ПАРАЗИТОЛОГИЯ, 2020, том 54, № 6, с. 443-469.

УДК 76.895.122: 595.7

ФИЗИОЛОГО-ЭКОЛОГИЧЕСКИЕ АСПЕКТЫ

ВЗАИМООТНОШЕНИЙ МЕЖДУ ЭНТОМОПАТОГЕННЫМИ

ГРИБАМИ (ASCOMYCOTA, HYPOCREALES) И НАСЕКОМЫМИ

^aИнститут систематики и экологии животных СО РАН,

ул. Фрунзе, 11, Новосибирск, 630091 Россия

* e-mail: yarosl@inbox.ru

Поступила в редакцию 27.08.2020 г.

После доработки 17.10.2020 г.

Принята к публикации 20.10.2020 г.

В обзоре кратко обобщены сведения о факторах вирулентности энтомопатогенных аскоми-

цетов и защитных реакциях насекомых-хозяев. Особое внимание уделено влиянию различных

экологических факторов (температура, токсиканты, сопутствующие инфекции, симбиотические

организмы и паразитоиды) на физиологические аспекты взаимоотношений между насекомыми-

хозяевами и энтомопатогенными грибами. На основе проведенного анализа мы предполагаем,

что длительные стрессирующие воздействия (такие как пониженные температуры, природные

и синтетические токсиканты, бактериальные инфекции) приводят к подавлению большого ком-

плекса клеточных и гуморальных защитных реакций, а также к онтогенетическим нарушениям

у насекомых. Это может приводить к резкому повышению восприимчивости к энтомопато-

генным грибам. Понимание данных механизмов имеет значение для развития новых подходов

к биологическому контролю экономически значимых видов насекомых.

Ключевые слова: иммунитет насекомых, Beauveria, Metarhizium, система паразит-хозяин,

экологические факторы

DOI: 10.31857/S1234567806060012

Энтомопатогенные аскомицеты среди паразитов насекомых

К настоящему времени паразитов рассматривают как неотъемлемую часть есте-

ственных экосистем, оказывающих большое влияние на их функционирование. Данная

группа организмов зачастую играет решающую роль не только в динамике популяций и

сообществ хозяев, но и в структуре пищевых цепей, внося значимый вклад в биомассу

443

и энергетический поток. Особое место среди паразитических организмов занимают

паразитические грибы, в том числе поражающие насекомых.

В свою очередь насекомые представляют собой самую большую и разнообразную

группу животных на Земле. Они также являются хозяевами или источниками пита-

тельных веществ для огромного количества паразитов, патогенов и хищников. Более

700 известных видов грибов адаптировались к жизни за счет насекомых (Roberts,

Humber, 1981). За исключением основных высших базидиомицетов, паразитические

виды встречаются в каждом основном таксономическом подразделении грибов и оби-

тают почти во всех экосистемах. Наибольшее количество видов грибов, способных

поражать насекомых, относится к порядку Hypocreales (Ascomycota, Sordariomycetes).

Среди представителей Hypocreales патогенность по отношению к насекомым - доволь-

но древний признак, о чём свидетельствуют окаменелости в янтаре раннего мелового

периода (в пределах 98-112 миллионов лет назад) (Sung et al., 2008). Считается, что

возникновение энтомопатогенности среди грибов приходится на период адаптации

насекомых к покрытосеменным растениям (Sung et al., 2008).

В силу того, что паразитические аскомицеты широко распространены в природе и

активно используются в производстве биологических препаратов, то в данном обзоре

мы остановимся на взаимоотношениях грибов именно этой таксономической группы

и насекомых различных отрядов. Эволюция этих организмов привела к существо-

ванию групп с разными типами размножения. В частности, телеоморфных грибов,

в жизненном цикле которых всегда присутствует половая стадия, и анаморфных,

у которых данная стадия образуется крайне редко и локально либо полностью утрачена.

Последних ранее относили к формальному отделу Deuteromycota (= Аnamorphic fungi).

В настоящее время широкое использование молекулярно-генетических методов при-

водит к таксономическому объединению анаморфных и телеоморфных видов и родов

(Sung et al., 2007; Kepler et al., 2017). Однако эти две группы грибов демонстрируют

значительные различия в их экологии. В частности, для анаморфных форм (Beauveria,

Metarhizium, Isaria и др.) характерны широкий спектр насекомых-хозяев, космополити-

ческое распространение, эвритопность, факультативно-сапротрофное питание, возмож-

ность развития в ризосфере или внутренних тканях растений (Vega, 2018). Напротив,

телеоморфные грибы (Cordyceps, Ophiocordyceps и др.), как правило, стенотопны,

имеют ограниченный спектр хозяев, локальное распространение, характеризуются

более сложными, длительными жизненными циклами и облигатным паразитизмом.

Подавляющее большинство работ по физиологии паразит-хозяинных отношений вы-

полнено на анаморфных грибах Beauveria и Metarhizium.

Энтомопатогенные аскомицеты известны с первой половины XVIII в. и являются

первыми описанными в литературе энтомопатогенными организмами (Коваль, 1984).

444

Микозы, вызываемые аскомицетами, часто встречаются в популяциях насекомых самых

разных отрядов, вызывая их гибель на энзоотическом или эпизоотическом уровнях.

Однако использование энтомопатогенных аскомицетов в качестве продуцентов био-

препаратов встречает ряд трудностей, связанных с нестабильной эффективностью. Это

обусловлено существенной зависимостью выживаемости пропагул грибов от факторов

внешней среды, а также от физиологического состояния насекомых хозяев. Поэтому для

понимания взаимоотношений в исследуемых паразит-хозяинных системах необходим

анализ механизмов вирулентности грибов, защитных систем хозяев, а также влияния

средовых факторов на физиологию обоих звеньев системы.

Этапы патогенеза и факторы вирулентности грибов

Инфицирование грибами насекомых может происходить через различные участки

тела. Для некоторых грибов может наблюдаться определённая органотропная приуро-

ченность. Энтомопатогенные грибы являются единственными микроорганизмами на-

секомых, способными инфицировать хозяев через поверхностные структуры, за счет

адгезии к кутикуле и последующего проникновения через этот барьер (Борисов и др.,

2001; Thomas, Read, 2007). Возможность грибковой пероральной инфекции была также

описана в ряде работ, однако этот способ проникновения исследован слабо (обзор:

Mannino et al., 2019). С появлением новых технологий секвенирования стали доступны

геномы основных энтомопатогенных грибов и было описано много грибных генов,

потенциально способных обеспечить оральную инфекцию. Среди грибов, геномы

которых были секвенированы, Beauveria bassiana (Bals.-Criv.) Vuill имеет большое ко-

личество сходных генов с не грибными патогенами, в частности с бактериями Bacillus

thuringiensis Berliner, способными синтезировать внутриклеточный дельта эндотоксин

и вызывать кишечные токсикозы у насекомых (Mannino et al., 2019).

Инфицирование насекомых грибами можно условно разделить на несколько этапов,

первый - это адгезия конидий к поверхности кутикулы. Адгезия происходит за счёт

неспецифических гидрофобных и электростатических взаимодействий между кутику-

лой насекомого и конидиями. Вклад в прикрепление конидий к кутикулярной поверх-

ности могут внести неровности, шероховатости и различные выросты кутикулы. Хотя

определяющим является химический состав верхнего слоя, то есть кутикулина, как

части эпикутикулы (Vega et al., 2012). Большое значение в формировании гидрофобных

связей между конидиями и кутикулой играют неполярные липиды: жирные кислоты,

длинноцепочечные углеводороды и воска (восковые эфиры) кутикулина (Pedrini et al.,

2007). На адгезию конидий к кутикуле могут оказывать существенное влияние ряд

белков грибов. Например, у грибов Metarhizium имеются адгезин-подобные белки

Mad1 и Mad2, играющие существенную роль при патогенезе насекомых, а также при

445

взаимодействии с ризосферой растений (Barelli et al., 2011). Данные небольшие белки

(молекулярная масса менее 20 kDa) могут играть определяющую роль в вирулентности

грибов (Sevim et al., 2012; Jiang et al., 2020). Энтомопатогенные аскомицеты могут

экспрессировать два класса гидрофобинов (HYD), которые могут играть различную

роль в адгезии и последующем развитии этих грибов (Wosten, 2001; Bayry et al., 2012).

Кроме того, гидрофобиновые белки могут модулировать иммунные реакции организма

хозяина. Среди энтомопатогенных грибов гидрофобиновые белки MacHYD3, локали-

зованные на поверхности конидий Metarhizium acridium (Driver & Milner) J.F. Bisch.,

Rehner & Humber могут активировать как гуморальный, так и клеточный иммунитет

саранчи Locusta migratoria manilensis (Meyen) (Jiang et al., 2020). Также в клеточных

стенках конидий энтомопатогенных грибов имеются негидрофобные белки, в частности

у Metarhizium CPW10, участвующие во взаимодействии конидий с поверхностными

структурами кутикулы насекомых (Li et al., 2010).

После адгезии грибов на поверхности кутикулы начинается этап дифференциации

инфекционных структур - формирования ростковых трубок и аппрессориев. Значитель-

ную роль в этих процессах играет липидный обмен грибов, зависящий от композици-

онного состава углеводородов и жирных кислот эпикутикулы (Ortiz-Urquiza, Keyhani,

2013; Keyhani, 2018). Насекомые с преобладанием насыщенных (линейных или раз-

ветвленных) углеводородов в эпикутикуле обычно более чувствительны к грибам, по

сравнению с насекомыми, у которых преобладают ненасыщенные углеводороды (Pedrini

et al., 2007). Углеводороды являются важным питательным источником для энтомопа-

тогенных грибов. Например, виды Metarhizium утилизируют насыщенные линейные и

разветвленные углеводороды (Napolitano, Juarez, 1997), что способствует успешному

формированию ростковых трубок и аппрессориев и в итоге усиливает вирулентность

(Jarrold et al., 2007; Lin et al., 2011). Удаление углеводородов с кутикулы насекомых

с помощью растворителей (н-гексан, пентан) приводит к ингибированию прорастания

конидий грибов. Жирные кислоты, как правило, демонстрируют фунгистатический

эффект, при этом они также могут оказывать влияние на продукцию гидролитических

ферментов грибов и дифференциацию инфекционных структур (Ment et al., 2013;

Wronska et al., 2018). Помимо углеводородов и жирных кислот в кутикуле насекомых

могут детектироваться бензохиноны (и другие альдегиды и кетоны), жирные спир-

ты, терпены и другие вещества, которые ингибируют прорастание энтомопатогенов

(Pedrini et al., 2018).

