ПАРАЗИТОЛОГИЯ, 2020, том 54, № 3, с. 179-197.

УДК 576.895

Свет или температура?

Что и как регулирует эмиссию церкарий трематод

из моллюсков-хозяев

И. А. Левакин^b,***,К. Е. Николаев^b,****

^a Псковский государственный университет,

пл. Ленина, 2, Псков, 180000 Россия

^bЗоологический институт РАН,

Университетская наб., 1, Санкт-Петербург, 199034 Россия

*e-mail: prok58@mail.ru

**e-mail:kirill.galaktionov@zin.ru; kirill.galaktionov@gmail.com

***e-mail: ivan.levakin@zin.ru

****e-mail: kirill.nikolaev@zin.ru

Поступила в редакцию 03.04.2020 г.

После доработки 12.05.2020 г.

Принята к публикации 12.05.2020 г.

Экспериментально исследовано дифференциальное влияние света и температуры на регу-

ляцию суточной эмиссии церкарий десяти видов литоральных трематод Белого моря (Crypto-

cotyle lingua, C. concava, Himasthla elongata, H. continua, Cercaria parvicaudata, Levinseniella

brachysoma, Maritrema subdolum, Microphallus claviformis, M. similis и Paramonostomum alveatum)

и двух пресноводных видов из Чудского озера (Diplostomum pseudospathaceum и Moliniella an-

ceps). В экспериментах тестировали кратковременное (2 ч) воздействие освещенности (темнота

и свет 800 лк) и температуры (10, 20, 25 °C) на интенсивность эмиссии церкарий из заражен-

ных моллюсков-хозяев. Экспериментальная установка и схема экспериментов позволяли раз-

делить воздействие исследуемых факторов всех градаций. Выяснено, что свет играет значимую

роль в стимуляции эмиссии церкарий с пигментными глазками и личинок эхиностоматоидей

Moliniella anceps и Himasthla spp., для которых предполагается наличие непигментированных

фоторецепторов. Однако и у этих личинок в темноте эмиссия контролировалась температурой.

Практически для всех исследованных видов выявлена высокая значимость взаимодействия

факторов температуры и освещенности в регуляции эмиссии церкарий. При одних значениях

температуры освещенность может выступать как триггер эмиссии, а при других - как ингибитор.

Высказано предположение, что температурная зависимость ритмики и интенсивности суточной

эмиссии церкарий особо благоприятна в полярных широтах, где большая часть сезонного окна

трансмиссии трематод приходится на период полярного дня с незначительными изменениями

освещенности в течение суток.

Ключевые слова: трематоды, церкарии, эмиссия, освещенность, температура, Белое море,

Чудское озеро

DOI: 10.31857/S1234567806030013

179

Фаза церкарии играет исключительно важную роль в трансмиссии трематод, по-

скольку благодаря активности этой личинки происходит дисперсия инвазионного на-

чала в пространстве (Гинецинская, 1968; Галактионов, Добровольский, 1998). Еще

более масштабную, как правило, дисперсию осуществляют вторые промежуточные

хозяева (преимущественно беспозвоночные и рыбы), в которые церкарии внедряются и

в которых, пройдя той или иной сложности морфогенез, превращаются в покоящуюся

стадию - метацеркарию, инвазионную для дефинитивного хозяина. О высокой значи-

мости церкарии в жизненном цикле дигеней говорит тот факт, что, несмотря на удиви-

тельное многообразие модификаций, присущих их жизненным циклам, подавляющее

большинство видов этого таксона сохраняет фазу свободной во внешней среде церка-

рии (Cribb et al., 2003; Galaktionov, Dobrovolskij, 2003; Галактионов, 2016). Заражение

хозяев этой личинкой обеспечивается целым набором адаптаций. Прежде всего, это

адаптации, которые способствуют попаданию церкарий в «пространство хозяина» и

во «время хозяина», т. е. в ту часть биотопа, где может присутствовать хозяин и в то

время, когда его пребывание в этом биотопе наиболее вероятно (Combes, 2001). И если

первое определяется поведенческими реакциями церкарий, то второе - в основном

приуроченностью массового выхода личинок к тому времени суток, когда вероятность

встречи с хозяином наиболее велика (см. обзоры: Галактионов, Добровольский, 1998;

Théron, 2015; Prokofiev et al., 2016). Ритм эмиссии церкарий большинства видов цир-

кадный (один пик в течение суток), значительно реже встречаются ультрарадианный

(два и более пика в течение суток) и инфрарадианный (отсутствие периодичности

эмиссии на протяжении суток) ритмы (Combes, Théron, 1977).

Регулируется суточный ритм эмиссии церкарий, главным образом, двумя абиоти-

ческими факторами - освещенностью и температурой (см. обзоры: Hawking, 1975;

Pearson, 1972; Smyth, Halton, 1983; Combes et al., 1994; Théron, 2015). Разграничить

влияние этих факторов при натурных наблюдениях сложно, поскольку в естествен-

ной обстановке между ними, как правило, имеет место положительная корреляция

(Prokofiev et al., 2016). В лабораторных экспериментах по изучению ритмики эмиссии

церкарий либо задают свето-температурный режим, отличный от естественного, либо

варьируют одним из факторов (температурой или освещенностью) при константном

значении другого (например, Asch, 1972; Craig, 1975; Théron, 1975; Lewis et al., 1989;

Lo, Lee, 1996; Bell et al., 1999; Fried et al., 2002; Morley et al., 2010). По результатам

проведенных экспериментов сложилось мнение, что основная роль в регуляции ритма

суточной эмиссии церкарий принадлежит свету, а температура имеет существенно

меньшее значение (см. обзор: Théron, 2015). Заметим, что исследования подобной на-

правленности выполнены в основном на трематодах, циркулирующих в пресноводных

экосистемах умеренных и тропических широт (см. обзор: Théron, 2015). При этом

основное внимание уделялось значимым в медицинском отношении видам Schistosoma,

жизненные циклы которых связаны с экосистемами тропиков.

Работы, посвященные регуляции эмиссии церкарий морских трематод, не столь

многочисленны (например, Rees, 1948; Craig, 1975; Fingerut et al., 2003a; Mouritsen,

2002a,b; Thieltges, Rick, 2006; Koprivnikar, Poulin, 2009; Prinz et al., 2011; Born-Torrijos

et al., 2014; de Montaudouin et al., 2016), и среди них до недавнего времени не было

180

исследований на видах, циркулирующих в прибрежье морей полярных широт. Дис-

персия церкарий этих видов происходит в короткий сезон полярного дня, когда пере-

пады освещенности в течение суток несравнимо меньше, чем в умеренных широтах.

Каковой оказывается в этих условиях роль света и температуры в регуляции суточного

ритма эмиссии церкарий, мы пытались выяснить в экспериментах, поставленных как

в естественной обстановке, так и в лаборатории.

Ранее в серии натурных экспериментов мы исследовали суточный ритм эмиссии

церкарий 12 видов трематод из литоральных моллюсков Белого и Баренцева морей

(Prokofiev et al., 2016). Результаты экспериментов анализировали методом мультика-

нального сингулярного спектрального анализа (подробнее о методе см. Левакин и др.,

2013), с помощью которого удалось оценить относительный вклад освещенности и

температуры в регуляцию выхода исследованных церкарий из моллюсков-хозяев. Ока-

залось, что и в условиях полярного дня свет играет определяющую роль в регуляции

суточной ритмики эмиссии церкарий, но только тех, которые обладают пигментными

глазками (Cryptocotyle spp., Paramonostomum alveatum (Mehlis in Creplin, 1846) Lühe,

1909). Для остальных исследованных видов, включая баренцевоморских Podocotyle

atomon (Rudolphi, 1802) Odhner, 1905 и Renicola thaidus Stunkard, 1964, ведущим фак-

тором в определении ритма выхода церкарий из моллюсков-хозяев была температура

(Прокофьев 1996; Prokofiev et al., 2016).

Для беломорских видов трематод небольшой интервал между дневными максимума-

ми освещенности и температуры воды не позволяет исключить совместного воздействия

этих факторов на эмиссию церкарий. Для более четкого анализа дифференциального

вклада света и температуры в регуляцию эмиссии церкарий этих трематод были по-

ставлены лабораторные эксперименты, результаты которых приводятся в настоящей ста-

тье. Для сопоставления полученных данных по циркулирующим в полярных широтах

трематодам с теми, чей жизненный цикл реализуется в условиях умеренного климата,

нами дополнительно вовлечены в эксперименты два вида дигеней из Чудского озера.

