, оставляя участки одноцепо-

ния ДНК происходит синтез новых прайме-

чечной ДНК (оцДНК), на которых происходит

ров Pol α-праймазой и их удлинение Pol δ с

сборка оставшихся компонентов реплисомы.

образованием фрагментов Оказаки. На лиди-

С оцДНК связывается белок RPA - гетеротри-

рующей цепи синтез ДНК осуществляет Pol ε,

мер, состоящий из трёх субъединиц, RPA70,

образуя тесные контакты с CMG-хеликазой.

RPA32 и RPA14, несущих ДНК-связывающие

Два белка двигаются по ДНК координирован-

OB-домены (oligosaccharide/oligonucleotide bind-

но [47]. Pol δ в основном синтезирует ДНК на

ing domain) [40, 41]. ОВ-Домены субъединиц

отстающей цепи, однако может участвовать и

RPA обладают разным сродством к ДНК и, в

в удвоении лидирующей цепи (до 20% синтеза

зависимости от длины доступной к связыва-

лидирующей цепи), в том числе в условиях ре-

нию оцДНК, могут образовывать комплексы

пликативного стресса [48-51].

с разной конформацией, динамично перехо-

Прерывистый характер синтеза ДНК на от-

дящие один в другой. Наиболее компактный

стающей цепи создаёт необходимость соедине-

комплекс RPA c оцДНК, имеющий «глобуляр-

ния фрагментов Оказаки в единую цепь и уда-

ную» конформацию, связывает ДНК длиной

ления РНК-праймеров (обзор Sun et al. [52]).

8-10 нуклеотидов, при этом в связывании уча-

ДНКП Pol δ в процессе удлинения праймера,

ствует только субъединица RPA70. На более

созданного Pol α-праймазой, встречает преды-

протяжённых участках оцДНК RPA образует

дущий фрагмент Оказаки и благодаря актив-

более «растянутый» комплекс, экранирующий

ности по вытеснению цепи некоторое время

участок ДНК длиной 30 нуклеотидов, а в свя-

продолжает синтез ДНК, вытесняя из дуплекса

зывании принимают участие OB-домены

5′-РНК-участок фрагмента Оказаки. В резуль-

RPA70 и RPA32. Субъединица RPA14 непо-

тате образуется выступающий «лоскут», флэп-

средственно в связывании ДНК не участву-

фрагмент РНК-ДНК (обзор Stodola et al. [53]),

ет, однако она необходима для поддержания

который удаляется флэп-эндонуклеазой FEN1

«полярности» расположения субъединиц RPA

(Flap structure-specific EndoNuclease 1) [54, 55].

на ДНК (подробный обзор механизмов связы-

Затем два фрагмента ДНК соединяются ДНК-

вания SSB-белков с ДНК в работе Pestryakov

лигазой LIG 1 [56, 57].

et al. [42]). Молекулы RPA защищают оцДНК

Значительную роль в регуляции связыва-

от действия эндонуклеаз и предотвращают ги-

ния ДНК и активности ДНКП в процессе ре-

бридизацию цепей ДНК и формирование не-

пликации играет белок-«зажим» PCNA (обзор

желательных вторичных структур. Также RPA

Gonzalez-Magana et al. [58]). PCNA - гомо-

образует контакты с белками, участвующими

тримерный белок, образующий кольцо вокруг

в репликации, репарации и ответе клеток

ДНК с помощью белков-«загрузчиков» RFC и

на повреждение ДНК (обзоры Bhat et al. и

CTF18-RFC [59, 60]. PCNA стимулирует про-

Zou et al. [43, 44]).

цессивный синтез Pol ε и Pol δ [60, 61], а также

Непосредственно копирование генома в

играет роль каркаса, на котором собираются

реплисоме выполняют высокоточные репли-

белки, участвующие в созревании фрагментов

кативные ДНКП Pol δ и Pol ε, относящиеся к

Оказаки [57, 62, 63]. Различные посттрансля-

B-семейству. Pol ε и Pol δ осуществляют основ-

ционные модификации PCNA запускают ме-

ной синтез ДНК. Эти ферменты обладают вы-

ханизмы толерантности клеток к повреждени-

сокой процессивностью, точностью и коррек-

ям ДНК в условиях генотоксического стресса

тирующей 3′→5′-экзонуклеазной активностью,

(обзор Gonzalez-Magana et al. [58]).

но неспособны эффективно самостоятельно

В репликации ДНК участвует множество

инициировать синтез ДНК [45]. Репликация

вспомогательных белковых факторов, регу-

ДНК начинается с синтеза коротких РНК-

лирующих скорость движения репликатив-

ДНК-праймеров четырёхсубъединичным ком-

ной вилки и работу отдельных компонен-

плексом Pol α-праймаза. Праймаза синтези-

тов реплисомы. Среди них важное значение

рует короткий

(9 нуклеотидов) РНК-прай-

имеют белки AND-1, CLASPIN и комплекс

мер, а затем субстрат передаётся ДНКП Pol α,

TIMELESS-TIPIN [60]. Все три белка тесно

которая удлиняет его до 35 нуклеотидов [46].

взаимодействуют с CMG-хеликазой, образуя

Образовавшийся РНК-ДНК-гибрид может быть

комплекс продвижения реплисомы (replisome

далее использован репликативными ДНКП.

progression complex, RPC) [29, 30]. Самый важ-

Поскольку все ДНКП осуществляют син-

ный из них, CLASPIN, является интегральным

тез ДНК с присоединением нуклеотидов к

компонентом RPC-комплекса, и его удаление

3′-концу праймера, то на одной цепи синтез

приводит к значительному замедлению репли-

идёт непрерывно (лидирующая цепь), а на

кативной вилки, однако точный механизм

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

РЕГУЛЯЦИЯ ДНК-ПРАЙМАЗЫ-ПОЛИМЕРАЗЫ PrimPol ЧЕЛОВЕКА

1395

его действия ещё неизвестен [60, 64]. Кро-

ных сенсорных белков, регулирующих клеточ-

ме того, CLASPIN нужен для привлечения к

ный ответ на генотоксический стресс, явля-

реплисоме регуляторных протеинкиназ, уча-

ются протеинкиназы ATR (Ataxia Telangiectasia

ствующих в инициации репликации и ответе

and Rad3-related), ATM (Ataxia Telangiectasia

клетки на повреждение ДНК [65].

Mutated) и DNA-PK (DNA-dependent Protein Ki-

nase) [77]. В данном обзоре мы сосредото-

чим своё внимание на ATR, поскольку далее

РЕГУЛЯЦИЯ РЕПЛИКАЦИИ В УСЛОВИЯХ

она будет фигурировать в регуляции PrimPol.

РЕПЛИКАТИВНОГО СТРЕССА

В физиологических условиях ATR находится в

неактивном состоянии. Активация и привле-

Регуляция клеточного цикла происхо-

чение ATR к ДНК происходят за счёт взаимо-

дит под контролем циклин-зависимых киназ

действия с RPA, белками-активаторами ATRIP

(CDK, cyclin-dependent kinases), белков-ак-

(ATR-Interacting Protein), TOPBP1 (TOPoiso-

тиваторов CDK - циклинов, и ингибиторов

merase II Binding Protein), ETAA1 (Ewing Tu-

CDK. Эти сериновые/треониновые протеин-

mour-Associated Antigen 1) и белками-медиа-

киназы фосфорилируют ключевые белки, сти-

торами (CLASPIN), которые, в свою очередь,

мулирующие переход к репликации и митозу

привлекаются к ДНК комплексом

9-1-1

при условии того, что клетка успешно прошла

(RAD9-HUS1-RAD1) - альтернативным бел-

точки контроля - «чекпойнты» на границах

ком-«зажимом» (см. обзор Saldivar et al. [78]).

фаз. Подробное рассмотрение клеточного цикла

Система регуляции ATR реагирует на различ-

и его регуляции CDK-киназами представлено

ные типы генотоксического стресса, включая

в обзорах Bertoli et al., Hume et al. и Malumbres

повреждения ДНК, вызванные УФ-излучением,

et al. [66-68]. Одна из задач клетки при про-

алкилирующими агентами, веществами, образу-

хождении чекпойнта - убедиться в целост-

ющими сшивки ДНК, и блоки репликации, вы-

ности генома. Различные повреждения ДНК

званные ингибиторами ДНКП и топоизомераз,

активируют общие сигнальные пути, цель ко-

а также снижением концентрации dNTP [79].

торых - удержать CDK-киназы в неактивном

В зависимости от типа повреждения ДНК

состоянии до тех пор, пока повреждение не

ATR фосфорилирует различные белки, что, в

будет устранено [69]. В ответ на повреждение

свою очередь, приводит к инициации разных

ДНК может происходить задержка перехода к

путей толерантности к повреждениям ДНК:

S-фазе (G1/S-чекпойнт), замедление процесса

к аресту репликации (фосфорилирование

репликации (чекпойнты S-фазы) и запрет пе-

CHK1-киназы), стимулированию или ингиби-

рехода к митозу (G2/М-чекпойнт). Чекпойнт-

рованию реверсии репликативной вилки (фос-

индуцированные сигнальные пути можно раз-

форилирование SMARCAL1 (SWI/SNF-related,

делить на механизмы, зависимые от киназы

Matrix associated, Actin-dependent Regulator of

CHK1 (CHeckpoint Kinase 1), и механизмы, на-

Chromatin, subfamily A-like 1)), запуску гомо-

ходящиеся под контролем транскрипционно-

логичной рекомбинации (фосфорилирование

го фактора p53. Оба типа сигнальных путей

RPA, PALB2 (Partner and Localizer of BRCA2),

имеют некоторые общие этапы и участников,

XRCC3 (X-ray repair cross complementing

но действуют в разные периоды клеточного

group 3)) или активации транслезионного син-

цикла: р53-зависимые пути работают преиму-

теза (фосфорилирование REV1 и транслезион-

щественно в G1-фазе цикла, а CHK1-киназа

ных ДНКП) [78]. Все перечисленные выше ме-

наиболее активна в S- и G2-фазах. С подроб-

ханизмы достаточно хорошо описаны [80-83].

ным разбором сигнальных путей, индуциро-

Обнаружение PrimPol позволило выделить ещё

ванных повреждениями ДНК, можно ознако-

один механизм толерантности к повреждениям

миться в обзорах Williams et al., Barnum et al. и

ДНК - реинициацию репликации за счёт син-

Patil et al. [70-72].

теза ДНК-праймеров de novo после остановки

Повреждения ДНК, с которыми реплисома

реплисомы. Однако о регуляции данного меха-

сталкивается в процессе репликации, зачастую

низма ещё почти ничего не известно.

вызывают остановку репликативных ДНКП и

их рассинхронизацию с CMG-хеликазой, ко-

торая продолжает движение по ДНК [73-75].

БИОХИМИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА

Образующиеся в результате рассинхрониза-

И РОЛЬ PrimPol В КЛЕТКЕ

ции реплисомы длинные участки оцДНК, с

которыми связан белок RPA, служат сигналом

В 2005 г. L.M. Iyer et al. в ходе биоинфор-

повреждения ДНК, который воспринимается

матического анализа обнаружили у человека

молекулами-сенсорами [76]. Одними из основ-

новый белок, относящийся к суперсемейству

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

1396

БОЛДИНОВА, МАКАРОВА

археоэукариотических праймаз, первоначаль-

клеточного цикла, но количество белка в раз-

но названный Eukprim2 [1]. В 2013 г. появились

ных фазах цикла остаётся постоянным [86].

первые результаты исследования нового белка,

PrimPol обладает праймазной активно-

показавшие, что фермент является одновре-

стью, которая стимулируется ионами Mn²⁺.

менно ДНК-праймазой и ДНКП, что дало

В отличие от эукариотических праймаз, PrimPol

основания переименовать фермент в PrimPol

человека синтезирует de novo как РНК, так

(Primase/Polymerase) [2-4].