При формировании указанных инфекционных структур и проникновении через

кутикулу грибы начинают выделять различные ферменты, гидролизирующие кути-

кулярные слои, а также токсины. Среди гидролизирующих белков стоит отметить

группу ферментов: комплекс цитохромов Р450, эндохитиназ и протеаз. Цитохром

446

Р450-зависимые монооксигеназы грибов участвуют в деградации углеводородов и

жирных кислот насекомых. Так, ряд генов цитохрома Р450 был охарактеризован для

грибов B. bassiana (CYP52X1) (Zhang et al., 2012) и Metarhizium robertsii J.F. Bisch.,

S.A. Rehner & Humber (CYP52X2) (Lin et al., 2011). Мутанты с нефункционирующими

генами CYP52X1 теряют вирулентность при топикальном заражении насекомых, но

сохраняют ее при инъекциях грибов в гемоцель (Zhang et al., 2012), что доказывает

важность монооксигеназ при развитии грибов на/в кутикуле. Эндохитиназы действу-

ют непосредственно на хитин, один из основных компонентов кутикулы насекомых.

Например, M. anisopliae имеет эндохитиназы, кодируемые генами Chit1 (Anwar et al.,

2019). Протеазы разрушают белки кутикулы, в первую очередь прокутикулы (St. Leger

et al., 1995; 1996; Dhar et al., 2010). В частности, субтилизины семейства Pr1 могут

иметь ключевое значение во время проникновения гриба через кутикулу и определять

вирулентность видов Metarhizium и Beauveria. Отметим, что виды грибов с широким

кругом хозяев обладают большими спектрами протеаз, липаз, монооксигеназ и других

ферментов по сравнению со специализированными видами (Zheng et al., 2011; Xiao

et al., 2012; Hu et al., 2014). Ферменты действуют в сочетании с механическим давле-

нием гриба на кутикулу. Показано, что ослабление тургорного давления у M. robertsii

путем удаления гена MrHex1, связанного с функционированием гифальных септ, при-

водит к нарушениям в формировании аппрессориев и падению вирулентности при

кутикулярном инфицировании насекомых, но не при инъецировании (Tang et al., 2020).

После проникновения через кутикулу в гемоцель развитие грибов происходит

в форме гифальных тел. В целях предотвращения действия защитных систем организма,

а также действия осмотического давления внутри гемоцеля некоторые грибы экспрес-

сируют ряд генов, отвечающих за синтез осмосенсоров Mos1(Wang et al., 2008) или

кодирующих белок защитного покрытия (Mcl1) (Wang, St Leger, 2006). Эффективное

поглощение питательных веществ даёт возможность паразитическим грибам быстро

увеличивать собственную массу внутри хозяина. В организме насекомых большую роль

в успешном развитии гриба начинают играть вторичные метаболиты энтомопатогенов,

влияя на выживаемость грибов и на активность физиологических систем организма

насекомых (Charnley, 2003; Molnar et al., 2010; Donzelli, Krasnoff, 2016). Причём стоит

отметить, что грибы могут продуцировать большое количество вторичных метаболитов,

способных влиять на различные физиологические процессы хозяев, ингибировать им-

мунные реакции, менять поведение насекомых. Например, деструксины (циклические

пептидные токсины) Metarhizium вызывают нарушение работы кальциевых каналов,

функций цитоскелета и вызывают апоптоз гемоцитов, что приводит к значительной

супрессии фагоцитоза и инкапсуляции (Charnley, 2003; Wang et al., 2012; Lu, St Leger,

2016). Кроме того, декструксины способны ингибировать синтез антимикробных пеп-

447

тидов, оказывать влияние на экспрессию ингибиторов сериновых протеиназ, подавлять

меланизацию и влиять на уровень экспрессии генов, кодирующих антиоксидантные

ферменты хозяина (Pal et al., 2007; Han et al., 2013). Однако вклад деструксинов

в вирулентность грибов Metarhizium остается дискуссионным. В недавних работах было

показано, что уровень продукции деструксинов в хозяевах при патогенезах намного

ниже доз, необходимых для парализации и гибели хозяев (Rios-Moreno et al., 2017). Ряд

авторов регистрировал положительную корреляцию между продукцией деструксинов и

уровнем вирулентности по отношению к саранчовым и чешуекрылым (Kershaw et al.,

1999; Wang et al., 2012), тогда как другие (Donzelli et al., 2012) показали, что генный

нокаут синтеза деструксинов в M. robertsii не приводит к снижению вирулентности

по отношению к Spodoptera exigua (Hbn), Galleria mellonella L. и Tenebrio molitor L.,

по сравнению с исходным штаммом. Ряд вторичных метаболитов, по всей видимости,

служит для подавления конкурентной бактериальной флоры при развитии микозов.

Например, установлено, что ооспореин B. bassiana действует как антибактериальный

компонент на конечных стадиях развития микоза в вощинной огневке, позволяя грибу

максимально использовать ткани хозяина и затем спорулировать на его поверхности

(Fan et al., 2017).

После колонизации тела хозяина гифальными телами в гемоцеле образуется скле-

роций (плотное скопление мицелия), а затем наблюдается обратный рост гиф и форми-

рование дочернего спороношения в виде конидий (для анаморфных форм) или стром

с перитециями (для телеоморфных форм) на поверхности хозяина. Интересно, что

данный процесс не всегда может быть реализован. Многие генетические дерегуляции

могут приводить к нарушению формирования дочернего спороношения и бактери-

альному распаду трупов (Huang et al., 2015; Fan et al., 2017; Kryukov et al., 2019; Xie

et al., 2019). Вероятно, формирование мицелия и спор на погибших от грибной инфек-

ции насекомых, - весьма деликатный процесс, который зависит от многих генетических

изменений у грибных патогенов.

Иммунный ответ хозяина

При проникновении через кутикулу и формировании гифальных тел в гемоцеле

грибы сталкиваются с иммунной системой насекомых, с гуморальной и клеточной.

Эти две системы действуют синхронно, обеспечивая достаточно высокий уровень

защиты организма. В первую очередь стоит отметить, что в составе грибных стенок

присутствуют компоненты, содержащие β-1,3-гликаны, которые представляют собой

паттерны, способные модулировать иммунный ответ насекомых (Hillyer, 2016; Chen,

Lu, 2018). Так, β-1,3-гликаны могут связываться β-1,3-гликан распознающими белка-

ми (βGRP), также известными как грам-негативные связывающие белки (GNBP), что

448

приводит к активации профенолоксидазного (ПФО) каскада и синтеза антимикроб-

ных пептидов (АМП). В Drosophila mellanogaster Meigen β-1,3-гликаны распознаются

GNBP-3, которые запускают активацию Toll пути (Hoffmann, 2003; Gottar et al., 2006).

Считается, что экспрессия АМП, таких как цекропины А1, дрозомицины, мечнико-

вины и др., индуцирует защиту против грибной инфекции. У тутового шелкопряда

Bombyx mori L. имеется четыре βGRP (Tanaka et al., 2008), которые играют важную

роль в активации ПФО, в частности βGRP-1 и βGRP-2 связываются с β-1,3-гликаном

и вовлекаются в активацию ПФО каскада (Chen, Lu, 2018). βGRP-1 шелкопряда имеет

β-1,3-гликан-связывающий домен и глюконаза-подобный домен. Расщепление этого

белка хемотрипсином даёт два фрагмента, один с молекулярным весом 20 kDa свя-

зывает β-1,3-гликаны, другой 43 kDa, представляющий собой глюконазо-подобный

домен, способен активировать ПФО каскада. Истощение βGRP-1 в плазме приводит

к существенному снижению активации ПФО каскада гликанами, но восстанавливается

при добавлении рекомбинантного βGRP-3, т.е. в активации ПФО каскада принимают

участие как βGRP-1, так и βGRP-3 за счёт распознавания β-1,3-гликанов. В результате

транскриптомного анализа было установлено, что во время микоза тутового шелкопря-

да, вызванного энтомопатогенным грибом B. bassiana, происходит экспрессия основных

генов иммунитета, включая гены, кодирующие морицин, цекропин В, убиквитин, ли-

зоцим и предшественник βGRP (Chen, Lu, 2018). Отметим, что экспрессия АМП при

микозах может предотвращать вторичные инфекции, в первую очередь, бактериальные.

При взаимодействии АМП с грибами в гемолимфу может выбрасываться определённое

количество веществ, входящих в состав грибных стенок, которые, в свою очередь,

будут обладать иммуномодулирующими свойствами.

Большую роль в защите организма насекомых от грибной инфекции играют активи-

рованные кислородные метаболиты (АКМ), в том числе свободные радикалы различной

природы, при этом ключевую роль играют полухиноновые радикалы (Slepneva et al.,

1999). Так, с помощью ЭПР-спектроскопии с использованием спиновых ловушек мы

впрямую зарегистрировали генерацию полухиноновых радикалов в гемолимфе гусениц

сибирского шелкопряда Dendrolimus superans sibiricus Tschetv. и вощинной огнёвки

G. mellonella (Slepneva et al., 1999). Причём при остром микозе, вызванном грибом

M. anisopliae s. l., у личинок G. mellonella отмечалось существенное снижение коли-

чества образующихся полухиноновых радикалов, как и фенолоксидазной активности

в гемолимфе (Slepneva et al., 2003). В результате взаимодействия полухиноновых ра-

дикалов с кислородом образуется перекись водорода, которая обладает цитотоксичной

активностью, в том числе по отношению к патогенным микроорганизмам (Komarov

et al., 2005). Полухиноновые радикалы и радикалы аскорбиновой кислоты были об-

наружены с помощью ЭПР-спектроскопии в кишечнике гусениц волнянки Orgyia

449

leucostigma (Smith) и кольчатого шелкопряда Malacosoma disstria Hbn. (Barbehenn

et al., 2003). Причём тип радикала определялся качеством корма. Кроме того, в ге-

моцитах насекомых может образовываться оксид азота (монооксид), обладающий

высокореакционной активностью (Semenova et al., 2014), в том числе цитотоксичной,

и способный влиять на активность фенолоксидаз, в то же время повышая продукцию

ДОПА-хрома в гемолимфе насекомых (Sanzhaeva et al., 2016). В кишечнике ряда на-

секомых пероксидаза опосредует окисление танинов, потом образуется пероксид водо-

рода, а затем в результате взаимодействия пероксида с железом, которое регистрируется

в большом количестве в листьях, образуются цитотоксичные радикалы (реакция Фен-

тона) (Barbehenn et al., 2005; Barbehenn, Constabel, 2011). При этом мы можем пред-

положить, что антимикробные пептиды, экспрессируемые в организме при микозах,

способны усиливать действие различных активированных кислородных метаболитов.