Материал и методика

Системы паразит-хозяин

Исследование выполнено на церкариях Cryptocotyle lingua (Creplin, 1825) Fischoeder, 1903,

C. concava (Creplin, 1825) Lühe, 1899 (Heterophyidae), Himasthla elongata (Mehlis, 1831) Dietz,

1909, H. continua Loos-Frank, 1967 (Himastlidae), Moliniella anceps (Molin, 1859) Hübner, 1939

(Echinostomatidae), Cercaria parvicaudata Stunkard & Shaw, 1931 (Renicolidae), Levinseniella

brachysoma (Creplin, 1837) Stiles & Hassall, 1901, Maritrema subdolum Jägerskiöld, 1909, Mi-

crophallus claviformis (Brandes, 1888) Baer, 1944, M. similis (Jägerskiöld, 1900) Nichol, 1906

(Microphallidae), Paramonostomum alveatum (Notocotylidae) и Diplostomum pseudospathaceum

Niewiadomska, 1984 (Diplostomidae), полученных из естественно зараженных морских и пре-

сноводных моллюсков. Моллюски Peringia ulvae (syn. Hydrobia ulvae), зараженные видами

C. concava, H. continua, L. brachysoma, Ma. subdolum и Mi. claviformis, и Ecrobia ventrosa (syn.

Hydrobia ventrosa), зараженные P. alveatum, собраны на илисто-песчаной, а Littorina saxatilis,

зараженные C. lingua, H. elongata, C. parvicaudata и Mi. similis, и L. littorea, зараженные теми

же видами, что и L. saxatilis, за исключением Mi. similis, - на каменистой литорали губы Чупа

181

Кандалакшского залива Белого моря в районе Беломорской биологической станции Зоологи-

ческого института РАН (ББС ЗИН РАН) (66º20' с.ш., 33º38' в.д.) в июле-августе 1990-2012 гг.

Пресноводные пульмонаты Lymnaea stagnalis, зараженные партенитами D. pseudospathaceum

и M. anceps, собраны на побережье Псковско-Чудского озера в районе дер. Пнево Гдовского

района Псковской области (58°13' с.ш., 27°31' в.д.) в мае-октябре 2003-2004 гг.

Для выявления особей, зараженных партенитами трематод, моллюсков сразу после сбора

рассаживали поодиночке в сосуды с морской (или пресной в случае пульмонат) водой, кото-

рые помещали под лампу накаливания при средней освещенности 20000-30000 lux или на

открытой для солнца площадке. Через 0.5-1 ч чашки просматривали под стереомикроскопом

и определяли видовую принадлежность личинок трематод, выделенных зараженными особями.

При определении использовали описания личинок, приводимых в соответствующих сводках

(James,1968; Werding, 1969; Reimer, 1971; Подлипаев, 1979; Deblock, 1980; Галактионов, 1988;

Galaktionov, Skirnisson, 2000).

Все вовлеченные в анализ церкарии принадлежат широко распространенным видам трема-

тод, циркулирующим в прибрежье морей и пресноводных бассейнах Северной Европы. Отме-

тим, что Cercaria parvicaudata, по-видимому, является младшим синонимом Renicola roscovita

(Stunkard, 1932) (см. Galaktionov, Skírnisson, 2000). Принадлежность нотокотилидных церкарий

Cercaria Notocotylidae sp. No 11 Deblock, 1980 к виду Paramonostomum alveatum определена

в серии экспериментальных заражений (Skirnisson, Galaktionov, 2014; Gonchar, Galaktionov,

2016). Экземпляры моллюсков, инвазированные одним и тем же видом трематод, отсаживали в

сосуд с морской или пресной водой и использовали в дальнейшей работе. Для каждого нового

эксперимента проводили отдельный сбор моллюсков.

Схема экспериментов

Эксперименты с зараженными морскими моллюсками выполнены в лаборатории ББС ЗИН

РАН, а с пресноводными - на полевом стационаре Псковского государственного университета

(ПГУ) на Чудском озере (дер. Пнево). Для нивелирования циркадного ритма эмиссии перед

проведением эксперимента моллюсков содержали в аэрируемых прозрачных контейнерах ем-

костью 1-3 л (в зависимости от размера моллюсков), помещенных в термостат при стабильных

условиях температуры (15 °C) и освещенности (4000 лк). При отсутствии термо- и фотопериода

эмиссия церкарий из зараженных моллюсков не прекращается, но через некоторое время ис-

чезает ее циркадный ритм (Williams et al., 1984). Выбор температуры определялся тем, что она

приблизительно соответствовала средней летней температуре воды на побережье Белого моря

и обычна в Чудском озере в июне-начале июля, когда проводился сбор моллюсков. Уровень

освещенности примерно соответствовал естественной в пасмурный день в умеренных широтах.

Время содержания моллюсков в стабильных условиях определяли как время исчезновения

достоверных различий между числом церкарий, выделявшихся за два следующих подряд по-

лусуточных периода. Эти периоды подбирались таким образом, что в один из них входило

время максимальной суточной эмиссии церкарий, а во второй - минимальной. После каждого

полусуточного выдерживания моллюсков в стабильных условиях воду из контейнеров сливали

в другие емкости, а сосуды с моллюсками вновь заполняли водой. В емкостях со слитой водой

подсчитывали число выделившихся церкарий. Предварительно в эти сосуды добавляли 5 %

спиртовой раствор йода (до приобретения водой светлого желтоватого оттенка). При этом ли-

чинки обездвиживались, окрашивались в коричневый цвет и оседали на дно. Это значительно

облегчало их подсчет, который проводили под стереомикроскопом путем последовательного

удаления церкарий капиллярной пипеткой.

182

Свежие порции воды отбирали из естественной среды обитания экспериментальных живот-

ных: из Чудского озера в районе полевого стационара ПГУ для содержания Lymnaea stagnalis

и из Белого моря в районе ББС ЗИН РАН для морских моллюсков. Соленость воды в Белом

море в период исследований составляла 25-27 ppt. В качестве корма для P. ulvae и E. ventrosa

использовали высушенные и измельченные в ступке талломы морских зеленых водорослей

Cladophora sp. и Entheromorpha sp.; для Littorina spp. - фрагменты талломов бурой водоросли

Saccharina latissima, а для L. stagnalis - побеги Elodea canadensis.

В эксперименты вовлекали моллюсков, демонстрирующих равномерную суточную эмиссию.

Использованные в экспериментах значения температуры (10, 20, 25 °C) входят в диапазон зна-

чений, обычных в летний период для прибрежных вод Белого моря и Псковско-Чудского озера.

Освещенность 8000 лк примерно соответствует таковой в тени в солнечный день в умеренных

широтах (Schlyter, 2006). Схема экспериментов приведена в табл. 1. Моллюсков, зараженных

одним видом трематод, разделяли на 6 групп (I-VI) по 6 особей. Каждую группу содержали

в течение суток в отдельном аэрируемом контейнере при освещенности 4000 лк и наличии корма.

Две группы (I и II) содержали при температуре 10 °C, две группы (III и IV) - при температуре

20 °C и две группы (V и VI) - при температуре 25 °C. Затем моллюсков помещали индиви-

дуально в емкости со свежей водой (пресной или морской в зависимости от вида моллюска)

с температурой, соответствующей температуре содержания моллюсков. Объем емкостей соот-

ветствовал размеру моллюска: 10 мл для P. ulvae и E. ventrosa, 25 мл для L. saxatilis и 300 мл

для L. littorea и L. stagnalis. Емкости с моллюсками групп I, III и V экспонировали 2 ч при

высокой освещенности (8000 лк), а емкости с моллюсками групп II, IV и VI такое же время

содержали в темноте (0 лк). Затем моллюсков переносили в новые емкости со свежей водой и

следующие 2 ч содержали в альтернативных условиях освещенности: нечетные группы (I, III

и V) при 0 лк, а четные группы (II, IV и VI) при 8000 лк. Температуру содержания моллюсков

при всех этих манипуляциях не меняли: 10 °C для групп I и II, 20 °С для групп III и IV и 25 °C

для групп V и VI (табл. 1). Через 2 ч моллюсков возвращали в аэрируемые контейнеры и со-

держали в течение 3 сут при температуре 15 °C и освещенности 4000 лк при наличии корма.