и ДНК-праймеры. При этом эффективность

Праймаза-полимераза PrimPol человека ко-

синтеза ДНК-праймеров in vitro значительно

дируется геном PRIMPOL, расположенным на

выше, чем эффективность синтеза РНК-прай-

4 хромосоме в локусе 4q35.1 [1]. PrimPol пред-

меров [4-6]. Тем не менее в качестве инициа-

ставляет собой белок с молекулярной мас-

торного нуклеотида при синтезе нуклеино-

сой 65 кДа, состоящий из 560 аминокислотных

вых кислот de novo PrimPol преимущественно

остатков [3]. N-Концевой каталитический до-

использует рибонуклеотид трифосфат - ATP.

мен содержит консервативные аминокислотные

Эффективность образования динуклеотида с

мотивы I, II и III, несущие остатки, необходи-

ATP в 2 раза выше, чем с dATP [87]. PrimPol

мые для ДНК-полимеразной и ДНК-праймаз-

обладает способностью к дискриминации NTP,

ной активностей [1, 2, 4, 9, 84, 85]. С-Концевой

включая рибонуклеотиды в 11-150 раз ме-

домен PrimPol содержит консервативный мо-

нее эффективно, чем дезоксирибонуклеоти-

тив цинкового пальца (ZnF) C-H-C-C (Cys419,

ды [24, 88]. Однако, учитывая, что в клетке

His426, Cys446, Cys451), аналогичный праймаз-

концентрация NTP существенно превышает

ному домену UL52 вирусов герпеса и координи-

концентрацию dNTP [89, 90], можно предпо-

рующий ионы Zn²⁺ [2, 4, 9, 86]. В С-концевом

ложить, что in vivo при синтезе ДНК-прайме-

домене располагается также участок связыва-

ров PrimPol включает NTP чаще. Механизм

ния с RPA (RPA-binding domain, RBD) [3, 15].

праймазной активности PrimPol обсуждается

В клетках человека PrimPol распределена

в обзоре Blanco et al. [91].

между цитозолем (47%), ядром (19%) и ма-

Основной функцией PrimPol считается ре-

триксом митохондрий (34%) [2]. Пик экспрес-

инициация синтеза ДНК и возобновление дви-

сии мРНК PrimPol приходится на фазы G1-S

жения репликативной вилки в случае остановки

Рис. 2. Функции PrimPol в репликации повреждённой ДНК. Матричная ДНК обозначена тёмно-синей линией, прай-

меры - зелёной линией, основной синтез ДНК - красной линией, повреждение ДНК - красный перечёркнутый круг

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

РЕГУЛЯЦИЯ ДНК-ПРАЙМАЗЫ-ПОЛИМЕРАЗЫ PrimPol ЧЕЛОВЕКА

1397

реплисомы на повреждённом участке ДНК или

кативной вилки in vivo [3, 4, 86]. Активность

на участке, содержащем вторичные структуры

PrimPol и её доступ к ДНК должны строго регу-

[5, 17-19, 92] (рис. 2). ДНК-праймеры, которые

лироваться, чтобы вовремя обеспечить репли-

синтезирует PrimPol на повреждённых участках

сому новыми праймерами при остановке ре-

ДНК, не требуют удаления и могут быть ис-

пликации, но не допустить излишнего синтеза

пользованы репликативными ДНКП для про-

праймеров и образования одноцепочечных

должения синтеза [2-4]. Кроме того, PrimPol

брешей в ДНК.

эффективно включает нуклеотиды напротив

Регуляция активности PrimPol, как и дру-

ряда распространённых повреждений ДНК, та-

гих белков, участвующих в ответе клетки на

ких как 8-оксогуанин (8-oxo-G) [2, 4, 8, 10, 11],

повреждение ДНК, происходит с помощью

O⁶-метилгуанин (O⁶-me-G), 5-формилурацил

фосфорилирования сериновой/треониновой

(5-foU)

[8], N²-этилгуанин (N²-Et-G)

[14] и

протеинкиназой CHK1. CHK1 напрямую фос-

внутрицепочечная цисплатиновая сшивка [13]

форилирует остаток Ser255 PrimPol in vitro и в

(рис. 2). Также PrimPol способна проходить апу-

культуре клеток человека, стимулируя синтез

риновые/апиримидиновые сайты (АП-сайты)

праймеров PrimPol. Остаток Ser255 распола-

и (6-4)-тиминовые димеры посредством меха-

гается в неструктурированной петле PrimPol,

низма «проскакивания» повреждений ДНК [2,

которая в отсутствие фосфорилирования ин-

8, 12, 86]. Помимо ДНК-праймазной и ДНК-по-

гибирует праймазную активность PrimPol.

лимеразной активностей, у PrimPol были описа-

Фосфорилирование CHK1 происходит незави-

ны терминальная трансферазная [9, 12] и обрат-

симо от того, какой тип репликативного стрес-

ная транскриптазная активности [26], а также

са испытывает клетка [95].

способность к вытеснению цепи ДНК [93].

За негативную регуляцию PrimPol отве-

Исследования на культуре клеток челове-

чает другая протеинкиназа - PLK1 (Polo-like

ка показали, что PrimPol играет важную роль

kinase 1), которая фосфорилирует консерва-

в поддержании стабильности генома. Подав-

тивный остаток PrimPol Ser538, располагаю-

ление экспрессии гена PRIMPOL в условиях

щийся в С-концевой области между двумя

отсутствия генотоксического стресса при-

мотивами связывания белка RPA. Предполага-

водит к снижению скорости пролиферации

ется, что фосфорилирование Ser538 приводит

клеток по сравнению с диким типом [7, 86],

к снижению эффективности взаимодействия

снижению количества и скорости движения ре-

PrimPol с RPA; однако напрямую этого пока-

пликативных вилок [3, 4, 7, 9], нарушению кле-

зано не было, и механизм ингибирования ещё

точного цикла [4-7], нарушениям репликации

неизвестен. Фосфорилирование протеинки-

митохондриальной ДНК [2, 12], накоплению

назой PLK1 происходит в конце S-фазы,

хромосомных аберраций и образованию микро-

что приводит к снижению эффективности

ядер [4, 7, 86].

привлечения PrimPol к ДНК после S-фазы.

Подавление функции PrimPol приводит к

В условиях репликативного стресса наблю-

ещё более серьёзным последствиям в клетках,

дается запаздывание или полное отсутствие

подвергшихся действию ДНК-повреждающих

PLK1-зависимого фосфорилирования PrimPol,

агентов. Клетки человека, нокаутные по гену

что позволяет сохранить PrimPol в активном

PRIMPOL, проявляют повышенную чувстви-

состоянии и даёт клетке время на устранение

тельность и геномную нестабильность по срав-

блоков репликации [96].

нению с клетками дикого типа при действии

Убиквитинирование и деубиквитинирова-

ДНК-повреждающих агентов: УФ-излучения

ние белков регулирует процесс их деградации

[4-7, 86, 94], гидроксимочевины [3, 24, 86], цис-

протеасомой, что позволяет регулировать ко-

платина [5, 7, 16], метилметансульфоната [5],

личество молекул белка в клетке [97]. Одним

бензопирена [17]. Однако дисфункция PrimPol

из белков, предположительно контролирую-

не является летальной у мышей [2], что объ-

щих количество PrimPol, является деубиквити-

ясняется компенсацией нарушения функции

наза USP36 (Ubiquitin-Specific-processing Pro-

PrimPol другими механизмами толерантности к

tease 36), которая специфично удаляет поли-

повреждениям ДНК и репарации.

убиквитиновые метки с PrimPol в позиции

Lys29. PrimPol и USP36 колокализуются в обла-

сти репликативных вилок в ответ на обработку

ПОСТТРАНСЛЯЦИОННЫЕ

клеток гидроксимочевиной. Взаимодействие

МОДИФИКАЦИИ PrimPol

PrimPol с USP36 также показано с помощью

иммунопреципитации. Сверхэкспрессия USP36

PrimPol накапливается в ядре в повреждён-

в клетках приводит к повышению стабильности

ных участках ДНК и местах остановки репли-

и количества молекул PrimPol, а подавление

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

398

БОЛДИНОВА, МАКАРОВА

экспрессии USP36 - к сокращению времени

белок RPA и митохондриальный белок SSB

жизни PrimPol в клетке [98]. Предполагается,

(mtSSB, mitochondrial single strand binding

что при возникновении блока репликации

protein). При столкновении репликативной

происходит активация USP36 и привлечение

вилки с повреждением происходит диссоциа-

PrimPol и USP36 к повреждённому участку

ция комплекса ДНКП с хеликазой с образова-

ДНК. Деубиквитинирование стимулирует ак-

нием протяжённого участка оцДНК, покры-

тивность PrimPol и позволяет ей включиться в

того RPA [73-75].

работу по восстановлению движения реплика-

Методом масс-спектрометрии было по-

тивной вилки [98].

казано, что PrimPol совыделяется из клеток

Другой белок - белок 1, взаимодействую-

человека вместе с RPA и mtSSB [3]. Взаимо-

щий с хеликазой Вернера (Werner helicase-

действие PrimPol с RPA было продемонстри-

Interacting Protein 1, WRNIP1) - вероятно,

ровано и в экспериментах по коиммунопре-

принимает участие в обратном процессе -

ципитации [3, 15]. PrimPol взаимодействует с

деградации PrimPol с помощью протеасомы.

cубъединицей RPA70 [15]. RPA играет важную

WRNIP1 - это многофункциональный репли-

роль в привлечении PrimPol к сайтам повреж-

кативный фактор, взаимодействующий с PCNA,

дений геномной ДНК после облучения кле-

RAD18 и Pol δ, и, предположительно, играю-

ток УФ-светом. Делеция С-концевого участ-

щий роль в переключении ДНКП в процессе

ка PrimPol, содержащего мотивы RBM-А и

транслезионного синтеза

[99]. В структуре

RBM-B (RPA Binding Motif), отвечающие за

WRNIP1 присутствует убиквитин-связывающий

связывание RPA, препятствует миграции PrimPol

домен цинкового пальца (ubiquitin-binding zinc-

к повреждениям ДНК in vivo и повышает чув-

finger domain, UBZ), позволяющий взаимодей-

ствительность к ДНК-повреждающим аген-

ствовать с убиквитинированным PCNA и, ве-

там [3, 15]. Кроме того, RPA стимулирует ДНК-

роятно, PrimPol. Показано, что при сверх-

полимеразную, ДНК-праймазную активности

экспрессии гена WRNIP1 в культуре клеток

PrimPol и активность по вытеснению цепи

человека HEK293 усиливается протеасомная

in vitro [15, 93, 101]. Также RPA стимулирует

деградация PrimPol, которая подавляется ин-

транслезионную активность PrimPol напро-

гибиторами протеасомы. В клетках, нокаутных

тив повреждений ДНК, таких как, например,

по гену WRNIP1, количество молекул PrimPol,

N²-Et-G [14].

наоборот, повышается. Оба белка колокали-

Cтимуляция PrimPol наблюдается только

зуются в области репликативных вилок, а их

при низких концентрациях RPA (не насыщаю-

взаимодействие подтверждается эксперимен-

щих ДНК-матрицу или эквимолярных ей) на

тами по коиммунопреципитации [99]. Пред-

коротких

(50-55 нуклеотидов) и длинных

полагается, что взаимодействие убиквитини-

(оцДНК фага М13) ДНК-субстратах [14, 93,

рованной PrimPol с WRNIP1 повышает до-

101], а избыток RPA над ДНК-матрицей ин-

ступность фермента для протеасомы.

гибирует активность PrimPol на всех типах

ДНК-субстратов [10, 15, 100, 101]. Вероятно, при

высокой концентрации RPA полностью экра-

РЕГУЛЯЦИЯ АКТИВНОСТИ PrimPol

нирует ДНК, лишая PrimPol места посадки.