Выброс большого количества свободных радикалов, как и АКМ, может вызвать

окислительный стресс организма (Lushchak, 2014; Forman, 2016). В связи с этим

в любом организме, в том числе у насекомых, существует достаточно мощная анти-

оксидантная система. Эта система представлена комплексом ферментов и нефермент-

ных соединений, способных элиминировать высокореакционные продукты. Кроме

того, немаловажное значение будет иметь детоксицирующая система, которая будет

взаимодействовать с продуктами, которые образуются при различных воздействиях на

организм, в том числе при окислительном стрессе и при патологических изменениях.

Мы установили, что развитие микозов у насекомых сопровождается резким увели-

чением активности ферментов, участвующих в процессах деградации и детоксикации

ксенобиотиков различного происхождения. В частности, нами показано, что инфициро-

вание энтомопатогенными грибами гусениц вощинной огневки приводит к изменению

спектра и активности глутатион-S-трансфераз, неспецифических эстераз, кислых и ще-

лочных фосфатаз. Изменение активности данных ферментов является неспецифической

реакцией организма насекомых и обусловливается повреждением покровных тканей

или интоксикацией организма (Serebrov et al., 2001). По-видимому, повышение актив-

ности детоксицирующих ферментов при микозах и других инфекциях - это ответная

реакция насекомого на интоксикацию организма токсичными метаболитами патогена

или продуктами распада тканей хозяина. Подтверждением участия индуцибельных

ферментов в детоксикационных процессах может служить снижение чувствительности

гусениц пчелиной огневки к химическому инсектициду малатиону, в детоксикации

которого могут участвовать все изученные нами ферментные системы (Serebrov et al.,

2003). Следствием данных изменений является повышение адаптационных возможно-

стей организма насекомых, в частности снижение их чувствительности к химическим

инсектицидам. С другой стороны, ингибирование детоксицирующих ферментов резко

увеличивает гибель насекомых от грибной инфекции (Serebrov et al., 2006), что служит

косвенным доказательством участия детоксицирующих ферментов при формировании

450

резистентности насекомых к энтомопатогенным грибам, а также открывает новые

возможности для создания эффективных комбинированных биопрепаратов на основе

энтомопатогенных грибов и ингибиторов детоксицирующих ферментов.

Ключевую роль в защите насекомых от грибов выполняет клеточный иммунный

ответ. В первую очередь стоит отметить инкапсуляцию. На первом этапе инкапсуляции

гемоциты взаимодействуют с поверхностными структурами грибных паразитов, затем

вокруг гифальных тел начинает формироваться многослойная капсула (Chouvenc et al.,

2009). При этом внутренние слои гемоцитов разрушаются, в результате выбрасывается

большое количество гидролитических ферментов, а также активируется профенолок-

сидазный каскад. Инкапсуляция тесно связана с процессом меланизации и выбросом

АКМ, которые возможно способны уничтожать гифальные тела (Slepneva et al., 2003;

Komarov et al., 2005; Semenova et al., 2014). При этом известно, что грибы способны

выживать внутри данных капсул и выходить из них за счет действия гидролитических

ферментов и продукции токсинов (Wang et al., 2012; Feng et al., 2015). Выживание гри-

бов в меланотической капсуле также вероятно может происходить за счёт повышенной

экспрессии грибами антиоксидантных ферментов, которые в природной среде активно

защищают грибы от внешних факторов, в первую очередь от ультрафиолетового излу-

чения (Xie et al., 2012; Zhang, Feng, 2018). По всей видимости, инкапсуляция является

эффективным механизмом инактивации грибов при инфицировании низкими дозами

или слабовирулентными штаммами и может приводить либо к остановке патогенеза,

либо переходу микоза в персистирующее состояние в организме хозяина (Chouvenc

et al., 2009; Kryukov et al., 2018a).

К настоящему времени появляются работы по так называемому патогенному прай-

мированию (priming of pathogen resisance) организма хозяина. Суть его заключается

в том, что предварительное инфицирование насекомых сублетальными дозами патогена

приводит к повышению устойчивости к более высоким дозам (в некоторых случаях

к смертельным дозам) (Mikonranta et al., 2014). Эти авторы считают, что это обусловлено

повышенной генерацией АКМ в организме насекомых, хотя до конца механизм этого

явления не ясен. По нашему мнению, здесь играют ключевую роль не только радикалы,

но и детоксицирующие и антиоксидантные ферменты, уровень и активность которых

может меняться при сублетальных воздействиях микроорганизмов на насекомых.

Влияние экологических факторов на физиологические взаимодействия

между энтомопатогенными грибами и насекомыми

Успешное развитие грибов в организме насекомых в значительной степени

зависит от физиологического состояния хозяев. Вероятно, что в естественных усло-

виях энтомопатогенные аскомицеты наиболее часто поражают насекомых, ослаблен-

ных различными стрессовыми воздействиями (Boomsma et al., 2014). Для заражения

451

насекомых чаще всего необходимы высокие дозы конидий грибов - десятки и сотни

тысяч конидий на одну особь (Jaronski, 2010; Ment et al., 2010; Kryukov et al., 2018b).

Однако под действием различных стрессирующих факторов или сопутствующих ин-

фекций может происходить многократное повышение чувствительности к грибам и для

развития микоза становятся достаточными низкие дозы. В других случаях, напротив,

воздействие стрессов или присутствие тех или иных микроорганизмов в хозяине при-

водит к повышению устойчивости к грибным патогенам. Ниже рассмотрим наиболее

хорошо изученные факторы, такие как субоптимальные температуры, токсиканты,

сопутствующие инфекции и паразитоиды.

Фактор температуры

Температура - важнейший фактор, влияющий на развитие грибных патогенезов

у насекомых. Развитие и исход микоза зависят от двух составляющих - температурного

оптимума (и лимитов роста) самого патогена и функционирования защитных систем

хозяина. Оптимумы роста большинства энтомопатогенных аскомицетов находятся

в диапазоне 20-30 ºС с лимитами 8-35 ºС, но эти показатели значительно варьируют

как у разных видов, так и у разных изолятов в пределах вида (обзор: Vidal, Fargues,

2007). Значение температурной биологии хозяина в развитии грибных болезней экс-

периментально изучалось преимущественно на моделях с использованием грибов из

родов Metarhizium и Beauveria, а данные, касающиеся более специализированных

телеоморфных грибов, практически отсутствуют. В большинстве случаев длительное

или кратковременное повышение температуры приводит к повышению клеточного

и гуморального иммунитета и, соответственно, повышению устойчивости к энтомо-

патогенным грибам (Zibaee et al., 2009; Fuller et al., 2011; Catalan et al., 2012; Kryukov

et al., 2018a, b; Shamakhi et al., 2019), хотя кратковременный холодовой стресс может

также активировать антигрибные защитные системы (Mowlds, Kavanagh, 2008). Напро-

тив, в условиях постоянной пониженной температуры восприимчивость к грибам чаще

всего возрастает. Например, ограничение поведенческой терморегуляции у саранчовых

приводило к их повышенной восприимчивости к M. acridum и B. bassiana (Blanford,

Thomas, 2001). Ограничение терморегуляции у Locusta migratoria L. приводило к более

резкому подавлению клеточного иммунитета грибом M. acridum по сравнению с осо-

бями, у которых была возможность регулировать температуру (Ouedraogo et al., 2003).

Для личинок вощинной огневки показано, что снижение температуры от оптимальной

(35 ºС) до субоптимальной (25 ºС) приводит к усилению восприимчивости к грибу

M. robertsii в 10 раз (Kryukov et al., 2018b). При понижении температуры у огневки

изменялось соотношение эпикутикулярных жирных кислот, нарушались механизмы

антигрибной защиты, связанные с активностью фенолоксидаз и уровнем инкапсуляции.

Фаллер с соавторами (Fuller et al., 2011) показали на термитах Nasutitermes acajutlae

452

(Holmgren), что температура их гнезд позитивно коррелирует с уровнем фенолок-

сидазной активности и негативно коррелирует с уровнем восприимчивости к грибу

M. anisopliae.

Отдельного внимания заслуживает восприимчивость к грибам в состоянии холо-

довой диапаузы. Во время этой диапаузы иммунитет насекомых продолжает работать

(Nakamura et al., 2011), все же данное состояние, по-видимому, является благопри-

ятным для развития микозов. Так, у сверчка Gryllus veletis Alexander & Bigelow во

время зимней диапаузы наблюдается снижение уровня меланизации и возрастание

восприимчивости к M. anisopliae (Ferguson et al., 2018). У личинок Eurosta solidagnis

(Fitch) в условиях зимней диапаузы устойчивость грибу Metarhizium brunneum Petch

была сниженной по сравнению с насекомыми, собранными весной и осенью, хотя

у Curculio sp. наибольшая восприимчивость регистрировалась в осенний период, что

также было ассоциировано с низким уровнем меланизации (Ferguson, Sinclair, 2017).

Нами проведена серия экспериментов на личинках вощинной огневки, зараженных

грибом с ограниченной специализацией Cordyceps militaris (L.) Fr. (Kryukov et al., 2018a,

2020). Эксперименты проводились при 25 ºС (активное состояние насекомых) и 15 ºС

(факультативная диапауза). Личинки были весьма чувствительны к грибу в состоянии

диапаузы, тогда как в активном состоянии они были способны «выздоравливать» и

успешно завершать метаморфоз. В активном состоянии (25 °C) мы наблюдали повыше-

ние уровня фенолоксидаз и инкапсуляции в ответ на инфекцию, тогда как в состоянии

диапаузы (15 °C), напротив, регистрировалось падение этих параметров иммунитета

(Kryukov et al., 2018a). Кроме того, при высокой температуре регистрировался более

высокий подъем экспрессии антигрибных пептидов галиомицина и галлеримицина

(Kryukov et al., 2020). Интересно, что в активном состоянии личинок (25 °C) инфекция

переходила в персистирующую форму, но могла быть активирована в стадии куколки

или имаго, особенно при помещении насекомых в холодные условия (Kryukov et al.,

2018a). Мы предположили, что грибы с ограниченной специализацией такие как

C. militaris имеют менее развитые механизмы управления иммунитетом хозяев по

сравнению Metarhizium и Beauveria, что соотносится с полногеномными исследования-

ми этих групп грибов (Zheng et al., 2011; Xiao et al., 2012). Возможно, телеоморфные

грибы приспособлены к развитию в хозяевах, находящихся именно в стадии диапаузы.