По окончанию этого срока температурные условия проведения эксперимента изменяли, ци-

клически “смещая” температуры для групп моллюсков: группы I и II помещали в температуру

20 °C, группы III и IV в 25 °C, а группы V и VI в 10 °C (табл. 1). После суточного содержа-

ния моллюсков при этих температурах и освещенности 4000 лк эмиссию церкарий оценивали

в течение двух двухчасовых интервалов в альтернативных условиях освещенности (0 и 8000

лк - см. табл. 1). Затем моллюсков опять выдерживали в течение 3 сут при температуре 15 °C

и освещенности 4000 лк. Вслед за этим температурные условия содержания групп моллюсков

меняли еще раз, помещая группы I и II в 25 °C, группы III и IV в 10 °C, а группы V и IV в 20 °C.

При этих температурах и освещенности 4000 лк моллюсков, как и в предыдущем эксперименте,

выдерживали одни сутки. Затем, не меняя температуры содержания, их попеременно помеща-

ли на 2 ч в темноту (0 лк) и в условия освещенности 8000 лк (см. табл. 1). В каждом случае

регистрировали число эмитированных церкарий.

Таким образом, эмиссию церкарий из каждого вовлеченного в эксперименты моллюска оцени-

вали для всех возможных комбинаций трех значений температуры (10 °C, 20 °C и 25 °C) и двух

значений освещенностей (0 лк и 8000 лк). Подсчет церкарий в емкостях, в каждой из которых

находилась одна особь моллюска в течение каждого из экспериментов, проводили по той же

методике, что и в ходе предварительной акклимации моллюсков перед началом экспериментов.

183

Таблица 1. Схема проведения экспериментов по определению влияния температуры и осве-

щенности воды на эмиссию церкарий

Table 1. Scheme of experiments determining the effect of water temperature and illumination on

cercarial emergency, Roman numerals indicate groups of molluscs (see text for explanations)

Температура, °C

Освещенность,

лк

Время содержания, ч

4000

I, II

III, IV

V, VI

8000

III

4000

I-VI

4000

V, VI

I, II

III, IV

8000

III

4000

I-VI

4000

III, IV

V, VI

I, II

8000

III

П р имеч ан ие. Римскими цифрами обозначены группы моллюсков (пояснения в тексте).

Анализ данных

Статистическую обработку данных проводили в соответствии со стандартными рекомен-

дациями (Sokal, Rolf, 1995). Для оценки достоверности различий в количестве церкарий, эми-

тированных из зараженных моллюсков в стабильных условиях в течение двух полусуточных

интервалов, использовали парный t-критерий Стьюдента. Для оценки достоверности влияния

температуры, освещенности и взаимодействия этих факторов на эмиссию церкарий каждого вида

трематод использовали двухфакторный дисперсионный анализ для Бокс-Кокс преобразованных

данных (x_i*=(x_iλ-1)/λ). Полученные средние и границы их доверительных интервалов подвергали

обратному преобразованию. Силу влияния факторов оценивали по методу Плохинского (Лакин,

1990). Достоверность групповых отличий оценивали по Тюки (Tukey’s HSD-test).

Результаты

При содержании в стабильных условиях (температура 15 °C и освещенность 4000

лк) выделение церкарий из морских литоральных моллюсков становилось практически

равномерным через 3-6 суток. У церкарий же D. pseudospathaceum и M. anceps, вы-

деляемых из озерных моллюсков, это происходило только на 52-60-е сутки.

184

Анализ результатов лабораторных экспериментов показал, что температура воды

всегда значимо влияла на интенсивность эмиссии церкарий из моллюсков-хозяев -

более высокая температура сильнее стимулировала их выход (табл. 2). Влияние осве-

щенности было значимо только у некоторых из исследованных нами видов (табл. 2).

По степени воздействия температуры и освещенности на эмиссию церкарий из

моллюска-хозяина виды трематод, вовлеченные в эксперименты, можно разделить на две

группы. В первую группу вошли церкарии Himasthla spp., M. anceps, Cryptocotyle spp.

и P. alveatum: влияние света на эмиссию личинок было высоко достоверным (табл. 2).

Высокая освещенность значимо стимулировала эмиссию церкарий этих трематод

при 10 °C (post-hoc Tukey’s HSD-test: P << 0.01) и 20 °C (post-hoc Tukey’s HSD-test:

P < 0.01). Исключение составил вид C. concava, число личинок которого, выделен-

ных из моллюска-хозяина при 20 °C на свету и в темноте, значимо не различалось

(post-hoc Tukey’s HSD-test: P > 0.05). Доля дисперсии, объясненной влиянием света и

температуры, у Cryptocotyle spp. и M. anceps были сходными, тогда как у H. elongata

и в меньшей степени у H. continua значение этого показателя для температуры было

существенно выше. При этом у Himasthla spp. высокой была и доля дисперсии, объ-

ясненная взаимодействием обоих тестируемых факторов (табл. 2).

Таблица 2. Влияние света и температуры на интенсивность выхода церкарий из моллюска-

хозяина по материалам проведенных экспериментов

Table 2. Influence of light and temperature on the intensity of cercarial emergency from the mol-

luscan host according to provided experiments

Вид трематод

Фактор

P(F)

η², %

P(η²)

(вид моллюска-хозяина)

<< 0.01

22.1

<< 0.01

Himasthla elongata

Свет

< 0.01

4.9

< 0.05

(Littorina littorea)

Взаимодействие

<< 0.01

23.7

< 0.01

факторов

<< 0.01

24.8

<< 0.01

Свет

<0.01

3.4

>0.05

H. elongata (L. saxatilis)

Взаимодействие

<<0.01

26.6

<0.01

факторов

<<0.01

17.8

<<0.01

Свет

<<0.01

10.1

<0.01

H. continua (Peringia ulvae)

Взаимодействие

<<0.01

23.2

<0.01

факторов

<< 0.01

28.1

<< 0.01

Свет

> 0.05

1.4

> 0.05

Cercaria parvicaudata (L. littorea)

Взаимодействие

<0.05

5.2

>0.05

факторов

<<0.01

29.5

<<0.01

Свет

<0.05

2.7

>0.05

C. parvicaudata (L. saxatilis)

Взаимодействие

>0.05

2.4

>0.05

факторов

185

Таблица 1. Продолжение

Table 1. Continuation

Вид трематод

Фактор

P(F)

η², %

P(η²)

(вид моллюска-хозяина)

<0.01

7.9

<0.05

Свет

<0.01

9.6

<0.01

Cryptocotyle lingua (L. littorea)

Взаимодействие

<<0.01

15.6

<0.01

факторов

<0.01

6.6

<0.05

Свет

<0.01

10.6

<0.01

C. lingua (L. saxatilis)

Взаимодействие

<<0.01

14.7

<0.05

факторов

<0.05

5.0

>0.05

Свет

<0.01

6.1

<0.01

C. concava (P. ulvae)

Взаимодействие

<0.01

13.9

<0.05

факторов

<<0.01

24.8

<<0.01

Свет

>0.05

2.8

>0.05

Microphallus similis (L. saxatilis)

Взаимодействие

>0.05

3.1

>0.05

факторов

<<0.01

23.7

<<0.01

Свет

>0.05

0.0

>0.05

M. claviformis (P. ulvae)

Взаимодействие

<0.05

6.5

>0.05

факторов

<<0.01

21.3

<<0.01

Свет

>0.05

0.6

>0.05

Maritrema subdolum (P. ulvae)

Взаимодействие

>0.05

3.7

>0.05

факторов

<0.01

14.7

<0.01

Свет

>0.05

0.5

>0.05

Levinseniella brachysoma (P. ulvae)

Взаимодействие

>0.05

0.2

>0.05

факторов

<0.01

11.8

<0.01

Paramonostomum alveatum

Свет

<<0.01

12.0

<0.01

(Ecrobia ventrosa)

Взаимодействие

<<0.01

13.7

<0.05

факторов

<<0.01

19.4

<<0.01

Moliniella anceps (Lymnaea

Свет

<<0.01

14.6

<<0.01

stagnalis)

Взаимодействие

<<0.01

24.2

<0.01

факторов

<<0.01

42.2

<<0.01

Diplostomum pseudospathaceum (L.

Свет

>0.05

1.9

>0.05

stagnalis)

Взаимодействие

<0.01

5.1

>0.05

факторов

186

При 25 °C на свету число выделенных личинок Himasthla spp. было несколько

меньше, чем в темноте (post-hoc Tukey’s HSD-test: P < 0.05). У всех представителей

первой группы число личинок, выделенных на свету при разной температуре, досто-

верно не различалось (post-hoc Tukey’s HSD-test: P > 0.05). В то же время в темноте

повышение температуры оказывало значимое (post-hoc Tukey’s HSD-test: P < 0.05)

положительное воздействие на эмиссию церкарий.