БЕЛКАМИ-ПАРТНЁРАМИ

Интересно отметить, что при молярном из-

бытке по отношению к ДНК RPA образует пре-

В регуляции активности ДНКП в клетке,

имущественно «короткие» комплексы с ДНК,

в том числе доступе ДНКП к репликативной

связывающие участки длиной 8-10 нуклео-

вилке, принимают участие многие регулятор-

тидов при участии только высокоаффинной

ные белковые факторы. Основным белком-

субъединицы RPA70. Меньшая концентрация

партнёром, регулирующим работу ДНКП при

RPA и большая длина ДНК-субстрата позво-

репликации и транслезионном синтезе, яв-

ляет RPA образовать «вытянутый» комплекс на

ляется PCNA. Столкновение репликативной

участке ДНК длиной 30 нуклеотидов при уча-

вилки с повреждением ДНК инициирует реак-

стии RPA70 и RPA32 [42], что, возможно, благо-

цию моноубиквитинирования PCNA, которая

приятствует образованию контактов с PrimPol.

стимулирует процесс переключения ДНКП и

Было показано, что делеция отрицательно

сборку транслесомы. Однако PrimPol не взаи-

заряженного С-концевого RBM нарушает сти-

модействует напрямую с PCNA, что говорит об

муляцию активности PrimPol белком RPA,

отличии механизма регуляции работы PrimPol

но это в значительной степени стимулирует

от такового для ДНКП [100].

ДНК-полимеразную активность и связывание

Ключевую роль в регуляции PrimPol игра-

PrimPol c ДНК в отсутствие RPA [102]. Полу-

ют белки, связывающиеся с оцДНК: ядерный

ченные результаты позволили предположить,

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

РЕГУЛЯЦИЯ ДНК-ПРАЙМАЗЫ-ПОЛИМЕРАЗЫ PrimPol ЧЕЛОВЕКА

1399

что фермент PrimPol сам по себе находится в

ванной петли между субдоменами ModN и

«выключенном» состоянии и становится пол-

ModC [107]. Взаимодействие с PolDIP2 повы-

ностью функциональным при взаимодей-

шает сродство PrimPol к ДНК и dNTP, а также

ствии с RPA. Возможный механизм активации

стабилизирует связывание PrimPol с 3′-кон-

PrimPol с помощью RPA предположительно

цом праймера [106, 107]. В результате этого

включает повышение сродства PrimPol к ДНК

повышается процессивность и эффектив-

за счёт структурной перестройки С-концевого

ность синтеза ДНК PrimPol [14, 93, 106, 107].

домена. В частности, RPA может препятство-

Взаимодействие PrimPol с PolDIP2 повышает

вать блокировке взаимодействия PrimPol с ма-

эффективность и точность включения ну-

тричной ДНК или 5′-концевым трифосфатом,

клеотидов PrimPol напротив 8-oxo-G [106] и

опосредованной С-концевым доменом. Ней-

стимулирует включение нуклеотидов PrimPol

трализация отрицательного заряда RBM при

напротив внутрицепочечной цисплатиновой

взаимодействии с RPA также может вносить

сшивки [13] и повреждения N²-Et-G [14]. По-

вклад в повышение сродства PrimPol к ДНК.

хожий эффект наблюдается у Pol λ и Pol η в

Наряду с SSB-белками в качестве бел-

присутствии PCNA, RPA и PolDIP2 [104]. Од-

ка-партнёра PrimPol был определён белок

нако PolDIP2 не оказывает влияния на транс-

PolDIP2 (Polymerase δ-Interacting Protein 2).

лезионную активность PrimPol на ДНК с ци-

PolDIP2 - это многофункциональный белок,

клобутановыми пиримидиновыми димерами

участвующий во множестве клеточных процес-

(ЦПД), АП-сайтами и объёмными N²-аддук-

сов, в том числе организации веретена деле-

тами гуанина [14, 106].

ния и сегрегации хромосом, процессинге пре-

Важно отметить, что подавление экспрес-

мРНК, клеточной миграции и адгезии, а также

сии гена POLDIP2 в культуре клеток приводит к

регуляции активности ДНКП (подробно изло-

снижению скорости репликации после облуче-

жено в обзоре Gagarinskaya et al. [103]). PolDIP2

ния клеток УФ-светом в той же степени, что и в

стимулирует активность Pol δ in vitro, а также

клетках, нокаутных по гену PRIMPOL, а одно-

увеличивает процессивность и точность транс-

временное подавление экспрессии PRIMPOL и

лезионного синтеза Pol λ и Pol η [104, 105].

POLDIP2 не приводит к большему снижению

Взаимодействие PrimPol и PolDIP2 было

скорости репликации, что свидетельствует об

подтверждено методом масс-спектрометрии и

участии PrimPol и PolDIP2 в одном пути ответа

образованием «сшивок» между белками [106].

на повреждения ДНК [106]. PolDIP2, вероятно,

Показано, что PolDIP2 связывается с ката-

участвует в регуляции механизмов толерантно-

литическим доменом PrimPol в области суб-

сти к повреждениям ДНК, настраивая баланс

домена ModN и в области неструктуриро-

между процессами транслезионного синтеза

Установленные взаимодействия PrimPol с белками-партнёрами

Белок-партнёр

Влияние на PrimPol

Ссылки

CHK1-киназа

фосфорилирует Ser255 PrimPol, стимулирует праймазную активность

[95]

PLK1-киназа

фосфорилирует Ser538 PrimPol, подавляет привлечение PrimPol к ДНК

[96]

повышает экспрессию PRIMPOL на транскрипционном уровне,

ATR-киназа

[16, 95]

стимулирует CHK1-киназу

снимает убиквитиновые метки с PrimPol, повышает количество

USP36

[98]

стабильных молекул PrimPol в клетке

WRNIP1

стимулирует протеасомную деградацию PrimPol

[99]

стимулирует ДНК-праймазную, ДНК-полимеразную активности PrimPol

RPA

и активность по вытеснению цепи, способствует привлечению PrimPol

[15, 93, 100, 101]

к участкам повреждения ДНК

повышает сродство PrimPol к ДНК и нуклеотидным субстратам,

PolDIP2

стимулирует ДНК-полимеразную активность PrimPol и активность

[94, 106, 107]

по вытеснению цепи

стимулирует ДНК-полимеразную активность PrimPol на повреждённых

TWINKLE

[10]

и неповреждённых ДНК-матрицах

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

1400

БОЛДИНОВА, МАКАРОВА

и переключения матриц, но точная роль

высокоэффективную праймазную активность

PolDIP2 в этом механизме не определена [108].

на лидирующей, но не на отстающей цепи [95],

В митохондриях в регуляции активности

а активность комплекса Pol α-праймаза на ли-

PrimPol может участвовать ДНК-хеликаза

дирующей цепи значительно снижена по срав-

TWINKLE (продукт гена TWNK). Показано,

нению с отстающей цепью [109].

что TWINKLE стимулирует ДНК-полимераз-

В настоящий момент достоверно неизвест-

ную активность PrimPol на повреждённых и

но, с помощью какого сигнального пути про-

неповреждённых ДНК-матрицах [10].

исходит регуляция активности PrimPol и рас-

Было показано, что PrimPol может участ-

познавание повреждённого участка ДНК.

вовать в прохождении «сшивок» между цепями

Фосфорилирование PrimPol чекпойнт-про-

ДНК [18] и, по-видимому, образует контакты

теинкиназой CHK1 [95] позволяет предпо-

с белками, участвующими в распознавании и

ложить, что механизм реинициации синтеза

репарации этих «сшивок». Методом иммуно-

ДНК PrimPol входит в каскад механизмов,

преципитации и масс-спектрометрии были

регулируемых сигнальной ATR-киназой и эф-

идентифицированы белки, потенциально взаи-

фекторной CHK1-киназой. Привлечение PrimPol

модействующие с PrimPol: белок HERC2

к повреждённой ДНК [15, 100] и активация

(HECT And RLD Domain Containing E3 Ubiqui-

ATR [110] происходят за счёт взаимодействия с

tin Protein Ligase 2), участвующий в разреше-

белком RPA, связывающимся с протяжённым

нии G-квадруплексов; белки MHF1 (входящий

участком оцДНК. Было показано, что ATR

в состав FANCM-комплекса) и RUNX1 (Runt-

влияет на экспрессию PRIMPOL на транскрип-

related transcription factor 1), а также белки

ционном уровне: при обработке культуры

BLM (Bloom syndrome protein), RMI1 (RecQ-

клеток цисплатином ATR способствует повы-

Mediated genome Instability protein) и RMI2

шению уровня мРНК PRIMPOL в клетке [16].

(входящие в состав BTR-комплекса (BLM -

Возможно, ATR влияет на PrimPol и опосре-

топоизомераза IIIa - RMI)), вовлечённые в

дованно через консервативный путь ATR-

репарацию межцепочечных ДНК-сшивок [18].

CLASPIN-зависимой активации CHK1-кина-

Тем не менее механизмы и роль данных взаи-

зы [65], которая фосфорилирует PrimPol и

модействий ещё не исследованы.

стимулирует её активность [95]. Тем не менее

Данные по регуляции активности PrimPol

ни ATR, ни CHK1-киназа не оказывают пря-

основными белками суммированы в таблице.

мого влияния на локализацию PrimPol в клет-

ке и связывание с хроматином [86].

Между PrimPol и ATR возможна и обрат-

РЕГУЛЯЦИЯ МЕХАНИЗМА

ная положительная регуляция. Показано, что

РЕИНИЦИАЦИИ СИНТЕЗА ДНК PrimPol

синтез новых праймеров после остановки ре-

пликативной ДНКП стимулирует активацию

Множество данных о белок-белковых взаи-

ATR [111]. Предполагается, что праймеры,

модействиях и посттрансляционных модифи-

синтезированные в результате реинициации

кациях PrimPol пока представляет собой раз-

репликации PrimPol, предоставляют 5′-кон-

розненную мозаику, которую ещё только

цевые сайты для посадки комплекса 9-1-1 -

предстоит собрать в общую картину регуляции

функционального аналога PCNA, с которым

реинициации синтеза ДНК (рис. 3). Пред-

взаимодействуют белки-активаторы ATR [78].

полагается, что PrimPol реализует механизм

Следовательно, чем больше количество моле-

реинициации синтеза ДНК на лидирующей

кул PrimPol и выше их активность, тем больше

цепи, где столкновение реплисомы с повреж-

праймеров она создаёт и тем сильнее активи-

дением ДНК может приводить к остановке

руется ATR. Однако эта гипотеза требует экс-

Pol ε и рассинхронизации реплисомы. Участие

периментальной проверки.

PrimPol в реинициации ДНК на лидирующей

ATR может играть роль и в переключе-

цепи подтверждено экспериментально [19, 95].

нии между процессами реинициации синтеза

На отстающей цепи остановка репликативной

ДНК PrimPol и другими механизмами толе-

ДНКП Pol δ не играет критической роли, по-

рантности к повреждениям ДНК. В несколь-

скольку комплекс Pol α-праймаза регулярно

ких работах проводилось исследование роли

синтезирует новые праймеры, которые легко

PrimPol в обеспечении ответа на генотоксиче-

могут быть использованы для преодоления

ский стресс в культурах клеток, нокаутных по

повреждённого участка ДНК. Вероятно, кон-

генам белков, отвечающих за процесс ревер-

куренции между PrimPol и комплексом Pol α-

сии репликативной вилки [4, 16, 112]. В клет-

праймаза при реинициации синтеза на разных

ках с нокаутом BRCA1, защищающим ревер-

цепях не возникает: PrimPol демонстрирует

тированные репликативные вилки от нуклеаз,

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

1402

БОЛДИНОВА, МАКАРОВА

однократная обработка цисплатином приво-

тивного и точного синтеза ДНК. Поскольку

дит к инициации реверсии репликативной

PrimPol функционирует преимущественно на

вилки с последующей нуклеазной деградацией

лидирующей цепи, то можно предположить,

ДНК. Однако многократная обработка цис-

что удлинение новосинтезированных прай-

платином запускает ATR-зависимую стиму-

меров будет осуществлять Pol ε - основная

ляцию реинициации синтеза ДНК PrimPol и

ДНКП лидирующей цепи. Однако привле-

восстановление репликации. При этом при

чение Pol ε в репликативную вилку - сложно

подавлении экспрессии PRIMPOL в клетках

регулируемый процесс. Pol δ, осуществляю-

BRCA1^-/- снова реализуется процесс реверсии

щая синтез отстающей цепи, может коррек-

репликативной вилки, и не защищённая от

тировать ошибки Pol ε на лидирующей цепи и

нуклеаз ДНК деградирует [16]. Таким образом,

участвовать в репликации лидирующей цепи

реинициация синтеза ДНК с помощью PrimPol

в условиях репликативного стресса при пере-

и процесс реверсии репликативной вилки

запуске репликативной вилки [48-51]. Вопрос

представляют собой конкурирующие механиз-

того, какая из ДНКП продолжает синтез от

мы, дополняющие друг друга. Действительно,

праймеров, синтезированных PrimPol, остаёт-

подавление экспрессии белков, участвующих

ся открытым и требует дополнительных иссле-

в реверсии репликативной вилки (опухоле-

дований.