Воздействие токсикантов

Воздействие синтетических или природных инсектицидов, как правило, приводит

к усилению восприимчивости насекомых к энтомопатогенным грибам на уровне ад-

дитивного или синергистического эффектов. Причиной этого является ряд изменений

как в иммунном ответе, так и в общефизиологических и поведенческих модифика-

453

циях. В обзоре Джеймса и Ксу (James, Xu, 2012) показано влияние растительных

и синтетических инсектицидов на параметры иммунитета насекомых: клеточного,

в т. ч. активность инкапсуляции и гуморального - экспрессию АМП, активность фе-

нолоксидаз, антиоксидантных, детоксицирующих ферментов. Существует ряд работ

по исследованию комбинированного воздействия инсектицидов и энтомопатогенных

грибов на физиологические системы насекомых. Хиромори и Нишигаки (Hiromori,

Nishigaki, 2001) установили, что синергизм между M. anisopliae s. l. и инсектицида-

ми (фенитротион и тефлубензурон) на личинках Anomala cuprea Hope ассоциирован

с сильным падением активности фенолоксидазы и пула гранулоцитов при совмест-

ном действии указанных агентов. Зибаи с соавторами (Zibaee et al., 2012) показали,

что сочетание аналога ювенильного гормона пирипроксифена и гриба B. bassiana

приводит к ингибированию ряда параметров клеточного иммунитета и снижению

фенолоксидазной активности у клопа Eurygaster integriceps Puton. Парк и Ким (Park,

Kim, 2011) установили, что метаболит бактериального происхождения бензилидена-

цетон усиливает восприимчивость личинок совки S. exigua к грибу B. bassiana на

основе нарушения иммунного ответа к микозу со стороны клеточного иммунитета и

ряда АМП. Совместное воздействие инсектицида на основе растительного алкалоида

матрин и гриба Lecanicillium muscarium R. Zare & W. Gams на белокрылку Bemisia

tabaci (Gennadius) было изучено Али с соавторами (Ali et al., 2017). Авторы показали,

что синергизм обусловлен нарушением ряда антиоксидантных и детоксицирующих

реакций, а также ацетилхолинового баланса у насекомых при комбинированном дей-

ствии матрина и грибной инфекции. Сходные эффекты были выявлены на саранче

L. migratoria при комбинированном действии рианоида хлорантранилипрол и гриба

M. anisopliae (Jia et al., 2016). Авторы предположили, что основная причина синергизма

связана с нарушением баланса ионов кальция в насекомом-хозяине.

При синергизме между грибами и инсектицидами важную роль играют общефи-

зиологические нарушения у насекомых, такие как нарушение питания и отставание

в развитии (Furlong, Groden, 2001, 2003; Akhanaev et al., 2017; Fisher et al., 2017). На-

пример, Фишер с соавторами (Fisher et al., 2017) показали, что синергизм в смертности

жукa Anoplophora glabripennis (Motschulsky) при комбинированном воздействии гриба

M. brunneum и неоникотиноида имидоклаприда аналогичен таковому при воздействии

M. brunneum и голодания. Одной из причин синергизма является то, что действие

имидоклаприда на жуков, как и голодание, предотвращает повышение уровня инкап-

суляции, вызываемое грибной инфекцией. Однако под воздействием имидоклаприда

данное ингибирование было более сильным, чем при голодании. Нами в серии работ

на личинках колорадского жука показано, что природные и полусинтетические ин-

сектициды (авермектины, фторированные производные усниновой кислоты) являют-

454

ся сильными синергистами грибов M. robertsii и B. bassiana (Tomilova et al., 2016;

Akhanaev et al., 2017; Kryukov et al., 2018c). Среди физиологических изменений мы

регистрировали нарушение клеточного иммунного ответа и активации антиоксидантных

и детоксицирующих ферментов к грибу под влиянием полулетальных или сублетальных

доз этих токсикантов. Однако более существенным фактором, влияющим на усиление

восприимчивости к грибу, была задержка в развитии под влиянием инсектицидов,

приводящая к «фиксации» на определенной восприимчивой стадии онтогенеза (начало

IV личиночного возраста) (Tomilova et al., 2019). Высокая восприимчивость этой стадии

была ассоциирована с наибольшим обилием насыщенных углеводородов эпикутикулы,

высокой аттрактивностью кутикулы для конидий, тонкой кутикулой, а также низким

уровнем общего числа гемоцитов и инкапсуляции, по сравнению с более поздними

стадиями онтогенеза. Таким образом, усиление восприимчивости насекомых к грибам

по всей видимости происходит из-за нарушения целого комплекса иммунных реакций

в результате воздействия токсикантов. Кроме того, существенную роль здесь играют

онтогенетические изменения, наблюдаемые под действием инсектицидов.

Роль сопутствующих инфекций и симбиотических микроорганизмов

Сопутствующие бактериальные патогены могут значительно усиливать восприимчи-

вость насекомых к грибам. Хорошо известно, что суб- и полулетальные дозы бактерии

B. thuringiensis существенно повышают восприимчивость разных видов Coleoptera

и Lepidoptera к грибам Beauveria и Metarhizium как в лабораторных экспериментах,

так и в полевых условиях (Wraight, Ramos, 2005, 2017; Kryukov et al., 2009; Sayed,

Behle, 2017). На примере личинок колорадского жука показано, что причинами дан-

ного синергизма являются задержка развития под действием бактериоза (Wraight,

Ramos, 2005), а также нарушения клеточного иммунного ответа, изменения в актив-

ности фенолоксидаз, антиоксидантных и детоксицирующих ферментов под влиянием

B. thuringiensis (Yaroslavtseva et al., 2017). Микроспоридиозы также повышают чув-

ствительность хозяев к грибным инфекциям Beauveria и Metarhizium, что показано на

саранчовых и чешуекрылых (Tounou et al., 2008; Rahman et al., 2010; Tokarev et al.,

2011), хотя иммунный ответ к грибу под действием микроспоридиозов специально

не исследовался. Нематоды Sychnotylenchus sp., ассоциированные с уссурийским по-

лиграфом Polygraphus proximus Blandford, вызывают повышение восприимчивости

насекомого-хозяина к грибу B. bassiana (Kerchev et al., 2017). При этом у линии по-

лиграфа, зараженной нематодами, отмечен сниженный уровень фенолоксидазной и

эстеразной активности по сравнению с линией, свободной от нематод.

При развитии микозов грибы вступают во взаимоотношения с симбиотической

флорой хозяина, локализующейся на покровах, в гемоцеле и кишечнике (Boucias

455

et al., 2018). Эти взаимодействия могут быть прямыми (на основе антагонистических

взаимодействий между микроорганизмами) либо опосредованными через реакции

гуморального и клеточного иммунитета хозяина. В первом случае бактериальные ас-

социанты чаще выступают как часть защитной системы насекомого, во втором - могут

приводить как к антагонизму, так и к синергизму с грибным патогеном.

Установлено, что грамположительные бактерии Bacillus sp., ассоциированные с

кутикулой цикадовых и дельфацид, проявляют антагонизм по отношению к большому

количеству изолятов B. bassiana и M. anisopliae (Toledo et al., 2011, 2015). Большой цикл

работ по кутикулярной флоре был проведен на муравьях-листорезах рода Acromyrmex

(Mattoso et al., 2012; de Souza et al., 2013; Couceiro et al., 2016 и др.). На кутикуле этих

муравьев развиваются мутуалистические актинобактерии - Pseudonocardiaceae, которые

способствуют защите выращиваемых муравьями базидиомицетов (используемых для

питания) от специализированных грибов Escovopsis, а также от различных энтомо-

патогенов, включая Metarhizium. Поверхностная обработка муравьев антибиотиками

повышала восприимчивость муравьев к Metarhizium.

Взаимодействия энтомопатогенных грибов с бактериями гемоцеля и кишечника

могут быть как антагонистическими, так и синергистическими. Теоретически при

развитии микоза гриб должен ингибировать микрофлору хозяина, в особенности ас-

социированную с кишечным трактом, поскольку это критично для завершения цикла

и образования дочернего поколения гриба (Boucias et al., 2018). Однако эксперимен-

тальные данные чаще свидетельствуют о подъеме общего пула кишечных бактерий

или отдельных представителей при развитии гриба в кутикуле и гемоцеле (Wei et al.,

2017; Ramirez et al., 2018; Xu et al., 2018). На примере имаго комаров Anopheles по-

казано, что перкутикулярное инфицирование грибом B. bassiana приводит к снижению

в кишечнике активности дуалоксидазы (DUOX), ответственной за продукцию АКМ,

а также к снижению эеспрессии генов кодирующих антимикробные пептиды (Wei

et al., 2017). Это сопровождается подъемом численности условных патогенов Serratia

marcescens и обусловливает их проникновение из кишечника в гемоцель (Wei et al.,

2017). Данные процессы способствуют более быстрому развитию грибной инфекции

у Anopheles. У жуков-короедов Dendroctonus valens LeConte перкутикулярное инфици-

рование конидиями B. bassiana приводило к повышению относительного обилия кишеч-

ных протеобактерий Erwinia, а скармливание данных бактерий аксенным жукам вызы-

вало повышение восприимчивости к грибной инфекции (Xu et al., 2018). Таким образом,

в данных взаимоотношениях формируется комплекс прямых и обратных связей, при-

водящих к синергизму. Гриб способен «манипулировать» кишечной микробиотой через

комплекс иммунных реакций хозяина, что приводит к обострению грибной инфекции.

Сопоставимые результаты получены Крамс c соавторами (Krams et al., 2017) на во-

щинной огневке. Согласно этим данным личинки с обедненной кишечной флорой

характеризуются более высоким уровнем инкапсуляции и повышенной экспрессией

456

АМП в гемолимфе, что может косвенно свидетельствовать о повышении резистент-

ности к грибным инфекциям.

Антагонистические взаимоотношения грибов с кишечными бактериями описаны

преимущественно в случаях перорального инфицирования. Например, при подавлении

кишечной флоры рыжего таракана Blatella germanica (L.) с помощью антибиотиков

насекомые становились значительно более восприимчивы к грибу M. anisopliae при

скармливании конидий (Zhang et al., 2018). Чжоу c соавторами (Zhou et al., 2019) по-

казали, что мухи Delia antiqua (Meigen), высоко-резистентные к грибным инфекциям,

утрачивают это свойство при ингибировании микрофлоры с помощью антибиотиков.