Вторую группу составили церкарии C. parvicaudata, D. pseudospathaceum,

L. brachysoma, Ma. subdolum, Mi. claviformis и Mi. similis. На их эмиссию из моллюсков-

хозяев освещенность не оказывала заметного влияния - вклад этого фактора объяснял

менее 3 % дисперсии и был в большинстве случаев (за исключением C. parvicaudata из

L. saxatilis и Mi. similis) недостоверен (табл. 2). В то же время увеличение температуры

приводило и к увеличению числа выделенных из моллюсков личинок. При этом число

эмитированных на свету и в темноте церкарий при одной и той же температуре значимо

не различалось (post-hoc Tukey’s HSD-test: P > 0.05). Исключение составили C. parvi-

caudata из L. littorea и D. pseudospathaceum, у которых при 25 °C число выделенных

на свету личинок было значимо меньше, чем в темноте (post-hoc Tukey’s HSD-test:

P < 0.05). При этом число выделенных из L. littorea на свету церкарий C. parvicaudata

значимо не различалось на всем диапазоне тестированных в эксперименте температур.

обсуждение

Результаты выполненных нами экспериментов подтверждают сформированные ранее

представления (см. Введение) о том, что как свет, так и температура могут служить

регуляторами эмиссии церкарий. Однако степень влияния этих факторов различна

у личинок разных видов.

Влияние света на эмиссию церкарий

Свет играл значимую роль только в стимуляции выхода из зараженных моллюсков

церкарий первой группы. Таким образом были подтверждены результаты, полученные

ранее в ходе натурных экспериментов (Prokofiev et al., 2016). В первую группу вошли

личинки, имеющие пигментированные фоторецепторы (глазки) (Cryptocotyle spp. и

P. alveatum), а также церкарии M. anceps и Himasthla spp., таковыми не обладающие.

Ведущая роль света в регуляции эмиссии описана и для других имеющих глазки церка-

рий, например для шистосом (Schistosoma spp.) (см. обзоры: Combes et al., 1994; Théron,

2015). Однако и у них, как и у церкарий рассматриваемых нами видов, температура

также играет определенную роль в регуляции этого процесса. Так, при содержании

зараженных шистосмами моллюсков в условиях отсутствия выраженного фотопериода,

эмиссия церкарий регулировалась температурой (Valle et al., 1973; Nojima et al., 1981).

У личинок, не обладающих глазками, но у которых в регуляции эмиссии роль из-

менений освещенности значима, по-видимому, имеются непигментированные фото-

рецепторы. Такие фоторецепторы, наряду с пигментированными, описаны у церка-

187

рий Cryptocotyle lingua (Rees, 1975) и некоторых шистосом птиц и млекопитающих

(Sopott-Ehlers et al., 2003). Ресничные непигментированные фоторецепторы выявлены у

мирацидиев эхиностом Echinostoma spp. (Fournie, 1984). Для церкарий эхиностоматид

(Echinostomatidae sensu lato - см. Tkach et al., 2016), включая M. anceps, и для химаст-

лид (Himasthlidae) Himasthla spp. показан отчетливо выраженный фототаксис (Haas

et al., 2008; Прокофьев, 2013), что также указывает на наличие у этих личинок фото-

рецепторов. Поскольку свет определен как основной регулятор эмиссии и для других

лишенных глазков церкарий, например для эхиностоматид Euparyphium albuferensis и

E. recurvatum (Toledo et al., 1999; Morley et al., 2010) и филофтальмид Philophthalmus

rhionica (Атаев, 1991), то можно предположить, что непигментированные фоторецеп-

торы достаточно широко распространены среди личинок трематод. Кроме того, нельзя

исключить и существование светочувствительных тегументальных рецепторов, что

предполагается для церкарий ряда трематод (Platt et al., 2016).

Однако само по себе наличие у церкарий фоторецепторов (по крайней мере, непиг-

ментированных) не служит еще указанием на то, что регуляция их эмиссии осущест-

вляется именно светом. При электронно-микроскопическом исследования церкарий

D. pseudospathaceum у них обнаружены непигментированные фоторецепторы (И.М.

Подвязная, персональное сообщение). Личинки этого вида обладают положительной

фотореакцией (Прокофьев, 2013), но значимого влияния на эмиссию церкарий освещен-

ность не оказывает. Судя по результатам наших экспериментов, этот процесс у церкарий

D. pseudospathaceum контролируется практически исключительно температурой (табл.

2). Эмиссия церкарий близкородственного вида Diplostomum spathaceum из пульмонат

Lymnaea stagnalis также не зависит от изменения освещенности (Lyholt, Buchmann,

1996), хотя эти личинки демонстрируют положительную фотореакцию (Haas et al.,

2008). Ориентация на свет помогает церкариям Diplostomum выходить в верхние слои

воды, где сосредотачивается молодь рыб (вторые промежуточные хозяева), и избегать

попадания в затененные участки водоема (например, под листья), где вероятность

встречи с хозяином ниже (Прокофьев, 2006; Haas et al., 2008). Однако для церкарий

Diplostomum освещенность не играет роль триггера эмиссии.

Проведенные на Белом море наблюдения in situ за суточной ритмикой выделения

церкарий из зараженных литоральных моллюсков продемонстрировали, что макси-

мумы эмиссии церкарий совпадают с максимальной за день освещенностью толь-

ко у имеющих глазки личинок C. lingua, C. concava и P. alveatum (Prokofiev et al.,

2016). В то же время пики выделения церкарий H. elongata и H. continua наблюдались

в период максимального за день прогрева воды (Prokofiev et al., 2016). Это также сви-

детельствует в пользу того, что регуляция эмиссии церкарий химастлид определяется,

вероятно, температурой.

Видимо, у Himasthla spp. и свет, и температура играют роль в регуляции эмиссии

церкарий, на что указывает высокая доля дисперсии, объясненная взаимодействием

этих факторов (табл. 2). Свет служит триггером плавательной активности (Fingerut

188

et al., 2003a). Присущий церкариям химастлид отрицательный фототаксис способствует

их активному уходу из освещенной зоны и удержанию в затененных придонных слоях

воды, где они затягиваются токами воды во вводные сифоны своих вторых промежуточ-

ных хозяев - бивальвий (Fingerut et al., 2003a; Zimmer et al., 2009; Nikolaev et al., 2017).

Возникает закономерный вопрос, а как же улавливают свет личинки, находящиеся

в закрытых раковиной частях тела моллюсков-хозяев? Тонкие раковины моллюсков,

что характерно для многих пульмонат, даже темные, проницаемы для световых лучей

(см. обзор: Théron, 2015). Другое дело моллюски с непрозрачной или малопрозрачной

раковиной, каковой обладают и вовлеченные в наши эксперименты морские гастроподы.

Как правило, церкарии, по выходу из партенит, мигрируют по лакунам гемоцеля мол-

люсков и скапливаются преимущественно в синусах мантии (см. обзор: Гинецинская,

1968). По-видимому, для стимуляции выделения церкарий из моллюсков с непрозрачной

раковиной достаточен свет, проникающий под раковину при вытягивании головы и ноги

во время ползания моллюсков. Еще одна возможность - это влияние освещенности на

физиологическую активность моллюсков-хозяев, изменения которой могут улавливать

церкарии и/или производящие их партениты (Anderson et al., 1976). Предположение это

дискуссионное, поскольку в серии специальных экспериментов на ряде видов трематод

подобной связи выявлено не было (Théron, 1975, 1980, 1989; Mouahid, Théron, 1986;

Williams, Gilbertson, 1983; Williams et al., 1984) (однако см. ниже).

Влияние температуры на эмиссию церкарий

В отличие от света, температура регулировала интенсивность эмиссии церкарий

всех вовлеченных в эксперименты видов во всех исследованных сочетаниях моллюск-

хозяин-вид трематод. Кратковременность экспозиции при экспериментальной темпе-

ратуре позволяет не принимать в расчет ее влияние на скорость развития церкарий

в партенитах. В то же время температура значимо влияет на этот процесс (Гинецинская,

1968; Erasmus, 1972; Атаев, 1991; Morley, Lewis, 2013), но для адаптации партенит и

эмбрионов церкарий к новым температурным условиям и, соответственно, для умень-

шения или увеличения скорости репродукции и/или развития эмбрионов церкарий

требуется достаточно длительное время. В тех немногих экспериментах, в которых

анализировалось воздействие температуры на развитие партенит и церкарий трематод,

эффект наблюдался только при содержании зараженных моллюсков при определенной

температуре в течение срока от нескольких недель до нескольких месяцев (Stierwalt,

1954; Dinnik, Dinnik, 1964; Катков, 1980; Атаев, 1991).