вого супрессора BRCA2, рекомбиназы RAD51,

Успешная реинициация синтеза ДНК

транслоказы SMARCAL1, хеликазоподобного

PrimPol позволяет репликативной вилке двигать-

транскрипционного фактора HLTF (Helicase-

ся дальше, оставляя одноцепочечную брешь

like transcription factor)), повышает активность

между местом остановки репликативной

PrimPol [16, 112-114]. А в клетках PRIMPOL-/-,

ДНКП на повреждённом участке и новым

наоборот, наблюдается повышение активно-

праймером. Застраивание образовавшейся бреши

сти RAD51 - одного из основных участников

может происходить с помощью гомологич-

процесса реверсии вилки, а также снижение

ной рекомбинации и транслезионного син-

количества одноцепочечных брешей, генери-

теза. Было показано, что белок RAD51,

руемых PrimPol [4]. ATR, вероятно, играет зна-

играющий ключевую роль в механизме гомо-

чительную роль в регуляции данного баланса,

логичной рекомбинации, может участвовать

фосфорилируя белок SMARCAL1, что при-

в процессинге одноцепочечных брешей, гене-

водит к ингибированию процесса реверсии

рируемых PrimPol при синтезе ДНК-прайме-

репликативной вилки [115].

ров de novo. При обработке клеток человека

Также недавние исследования показали,

ДНК-повреждающими агентами RAD51 при-

что белок PARP1 (Poly-(ADP-ribose)-poly-

влекается к одноцепочечным брешам, гене-

merase 1), участвующий в регуляции реплика-

рируемым PrimPol, запуская гомологичную

ции и репарации, вносит вклад в регуляцию

рекомбинацию и восстановление целостно-

баланса между реинициацией синтеза и ре-

сти ДНК [17]. Размер брешей, образованных

версией вилки. PARP1 стабилизирует репли-

PrimPol, в среднем составляет около 14 ну-

кативные вилки в ревертированном состоя-

клеотидов [5] и требует процессинга нуклеа-

нии за счёт ингибирования хеликазы RECQ1

зами MRE11 (Double-strand break repair protein

(ATP-dependent DNA helicase Q1) [116]. По-

MRE11) и EXO1 (Exonuclease 1) [17]. Стаби-

давление активности PARP1 за счёт убикви-

лизацию RAD51 на оцДНК и предотвращение

тинирования белком MDM2 (Mouse Double

чрезмерного обрезания ДНК нуклеазами, воз-

Minute 2 homolog) способствует ускоренному

можно, выполняет белок WRNIP1 [119], для

разрешению ревертированных репликативных

которого также показано и взаимодействие

вилок и стимуляции репликации за счёт

с PrimPol

[99]. Можно предположить, что

реинициации синтеза ДНК с помощью

WRNIP1 при регуляции активности PrimPol

PrimPol [117]. И наоборот, стимуляция PARP1-

играет двойную роль, контролируя процес-

зависимого ингибирования RECQ1 белком

синг оцДНК брешей, генерируемых PrimPol, и

CARM1 (Coactivator-associated Arginine Methyl-

регулируя количество молекул PrimPol. Запол-

transferase 1) способствует преимущественно-

нение оцДНК брешей, образованных PrimPol,

му использованию механизма реверсии вилки

может происходить за счёт транслезионного

и подавлению реинициации синтеза ДНК

синтеза специализированными ДНКП, напри-

PrimPol и транслезионного синтеза [118].

мер, REV1 и Pol ζ [120].

Реинициация синтеза ДНК подразумевает,

Итак, рассмотрим возможные пути регу-

что ДНК-праймеры, синтезированные PrimPol

ляции активности праймазы-полимеразы

de novo, будут использованы репликативной

PrimPol человека при репликации на по-

Pol ε или Pol δ для продолжения высокоэффек-

вреждённой ДНК в ядре (рис. 3).

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

РЕГУЛЯЦИЯ ДНК-ПРАЙМАЗЫ-ПОЛИМЕРАЗЫ PrimPol ЧЕЛОВЕКА

1403

Под действием генотоксического стресса

одноцепочечные бреши, возникшие в результа-

происходит рассинхронизация реплисомы

те работы PrimPol, застраиваются в ходе гомо-

и накопление одноцепочечных фрагментов

логичной рекомбинации [17] или транслезион-

ДНК [73, 74], связанных с белком RPA, кото-

ного синтеза [120].

рый служит сигналом для активации сигналь-

ной системы ATR-киназы белками-актива-

торами и медиаторами (9-1-1, ATRIP, ETAA1,

НАРУШЕНИЯ В СТРУКТУРЕ PrimPol

TOPBP1, CLASPIN) [76, 78, 110]. Для осущест-

И ИХ СВЯЗЬ С ЗАБОЛЕВАНИЯМИ

вления механизма реинициации синтеза ДНК

ЧЕЛОВЕКА

необходимо отключить альтернативный меха-

низм реверсии репликативной вилки посред-

Исследования показали, что мыши, де-

ством фосфорилирования белка SMARCAL1

фектные по PrimPol, жизнеспособны, однако

ATR-киназой

[115], подавления активности

клетки, в которых подавлена её экспрессия,

PARP1 [117] или других путей. Далее про-

испытывают репликативный стресс, демон-

исходит увеличение количества стабильных

стрируют генетическую нестабильность и на-

молекул PrimPol в клетке за счёт повышения

рушения митохондриальной репликации [2].

экспрессии PrimPol под действием ATR-кина-

Предположительно отсутствие PrimPol может

зы [16] и за счёт снижения протеолиза моле-

быть компенсировано in vivo альтернатив-

кул PrimPol благодаря снятию с них убикви-

ными механизмами: репликацией повреждён-

тиновых меток деубиквитиназой USP36 [98].

ной ДНК и участков ДНК с неканоническими

Активация сигнального пути ATR-киназы под-

структурами при участии других ДНКП и хе-

разумевает CLASPIN-опосредованное фос-

ликаз, механизмами переключения матриц и

форилирование чекпойнт-киназы CHK1 [65].

гомологичной рекомбинации, а также пробу-

CHK1 фосфорилирует PrimPol по консерва-

ждением «спящих» точек начала репликации.

тивному остатку Ser255 в неструктурированной

Было показано, что клетки лимфоцитов ку-

петле каталитического центра белка, что спо-

рицы DT40 с недостатком только PrimPol или

собствует повышению активности PrimPol [95].

Pol η/Pol ζ жизнеспособны и пролиферируют с

Активированная PrimPol с высокой эффектив-

нормальной скоростью. Однако клетки с одно-

ностью связывается с белком RPA [95], запу-

временным дефицитом PrimPol и Pol η/Pol ζ

ская синтез праймеров de novo [3, 15, 86]. Белок

медленно пролиферируют и быстро погибают

PolDIP2 может повышать сродство PrimPol к

при культивировании. Эти данные позволяют

ДНК и нуклеотидным субстратам и стимулиро-

предположить, что механизмы толерантности

вать её активность, однако точная роль PolDIP2

к повреждениям, в которых участвуют PrimPol

в регуляции инициации синтеза ДНК PrimPol

и Pol η/Pol ζ, не перекрываются и компенси-

de novo неясна [14, 93, 101, 106, 107]. Возможно,

руют друг друга [5].

образование новых ДНК-праймеров стимули-

Мутации PRIMPOL предположительно мо-

рует дальнейшую активацию ATR-киназы за

гут вносить вклад в развитие некоторых забо-

счёт связывания с праймерами активирующего

леваний у человека, таких как наследствен-

комплекса 9-1-1-TOPBP1 [111], в результате

ные митохондриальные патологии (например,

чего может реализовываться цикл с положи-

мышечные дистрофии и офтальмологические

тельной обратной связью между PrimPol и ATR.

болезни) и злокачественные опухоли. Секве-

Праймеры, синтезированные PrimPol, исполь-

нирование экзома пациентов с наследственной

зует для дальнейшего синтеза одна из реплика-

миопией высокой степени, проведённое Zhao F.

тивных ДНКП [48-50]. После успешного вос-

et al., выявило связь между развитием забо-

становления движения репликативной вилки

левания и миссенс-мутацией (NM_152683.2:

PrimPol необходимо удалить. Фосфорилиро-

c.265T>G) гена PRIMPOL, которая приводит к

вание протеинкиназой PLK1 остатка PrimPol

аминокислотной замене Y89D. Данная мута-

Ser538, располагающегося в С-концевой обла-

ция была обнаружена в одном случае семей-

сти между двумя мотивами связывания белка

ного заболевания и у четырёх спорадических

RPA, приводит, предположительно, к наруше-

пациентов с миопией высокой степени [20].

нию взаимодействия с RPA и ДНК [96]. Белок

Аминокислотная замена Y89D вызывает зна-

WRNIP взаимодействует с убиквитинирован-

чительные конформационные изменения в

ной PrimPol и стимулирует её разрушение про-

полимеразном домене PrimPol человека и

теасомой [99], при этом WRNIP также может

существенно снижает её активность [20]. Му-

играть роль в стабилизации одноцепочечной

тантный белок PrimPol (Y89D) обладает сни-

бреши, оставленной PrimPol, и в стабилизации

женным сродством к dNTP и ДНК-матрице и

белка RAD51 [119]. На заключительном этапе

процессивностью. Кроме того, вариант PrimPol

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

1404

БОЛДИНОВА, МАКАРОВА

с заменой Y89D неспособен синтезировать

токовыми карциномами груди. В недавней ра-

РНК-праймеры, но сохраняет способность к

боте был проведён анализ баз данных COSMIC

синтезу ДНК-праймеров [21]. Данные, полу-

(Catalogue of Somatic Mutations in Cancer) и

ченные in vitro, коррелируют с данными иссле-

GDC (Genomic Data Commons) [124]. В резуль-

дований in vivo. Аминокислотная замена Y89D

тате было обнаружено множество соматиче-

в PrimPol приводит к повышению чувствитель-

ских мутаций в гене PRIMPOL, затрагиваю-

ности клеток к УФ-излучению, сравнимому с

щих активный центр фермента (R76H, Y100H,

эффектом отсутствия PrimPol [21]. Однако сек-

K165N), участки связывания с регуляторными

венирование генома, проведённое Li L. et al.,

белками PolDIP2 и RPA (G201D, H214Y, F522V

не показало чёткой связи между аминокис-

и др.) и мотив ZnF (R417L, R417W, H426N,

лотной заменой Y89D в PrimPol и развитием

H426R). Однако на сегодняшний день по-

болезни. Согласно данным Li L. et al. вариант

дробно исследованы каталитические свойства

PrimPol (Y89D) был обнаружен как у пациен-

только нескольких вариантов PrimPol из мно-

тов с миопией, так и у пациентов с другими

жества обнаруженных [15, 24].