Интересно, что некоторые облигатные внутриклеточные симбионты способны инги-

бировать развитие микозов. В частности, показано, что присутствие Wolbachia может

усиливать резистентность дрозофил D. melanogaster к грибу B. bassiana (Panteleev et al.,

2007). Сходным образом у тлей присутствие эндосимбионтов Rickettsia и Spiroplasma

приводило к повышению устойчивости к энтомофторовому грибу Pandora neoaphidis

(Remaud. & Hennebert) Humber либо к снижению споруляции этого гриба на трупах

тлей (Lukasik et al., 2013).

Воздействие различных биотических и абиотических факторов может приводить

к изменению восприимчивости к грибным инфекциям через изменения в микробиоме

насекомых. Например, воздействие низких доз нейротоксических инсектицидов (ком-

плекс авермектинов) на личинок комара Aedes aegypti (L.) приводит к перестройке ми-

кробиома в сторону снижения относительного обилия актинобактерий Microbacterium

paraoxydans - антагонистов грибов и увеличения относительного обилия некоторых

синергистов грибов, таких как Pseudomonas sp. (Noskov et al., 2020). Это приводит

к более быстрой колонизации гемоцеля личинок гифальными телами M. robertsii и,

соответственно, более быстрой гибели насекомых. В целом изучение взаимодействий

между патогенными грибами и симбионтной микрофлорой насекомых находится на

начальных этапах и требует более глубоких исследований.

Паразитоиды

Конкурентные взаимодействия между паразитоидами и энтомопатогенными грибами

чаще всего складываются в пользу грибов, при этом исход в этих отношениях зависит

от последовательности и интервала времени между откладкой яиц паразитоидом в/на

хозяина и его инфицированием грибами (Roy, Pell, 2000). Как правило, чем меньше

интервал между откладкой яиц и последующим инфицированием грибом, тем меньше

шансов у паразитоида пройти успешное развитие. При этом паразитоиды часто не

способны дифференцировать зараженных и не зараженных грибами хозяев, особенно

если речь идет о ранних стадиях развития микозов (Baverstock et al., 2010). Парази-

тоиды выделяют различные антибиотические коктейли для подавления патогенных

и симбиотических микроорганизмов хозяина (Weiss et al., 2014). С другой стороны,

457

эти метаболиты приводят к резкому подавлению клеточного и гуморального иммуни-

тета хозяев, что необходимо для развития паразитоидов (Richards, 2012; Becchimanzi

et al., 2017). Кроме того, паразитоидные инвазии могут приводить к морфологическим

и биохимическим изменениям кутикулы насекомых-хозяев (El-Sufty, Fuhrer, 1981b).

Указанные физиологические изменения у хозяев могут делать их весьма «легкодоступ-

ными» для энтомопатогенных грибов. Усиление восприимчивости насекомых к грибам

под влиянием паразитоидов (Braconidae и Ichneumonidae), их ядов или отдельных

компонентов ядов показано в ряде работ (King, Bell, 1978; El-Sufty, Fuhrer, 1981a; Dani

et al., 2004; Dos Santos et al., 2006; Richards et al., 2011). Согласно нашим исследованиям

парализация личинок вощинной огневки ядом эктопаразитоида Habrobracon hebetor

(Say) приводит к резкому усилению восприимчивости к энтомопатогенным грибам

Beauveria, Metarhizium и Isaria (Kryukov et al., 2013). В частности, восприимчивость

парализованных личинок к грибу B. bassiana увеличивалась почти в пять тысяч раз.

Последующие исследования выявили целый комплекс механизмов данного повышения

чувствительности. Было установлено, что у парализованных личинок изменяются фун-

гистатические свойства кутикулы, что обусловливает высокую скорость прорастания

гриба (Kryukov et al., 2018d). У парализованных личинок наблюдалось резкое падение

клеточного иммунитета, в частности - снижение способности гемоцитов к адгезии,

падение их выживаемости (Kryukova et al., 2015) и падение уровня инкапсуляции

(Kryukov et al., 2018d). Интересно, что при парализации паразитоидом у личинок

огневки также наблюдались резкие изменения в бактериальном сообществе кишеч-

ника, выражающиеся в подъеме численности Enterobacter sp., Serratia marcescens и

Enterococcus faecalis (Polenogova et al., 2019). Скармливание данных бактерий личинкам

огневки приводило к увеличению чувствительности к B. bassiana, но физиологические

механизмы данного повышения остались не выясненными. Мы предположили, что

H. hebetor имеет слабые механизмы избегания конкуренции с энтомопатогенными

грибами, поскольку для паразитоида характерна весьма короткая по времени личи-

ночная стадия (3-4 суток), которая может опережать развитие гриба. Поскольку самки

паразитоида парализуют избыточное количество личинок (больше, чем необходимо

для откладки яиц), и личинки не употребляют в пищу хозяина полностью, парализо-

ванные насекомые могут представлять собой весьма доступный ресурс для развития

микроорганизмов, в том числе энтомопатогенных грибов (Kryukov et al., 2018d).

Заключение

Энтомопатогенные аскомицеты характеризуются большим и сложным комплексом

биохимических механизмов, направленных на развитие в насекомых, а насекомые-

хозяева имеют разнообразные и многоступенчатые механизмы защиты от этих па-

тогенов. Биотические и абиотические факторы могут оказывать сильное влияние на

взаимодействия между насекомыми и энтомопатогенными грибами в пользу первого

458

либо второго звена системы. Вопросы, касающиеся влияния факторов внешней и вну-

тренней среды насекомых на их восприимчивость к грибам, изучены недостаточно, и

особенно это касается биотических воздействий. Причины усиления чувствительности

насекомых к грибам под влиянием субоптимальных температур, инсектицидов, со-

путствующих инфекций и паразитоидов имеют комплексную основу, выражающуюся

в одновременном подавлении многих защитных систем, а также в онтогенетических

нарушениях. Данная особенность может быть важной для развития подходов к био-

логическому контролю хозяйственно значимых видов. Вероятно, общее угнетение

организма насекомых может быть более эффективным, чем ингибирование конкретных

звеньев иммунитета, поскольку у хозяев могут проявляться различные компенсаторные

механизмы защиты. Поэтому последующие исследования могут быть направлены на

ингибирование физиологических механизмов, определяющих широкий спектр защит-

ных реакций насекомых против микроорганизмов.

Благодарности

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского Научного Фонда

(грант № 19-14-00138). Анализ влияния сопутствующих инфекций и симбионтов на

устойчивость насекомых к грибам выполнен при поддержке гранта этого же фонда

(№ 20-74-10043).

Список литературы

Борисов Б.А., Серебров В.В., Новикова И.И., Бойкова И.В. 2001. Энтомопатогенные аскомицеты и дейтеро-

мицеты. В кн.: Глупова В.В. (ред.). Патогены насекомых: структурные и функциональные аспекты.

М., Круглый год, 352-427.

Коваль Э.З. 1984. Клавиципитальные грибы СССР. Киев, Наукова Думка, 287 с.

Akhanaev Yu.B., Tomilova O.G., Yaroslavtseva O.N., Duisembekov B.A., Kryukov V.Yu., Glupov V.V. 2017.

Combined action of the entomopathogenic fungus Metarhizium robertsii and avermectins on the larvae of

the Colorado potato beetle Leptinotarsa decemlineata (Say) (Coleoptera, Chrysomelidae). Entomological

Review97: 158-165. DOI: 10.1134/S0013873817020026

Ali1 S., Zhang C., Wang Z., Wang X.-M., Wu J.-H., Cuthbertson A.G.S., Shao Z., Qiu B.-L. 2017. Toxicological

and biochemical basis of synergism between the entomopathogenic fungus Lecanicillium muscarium and the

insecticide matrine against Bemisia tabaci (Gennadius). Scientific Reports, 7: 46558. DOI: 10.1038/srep46558

Anwar W., Javed M.A., Shahid A.A.K., Akhter A., Rehman M.Z.U., Hameed U., Iftikhar S., Haider M.S. 2019.

Chitinase genes from Metarhizium anisopliae for the control of whitefly in cotton. Royal Society Open

Science 6 (8). DOI:10.1098/rsos.19412

Barbehenn R.V., Poopat U., Spencer B. 2003. Semiquinone and ascorbyl radicals in the gut fluids of caterpillars

measured with EPR spectrometry. Insect Biochemistry and Molecular Biology 33 (1): 125-130. DOI:

10.1016/s0965-1748(02)00183-2

Barbehenn R.V., Dodick T., Poopat U. 2005. Fenton-type reactions and iron concentrations in the midgut fluids

of tree-feeding catepilars. Archives of Insect Biochemistry and Physiology 60 (1): 32-43. DOI: 10.1002/

arch.20079

459

Barbehenn R.V., Constabel C.P. 2011. Tannins in plant-herbivore interactions. Phytochemistry 72 (13): 1551-1565.