По-видимому, увеличение интенсивности эмиссии церкарий с ростом температуры

определяется более интенсивным выделением накапливающегося в партенитах и/или

в гемоцеле моллюска запаса вполне сформированных и готовых к выходу личинок.

Этому способствует увеличение двигательной активности личинок при росте темпе-

ратуры (Fingerut et al., 2003b; Koprivnikar et al., 2010), что и акселерирует процесс

их выделения из моллюска-хозяина. В пользу такой трактовки эффекта температуры

189

свидетельствует отсутствие значимых различий между числом выделенных на свету

церкарий первой группы на всем диапазоне тестированных в экспериментах темпе-

ратур. Высокая освещенность провоцировала быстрое выделение всего накопленного

в моллюсках-хозяевах запаса сформированных церкарий, что нивелировало эффект

повышения температуры, отчетливо выраженный в темноте. Если бы содержание мол-

люсков при более высокой температуре (20 °С и 25 °С) в предшествующие эксперименту

сутки привело к значимому увеличению интенсивности развития церкарий в парте-

нитах, то следовало бы ожидать и увеличения числа выделенных на свету церкарий.

У личинок второй группы интенсивность эмиссии полностью контролировалась

температурой при минимальном вкладе в регуляцию этого процесса освещенности

(табл. 2). Даже у представителей первой группы в темноте эмиссия церкарий находилась

под контролем температуры. Температура, судя по доле объясненной этим фактором

дисперсии (табл. 2), служит и более значимым, чем свет, фактором, контролирующим

выделение церкарий исследованных видов Himasthla spp. Это подтверждают и уже

отмечавшиеся выше результаты исследования ритмики эмиссии церкарий этих видов

на Белом море, в ходе которых выявлено совпадение суточного пика эмиссии церка-

рий с суточным максимумом температуры воды, но отставание на 2 ч от максимума

освещенности (Prokofiev et al., 2016). Видимо, у Himasthla spp. и свет и температура

играют роль в регуляции эмиссии церкарий, на что указывает высокая доля диспер-

сии, объясненной взаимодействием этих факторов (табл. 2). О высокой значимости

температуры в регуляции эмиссии церкарий говорит и тот факт, что в отсутствие

фотопериода заданный в эксперименте термопериод регулирует ход этого процесса

у личинок тех видов, триггером эмиссии у которых служит свет (Nojima et al., 1981;

Nojima, Sato, 1982; Lewis et al., 1989).

Взаимодействие температуры и освещенности

в регуляции эмиссии церкарий

У церкарий Himasthla spp. и некоторых видов, отнесенных нами ко второй группе,

сочетание максимальной освещенности (8000 лк) с высокой температурой оказывало

ингибирующее воздействие на процесс эмиссии. Температура 25 °С находится у верх-

ней границы диапазона температурного оптимума для эмиссии церкарий, жизнедея-

тельность которых проходит в водоемах умеренных широт (Morley et al., 2010; Morley,

Lewis, 2013). При более высокой температуре имеет место угнетение эмиссии. Видимо,

в условиях близкой к супраоптимальной для эмиссии температуры воздействие еще

одного фактора высокой интенсивности (освещенность) и послужило причиной угнете-

ния эмиссии. Это подтверждают и результаты экспериментов по воздействию освещен-

ности на эмиссию церкарий Himasthla elongata из беломорских моллюсков Littorina

littorea, тестированных при более дробном диапазоне температуры и освещенности,

чем в описанных в настоящей статье опытах (Прокофьев и др., 2017). По результатам

этих экспериментов после достижения оптимальной для эмиссии церкарий темпера-

190

туры (18-20 °С), при ее дальнейшем повышении интенсивность эмиссии снижалась,

причем в большей степени это было выражено при высокой освещенности (2500 лк).

Освещенность может оказывать ингибирующее воздействие на эмиссию церкарий

(Wagenbach, Alldredge, 1974; Craig, 1975; Théron, 1975; Lewis et al., 1989; McCarthy,

1999). Не исключено, что высокая интенсивность освещения может ингибировать

активность церкарий некоторых трематод (Chapman, 1974; Rea, Irwin, 1992). Ингиби-

рующим воздействием света, по-видимому, объясняется отсутствие значимых разли-

чий в выходе церкарий C. parvicaudata из L. littorea на свету в диапазоне температур

10-25 °С. Интенсивность выделения церкарий этого вида из L. saxatilis при 20 °C

и 25 °C на свету также была ниже, чем в темноте, хотя значимость этих различий

и не достигала 95% уровня. В естественных условиях максимум эмиссии церкарий

C. parvicaudata из моллюсков Littorina spp. на Белом море наблюдался примерно через

4 ч после дневного максимума освещенности (Prokofiev et al., 2016), что также ука-

зывает на ингибирующее воздействие на этот процесс света высокой интенсивности.

Освещенность может оказывать и ингибирующее воздействие на эмиссию церка-

рий M. similis и L. brachysoma, пики выхода которых из моллюсков-хозяев приуро-

чены к сумеречным часам (Prokofiev et al., 2016). По-видимому, церкарии обладают

восприимчивостью к незначительным изменениям в уровне освещенности. Эту вос-

приимчивость невозможно было выявить в настоящем исследовании с применением

двух градаций освещенности - темноты и яркого света. В описываемых в настоящей

статье экспериментах воздействие температуры (высоко значимое) и освещенности

(не значимое) на эмиссию личинок M. similis и L. brachysoma не отличалось от та-

кового для церкарий других микрофаллид - M. claviformis и M. subdolum. Заметим,

что у личинок всех микрофаллид пигментированные фоторецепторы отсутствуют,

а непигментированные не обнаружены. В то же время светочувствительные рецеп-

торы, по крайней мере, у церкарий M. similis, M. claviformis и M. subdolum имеются,

поскольку они проявляют слабо выраженную фотореакцию (Прокофьев, 1997, 2006).

Возможно, эти личинки обладают так называемой "кожной светочувствительностью"

("dermal light sense"), наличие которой предполагается у церкарии микрофаллид (Mc-

Carthy et al., 2002; Smith, Cohen, 212). Видимо, под этим названием подразумеваются

ассоциированные с тегументом светочувствительные сенсиллы.

Нельзя исключить и возможности влияния температуры и света на эмиссию церка-

рий опосредованно, через изменение под влиянием этих факторов физиологического

состояния моллюска-хозяина. Моуритсен (Mouritsen, 2002b) продемонстрировал, что

эмиссия церкарий M. subdolum из моллюсков Peringia ulvae в датской части Ваттового

моря (Danish Wadden Sea, 54°56′ с.ш., 8°39′ в.д.) во многом контролируется активностью

моллюсков. Поскольку активность P. ulvae возрастала на свету, то и интенсивность

эмиссии церкарий M. subdolum также при этом увеличивалась. Наши эксперименты

не выявили связи уровня освещенности и эмиссии церкарий M. subdolum из беломор-

ских P. ulvae, но показали высокую значимость влияния на этот процесс температуры.

Эмиссия личинок M. subdolum, так же как и M. claviformis, из P. ulvae на Белом море

191

фактически повторяет суточный ход температуры, а пик эмиссии наступает несколько

позже дневного максимума освещенности (Prokofiev et al., 2016).

По-видимому, отмеченные различия в роли освещенности и температуры в регуля-

ции эмиссии церкарий M. subdolum на Белом море и в Ваттовом море определяются

локальными адаптациями трематод. На протяжении большей части теплого сезона

(с июня по август), когда возможна трансмиссия трематод (окно трансмиссии), суточ-

ные изменения освещенности на Белом море (66° с.ш.) в условиях полярного дня не

столь контрастны как в Ваттовом море (55° с.ш.). По-видимому, локальные различия

в степени воздействия на эмиссию церкарий литоральных трематод абиотических

факторов, регулирующих этот процесс, - явление не редкое. Недавно Копривникар и

Поулин (Koprivnikar, Poulin, 2009) установили, что температура оказывает различное

воздействие на эмиссию церкарий Maritrema novaezealandensis и Acanthoparyphium sp.