заболеваниями органов зрения, а также у здо-

Нарушение функции PrimPol может быть

ровых людей [121]. Позже был исследован ещё

связано и со случаями непереносимости пре-

один случай семейного наследования данной

паратов антиретровирусной терапии. В част-

мутации, возникшей de novo у мужчины, стра-

ности, замена D114N, затрагивающая актив-

дающего миопией высокой степени. Родители

ный центр PrimPol, была обнаружена у ВИЧ-по-

мужчины были носителями гена PRIMPOL

ложительных пациентов, страдающих от мито-

дикого типа и обладали абсолютным зрением,

хондриальной токсичности в результате приёма

в то время как его сын унаследовал мутацию

препарата тенофовир. Данная аминокислот-

и проявлял признаки нарушения общего раз-

ная замена подавляет праймазную и ДНК-по-

вития и зрения [122]. Также данная мутация

лимеразную активности PrimPol, в результате

была обнаружена у пациентов с прогрессирую-

чего снижается защита от побочного действия

щей наружной офтальмоплегией, возникаю-

тенофовира, ингибирующего митохондриаль-

щей в результате мутаций митохондриальной

ную репликацию [23].

ДНК [22]. Таким образом, нельзя исключать,

Продолжение исследований функций и

что нарушение функционирования PrimPol с

свойств PrimPol человека может иметь важное

заменой Y89D приводит к патологии. Требу-

медицинское значение и необходимо для пони-

ются дополнительные исследования.

мания механизмов развития заболеваний, связан-

Замена Y100H PrimPol была обнаружена

ных с нарушением стабильности генома и клеточ-

в образцах рака лёгкого. Данная замена при-

ного ответа на факторы, повреждающие ДНК.

водит к потере PrimPol способности дискри-

минировать рибо- и дезоксирибонуклеотиды,

что выражается в повышении эффективности

НЕРЕШЁННЫЕ ВОПРОСЫ

включения рибонуклеотидов. Она может спо-

собствовать выживаемости раковых клеток на

Представленная на рис. 3 схема регуляции

ранних стадиях онкогенеза, когда снижается

PrimPol является попыткой объединения всех

пул доступных dNTP [24].

имеющихся на данный момент сведений в один

Две другие аминокислотные замены, F522V

механизм, но всё же не даёт полного понима-

и I554T, располагающиеся в мотиве, отвечаю-

ния происходящего. Многие предполагаемые

щем за связывание PrimPol с RPA, также были

взаимосвязи не доказаны экспериментально.

обнаружены у онкологических пациентов. Дан-

Остаётся множество открытых вопросов, для

ные замены значительно снижали способность

ответа на которые необходимы дальнейшие

PrimPol связывать RPA in vitro [15], хотя связь

исследования. Например: какую роль в регуля-

с онкологическими заболеваниями для данных

ции механизма реинициации синтеза PrimPol

замен пока не была доказана.

играет белок PolDIP2? Каков молекулярный

Анализ данных по экспрессии генов чело-

механизм стимуляции активности PrimPol RPA?

века в рамках проекта «Атлас ракового генома»

Какая из репликативных ДНКП, Pol ε или

(The Cancer Genome Atlas) показал, что нару-

Pol δ, в клетке продолжает синтез ДНК с прай-

шение экспрессии PRIMPOL потенциально

меров, созданных PrimPol? Каким образом

может быть ассоциировано с развитием не-

происходит регуляция работы PrimPol в мито-

которых онкологических заболеваний

[123].

хондриях, и какую роль играет взаимодействие

В частности, большое число делеций в гене

PrimPol с хеликазой TWINKLE? Таким обра-

PRIMPOL было обнаружено у пациенток с ин-

зом, анализ механизма регуляции активности

вазивными лобулярными (дольковыми) и про-

PrimPol и путей реинициации синтеза ДНК

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

РЕГУЛЯЦИЯ ДНК-ПРАЙМАЗЫ-ПОЛИМЕРАЗЫ PrimPol ЧЕЛОВЕКА

1405

является актуальным направлением дальней-

Благодарности. Авторы выражают благо-

ших исследований.

дарность Ю.И. Павлову и А.Г. Барановскому

за ценную дискуссию и советы.

Вклад авторов. Болдинова Е.О. - анализ

Конфликт интересов. Авторы заявляют об

литературы, написание черновика статьи;

отсутствии конфликта интересов.

Макарова А.В. - редактирование статьи.

Соблюдение этических норм. Настоящая

Финансирование. Работа поддержана гран-

статья не содержит описания выполненных

том Российского научного фонда № 22-24-20150

авторами исследований с участием людей или

(БЕО).

животных в качестве объектов.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Iyer, L. M., Koonin, E. V., Leipe, D. D., and Aravind, L.

Keen, B. A., Jozwiakowski, S. K., Bailey, L. J.,

(2005) Origin and evolution of the archaeo-

Bianchi, J., and Doherty, A. J. (2014) Molecular

eukaryotic primase superfamily and related palm-

dissection of the domain architecture and catalytic

domain proteins: structural insights and new mem-

activities of human PrimPol, Nucleic Acids Res., 42,

bers, Nucleic Acids Res., 33, 3875-3896, doi: 10.1093/

5830-5845, doi: 10.1093/nar/gku214.

nar/gki702.

10.

Stojkovic, G., Makarova, A. V., Wanrooij, P. H.,

García-Gómez, S., Reyes, A., Martínez-Jiménez,

Forslund, J., Burgers, P. M. J., and Wanrooij, S.

M. I., Chocrón, S., Mourón, S., Terrados, G.,

(2016) Oxidative DNA damage stalls the human

Powell, C., Salido, E., Méndez, J., Holt, I. J., and

mitochondrial replisome, Sci. Rep., 6, 28942, doi:

Blanco, L.

(2013) PrimPol, an archaic primase/

10.1038/srep28942.

polymerase operating in human cells, Mol. Cell, 52,

11.

Zafar, M. K., Ketkar, A., Lodeiro, M. F., Cameron,

541-553, doi: 10.1016/j.molcel.2013.09.025.

C. E., and Eoff, R. L. (2014) Kinetic analysis of human

Wan, L., Lou, J., Xia, Y., Su, B., Liu, T., Cui, J.,

PrimPol DNA polymerase activity reveals a generally

Sun, Y., Lou, H., and Huang, J. (2013) HPrimpol1/

error-prone enzyme capable of accurately bypassing

CCDC111 is a human DNA primase-polymerase re-

7,8-dihydro-8-oxo-2′-deoxyguanosine, Biochemistry,

quired for the maintenance of genome integrity, EMBO

53, 6584-6594, doi: 10.1021/bi501024u.

Rep., 14, 1104-1112, doi: 10.1038/embor.2013.159.

12.

Martínez-Jiménez, M. I., García-Gómez, S.,

Bianchi, J., Rudd, S. G., Jozwiakowski, S. K., Bailey,

Bebenek, K., Sastre-Moreno, G., Calvo, P. A.,

L. J., Soura, V., Taylor, E., Stevanovic, I., Green,

Díaz-Talavera, A., Kunkel, T. A., and Blanco, L.

A. J., Stracker, T. H., Lindsay, H. D., and Doherty,

(2015) Alternative solutions and new scenarios for

A. J.

(2013) Primpol bypasses UV photoproducts

translesion DNA synthesis by human PrimPol, DNA

during eukaryotic chromosomal DNA replication, Mol.

Repair (Amst.), 29, 127-138, doi: 10.1016/j.dnarep.

Cell, 52, 566-573, doi: 10.1016/j.molcel.2013.10.035.

2015.02.013.

Kobayashi, K., Guilliam, T. A., Tsuda, M., Yama-

13.

Boldinova, E. O., Yudkina, A. V., Shilkin, E. S.,

moto, J., Bailey, L. J., Iwai, S., Takeda, S., Doherty,

Gagarinskaya, D. I., Baranovskiy, A. G., Tahirov,

A. J., and Hirota, K. (2016) Repriming by PrimPol is

T. H., Zharkov, D. O., and Makarova, A. V. (2021)

critical for DNA replication restart downstream of le-

Translesion activity of PrimPol on DNA with cisplatin

sions and chain-terminating nucleoside, Cell Cycle, 15,

and DNA-protein cross-links, Sci. Rep., 11, 17588,

1997-2008, doi: 10.1080/15384101.2016.1191711.

doi: 10.1038/s41598-021-96692-y.

Bailey, L. J., Bianchi, J., Hégarat, N., Hochegger, H.,

14.

Boldinova, E. O., Ghodke, P. P., Sudhakar, S.,

and Doherty, A. J. (2016) PrimPol-deficient cells

Mishra, V. K., Manukyan, A. A., Miropolskaya, N.,

exhibit a pronounced G2 checkpoint response fol-

Pradeepkumar, P. I., and Makarova, A. V. (2022)

lowing UV damage, Cell Cycle, 15, 908-918, doi:

Translesion synthesis across the N²-Ethyl-deoxygua-

10.1080/15384101.2015.1128597.

nosine adduct by human PrimPol, ACS Chem. Biol.,

Bailey, L. J., Bianchi, J., and Doherty, A. J. (2019)

17, 3238-3250, doi: 10.1021/acschembio.2c00717.

PrimPol is required for the maintenance of efficient

15.

Guilliam, T. A., Brissett, N. C., Ehlinger, A., Keen,

nuclear and mitochondrial DNA replication in human

B. A., Kolesar, P., Taylor, E., Bailey, L. J., Lindsay,

cells, Nucleic Acids Res., 47, 4026-4038, doi: 10.1093/

H. D., Chazin, W. J., and Doherty, A. J.

(2017)

nar/gkz056.

Molecular basis for PrimPol recruitment to replication

Makarova, A. V., Boldinova, E. O., Belousova, E. A.,

forks by RPA, Nat. Commun., 8, 15222, doi: 10.1038/

and Lavrik, O. I. (2018) In vitro lesion bypass by

ncomms15222.

human PrimPol, DNA Repair (Amst.), 70, 18-24,

16.

Quinet, A., Tirman, S., Jackson, J., Šviković, S.,

doi: 10.1016/j.dnarep.2018.07.009.

Lemaçon, D., Carvajal-Maldonado, D., González-

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

1406

БОЛДИНОВА, МАКАРОВА

Acosta, D., Vessoni, A. T., Cybulla, E., Wood,

(2016) TruePrime is a novel method for whole-genome

M., Tavis, S., Batista, L. F. Z., Méndez, J., Sale, J.

amplification from single cells based on TthPrimPol,

S., and Vindigni, A. (2019) PRIMPOL-mediated

Nat. Commun., 7, 13296, doi: 10.1038/ncomms13296.

adaptive response suppresses replication fork reversal

26.

Agudo, R., Calvo, P. A., Martínez-Jiménez, M. I., and

in BRCA-deficient cells, Mol. Cell, 77, 461-474.e9,

Blanco, L. (2017) Engineering human PrimPol into an

doi: 10.1016/j.molcel.2019.10.008.

efficient RNA-dependent-DNA primase/polymerase,

17.

Piberger, A. L., Bowry, A., Kelly, R., Walker, A. K.,

Nucleic Acids Res., 45, 9046-9058, doi: 10.1093/

Gonzalez, D., Bailey, L. J., Doherty, A. J., Méndez, J.,

nar/gkx633.

Morris, J. R., Bryant, H. E., and Petermann, E. (2020)

27.

Boldinova, E. O., Wanrooij, P. H., Shilkin, E. S.,

PrimPol-dependent single-stranded gap formation

Wanrooij, S., and Makarova, A. V. (2017) DNA

mediates homologous recombination at bulky DNA

damage tolerance by eukaryotic DNA polymerase

adducts, Nat. Commun.,

11,

5863, doi:

10.1038/

and primase PrimpPol, Int. J. Mol. Sci., 18, 1584,

s41467-020-19570-7.

doi: 10.3390/ijms18071584.

18.

González-Acosta, D., Blanco-Romero, E., Ubieto-

28.

Tirman, S., Cybulla, E., Quinet, A., Meroni, A.,

Capella, P., Mutreja, K., Míguez, S., Llanos, S.,

and Vindigni, A. (2020) PRIMPOL ready, set, rep-

García, F., Muñoz, J., Blanco, L., Lopes, M., and

rime! Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol.,

56,

17-30,

Méndez, J.

(2021) PrimPol-mediated repriming

doi: 10.1080/10409238.2020.1841089.

facilitates replication traverse of DNA interstrand

29.