DOI: 10.1016/j.phytochem.2011.01.040

Barelli L., Padilla-Guerrero I.E., Bidochka M.J. 2011. Differential expression of insect and plant specific adhesin

genes, Mad1 and Mad2, in Metarhizium robertsii. Fungal Biology 115 (11): 1174-1185. DOI: 10.1015/j.

funbio.2011.08.003

Baverstock J., Roy H.E., Pell J.K. 2010. Entomopathogenic fungi and insect behaviour: from unsuspecting hosts

to targeted vectors. BioControl 55: 89-102. DOI: 10.1007/978-90-481-3966-8_7

Bayry J., Aimanianda V., Guijarro J.I., Sunde M., Latge J.P. 2012. Hydrophobins—Unique Fungal Proteins. PLoS

Pathogen 8 (5). DOI: 10.1371/journal.ppat.1002700

Becchimanzi A., Avolio M., Di Leli I., Marinelli A., Varricchio P., Grimaldi A., de Eguileor M., Pennacchio F.,

Caccia S. 2017. Host regulation by the ectophagous parasitoid wasp Bracon nigricans. Journal of Insect

Physiology 101: 73-81. DOI:10.1016/j.jinsphys.2017.07.002

Blanford S., Thomas M.B., 2001. Host thermal biology: the key to understanding host-pathogen interactions

and microbial pest control? Agricultural and Forest Entomology 1 (3): 195-202. DOI:10.1046/j.1461-

9563.1999.00027.x

Boomsma J.J., Jensen A.B., Meyling N.V., Eilenberg J. 2014. Evolutionary Interaction Networks of Insect Patho-

genic Fungi. Annual Review of Entomology 59: 467-485. DOI: 10.1146/annurev-ento-011613-162054

Boucias D.G., Zhou Y., Huang S., Keyhani N.O. 2018. Microbiota in insect fungal pathology. Applied Microbiol-

ogy and Biotechnology 102: 5873-5888. DOI: 10.1007/s00253-018-9089-z

Catalan T.P., Wozniak A., Niemeyer H.M., Kalergis A.M., Bozinovic F. 2012. Interplay between thermal and im-

mune ecology: Effect of environmental temperature on insect immune response and energetic costs after

an immune challenge. Journal of Insect Physiology 58 (3): 310-317. DOI: 10.1016/j.jinsphys.2011.10.001

Charnley A.K. 2003. Fungal pathogens of insects: cuticle degrading enzymes and toxins. Advances in Botanical

Research 40: 241-321. DOI: 10.1016/S0065-2296(05)40006-3

Chen K., Lu Z. 2018. Immune responses to bacterial and fungal infections in the silkworm, Bombyx mori. Devel-

opmental and Comparative Immunology 83: 3-11. DOI: 10.1016/j.dci.2017.12.024

Chouvenc T., Su N.-Y., Robert A. 2009. Cellular encapsulation in the eastern subterranean termite, Reticulitermes

flavipes (Isoptera), against infection by the entomopathogenic fungus Metarhizium anisopliae. Journal of

Invertebrate Pathology 101 (3): 234-241. DOI: 10.1016/j.jip.2009.05.008

Couceiro J.D., Marcelino W.L., Amaral K.D., Gandra L.C., de Souza D.J., Della Lucia T.M.C. 2016. Effects of

entomopathogenic fungi on the mortality and immune system of the leaf-cutting ant Acromyrmex subter-

raneus subterraneus. Entomologia Experimentalis et Applicata 161 (2): 152-159. DOI: 10.1111/eea.12500

Dani M.P., Richards E.H., Edwards J.P. 2004. Venom from the pupal endoparasitoid, Pimpla hypochondriaca,

increases the susceptibility of larval Lacanobia oleracea to the entomopathogens Bacillus cereus and Beau-

veria bassiana. Journal of Invertebrate Pathology 86: 19-25. DOI: 10.1016/j.jip.2004.03.007

de Souza D.J., Lenoir A., Kasuya M.C.M., Ribeiro M.M.R., Devers S., Couceiro J.D., Della Lucia T.M.C. 2013.

Ectosymbionts and immunity in the leaf-cutting ant Acromyrmex subterraneus subterraneus. Brain Behavior

and Immunity 28: 182-187. DOI: 10.1016/j.bbi.2012.11.014

Dhar P., Kaur G. 2010. Сuticle-degrading proteases produced by Metarhizium anisopliae and their induction in

different media. Indian Journal of Microbiology 50 (4): 449-455. DOI: 10.1007/s12088-011-0098-1

Donzelli B.G.G., Krasnoff S.B., Sun-Moon Y., Churchill A.C.L., Gibson D.M. 2012. Genetic basis of destruxin

production in the entomopathogen Metarhizium robertsii. Current Genetics 58: 105-116. DOI: 10.1007/

s00294-012-0368-4

460

Donzelli B.G.G., Krasnoff S.B. 2016. Molecular genetics of secondary chemistry in Metarhizium fungi. Advances

in Genetics 96: 365-436. DOI: 10.1016/bs.adgen.2016.01.005

Dos Santos H.J.G., Marques E.J., Barros R., Gondim M.G.C. 2006. Interaction of Metarhizium anisopliae (Metsch.)

Sorok., Beauveria bassiana (Bals.) Vuill. and the parasitoid Oomyzus sokolowskii (Kurdjumov) (Hyme-

noptera: Eulophidae) with larvae of diamondback moth, Plutella xylostella (L.) (Lepidoptera: Plutellidae).

Neotropical Entomology 35: 241-245. DOI: 10.1590/S1519-566X2006000200013

El-Sufty R., Fuhrer E. 1981a. Wechselbeziehungen zwischen Pieris brassicae L. (Lep., Pieridae), Apanteles glo-

meratus L. (Hym., Braconidae) und dem Pilz Beauveria bassiana (Bals.) Vuill. Journal of Applied Ento-

mology 92: 321-329.

El-Sufty R., Fuhrer E. 1981b. Parasitare veranderungen der wirtskutikula bei Pieris brassicae und Cydia po-

monella durch entomophage endoparasiten. Entomologia Experimentalis et Applicata 30: 134-139. DOI:

10.1111/j.1570-7458.1981.tb03087.x

Fan Y., Liu X., Keyhani N. O., Tang G., Pei Y., Zhang W., S. Tong. 2017. Regulatory cascade and biological activity

of Beauveria bassiana oosporein that limits bacterial growth after host death. Proceedings of the National

Academy of Sciences of the United States of America 114 (9): 1578-1586. DOI: 10.1073/pnas.1616543114

Feng P., Shang Y., Cen K., Wang C. 2015. Fungal biosynthesis of the bibenzoquinone oosporein to evade insect

immunity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 112 (36):

11365-11370. DOI: 10.1073/pnas.1503200112

Ferguson L.V., Dhakal P., Lebenzon J.E., Heinrichs D.E., Bucking C., Sinclair B.J. 2018. Seasonal shifts in the

insect gut microbiome are concurrent with changes in cold tolerance and immunity. Functional Ecology 32

(10): 2357-2368. DOI: 10.1111/1365-2435.13153

Ferguson L.V., Sinclair B.J. 2017. Insect immunity varies idiosyncratically during overwintering. Journal of Ex-

perimental Zoology 327 (5): 222-234. DOI: 10.1002/jez.2067

Fisher J.J., Castrillo L.A., Donzelli B.G.G., Hajek A.E. 2017. Starvation and imidacloprid exposure influence im-

mune response by Anoplophora glabripennis (coleoptera: cerambycidae) to a fungal pathogen. Journal of

Economic Entomology 110 (4): 1451-1459. DOI: 10.1093/jee/tox124

Forman H.J. 2016. Redox signaling: An evolution from free radical stoaging. Free Radical Biology and Medicine

97: 398-407. DOI: 10.106./j.freeradbiomed.2016.07.003

Fuller C.A., Postava-Davignon M.A., West A., Rosengaus R.B. 2011. Environmental conditions and their impact on

immunocompetence and pathogen susceptibility of the Caribbean termite Nasutitermes acajutlae. Ecological

Entomology 36 (4): 459-470. DOI: 10.1111/j.1365-2311.2011.01289.x

Furlong M.J., Groden E. 2001. Evaluation of synergistic interactions between the Colorado potato beetle (Cole-

optera: Chrysomelidae) pathogen Beauveria bassiana and the insecticides, imidacloprid, and cyromazine.

Journal of Economic Entomology 94 (2): 344-356. DOI: 10.1603/0022-0493-94.2.344

Furlong M.J., Groden E. 2003. Starvation induced stress and the susceptibility of the Colorado potato beetle,

Leptinotarsa decemlineata, to infection by Beauveria bassiana. Journal of Invertebrate Pathology 83 (2):

127-138. DOI: 10.1016/S0022-2011(03)00066-1

Gottar M., Gobert V., Matskevich A.A., Reichhart J.M., Wang C., Butt T.M., Belvin M., Hoffmann J.A., Ferran-

don D. 2006. Dual detection of fungal infections in Drosophila via recognition of glucans and sensing of

virulence factors. Cell 127 (7): 1425-1437. DOI: 10.1016/j.cell.2006.10.046

Han P., Jin F., Dong X., Fan J., Qiu B., Ren S. 2013. Transcript and protein profiling analysis of the destruxin A

- induced response in larvae of Plutella xylostella. PLoS ONE 8 (4). DOI: e60771. https://doi.org/10.1371/

journal.pone.0060771

461

Hillyer J.F. 2016. Insect immunology and hemopoesis. Developmental and Comparative Immunology 58: 102-118.

DOI: 10.1016/j.dci.2015.12.006

Hiromori H., Nishigaki. 2001. Factor analysis of synergistic effect between the entomopathogenic fungus Metarhizium

anisopliae and synthetic insecticides. Applied Entomology and Zoology 36 (2): 231-236. DOI: 10.1303/

aez.2001.231

Hoffmann J.A. 2003. The immune response of Drosophila. Nature 426: 33-38. DOI: 10.1038/nature02021

Hu X., Xiao G. H., Zheng P., Shang Y. F., Su Y., Zhang X.Y., Liu X.Z., Zhan S., St Leger R.J., Wang C.S. 2014.

Trajectory and genomic determinants of fungal - pathogen speciation and host adaptation. Proceedings

of the National Academy of Sciences of the United States of America 111: 16796-16801. DOI: 10.1073/

pnas.1412662111

Huang W., Shang Y., Chen P., Gao Q., Wang C. 2015. MrpacC regulates sporulation, insect cuticle penetra-

tion and immune evasion in Metarhizium robertsii. Environmental Microbiology 17(4): 994-1008. DOI:

10.1111/1462-2920.12451

James R.R., Xu J. 2012. Mechanisms by which pesticides affect insect immunity. Journal of Invertebrate Pathology

109 (2): 175-182. DOI: 10.1016/j.jip.2011.12.005

Jaronski S.T. 2010. Ecological factors in the inundative use of fungal entomopathogens. BioControl 55: 159-185.