в разных участках литорали вдоль побережья Новой Зеландии.

Помимо региональных (локальных) адаптаций, имеются и адаптации к биотопу,

в котором протекает эмиссия церкарий. На это указывают результаты акклимации

зараженных моллюсков перед постановкой лабораторных экспериментов. Для сгла-

живания ритма выхода церкарий из морских литоральных моллюсков потребовалось

на порядок меньше времени, чем из озерных. По-видимому, высокая пластичность

литоральных трематод связана с их циркуляцией в нестабильных условиях морской

литорали, где имеет место контрастная смена факторов среды (прежде всего, тем-

пературы окружающей среды) на протяжении приливного цикла. Это согласуется

с данными, в соответствии которым значимые температурные изменения не сказывается

на физиологическом состоянии первых промежуточных хозяев трематод - литоральных

моллюсков (Vladimirova, 2000). Условия в пресных водоемах более стабильны и пред-

сказуемы. Возможно, поэтому генетическое определение ритмики эмиссии церкарий

выявлено у шистосом, связанных своими жизненными циклами с пресноводными

моллюсками (Théron, Combes, 1988; Pages, Théron, 1990; Lu et al., 2009; Théron, 2015).

Заключение

Проведенное исследование показало, что повышение температуры в пределах опти-

мального диапазона всегда приводит к интенсификации эмиссии церкарий у видов,

для которых свет не служит триггером этого процесса (Cercaria parvicaudata, Diplos-

tomum pseudospathaceum, Levinseniella brachysoma, Maritrema subdolum, Microphallus

claviformis и M. similis). Однако и у видов, ритм эмиссии церкарий которых контроли-

руется светом (Himasthla elongata, H. continua, Moliniella anceps, Cryptocotyle lingua,

C. concava и Paramonostomum alveatum), в условиях затемнения повышение темпера-

туры стимулирует увеличение числа выделенных личинок. Такая температурная за-

висимость ритмики и интенсивности суточной эмиссии церкарий приобретает особое

значение в полярных широтах, где значительная часть сезонного окна трансмиссии

трематод приходится на период полярного дня. Кроме того, уровень освещенности

в течение светового дня подвержен более сильным колебаниям, чем суточный ход

температуры.

192

Ритм эмиссии церкарий адаптивен и зависит в первую очередь от особенностей

поведения и активности хозяев (см. обзоры: Гинецинская, 1968; Person, 1972; Гинецин-

ская, Добровольский, 1983; Combes, 2001; Галактионов, Добровольский, 1998; Prokofiev

et al., 2016). Если попадание во «время хозяина» определяется суточной ритмикой

эмиссии личинок, то выход в «пространство хозяина», его поиск и заражение опреде-

ляется поведением церкарий в водоеме. При этом используются разные поведенческие

реакции - реагирование на затенение, упругие колебания, химические сигналы и т. п.

(см. обзоры: Combes et al., 1994; Haas, 2003; Прокофьев, Галактионов, 2009). Для пер-

вых церкариям требуются фоторецепторы, которые могут быть использованы и для

определения оптимального времени выхода из моллюска-хозяина. Для личинок, поиск

хозяев у которых не связан с фоторецепцией, определяющим фактором, регулирующим

ритмику выхода из моллюска-хозяина, становится температура - наиболее значимый

фактор, определяющий все стороны жизнедеятельности эктотермных животных.

Корреляция уровня освещенности и температуры воды в водоеме высока, поэтому

не удивительна выявленная в настоящем исследовании высокая значимость взаимодей-

ствия этих факторов. Причем при одних значениях температуры освещенность может

выступать как триггер эмиссии, а при других - как ингибитор и vice versa. Очевидно,

что для познания механизмов регуляции эмиссии церкарий во всей полноте и для

перехода к более широким обобщениям требуются дальнейшие экспериментальные ис-

следования различных систем моллюск-хозяин-вид трематод с тестированием влияния

на этот процесс широкого диапазона условий температуры и освещенности, а также их

взаимодействия. Результаты такого рода исследований позволят, в том числе, с большей

объективностью прогнозировать для трансмиссии трематод последствия происходя-

щих изменений климата, в наибольшей степени выраженных в арктических районах.

Благодарности

Включенные в настоящее сообщение результаты получены при финансовой под-

держке темы государственного задания AAAA-A19-119020690109-2 (Зоологический

институт РАН) и проектов РФФИ № 16-04-00753 и № 18-05-60157.

Список литературы

Атаев Г.Л. 1991. Влияние температуры на развитие и биологию редий и церкарий Philophthalmus rhionica

(Trematoda). Паразитология 25 (4): 349-359.

Галактионов К.В. 1988. Церкарии и метацеркарии Levinseniella brachysoma (Trematoda, Microphallidae) из

беспозвоночных Белого моря. Паразитология 22 (4): 304-311.

Галактионов К.В. 2016. Эволюция и биологическая радиация трематод: краткий очерк идей и мнений. В

кн.: Галактионов К.В. (ред.) Коэволюция паразитов и хозяев. СПб., Зоологический институт РАН,

Труды ЗИН РАН, т. 320, Приложение 4, 74-126.

Галактионов К.В., Добровольский А.А. 1998. Происхождение и эволюция жизненных циклов трематод.

СПб., Наука, 404 с.

Гинецинская Т.А. 1968. Трематоды, их жизненные циклы, биология и эволюция. Л., Наука, 410 с.

Гинецинская Т. А., Добровольский А. А. 1983. Жизненный цикл трематод как система адаптаций. В кн.:

Полянский Ю.И. (ред.). Свободноживущие и паразитические беспозвоночные (морфология, биология,

эволюция). Л., Труды Биологического НИИ ЛГУ. № 34, 112-157.

193

Катков М. В. 1980. Экспериментальное изучение биологии партенит Liorchis scotiae (Willmott, 1950) Velichko,

1966 (Trematoda: Paramphistomidae). В кн.: Вирбицкас И.Б. (ред.). Вопросы паразитологии водных

беспозвоночных животных. Вильнюс, 46-48.

Лакин Г.Ф. 1990. Биометрия. 4 изд. М., Высшая школа, 352 с.

Левакин И.А., Николаев К.Е., Галактионов К.В. 2013. Опыт использования сингулярного спектрального

анализа в паразитологии: динамика зараженности моллюсков Hydrobia ventrosa партенитами тре-

матод Cryptocotyle concavum и Bunocotyle progenetica на Белом море. Паразитология 47 (1): 23-37.

Подлипаев С.А. 1979. Партениты и личинки трематод литоральных моллюсков восточного Мурмана. В

кн.: Полянский Ю.И. (ред.). Экологическая и экспериментальная паразитология. Л., Издательство

ЛГУ. Вып. 2, 41-61.

Прокофьев В.В. 1996. Влияние температуры и освещенности воды на ритм суточной эмиссии церкарий

Podocotyle atomon (Trematoda, Opecoelidae). Паразитология 30 (1): 32-38.

Прокофьев В.В. 1997. Реакции на свет церкарий морских литоральных трематод Cryptocotyle sp. (Heterophyidae)

и Maritrema subdolum (Microphallidae). Зоологический журнал 76 (3): 275-280.

Прокофьев В.В. 2006. Стратегии заражения животных-хозяев церкариями трематод: опыт анализа в экоси-

стемах прибрежья морей и озер северо-запада России. Дис. … докт. биол. наук. СПб., 545 с.

Прокофьев В.В. 2013. Реакции на свет церкарий Diplostomum chromatophora (Trematoda, Diplostomidae).

Паразитология 47 (4): 288-298.

Прокофьев В.В., Галактионов К.В. 2009. Стратегии поискового поведения церкарий трематод. Труды ЗИН

РАН 313 (3): 308-318.

Прокофьев В.В., Левакин И.А., Николаев К.Е., Галактионов К.В. 2017. Свет и температура - взаимодействие

факторов в определении интенсивности эмиссии церкарий Himasthla elongata (Trematoda, Digenea,

Himasthlidae). Паразитология 51 (6): 457-465.

Anderson P., Nowosielski J., Croll N. 1976. The emergence of cercariae of Trichobilharzia ocellata and its relation-

ship to the activity of its snail host Lymnaea stagnalis. Canadian Journal of Zoology 54 (9): 1481-1487.

Asch H.L. 1972. Rhythmic emergence of Schistosoma mansoni cercariae from Biomphalaria glabrata: control by

illumination. Experimental Parasitology 31 (3): 189-198.