Baretic, D., Jenkyn-Bedford, M., Aria, V., Cannone, G.,

crosslinks, EMBO J., 40, e106355, doi: 10.15252/

Skehel, M., and Yeeles, J. T. P. (2020) Cryo-EM

embj.2020106355.

structure of the fork protection complex bound to

19.

Schiavone, D., Jozwiakowski, S. K., Romanello, M.,

CMG at a replication fork, Mol. Cell, 78, 926-940.e13,

Guilbaud, G., Guilliam, T. A., Bailey, L. J., Sale,

doi: 10.1016/j.molcel.2020.04.012.

J. E., and Doherty, A. J. (2016) PrimPol is required

30.

Jones, M. L., Baris, Y., Taylor, M. R. G., and Yeeles,

for replicative tolerance of G quadruplexes in

J. T. P. (2021) Structure of a human replisome shows

vertebrate cells, Mol. Cell, 61, 161-169, doi: 10.1016/

the organisation and interactions of a DNA replication

j.molcel.2015.10.038.

machine, EMBO J.,

40, e108819, doi:

10.15252/

20.

Zhao, F., Wu, J., Xue, A., Su, Y., Wang, X., Lu, X.,

embj.2021108819.

Zhou, Z., Qu, J., and Zhou, X. (2013) Exome

31.

Yuan, Z., Georgescu, R., Santos, R. L. A., Zhang, D.,

sequencing reveals CCDC111 mutation associated with

Bai, L., Yao, N. Y., Zhao, G., O’Donnell, M. E.,

high myopia, Hum. Genet., 132, 913-921, doi: 10.1007/

and Li, H. (2019) Ctf4 organizes sister replisomes

s00439-013-1303-6.

and Pol a into a replication factory, eLife, 8, e47405,

21.

Keen, B. A., Bailey, L. J., Jozwiakowski, S. K., and

doi: 10.7554/eLife.47405.

Doherty, A. J. (2014) Human PrimPol mutation

32.

Rzechorzek, N. J., Hardwick, S. W., Jatikusumo,

associated with high myopia has a DNA replication

V. A., Chirgadze, D. Y., and Pellegrini, L. (2020)

defect, Nucleic Acids Res.,

42,

12102-12111, doi:

CryoEM structures of human CMG-ATPγS-DNA

10.1093/nar/gku879.

and CMG-AND-1 complexes, Nucleic Acids Res., 48,

22.

Kasamo, K., Nakamura, M., Daimou, Y., and Sano, A.

6980-6995, doi: 10.1093/nar/gkaa429.

(2020) A PRIMPOL mutation and variants in multiple

33.

Kapadia, N., El-Hajj, Z. W., Zheng, H., Beattie, T. R.,

genes may contribute to phenotypes in a familial case

Yu, A., and Reyes-Lamothe, R. (2020) Processive

with chronic progressive external ophthalmoplegia

activity of replicative DNA polymerases in the repli-

symptoms, Neurosci. Res., 157, 58-63, doi: 10.1016/

some of live eukaryotic cells, Mol. Cell, 80, 114-126.e8,

j.neures.2019.07.006.

doi: 10.1016/j.molcel.2020.08.014.

23.

Duong, V. N., Zhou, L., Martínez-Jiménez, M. I.,

34.

Lewis, J. S., Spenkelink, L. M., Schauer, G. D.,

He, L., Cosme, M., Blanco, L., Paintsil, E., Anderson,

Yurieva, O., Mueller, S. H., Natarajan, V., Kaur, G.,

K. S. (2020) Identifying the role of PrimPol in TDF-

Maher, C., Kay, C., O’Donnell, M. E., and van Oijen,

induced toxicity and implications of its loss of function

A. M. (2020) Tunability of DNA polymerase stability

mutation in an HIV⁺ patient, Sci. Rep., 10, 9343,

during eukaryotic DNA replication, Mol. Cell, 77,

doi: 10.1038/s41598-020-66153-z.

17-25.e5, doi: 10.1016/j.molcel.2019.10.005.

24.

Díaz-Talavera, A., Calvo, P. A., González-Acosta, D.,

35.

Donnell, M. O., and Li, H. (2016) The eukaryotic

Díaz, M., Sastre-Moreno, G., Blanco-Franco, L.,

replisome goes under the microscope, Curr. Biol., 26,

Guerra, S., Martínez-Jiménez, M. I., Méndez, J., and

R247-R256, doi: 10.1016/j.cub.2016.02.034.

Blanco, L. (2019) A cancer-associated point mutation

36.

Bleichert, F., Botchan, M. R., and Berger, J. M. (2017)

disables the steric gate of human PrimPol, Sci. Rep., 9,

Mechanisms for initiating cellular DNA replication,

1121, doi: 10.1038/s41598-018-37439-0.

Science, 355, eaah6317, doi: 10.1126/science.aah6317.

25.

Picher, Á. J., Budeus, B., Wafzig, O., Krüger, C.,

37.

Remus, D., Beuron, F., Tolun, G., Griffith, J. D.,

García-Gómez, S., Martínez-Jiménez, M. I., Díaz-

Morris, E. P., and Diffley, J. F. X. (2009) Concerted

Talavera, A., Weber, D., Blanco, L., and Schneider, A.

loading of Mcm2-7 double hexamers around DNA

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

РЕГУЛЯЦИЯ ДНК-ПРАЙМАЗЫ-ПОЛИМЕРАЗЫ PrimPol ЧЕЛОВЕКА

1407

during DNA replication origin licensing, Cell, 139,

50.

Zhou, Z.-X., Lujan, S. A., Burkholder, A. B., Charles,

719-730, doi: 10.1016/j.cell.2009.10.015.

J. S., Dahl, J., Farrell, C. E., Williams, J. S., and

38.

Tanaka, S., and Araki, H. (2013) Helicase activation

Kunkel, T. A. (2021) How asymmetric DNA replication

and establishment of replication forks at chromosomal

achieves symmetrical fidelity, Nat. Struct. Mol. Biol.,

origins of replication, Cold Spring Harb. Perspect. Biol.,

28, 1020-1028, doi: 10.1038/s41594-021-00691-6.

5, a010371, doi: 10.1101/cshperspect.a010371.

51.

Bulock, C. R., Xing, X., and Shcherbakova, P. V.

39.

Perez-Arnaiz, P., Bruck, I., and Kaplan, D. L. (2016)

(2020) DNA polymerase δ proofreads errors made by

Mcm10 coordinates the timely assembly and activation

DNA polymerase e, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 117,

of the replication fork helicase, Nucleic Acids Res., 44,

6035-6041, doi: 10.1073/pnas.1917624117.

315-329, doi: 10.1093/nar/gkv1260.

52.

Sun, H., Ma, L., Tsai, Y., Abeywardana, T., Shen, B.,

40.

Kim, C., Paulus, B. F., and Wold, M. S. (1994)

and Zheng, L. (2022) Okazaki fragment maturation:

Interactions of human replication protein A with

DNA flap dynamics for cell proliferation and sur-

oligonucleotides, Biochemistry, 33, 14197-14206, doi:

vival, Trends Cell Biol., 33, 221-234, doi: 10.1016/

10.1021/bi00251a031.

j.tcb.2022.06.014.

41.

Yates, L. A., Aramayo, R. J., Pokhrel, N., Caldwell,

53.

Stodola, J. L., and Burgers, P. M. J. (2017) Mechanism

C. C., Kaplan, J. A., Perera, R. L., Spies, M.,

of lagging-strand DNA replication in eukaryotes, Adv.

Antony, E., and Zhang, X. (2018) A structural and dy-

Exp. Med. Biol., 1042, 117-133, doi: 10.1007/978-

namic model for the assembly of replication protein

981-10-6955-0-6.

A on single-stranded DNA, Nat. Commun., 9, 5447,

54.

Sobhy, M. A., Tehseen, M., Takahashi, M., Bralić, A.,

doi: 10.1038/s41467-018-07883-7.

Biasio, A. De, and Hamdan, S. M. (2021) Imple-

42.

Pestryakov, P. E., and Lavrik, O. I. (2008) Mechanisms

menting fluorescence enhancement, quenching, and

of single-stranded DNA-binding protein functioning

FRET for investigating flap endonuclease 1 enzy-

in cellular DNA metabolism, Biochemistry (Moscow),

matic reaction at the single-molecule level, Comput.

73, 1388-1404, doi: 10.1134/S0006297908130026.

Struct. Biotechnol. J., 19, 4456-4471, doi: 10.1016/

43.

Bhat, K. P., and Cortez, D. (2018) RPA and RAD51:

j.csbj.2021.07.029.

fork reversal, fork protection, and genome stability,

55.

Liu, S., Lu, G., Ali, S., Liu, W., Zheng, L., Dai, H.,

Nat. Struct. Mol. Biol., 25, 446-453, doi: 10.1038/

Li, H., Xu, H., Hua, Y., Zhou, Y., Ortega, J., Li, G.,

s41594-018-0075-z.

Kunkel, T. A., and Shen, B. (2015) Okazaki frag-

44.

Zou, Y., Liu, Y., Wu, X., and Shell, S. M. (2006)

ment maturation involves α-segment error edit-

Functions of human replication protein A (RPA): from

ing by the mammalian FEN 1/MutSa functional

DNA replication to DNA damage and stress responses,

complex, EMBO J., 34, 1829-1843, doi: 10.15252/

J. Cell Physiol., 208, 267-273, doi: 10.1002/jcp.20622.

embj.201489865.

45.

Jain, R., Aggarwal, A. K., and Rechkoblit, O. (2018)

56.

Howes, T. R. L., and Tomkinson, A. E. (2012) DNA

Eukaryotic DNA polymerases, Curr. Opin. Struct.

ligase I, the replicative DNA ligase, The Eukaryotic

Biol., 53, 77-87, doi: 10.1016/j.sbi.2018.06.003.

Replisome: a Guide to Protein Structure and Function

46.

Baranovskiy, A. G., Babayeva, N. D., Zhang, Y.,

(MacNeill, S., ed.) Dordrecht, Springer, pp. 327-341,

Gu, J., Suwa, Y., Pavlov, Y. I., and Tahirov, T. H.

doi: 10.1007/978-94-007-4572-8.

(2016) Mechanism of concerted RNA-DNA primer

57.

Sverzhinsky, A., Tomkinson, A. E., and Pascal,

synthesis by the human primosome, J. Biol. Chem.,

J. M. (2022) Cryo-EM structures and biochemical

291, 10006-10020, doi: 10.1074/jbc.M116.717405.

insights into heterotrimeric PCNA regulation of

47.

Goswami, P., Abid Ali, F., Douglas, M. E., Locke, J.,

DNA ligase, Structure, 30, 371-385.e5, doi: 10.1016/

Purkiss, A., Janska, A., Eickhoff, P., Early, A., Nans, A.,

j.str.2021.11.002.

Cheung, A. M. C., Diffley, J. F. X., and Costa, A.

58.

Gonzalez-Magana, A., and Blanco, F. J. (2020) Hu-

(2018) Structure of DNA-CMG-Pol epsilon elucidates

man PCNA structure, function, and interactions, Bio-

the roles of the non-catalytic polymerase modules in

molecules, 10, 570, doi: 10.3390/biom10040570.

the eukaryotic replisome, Nat. Commun., 9, 5061,

59.

Stokes, K., Winczura, A., Song, B., De Piccoli, G.,

doi: 10.1038/s41467-018-07417-1.

and Grabarczyk, D. B. (2020) Ctf18-RFC and DNA

48.

Guilliam, T. A., and Yeeles, J. T. (2021) The eukary-

Pol epsilon form a stable leading strand polymerase/

otic replisome tolerates leading-strand base dam-

clamp loader complex required for normal and per-

age by replicase switching, EMBO J., 40, e107037,

turbed DNA replication, Nucleic Acids Res., 48, 8128-

doi: 10.15252/embj.2020107037.

8145, doi: 10.1093/nar/gkaa541.

49.

Miyabe, I., Mizuno, K., Keszthelyi, A., Daigaku, Y.,

60.

Baris, Y., Taylor, M. R. G., Aria, V., and Yeeles, J.