DOI: 10.1007/s10526-009-9248-3

Jarrold S.L., Moore D., Potter U., Charnley A.K. 2007. The contribution of surface waxes to pre-penetration

growth of an entomopathogenic fungus on host cuticle. Mycological Research 111 (2): 240-249. DOI:

10.1016/j.mycres.2006.10.007

Jia M., Cao G., Li Y., Tu X., Wang G., Nong X., Whitman D.W., Zhang Z. 2016. Biochemical basis of synergism

between pathogenic fungus Metarhizium anisopliae and insecticide chlorantraniliprole in Locusta migratoria

(Meyen). Scientific Reports 6: 28424. DOI: 10.1038/srep28424

Jiang Z., Ligoxygakis P., Xia Y. 2020. HYD3, a conidial hydrophobin of the fungal entomopathogen Metarhizium

acridum induces the immunity of its specialist host locust. BioRxiv (The preprint server for biology) DOI:

10.1101/2020.06.13.149757

Kepler R.M., Luangsa-ard J.J., Hywel-Jones N.L., Quandt C.A., Sung G-H, Rehner S.A., Aime M.C., Henkel

T.W., Sanjuan T., Zare R., Chen M., Li Z., Rossman A.Y., Spatafora J.W., Shrestha B. 2017. A phylogenet-

ically-based nomenclature for Cordycipitaceae (Hypocreales). IMA Fungus 8(2): 335-353. DOI: 10.5598/

imafungus.2017.08.02.08

Kerchev I.A., Kryukova N.A., Kryukov V.Yu., Glupov V.V. 2017. Entomoparasitic nematodes Sychnotylenchus

sp. (Anguinidae) on the four-eyed fir bark beetle Polygraphus proximus: effects on the host's immunity and

its susceptibility to Beauveria bassiana. Invertebrate Survial Journal 14: 324-329. DOI: 10.25431/1824-

307X/isj.v14i1.324-329

Kershaw M.J., Moorhouse E.R., Bateman R., Reynolds S.E., Charnley A.K. 1999. The role of destruxins in the

pathogenicity of Metarhizium anisopliae for three species of insect. Journal of Invertebrate Pathology 74(3):

213-223. DOI: 10.1006/jipa.1999.4884

Keyhani N. 2018. Lipid biology in fungal stress and virulence: Entomopathogenic fungi. Fungal Biology 122 (6):

420-429. DOI: 10.1016/j.funbio.2017.07.003

King, E.G., Bell, J.V. 1978. Interactions between a braconid, Microplitis croceipes, and a fungus, Nomuraea

rileyi, in laboratory-reared bollworm larvae. Journal of Invertebrate Pathology 31 (3): 337-340. DOI:

10.1016/0022-2011(78)90225-2

462

Komarov D.A., Slepneva I.A., Glupov V.V., Khramtsov V.V. 2005. Superoxide and hydrogen peroxide forma-

tion during enzymatic oxidation of DOPA by phenoloxidase. Free Radical Research 39: 853-858. DOI:

10.1080/10715760500166693

Krams I.A., Kecko S., Jоers P., Trakimas G., Elferts D., Krams R., Luoto S., Rantala M.J., Inashkina I., Gudra

D., Fridmanis D., Contreras-Garduno J., Grantiņa-Ieviņa L., Krama T. 2017. Microbiome symbionts and

diet diversity incur costs on the immune system of insect larvae. Journal of Experimental Biology 220:

4204-4212. DOI: 10.1242/jeb.169227

Kryukov V.Yu., Khodyrev V.P., Yaroslavtseva O.N, Kamenova A.S., Duisembekov B.A., Glupov V.V. 2009. Syn-

ergistic action of entomopathogenic hyphomycetes and the bacteria Bacillus thuringiensis ssp. morrisoni in

the infection of Colorado potato beetle Leptinotarsa decemlineata. Applied Biochemistry and Microbiology

45 (5): 511-516. DOI: 10.1134/S000368380905010X

Kryukov V.Yu., Kryukova N.A., Glupov V.V. 2013. Susceptibility of Galleria mellonella larvae to anamorphic

entomopathogenic ascomycetes under envenomation and parasitization by Habrobracon hebetor. Russian

Journal of Ecology 44 (1): 89-92. DOI: 10.1134/S1067413613010074

Kryukov V.Yu., Tomilova O.G., Yaroslavtseva O.N., Wen T.C., Kryukova N.A., Polenogova O.V., Tokarev Y.S.,

Glupov V.V. 2018a. Temperature adaptations of Cordyceps militaris, impact of host thermal biology and

immunity on mycosis development. Fungal Ecology 35: 98-107. DOI: 10.1016/j.funeco.2018.07.003

Kryukov V.Y., Yaroslavtseva O.N., Whitten M.M.A., Tyurin M.V., Ficken K.J., Greig C., Melo N.R., Glupov V.V.,

Dubovskiy I.M., Butt T.M. 2018b. Fungal infection dynamics in response to temperature in the lepidopteran

insect Galleria mellonella. Insect Science 25 (3): 454-466. DOI: 10.1111/1744-7917.12426

Kryukov V.Yu., Tomilova O.G., Luzina O.A., Yaroslavtseva O.N., Akhanaev Y.B., Tyurin M.V., Duisembekov

B.A., Salakhutdinov N.F., Glupov V.V. 2018c. Effects of fluorine containing usnic acid and fungus Beau-

veria bassiana on the survival and immune-physiological reactions of Colorado potato beetle larvae. Pest

Management Science 74 (3): 598-606. DOI: 10.1002/ps.4741

Kryukov V.Yu., Kryukova N.A., Tyurin M.V., Yaroslavtseva O.N., Glupov V.V. 2018d. Passive vectoring of en-

tomopathogenic fungus Beauveria bassiana among the wax moth Galleria mellonella larvae by the ecto-

parasitoid Habrobracon hebetor females. Insect Science 25 (4): 643-654. DOI: 10.1111/1744-7917.12457

Kryukov V. Y., Kabilov M. R., Smirnova N., Tomilova O. G., Tyurin M. V., Akhanaev Y. A., Polenogova O. V.,

Danilov V. P., Zhangissina S. K., Alikina T., Yaroslavtseva O. N., Glupov V. V. 2019. Bacterial decomposi-

tion of insects post-Metarhizium infection: Possible influence on plant growth. Fungal Biology 123 (12):

927-935. DOI: 10.1016/j.funbio.2019.09.012

Kryukov V., Kosman E., Tomilova O., Polenogova O., Rotskaya U., Tyurin M., Alikina T., Yaroslavtseva O.,

Kabilov M., Glupov V. 2020 Interplay between Fungal Infection and Bacterial Associates in the Wax

Moth Galleria mellonella under Different Temperature Conditions Journal of Fungi 6(3), 170. https://doi.

org/10.3390/jof6030170

Kryukova N.A., Chertkova E.A., Semenova A.D., Glazachev Y.I., Slepneva I.A., Glupov V.V. 2015. Venom from

the ectoparasitic wasp Habrobracon hebetor activates calciumdependent degradation of Galleria mellonella

larval hemocytes. Archives of Insect Biochemistry and Physiology 90 (3): 117-130. DOI: 10.1002/arch.21247

Li J., Ying S.-H., Shan L.-T., Feng M.-G. 2010. A new non-hydrophobic cell wall protein (CWP10) of Metarhizium

anisopliae enhances conidial hydrophobicity when expressed in Beauveria bassiana. Applied Microbiology

and Biotechnology 85: 975-984. DOI:10.1007/s00253-009-2083-8

463

Lin L., Fang W.,Liao X., Wang F., Wei D., St. Leger R. J. 2011. The MrCYP52 cytochrome P450 monoxygenase

gene of Metarhizium robertsii is important for utilizing insect epicuticular hydrocarbons. PLoS ONE 6

(12): e28984. DOI:10.1371/journal.pone.0028984

Lu H.-L., St.Leger R.J. 2016. Insect immunity to entomopathogenic fungi. Advances in Genetics 94: 254-286.

DOI: 10.1016/bs.adgen.2015.11.002

Lukasik P., Guo H., Van Asch M., Ferrari J., Godfray H.C.J. 2013. Protection against a fungal pathogen conferred

by the aphid facultative endosymbionts Rickettsia and Spiroplasma is expressed in multiple host genotypes

and species and is not influenced by co-infection with another symbiont. Journal of Evolutionary Biology

26 (12): 2654-2661. DOI: 10.1111/jeb.12260

Lushchak V.I. 2014. Free radicals, reactive oxygen species, oxidative stress and its classification. Chemico-Biological

Interactions 224: 164-175. DOI: 10.1016/j.cbi.2014.10.016

Mannino M.C., Huarte-Bonnet C., Davyt-Colo D., Pedrini N. 2019. Is the insect cuticle the only entry gate for

fungal infection? Insights into alternative modes of action of entomopathogenic fungi. Journal of Fungi 5

(2): 33. DOI: 10.3390/jof5020033

Mattoso T.C., Moreira D.D.O., Samuels R.I. 2012. Symbiotic bacteria on the cuticle of the leaf-cutting ant Acro-

myrmex subterraneus subterraneus protect workers from attack by entomopathogenic fungi. Biology Letters

8 (3): 461-464. DOI: 10.1098/rsbl.2011.0963

Ment D., Gindin G., Rot A., Soroker V., Glazer I., Barel S., Samish M. 2010. Novel technique for quantifying

adhesion of Metarhizium anisopliae conidia to the tick cuticle. Applied and Environmental Microbiology

76 (1): 3521-3528. DOI: 10.1128/AEM.02596-09

Ment D., Gindin G., Rot A., Eshel D., Teper-Bamnolker P., Ben-Ze’ev I., Glazer I., Samish M. 2013. Role of

cuticular lipids and water-soluble compounds in tick susceptibility to Metarhizium infection. Biocontrol

Science and Technology 23 (8): 956-967. DOI: 10.1080/09583157.2013.811217

Mikonranta L., Mappes J., Kaukoniitty M., Freitak D. 2014. Insect immunity: oral exposure to a bacterial pathogen

elicits free radical response and protects from a recurring infection. Frontiers in Zoology 11 (23). DOI:

10.1186/1742-9994-11-23

Molnar I., Gibson D. M, Krasnoff S. B. 2010. Secondary metabolites from entomopathogenic Hypocrealean fungi.

Natural Product Reports 27: 1241-75. DOI 10.1039/c001459c

Mowlds P., Kavanagh K. 2008. Effect of pre-incubation temperature on susceptibility of Galleria mellonella larvae

to infection by Candida albicans. Mycopathologia 165: 5-12. DOI: 10.1007/s11046-007-9069-9

Nakamura A., Miyado K., Takezawa Y., Ohnami N., Sato M., Ono C., Harada Y., Yoshida K., Kawano N., Kanai

S., Miyado M., Umezawa A. 2011. Innate immune system still works at diapause, a physiological state

of dormancy in insects. Biochemical and Biophysical Research Communications 410 (2): 351-357. DOI:

10.1016/j.bbrc.2011.06.015

Napolitano R., Juarez M.P. 1997. Entomopathogenous fungi degrade epicuticular hydrocarbons of Triatoma infestans.