Bell A.S., Sommerville C., Gibson D.I. 1999. Cercarial emergence of Ichthyocotylurus erraticus (Rudolphi, 1809),

I. variegatus (Creplin, 1825) and Apatemon gracilis (Rudolphi, 1819) (Digenea: Strigeidae): contrasting

responses to light:dark cycling. Parasitology Research 85 (5): 387-392

Born-Torrijos A., Holzer A.S., Raga J.A., Kostadinova A. 2014. Same host, same lagoon, different transmission

pathways: effects of exogenous factors on larval emergence in two marine digenean parasites. Parasitology

Research 113 (2): 545-554.

Chapman H.D. 1974. The behaviour of the cercaria of Cryptocotyle lingua. Zeitschrift für Parasitenkunde 44 (3):

211-226.

Combes C. 2001. Parasitism. The Ecology and Evolution of Intimate Interactions. Chicago and London, The

University of Chicago Press, 728 p.

Combes C., Fournier A., Moné H., Théron A. 1994. Behaviours in trematode cercariae that enhance parasite

transmission: patterns and processes. Parasitology 109 (S1): S3-S13.

Combes C., Théron A., 1977. Rythmes d’émergence des cercaires de Trématodes et leur intérêt dans l’infestation

de l’homme et des animaux. In: Excerta Parasitologica en Memoria del Doctor Eduardo Caballero y Ca-

ballero. Mexico, 141-150

Craig L.H. 1975. Himasthla quissetensis and Lepocreadium setiferoides: emergence patterns from their molluscan

host, Nassarius obsoletus. Experimental Parasitology 38 (1): 56-63.

Deblock S. 1980. Inventaire des trématodes larvaires parasites des mollusques Hydrobia (Prosobranches) des côtes

de France. Parassitologia 22: 1-105.

de Montaudouin X., Blanchet H., Lavesque N., Desclaux-Marchand C., Bachelet G. 2016. Cockle infection by

Himasthla quissetensis - I. From cercariae emergence to metacercariae infection. Journal of Sea Research

113: 99-107.

Dinnik J.A., Dinnik N.N. 1964. The influence of temperature on the succession of rediae and cercariae generations

of Fasciola gigantica in a snail host. Parasitology 54 (1): 59-65.

Erasmus D.A. 1972 The Biology of Trematodes. London, Edward Arnold, 312 p.

Fingerut J.T., Zimmer C.A., Zimmer R.K. 2003a. Patterns and processes of larval emergence in an estuarine

parasite system. The Biological Bulletin 205 (2): 110-120.

194

Fingerut J.T., Zimmer C.A., Zimmer R.K. 2003b. Larval swimming overpowers turbulent mixing and facilitates

transmission of a marine parasite. Ecology 84 (9): 2502-2515.

Fournier A. 1984. Photoreceptors and Photosensitivity in Platyhelminthes In: Ali M.A. (ed.). Photoreception and

Vision in Invertebrates. New York - London, Plenum Publishing Corporation, 217-239.

Fried B., La Terra R., Kim Y. 2002. Emergence of cercariae of Echinostoma caproni and Schistosoma mansoni from

Biomphalaria glabrata under different laboratory conditions. Journal of Helminthology 76 (4): 369-371.

Galaktionov K.V., Dobrovolskij A.A. 2003. The biology and evolution of trematodes: an essay on the biology,

morphology, life cycles, transmission, and evolution of digenetic trematodes. Boston, Dordrecht, London,

Kluwer Academic Publ., 592 p.

Galaktionov K.V., Skírnisson K. 2000. Digeneans from intertidal molluscs of SW Iceland. Systematic Parasitol-

ogy 47 (2): 87-101.

Gonchar A.G., Galaktionov K.V. 2016. Substratum preferences in two notocotylid (Digenea, Notocotylidae) cercariae

from Hydrobia ventrosa at the White Sea. Journal of Sea Research 113: 115-118.

Haas W. 2003. Parasitic worms: strategies of host finding, recognition and invasion. Zoology, 106 (4): 349-364.

Haas W., Beran B., Loy C. 2008. Selection of host’s habitat by cercariae: from laborаtory experiments to the field.

Journal of Parasitology 94(6): 1233-1238.

Hawking F. 1975. Circadian and other rhythms of parasites. Advances in Parasitology 13: 123-182.

James B.L. 1968. The distribution and keys of species in the family Littorinidae and their digenean parasites, in

the region of Dale, Pembrokeshire. Field Studies 2: 615-650.

Koprivnikar J., Lim D., Fu C., Brack S.H.M. 2010. Effects of temperature, salinity, and pH on the survival and

activity of marine cercariae. Parasitology Research 106 (5): 1167-1177.

Koprivnikar J., Poulin R. 2009. Effects of temperature, salinity, and water level on the emergence of marine

cercariae. Parasitology Research 105 (4): 957-965.

Lewis M.C., Welsford I.G., Uglem G.L. 1989. Cercarial emergence of Proterometra macrostoma and P. edneyi

(Digenea: Azygiidae): contrasting responses to light: dark cycling. Parasitology 99 (2): 215-223.

Lo C.T., Lee K.M. 1996. Pattern of emergence and the effects of temperature and light on the emergence and

survival of heterophyid cercariae (Centrocestus formosanus and Haplorchis pumilio). The Journal of Para-

sitology 82 (2): 347-350.

Lu D.-B., Wang T.-P., Rudge J.W., Donnelly C.A., Fang G.-R., Webster J.P. 2009. Evolution in a multi-host parasite:

chronobiological circadian rhythm and population genetics of Schistosoma japonicum cercariae indicates

contrasting definitive host reservoirs by habitat. International Journal for Parasitology 39 (14): 1581-1588.

McCarthy A.M. 1999. Photoperiodic cercarial emergence patterns of the digeneans Echinoparyphium recurvatum

and Plagiorchis sp. from a mixed infection in Lymnaea peregra. Journal of Helminthology 73 (1): 59-62.

McCarthy H.O., Fitzpatrick S., Irwin S.W.B 2002. Life history and life cycles: production and behavior of trema-

tode cercariae in relation to host exploitation and next-host characteristics. The Journal of Parasitology

88(5): 910-918.

Morley N.J., Adam M.E., Lewis J.W. 2010. The effects of host size and temperature on the emergence of Echi-

noparyphium recurvatum cercariae from Lymnaea peregra under natural light conditions. Journal of Hel-

minthology 84 (3): 317-326.

Morley N.J., Lewis J.W., 2013. Thermodynamics of cercarial development and emergence in trematodes. Parasi-

tology 140 (10): 1211-1224.

Mouahid A., Théron A. 1986. Schistosoma bovis: patterns of cercarial emergence from snails of the genera Bulinus

and Planorbarius. Experimental Parasitology 62 (3): 389-393.

Mouritsen K.N. 2002a. The Hydrobia ulvae-Maritrema subdolum association: influence of temperature, salinity,

light, water-pressure and secondary host exudates on cercarial emergence and longevity. Journal of Hel-

minthology 76 (4): 341-347.

Mouritsen K.N. 2002b. The Hydrobia ulvae-Maritrema subdolum association: cercarial emergence controlled by

host activity. Journal of Helminthology 76 (4): 349-353.

Nikolaev K.E., Prokofiev V.V., Levakin I.A., Galaktionov K.V. 2017. How the position of mussels at the intertidal

lagoon affects their infection with the larvae of parasitic flatworms (Trematoda: Digenea): a combined

laboratory and field experimental study. Journal of Sea Research 128: 32-40.

Nojima H., Sato A., 1982. Schistosoma mansoni and Schistosoma haematobium: emergence of schistosome cercariae

from snails with darkness and illumination. Experimental Parasitology 53 (2): 189-198.

195

Nojima H., Sato A., Matsunaga K. 1981. The emergence of schistosome cercariae from the snails. 3. Combined

effect of light and temperature on the emergence of Schistosoma mansoni and S. haematobium cercariae.

Japanese Journal of Parasitology 30 (5): 405-415.

Pages J.R., Théron A. 1990. Analysis and comparison of cercarial emergence rhythms of Schistosoma haematobium,

S. intercalatum, S. bovis, and their hybrid progeny. International Journal for Parasitology 20 (2): 193-197.

Pearson J.C. 1972. A phylogeny of life-cycle patterns of the Digenea. Advances in Parasitology 10: 153-189.