Skouteri, M., Mohebi, S., Kunkel, T. A., Murray,

T. P. (2022) Fast and efficient DNA replication with

J. M., and Carr, A. M. (2015) Polymerase d replicates

purified human proteins, Nature,

606,

204-210,

both strands after homologous recombination-

doi: 10.1038/s41586-022-04759-1.

dependent fork restart, Nat. Struct. Mol. Biol., 22,

61.

Chilkova, O., Stenlund, P., Isoz, I., Stith, C. M.,

932-938, doi: 10.1038/nsmb.3100.

Burgers, P. M., and Johansson, E. (2007) The eu-

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

1408

БОЛДИНОВА, МАКАРОВА

karyotic leading and lagging strand DNA poly-

of MCM helicase and DNA polymerase activities

merases are loaded onto primer-ends via separate

activates the ATR-dependent checkpoint, Genes Dev.,

mechanisms but have comparable processivity in the

19, 1040-1052, doi: 10.1101/gad.1301205.

presence of PCNA, Nucleic Acids Res., 35, 6588-6597,

75.

Wong, R. P., Garcia-Rodriguez, N., Zilio, N.,

doi: 10.1093/nar/gkm741.

Hanulova, M., and Ulrich, H. (2020) Processing of

62.

Lancey, C., Tehseen, M., Raducanu, V., Rashid, F.,

DNA polymerase-blocking lesions during genome

Merino, N., Ragan, T. J., Savva, C. G., Zaher, M. Z.,

replication is spatially and temporally segregated from

Shirbini, A., Blanco, F. J., Hamdan, S. M., and

replication forks, Mol. Cell, 77, 3-16.e4, doi: 10.1016/

De Biasio, A. (2020) Structure of the processive

j.molcel.2019.09.015.

human Pol δ holoenzyme, Nat. Commun., 11, 1109,

76.

Zou, L., and Elledge, S. J. (2003) Sensing DNA

doi: 10.1038/s41467-020-14898-6.

damage through ATRIP recognition of RPA-ssDNA

63.

Craggs, T. D., Hutton, R. D., Brenlla, A., White,

complexes, Science, 300, 1542-1548, doi: 10.1126/

M. F., and Penedo, J. C. (2014) Single-molecule

science.1083430.

characterization of Fen1 and Fen1/PCNA complexes

77.

Blackford, A. N., and Jackson, S. P. (2017) ATM,

acting on flap substrates, Nucleic Acids Res., 42,

ATR, and DNA-PK: the trinity at the heart of the

1857-1872, doi: 10.1093/nar/gkt1116.

DNA damage response, Mol. Cell,

66,

801-817,

64.

Smits, V. A. J., Cabrera, E., Freire, R., and Gillespie,

doi: 10.1016/j.molcel.2017.05.015.

D. A. (2019) Claspin - checkpoint adaptor and DNA

78.

Saldivar, J. C., Cortez, D., and Cimprich, K. A. (2017)

replication factor, EMBO J.,

286,

441-455, doi:

The essential kinase ATR: ensuring faithful duplication

10.1111/febs.14594.

of a challenging genome, Nat. Rev. Mol. Cell Biol.,

65.

Hsiao, H. W., Chun, C., and Hisao, Y.

(2021)

18, 622-636, doi: 10.1038/nrm.2017.67.

Roles of Claspin in regulation of DNA replication,

79.

Cimprich, K. A., and Cortez, D. (2008) ATR: an

replication stress responses and oncogenesis in human

essential regulator of genome integrity, Nat. Rev. Mol.

cells, Genome Instab. Dis., 2, 263-280, doi: 10.1007/

Cell Biol., 9, 616-627, doi: 10.1038/nrm2450.

s42764-021-00049-8.

80.

Li, X., and Heyer, W.-D. (2008) Homologous re-

66.

Bertoli, C., Skotheim, J. M., De Bruin, R. A. M., and

combination in DNA repair and DNA dam-

Street, G. (2013) Control of cell cycle transcription

age tolerance, Cell Res., 18, 99-113, doi: 10.1038/

during G1 and S phases, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 14,

cr.2008.1.

518-528, doi: 10.1038/nrm3629.

81.

Chang, D. J., and Cimprich, K. A. (2009) DNA

67.

Hume, S., Dianov, G. L., and Ramadan, K. (2020)

damage tolerance: when it’s OK to make mistakes, Nat.

A unified model for the G1/S cell cycle transition,

Chem. Biol., 5, 82-90, doi: 10.1038/nchembio.139.

Nucleic Acids Res., 48, 12483-12501, doi: 10.1093/

82.

Neelsen, K. J., and Lopes, M. (2015) Replication

nar/gkaa1002.

fork reversal in eukaryotes: from dead end to dynamic

68.

Malumbres, M., and Barbacid, M. (2009) Cell cycle,

response, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 16, 207-220,

CDKs and cancer: a changing paradigm, Nat. Rev.

doi: 10.1038/nrm3935.

Cancer, 9, 153-166, doi: 10.1038/nrc2602.

83.

Berti, M., Cortez, D., and Lopes, M. (2020) The

69.

Mujwar, S., Mojzych, M., and Kontek, R. (2022)

plasticity of DNA replication forks in response

Cyclin-dependent kinases in DNA damage response,

to clinically relevant genotoxic stress, Nat. Rev.

Biochim. Biophys. Acta Rev. Cancer, 1877, 188716,

Mol. Cell Biol., 21, 633-651, doi: 10.1038/s41580-

doi: 10.1016/j.bbcan.2022.188716.

020-0257-5.

70.

Williams, A. B., and Schumacher, B. (2016) p53 in

84.

Calvo, P. A., Sastre-Moreno, G., Perpiñá, C.,

the DNA-damage-repair process, Cold Spring Harb.

Guerra, S., Martínez-Jiménez, M. I., and Blanco,

Perspect. Med., 6, a026070, doi: 10.1101/cshperspect.

L. (2019) The invariant glutamate of human PrimPol

a026070.

DxE motif is critical for its Mn²⁺-dependent dis-

71.

Barnum, K. J., and Connell, M. J. O. (2014) Cell

tinctive activities, DNA Repair (Amst.), 77, 65-75,

cycle regulation by checkpoints, Methods Mol. Biol.,

doi: 10.1016/j.dnarep.2019.03.006.

1170, 29-40, doi: 10.1007/978-1-4939-0888-2.

85.

Boldinova, E. O., Manukyan, A. A., and Makarova,

72.

Patil, M., Pabla, N., and Dong, Z. (2013) Checkpoint

A. V. (2021) The DNA ligands Arg47 and Arg76

kinase 1 in DNA damage response and cell cycle

are crucial for catalysis by human PrimPol, DNA

regulation, Cell. Mol. Life Sci.,

70,

4009-4021,

Repair (Amst.), 100, 103048, doi: 10.1016/j.dnarep.

doi: 10.1007/s00018-013-1307-3.

2021.103048.

73.

Taylor, M. R. G., and Yeeles, J. T. P. (2019) Dynamics

86.

Mourón, S., Rodriguez-Acebes, S., Martínez-Jiménez,

of replication fork progression following helicase-

M. I., García-Gómez, S., Chocrón, S., Blanco, L.,

polymerase uncoupling in eukaryotes, J. Mol. Biol.,

and Méndez, J. (2013) Repriming of DNA syn-

431, 2040-2049, doi: 10.1016/j.jmb.2019.03.011.

thesis at stalled replication forks by human

74.

Byun, T. S., Pacek, M., Yee, M., Walter, J. C., and

PrimPol, Nat. Struct. Mol. Biol.,

20,

1383-1389,

Cimprich, K. A.

(2005) Functional uncoupling

doi: 10.1038/nsmb.2719.

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

РЕГУЛЯЦИЯ ДНК-ПРАЙМАЗЫ-ПОЛИМЕРАЗЫ PrimPol ЧЕЛОВЕКА

1409

87.

Martínez-Jiménez, M. I., Calvo, P. A., García-

97. Keiji, T. (2009) The proteasome: overview of structure

Gómez, S., Guerra-González, S., and Blanco, L.

and functions, Proc. Jpn., 85, 12-36, doi: 10.2183/

(2018) The Zn-finger domain of human PrimPol is

pjab/85.12.

required to stabilize the initiating nucleotide during

98. Yan, Y., Xu, Z., Huang, J., Guo, G., Gao, M., Kim, W.,

DNA priming, Nucleic Acids Res., 46, 4138-4151,

Zeng, X., Kloeber, J. A., Zhu, Q., Zhao, F., Luo, K.,

doi: 10.1093/nar/gky230.

and Lou, Z. (2020) The deubiquitinase USP36 reg-

88.

Tokarsky, E. J., Wallenmeyer, P. C., Phi, K. K., and

ulates DNA replication stress and confers therapeu-

Suo, Z. (2016) Significant impact of divalent metal ions

tic resistance through PrimPol stabilization, Nucleic

on the fidelity, sugar selectivity, and drug incorpora-

Acids Res.,

48,

12711-12726, doi:

10.1093/nar/

tion efficiency of human PrimPol, DNA Repair (Amst.),

gkaa1090.

49, 51-59, doi: 10.1016/j.dnarep.2016.11.003.

99. Yoshimura, A., Oikawa, M., Jinbo, H., Hasegawa, Y.,

89.

Traut, T. W. (1994) Physiological concentrations of

Enomoto, T., and Seki, M. (2019) WRNIP1 controls

purines and pyrimidines, Mol. Cel. Biochem., 140,

the amount of PrimPol, Biol. Pharm. Bull.,

42,

1-22, doi: 10.1007/BF00928361.

764-769, doi: 10.1248/bpb.b18-00955.

90.

McElhinny, S. A., Watts, B. E., Kumar, D.,

100. Guilliam, T. A., Jozwiakowski, S. K., Ehlinger, A.,

Watt, D. L., and Lundström, E. (2010) Abundant

Barnes, R. P., Rudd, S. G., Bailey, L. J., Skehel, J. M.,

ribonucleotide incorporation into DNA by yeast

Eckert, K. A., Chazin, W. J., and Doherty, A. J. (2015)

replicative polymerases, Proc. Natl. Acad. Sci. USA,

Human PrimPol is a highly error-prone polymerase

107, 4949-4954, doi: 10.1073/pnas.0914857107.

regulated by single-stranded DNA binding proteins,

91.

Blanco, L., Calvo, P. A., Diaz-Talavera, A., Carvalho,

Nucleic Acids Res.,

43,

1056-1068, doi:

10.1093/

G., Calero, N., Martínez-Carrón, A., Velázquez-

nar/gku1321.

Ruiz, C., Villadangos, S., Guerra, S., and Martínez-

101. Martínez-Jiménez, M. I., Lahera, A., and Blanco, L.

Jiménez, M. I. (2019) Mechanism of DNA primer

(2017) Human PrimPol activity is enhanced by RPA,

synthesis by human PrimPol, Enzymes, 45, 289-310,

Sci. Rep., 7, 783, doi: 10.1038/s41598-017-00958-3.

doi: 10.1016/bs.enz.2019.06.003.

102. Boldinova, E. O., Baranovskiy, A. G., Gagarinskaya,

92.

Butler, T. J., Estep, K. N., Sommers, J. A., Maul,

D. I., Manukyan, A. A., Makarova, A. V., and Tahirov,

R. W., Moore, A. Z., Bandinelli, S., Cucca, F., Tuke,

T. H. (2023) The role of catalytic and regulatory

M. A., Wood, A. R., Bharti, S. K., Bogenhagen,

domains of human PrimPol in DNA binding and

D. F., Yakubovskaya, E., Garcia-Diaz, M., Guilliam,

synthesis, Nucleic Acids Res., gkad507, doi: 10.1093/

T. A., Byrd, A. K., Raney, K. D., Doherty, A. J.,

nar/gkad507.