Platt T.R., Burnside L., Bush E. 2009. The role of light and gravity in the experimental transmission of Echinos-

toma caproni (Digenea: Echinostomatidae) cercariae to the second intermediate host, Biomphalaria glabrata

(Gastropoda: Pulmonata). The Journal of Parasitology 95(3): 512-516.

Prinz K., Kelly T.C., O’Riordan R.M., Culloty S.C. 2011. Factors influencing cercarial emergence and settlement

in the digenean trematode Parorchis acanthus (Philophthalmidae). Journal of the Marine Biological As-

sociation of the United Kingdom 91 (8): 1673-1679.

Prokofiev V.V., Galaktionov K.V., Levakin I.A., 2016. Patterns of parasite transmission in polar seas: daily rhythms

of cercarial emergence from intertidal snails. Journal of Sea Research 113: 85-98.

Rea J.G., Irwin S.W.B. 1992. The effects of age, temperature, light quantity and wavelength on the swimming

behaviour of the cercariae of Cryptocotyle lingua (Digenea: Heterophyidae). Parasitology 105 (1): 131-137.

Rees F.G. 1975. Studies on the pigmented and unpigmented photoreceptors of the cercaria of Cryptocotyle lingua

(Creplin) from Littorina littorea (L.). Proceedings of the Royal Society of London. Series B 188 (1091):

121-138.

Rees G. 1948. A study of the effect of light, temperature and salinity on the emergence of Cercaria purpurae

Lebour from Nucella lapillus (L.). Parasitology 38 (4): 228-242.

Reimer L.W. 1971. Neue Cercarien der Ostsee mit einer Diskussion ihrer möglichen Zuordnung und einem Bestim-

mungsschlüssel. Parasitologische Schriftenreihe 21: 125-149.

Schlyter P. 2006. Radiometry and photometry in astronomy FAQ. http://stjarnhimlen.se/comp/radfaq. html#10

Skírnisson K., Galaktionov K.V. 2014. Um stranddoppu og fuglasníkjudýrin sem hún fóstrar á Ísland [On the mud-

snail Ecrobia ventrosa and its digenean larvae infections in Iceland]. Náttúrufræðingurinn 84 (3-4): 89-98.

Smith N.F., Cohen J.H. 2012. Comparative photobehavior of marine cercariae with differing secondary host prefer-

ences. The Biological Bulletin 222 (1): 74-83.

Smyth J.D., Halton D.W. 1983. The Physiology of Trematodes. 2nd edition. Cambridge, Cambridge University

Press, 446 p.

Sokal R.R., Rohlf F.J., 1995. Biometry, third ed. New York, W. H. Freeman and Company, 887 p.

Stirewalt M.A. 1954. Effect of snail maintenance temperatures on development of Schistosoma mansoni. Experi-

mental Parasitology 3 (6): 504-516

Théron A. 1975. Chronobiologie des cercaires de Ribeiroia marini (Faust et Hoffmann, 1934) parasite de Biom-

phalaria glabrata: action de la photopériode sur le rythme d'émission. Acta Tropica 32 (4): 309-316.

Théron A., 1980. Mise en évidence de races chonobiologiques de Schistosoma mansoni, agent de la bilharziose,

à partir de cinétiques d'émission cercarienne. Comptes Rendus de l’Acade´mie des Sciences, Paris 291:

279-282.

Théron A., 1989. Hybrids between Schistosoma mansoni and S. rodhaini: characterization by cercarial emergence

rhythms. Parasitology 99 (2): 225-228.

Théron A. 2015. Chronobiology of trematode cercarial emergence: from data recovery to epidemiological, ecologi-

cal and evolutionary implications. Advances in Parasitology 88: 123-164.

Théron A., Combes C., 1988. Genetic analysis of cercarial emergence rhythms of Schistosoma mansoni. Behavior

Genetics 18 (2): 201-209.

Thieltges D.W., Rick J. 2006. Effect of temperature on emergence, survival and infectivity of cercariae of the

marine trematode Renicola roscovita (Digenea: Renicolidae). Diseases of Aquatic Organisms 73 (1): 63-68.

Tkach V.V., Kudlai O., Kostadinova A. 2016. Molecular phylogeny and systematics of the Echinostomatoidea

Looss, 1899 (Platyhelminthes: Digenea). International Journal for Parasitology 46 (3): 171-185.

Toledo R., Muñoz-Antoli C., Esteban J.G. 1999. Production and chronobiology of emergence of the cercariae of

Euparyphium albuferensis (Trematoda: Echinostomatidae). The Journal of Parasitology 85 (2): 263-267.

Valle C., Pellegrino J., Alvarenga N. 1973. Rhythmic emergence of Schistosoma mansoni cercariae from Biom-

phalaria glabrata: influence of temperature. Revista do Instituto de Medicina Tropical de Sao Paulo 15

(4): 195-201.

196

Wagenbach G.E., Alldredge, A.L. 1974. Effect of light on the emergence pattern of Plagiorchis micracanthos

cercariae from Stagnicola exilis. The Journal of Parasitology 60 (5): 782-785.

Werding B. 1969. Morphologie, Entwicklung und Ökologie digener Trematoden-Larven der Strandschnecke Lit-

torina littorea. Marine Biology 3 (4): 306-333.

Williams C.L., Gilbertson D.E., 1983. Altered feeding response as a cause for the altered heart-beat rate and

locomotor activity of Schistosoma mansoni-infected Biomphalaria glabrata. The Journal of Parasitology

69 (4): 671-676.

Williams C.L., Wessels W.S., Gilbertson D.E. 1984. Comparison of the rhythmic emergence of Schistosoma

mansoni cercariae from Biomphalaria glabrata in different lighting regimens. The Journal of Parasitology

70 (3): 450-452.

Zimmer R.K., Fingerut J.T., Zimmer C.A., 2009. Dispersal pathways, seed rains, and the dynamics of larval

behavior. Ecology 90 (7): 1933-1947.

LIGHT OR TEMPERATURE?

WHAT REGULATES THE EMERGENCY of TREMATODE Cercariae

from the MOLLUSCAN HOSTS AND HOW IT IS DONE

V. V. Prokofiev, K. V. Galaktionov, I. A. Levakin, K. E. Nikolaev

Keywords: trematodes, cercarial emergency, light, temperature, White Sea, Lake Chudskoe

Summary

The aim of the study was to reveal the differential effect of light and temperature on the regulation

of daily cercarial emergency of littoral trematodes transmitted in the subarctic White Sea (66º20' N,

33º38' E) and the Lake Chudskoe (58°13' N, 27°31' E) from their molluscan hosts. Cercariae of 10

species of marine trematodes - Cryptocotyle lingua, C. concava (Heterophyidae), Himasthla elongata,

H. continua (Himastlidae), Cercaria parvicaudata (Renicolidae), Levinseniella brachysoma, Marit-

rema subdolum, Microphallus claviformis, M. similis (Microphallidae), Paramonostomum alveatum

(Notocotylidae) and two freshwater species - Diplostomum pseudospathaceum (Diplostomidae) and

Moliniella anceps (Echinostomatidae) were involved in the study. A short-term (2 h) effect of darkness

and illumination (800 lux) and temperature (10, 20, and 25 °C) on the intensity of cercarial emergency

from the infested molluscan hosts has been tested. The experimental setup and scheme of experiments

allowed separating the influence of the investigated factors of all gradations.

The results of the experiments showed that light played a significant role only in the stimulation

of emergency of cercariae with pigment eyespots and for which the presence of non-pigmented pho-

toreceptors was assumed. However, the emergency of these larvae was temperature-controlled in the

darkness, and in Himasthla spp. this factor was more significant than light. For all other cercariae,

including D. pseudospathaceum larvae with non-pigmented photoreceptors, the emergence rate was

almost completely controlled by temperature with minimal contribution of light in regulation of this

process. Statistically reliable significance of interaction of factors of temperature and illumination

in regulation of cercarial emergency was revealed virtually for all studied species. Illumination had

an inhibitory effect on the emergency of C. parvicaudata, L. brachysoma and M. similis cercariae,

whose daily emergency maximum under natural conditions was timed to twilight hours. In combina-

tion with a temperature close to the supra-optimal for cercarial emergency, light reduced its intensity

in H. elongata and a number of larvae without photoreceptors. The temperature dependence of the

rhythm and intensity of the daily cercarial output is particularly important in polar latitudes, where a

significant part of the seasonal ‘transmission window’ for trematodes falls on the period of polar day

with minor daily changes in illumination.

197