Ferrucci, L., Schlessinger, D., Ding, J., and Brosh,

103. Gagarinskaya, D. I., and Makarova, A. V.

(2020)

R. M., Jr. (2020) Mitochondrial genetic variation is

A multifunctional protein PolDIP2 in DNA

enriched in G-quadruplex regions that stall DNA

translesion synthesis, Adv. Exp. Med. Biol., 1241,

synthesis in vitro, Hum. Mol. Genet., 29, 1292-1309,

35-45, doi: 10.1007/978-3-030-41283-8-3.

doi: 10.1093/hmg/ddaa043.

104. Maga, G., Crespan, E., Markkanen, E., Imhof, R.,

93.

Boldinova, E. O., Belousova, E. A., Gagarinskaya, D.

Furrer, A., Villani, G., Hübscher, U., and Van Loon, B.

I., Maltseva, E. A., Khodyreva, S. N., Lavrik, O. I.,

(2013) DNA polymerase δ-interacting protein 2 is

and Makarova, A. V. (2020) Strand displacement

a processivity factor for DNA polymerase λ during

activity of PrimPol, Int. J. Mol. Sci., 21, 9027,

8-oxo-7,8-dihydroguanine bypass, Proc. Natl. Acad.

doi: 10.3390/ijms21239027.

Sci. USA,

110,

18850-18855, doi:

10.1073/pnas.

94.

Torregrosa-Muñumer, R., Forslund, J., Goffart, S.,

1308760110.

Pfeiffer, A., Stojkovic, G., Carvalho, G., Al-Fu-

105. Tissier, A., Janel-Bintz, R., Coulon, S., Klaile, E.,

roukh, N., Blanco, L., Wanrooij, S., and Pohjo-

Kannouche, P., Fuchs, R. P. P., and Cordonnier,

ismäki, J. L. O. (2017) PrimPol is required for repli-

A. M.

(2010) Crosstalk between replicative and

cation reinitiation after mtDNA damage, Proc. Natl.

translesional DNA polymerases: PDIP38 interacts

Acad. Sci. USA, 114, 11398-11403, doi: 10.1073/pnas.

directly with Polη, DNA Repair (Amst.), 9, 922-928,

1705367114.

doi: 10.1016/j.dnarep.2010.04.010.

95.

Mehta, K. P. M., Thada, V., Zhao, R., Krishna-

106. Guilliam, T. A., Bailey, L. J., Brissett, N. C., and

moorthy, A., Leser, M., Rose, K. L., and Cortez, D.

Doherty, A. J. (2016) PolDIP2 interacts with human

(2022) CHK1 phosphorylates PRIMPOL to promote

PrimPol and enhances its DNA polymerase activities,

replication stress tolerance, Sci. Adv., 8, eabm0314,

Nucleic Acids Res.,

44,

3317-3329, doi:

10.1093/

doi: 10.1126/sciadv.abm0314.

nar/gkw175.

96.

Bailey, L. J., Teague, R., Kolesar, P., Bainbridge,

107. Kazutoshi, K., Stojkovič, G., Velázquez-Ruiz, C.,

L. J., Lindsay, H. D., and Doherty, A. J.

(2021)

Martínez-Jiménez, M. I., Doimo, M., Laurent, T.,

PLK1 regulates the PrimPol damage tolerance

Berner, A., Pérez-Rivera, A. E., Jenninger, L.,

pathway during the cell cycle, Sci. Adv., 7, eabh1004,

Blanco, L., and Wanrooij, S. (2021) A unique argi-

doi: 10.1126/sciadv.abh1004.

nine cluster in PolDIP2 enhances nucleotide binding

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

1410

БОЛДИНОВА, МАКАРОВА

and DNA synthesis by PrimPol, Nucleic Acids Res., 49,

Odreman, F., Glatter, T., Graziano, S., Mendoza-

2179-2191, doi: 10.1093/nar/gkab049.

Maldonado, R., Marino, F., Lucic, B., Biasin, V.,

108. Tsuda, M., Ogawa, S., Ooka, M., Kobayashi, K.,

Gstaiger, M., Aebersold, R., Sidorova, J. M., Monnat,

Hirota, K., Wakasugi, M., Matsunaga, T., Sakuma, T.,

R. J., Jr., Lopes, M., and Vindigni, A. (2013) Human

Yamamoto, T., Chikuma, S., Sasanuma, H.,

RECQ1 promotes restart of replication forks reversed

Debatisse, M., Doherty, A. J., Fuchs, R. P., and

by DNA topoisomerase I inhibition, Nat. Struct. Mol.

Takeda, S. (2019) PDIP38/PolDIP2 controls the DNA

Biol., 20, 347-354, doi: 10.1038/nsmb.2501.

damage tolerance pathways by increasing the relative

117. Giansanti, C., Manzini, V., Dickmanns, A.,

usage of translesion DNA synthesis over template

Dickmanns, A., Palumbieri, M. D., Sanchi, A.,

switching, PLoS One, 14, e0213383, doi: 10.1371/

Kienle, S. M., Rieth, S., Scheffner, M., Lopes, M.,

journal.pone.0213383.

and Dobbelstein, M.

(2022) MDM2 binds and

109. Taylor, M. R. G., and Yeeles, J. T. P. (2018) The

ubiquitinates PARP1 to enhance DNA replication

initial response of a eukaryotic replisome to DNA

fork progression, Cell Rep., 39, 110879, doi: 10.1016/j.

damage, Mol. Cell,

70,

1067-1080, doi:

10.1016/

celrep.2022.110879.

j.molcel.2018.04.022.

118. Genois, M. M., Gagné, J. P., Yasuhara, T., Jackson, J.,

110. Lyu, K., Kumagai, A., and Dunphy, W. G. (2019)

Saxena, S., Langelier, M. F., Ahel, I., Bedford,

RPA-coated single-stranded DNA promotes the

M. T., Pascal, J. M., Vindigni, A., Poirier, G. G., and

ETAA1-dependent activation of ATR, Cell Cycle, 18,

Zou, L. (2021) CARM1 regulates replication fork

898-913, doi: 10.1080/15384101.2019.1598728.

speed and stress response by stimulating PARP1,

111. Van, C., Yan, S., Michael, W. M., Waga, S., and

Mol. Cell,

81,

784-800.e8, doi:

10.1016/j.molcel.

Cimprich, K. A. (2010) Continued primer synthesis

2020.12.010.

at stalled replication forks contributes to checkpoint

119. Leuzzi, G., Marabitti, V., Pichierri, P., and Franchit-

activation, J. Cell Biol., 189, 233-246, doi: 10.1083/

to, A. (2016) WRNIP 1 protects stalled forks from

jcb.200909105.

degradation and promotes fork restart after replica-

112. Vallerga, M. B., Mansilla, S. F., Federico, M. B.,

tion stress, EMBO J., 35, 1437-1451, doi: 10.15252/

Bertolin, A. P., and Gottifredi, V. (2015) Rad51 re-

embj.201593265.

combinase prevents Mre11 nuclease-dependent deg-

120. Taglialatela, A., Leuzzi, G., Sannino, V., Cuella-

radation and excessive PrimPol-mediated elongation

Martin, R., Huang, J. W., Wu-Baer, F., Baer, R.,

of nascent DNA after UV irradiation, Proc. Natl.

Costanzo, V., and Ciccia, A.

(2021) REV1-Polζ

Acad. Sci. USA, 112, 6624-6633, doi: 10.1073/pnas.

maintains the viability of homologous recombination-

1508543112.

deficient cancer cells through mutagenic repair of

113. Bai, G., Kermi, C., Stoy, H., Schiltz, C. J., Bacal, J.,

PRIMPOL-dependent ssDNA gaps, Mol. Cell, 81,

Zaino, A. M., Hadden, M. K., Eichman, B. F.,

4008-4025.e7, doi: 10.1016/j.molcel.2021.08.016.

Lopes, M., and Cimprich, K. A. (2020) HLTF pro-

121. Li, J., and Zhang, Q. (2015) Primpol mutation:

motes fork reversal, limiting replication stress resis-

functional study does not always reveal the truth,

tance and preventing multiple mechanisms of unre-

Investig. Ophthalmol. Vis. Sci.,

56,

1181-1182,

strained DNA synthesis, Mol. Cell, 78, 1237-1251.e7,

doi: 10.1167/iovs.14-16072.

doi: 10.1016/j.molcel.2020.04.031.

122. Yuan, H., Wang, Q., Li, Y., Cheng, S., Liu, J., and

114. Kang, Z., Fu, P., Alcivar, A. L., Fu, H., Redon, C.,

Liu, Y. (2020) Concurrent pathogenic variants in

Foo, T. K., Zuo, Y., Ye, C., Baxley, R., Madireddy, A.,

SLC6A1/NOTCH1/PRIMPOL genes in a Chinese

Buisson, R., Bielinsky, A., Zou, L., Shen, Z., Aladjem,

patient with myoclonic-atonic epilepsy, mild aortic

M. I., and Xia, B. (2021) BRCA2 associates with

valve stenosis and high myopia, BMC Med. Genet.,

MCM10 to suppress PRIMPOL-mediated repriming

21, 93, doi: 10.1186/s12881-020-01035-9.

and single-stranded gap formation after DNA damage,

123. Pilzecker, B., Buoninfante, O. A., Pritchard, C.,

Nat. Commun., 12, 5966, doi: 10.1038/s41467-021-

Blomberg, O. S., Huijbers, I. J., Van Den Berk,

26227-6.

P. C. M., and Jacobs, H. (2016) PrimPol prevents

115. Couch, F. B., Bansbach, C. E., Driscoll, R., Luzwick,

APOBEC/AID family mediated DNA mutagenesis,

J. W., Glick, G. G., Bétous, R., Carroll, C. M.,

Nucleic Acids Res., 44, 4734-4744, doi: 10.1093/nar/

Jung, S. Y., Qin, J., Cimprich, K. A., and Cortez, D.

gkw123.

(2013) ATR phosphorylates SMARCAL1 to prevent

124. Díaz-Talavera, A., Montero-Conde, C., Leandro-

replication fork collapse, Genes Dev., 27, 1610-1623,

García, L. J., and Robledo, M. (2022) PrimPol: a

doi: 10.1101/gad.214080.113.

breakthrough among DNA replication enzymes and a

116. Berti, M., Chaudhuri, A. R., Thangavel, S.,

potential new target for cancer therapy, Biomolecules,

Gomathinayagam, S., Kenig, S., Vujanovic, M.,

12, 248, doi: 10.3390/biom12020248.

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023

РЕГУЛЯЦИЯ ДНК-ПРАЙМАЗЫ-ПОЛИМЕРАЗЫ PrimPol ЧЕЛОВЕКА

1411

REGULATION OF HUMAN DNA PRIMASE-POLYMERASE PrimPol

Review

E. O. Boldinova^1,2* and A. V. Makarova^1,2

¹ Institute of Molecular Genetics, National Research Center “Kurchatov Institute”,

123182 Moscow, Russia; e-mail: lizaboldinova@yandex.ru

² Institute of Gene Biology, Russian Academy of Sciences, 119334 Moscow, Russia

Transmission of genetic information depends on successful completion of DNA replication. Genomic DNA

is subjected to damage on a daily basis. DNA lesions create obstacles for DNA polymerases and can lead

to replication blockage, DNA break formation, cell cycle disruption and apoptosis. Cells have adapted to

DNA damage evolving mechanisms allowing to eliminate lesions prior to DNA replication (DNA repair)

and mechanisms which help to bypass lesions during DNA synthesis (DNA damage tolerance). The sec-

ond group of pathways includes the mechanism of DNA synthesis restart at the damaged sites by DNA

primase-polymerase PrimPol. Human PrimPol was first described in 2013. The properties and functions of

PrimPol have been extensively studied in recent years, but very little is known about the regulation of Prim-

Pol and the association of the enzyme dysfunction with diseases. The present review is devoted to an anal-

ysis of the mechanisms of human PrimPol regulation in the context of DNA replication. The interaction of

PrimPol with other proteins is discussed in detail and an attempt is made to compile a possible pathway for

the regulation of human PrimPol activity. The paper also addresses the relationship of PrimPol dysfunction

with human diseases.

Keywords: primase-polymerase PrimPol, DNA synthesis restart, replication, DNA damage

БИОХИМИЯ том 88 вып. 8 2023