Archives of Biochemistry and Biophysics 344 (1): 208-214. DOI: 10.1006/abbi.1997.0163

Noskov Y.A., Kabilov M.R., Polenogova O.V., Yurchenko Y.A., Belevich O.E., Yaroslavtseva O.N., Alikina T.Y.,

Byvaltsev A.M., Rotskaya U.N., Morozova V.V., Glupov V.V., Kryukov V.Y. 2020. A neurotoxic insecticide

promotes fungal infection in Aedes aegypti larvae by altering the bacterial community. Microbial Ecology

(in print) DOI: 10.1007/s00248-020-01567-w

Ortiz-Urquiza A., Keyhani N.O. 2013. Action on the surface: entomopathogenic fungi versus the insect cuticle.

Insects 4 (3): 357-374. DOI: 10.3390/insects4030357

464

Ouedraogo R.M., Cusson M., Goettel M.S., Brodeur J. 2003. Inhibition of fungal growth in thermoregulating locusts,

Locusta migratoria, infected by the fungus Metarhizium anisopliae var acridum. Journal of Invertebrate

Pathology 82 (2): 103-109. DOI: 10.1016/S0022-2011(02)00185-4

Pal S., St. Leger R.J., Wu L.P. 2007. Fungal peptide Destruxin A plays a specific role in suppressing the in-

nate immune response in Drosophila melanogaster. Journal of Biological Chemistry 282: 8969-8977.

DOI:10.1074/jbc.M605927200

Panteleev D.Y., Goryacheva I.I., Andrianov B.V., Reznik N.L., Lazebny O.E., Kulikov A.M. 2007. The endosym-

biotic bacterium Wolbachia enhances the nonspecific resistance to insect pathogens and alters behavior of

Drosophila melanogaster. Russian Journal of Genetics 43 (9): 1066-1069. DOI: 10.1134/S1022795407090153

Park J., Kim Y. 2011. Benzylideneacetone suppresses both cellular and humoral immune responses of Spodoptera

exigua and enhances fungal pathogenicity. Journal of Asia-Pacific Entomology 14 (4): 423-427. DOI:

10.1016/j.aspen.2011.06.001

Pedrini N. 2018. Molecular interactions between entomopathogenic fungi (Hypocreales) and their insect host:

Perspectives from stressful cuticle and hemolymph battlefields and the potential of dual RNA sequencing

for future studies. Fungal Biology 122 (6): 538-545. DOI: 10.1016/j.funbio.2017.10.003

Pedrini N., Crespo R., Juarez M.P. 2007. Biochemistry of insect epicuticle degradation by entomopathogenic

fungi. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology and Pharmacology 146: 124-137.

DOI: 10.1016/j.cbpc.2006.08.003

Polenogova O.V., Kabilov M.R., Tyurin M.V., Rotskaya U.N., Krivopalov A.V., Morozova V.V., Mozhaitseva K.,

Kryukova N.A. , Alikina T., Kryukov V.Yu., Glupov V.V. 2019. Parasitoid envenomation alters the Galleria

mellonella midgut microbiota and immunity, thereby promoting fungal infection. Scientific Reports 9: 4012.

DOI: 10.1038/s41598-019-40301-6

Rahman K.M.A., Barta M., Cagan L. 2010. Effects of combining Beauveria bassiana and Nosema pyrausta on

the mortality of Ostrinia nubilalis. Central European Journal of Biology 5 (4): 472-480. DOI: 10.2478/

s11535-010-0035-z

Ramirez J.L., Dunlap C.A., Muturi E.J., Barletta A.B.F., Rooney A.P. 2018. Entomopathogenic fungal infection

leads to temporospatial modulation of the mosquito immune system. Plos Neglected Tropical Diseases 12

(4): e0006433. DOI: 10.1371/journal.pntd.0006433

Richards E.H. 2012. Salivary secretions from the ectoparasitic wasp, Eulophus pennicornis contain hydrolases,

and kill host hemocytes by apoptosis. Archives of Insect Biochemistry and Physiology 79 (2): 61-74. DOI:

10.1002/arch.21006

Richards E.H., Bradish H., Dani M. P., Pietravalle S., Lawson A. 2011. Recombinant immunosuppressive protein

from Pimpla hypochondrica venom (RvpR1) increases the susceptibility of Mamestra brassicae larvae to

the fungal biological control agent, Beauveria bassiana. Archives of Insect Biochemistry and Physiology

78 (3): 119-131. DOI: 10.1002/arch.20447

Rios-Moreno A., Garrido-Jurado I., Raya-Ortega M.C., Quesada-Moraga E.2017. Quantification of fungal growth

and destruxin A during infection of Galleria mellonella larvae by Metarhizium brunneum. Journal of In-

vertebrate Pathology 149: 29-35. DOI: 10.1016/j.jip.2017.06.007

Roberts D.W., Humber R.A. 1981. Entomogenous Fungi. In: Cole G.T., Kendrick B. (eds). Biology of Conidial

Fungi. New York: Academic Press 201-236.

Roy H.E., Pell J.K. 2000. Interactions between entomopathogenic fungi and other natural enemies: implications for

biological control. Biocontrol Science and Technology 10 (6): 737-752. DOI: 10.1080/09583150020011708

465

Sanzhaeva U., Vorontsova Y., Glazachev Y., Slepneva I. 2016. Dual effect of nitric oxide on phenoloxidase-

mediated melanization. Journal of Enzyme Inhibition and Medicinal Chemistry 31 (6): 1063-1068. DOI:

10.3109/14756366.2015.1088843

Sayed A.M.M., Behle R.W. 2017. Evaluating a dual microbial agent biopesticide with Bacillus thuringiensis var.

kurstaki and Beauveria bassiana blastospores. Biocontrol Science and Technology 27 (4): 461-474. DOI:

10.1080/09583157.2017.1303662

Semenova A.D., Glazachev Y.I., Slepneva I.A., Glupov V.V. 2014. Quantitative determination of nitric oxide pro-

duction in haemocytes: Nitrite reduction activity as a potential pathway of NO formation in haemolymph of

Galleria mellonella larvae. Nitric Oxide-Biology and Chemistry 37: 46-52. DOI: 10.1016/j.niox.2013.12.011

Serebrov V.V., Alekseev A.A., Glupov V.V. 2001.Changes in the activity and pattern of hemolymph esterases in

the larvae of greater Wax Moth Galleria mellonella L. (Lepidoptera, Pyralidae) during Mycosis. Biology

Bulletin 28: 499-503. DOI: 10.1023/A:1016748328135

Serebrov V.V., Kiselev A.A., Glupov V.V. 2003. The study of some synergistic factors between entomopathogenic

fungi and chemical insecticides. Mycology and phytopathology 37 (1): 76-82.

Serebrov V.V., Martemyanov V.V., Glupov V.V., Gerber O.N., Malyarchuk A.A., Alekseev A.A. 2006. Effect

of entomopathogenic fungi on detoxification enzyme activity in greater wax moth Galleria mellonella l.

(Lepidoptera, Pyralidae) and role of detoxification enzymes in development of insect resistance to entomo-

pathogenic fungi. Biology Bulletin 33 (6): 581-586. DOI: 10.1134/S1062359006060082

Sevim A., Donzelli B.G.G., Wu D., Demirbag Z., Gibson D.M., Turgeon B.G. 2012. Hydrophobin genes of the

entomopathogenic fungus, Metarhizium brunneum, are differentially expressed and corresponding mutants

are decreased in virulence. Current Genetics 58 (2): 79-92. DOI: 10.1007/s00294-012-0366-6

Shamakhi L., Zibaee A., Karimi-Malati A., Hoda H. 2019. Effect of thermal stress on the immune responses of

Chilo suppressalis walker (Lepidoptera: Crambidae) to Beauveria bassiana. Journal of Thermal Biology

84: 136-145. DOI: 10.1016/j.jtherbio.2019.07.006

Slepneva I.A., Glupov V.V., Sergeeva S.V., Khramtsov V.V. 1999. EPR detection of reactive oxygen species in

hemolymph of Galleria mellonella and Dendrolimus superans sibiricus (Lepidoptera) larvae. Biochemical

and Biophysical Research Communications 264 (1): 212 - 215.

Slepneva I.A., Komarov D.A., Glupov V.V., Serebrov V.V., Khramtsov V.V. 2003. Influence of fungal infection on

the dopa-semiquinone and dopa-quinone production in haemolymph of Galleria mellonella larvae. Biochemi-

cal and Biophysical Research Communications 300 (1): 188-191. DOI: 10.1016/S0006-291X(02)02766-3

St. Leger R.J., Joshi L., Bidochka M.J., Roberts D.W. 1995. Protein synthesis in Metarhizium anisopliae growing

on host cuticle. Mycological Research 99 (9): 1034-1040. DOI: 10.1016/S0953-7562(09)80769-7

St. Leger R.J., Joshi L, Bidochka M.J., Rizzo N.W. 1996. Biochemical characterization and ultrastructural localiza-

tion of two extracellular trypsins produced by Metarhizium anisopliae in infected insect cuticles. Applied

and Environmental Microbiology 62 (4): 1257-1264.

Sung G.H., Hywel-Jones N.L., Sung J.M., Luangsaard J.J., Shrestha B., Spatafora J.W. 2007. Phylogenetic classifica-

tion of Cordyceps and the clavicipitaceous fungi. Studies in Mycology 57: 5-59. DOI:10.3114/sim.2007.57.01

Sung G.H., Poinar G., Spatafora J.W. 2008. The oldest fossil evidence of animal parasitism by fungi supports a

Cretaceous diversification of fungal-arthropod symbioses. Molecular Phylogenetics and Evolution 49 (2):

495-502. DOI: 10.1016/j.ympev.2008.08.028

466

Tanaka H., Ishibashi J., Fujita K., Nakajima Y., Sagisaka A., Tomimoto K., Suzuki N., Yoshiyama M., Kaneko Y.,

Iwasaki T., Sunagawa T., Yamaji K., Asaoka A., Mita K., Yamakawa M. 2008. A genome-wide analysis of

genes and gene families involved in innate immunity of Bombyx mori. Insect Biochemistry and Molecular

Biology 38 (12): 1087-1110. DOI: 10.1016/j.ibmb.2008.09.001

Tang G., Shang Y., Li S., Wang C. 2020. MrHex1 is Required for Woronin Body Formation, Fungal Development

and Virulence in Metarhizium robertsii. Journal of Fungi 6 (3) 172. DOI:10.3390/jof6030172

Thomas M.B., Read A.F. 2007. Can fungal biopesticides control malaria? Nature Reviews Microbiology 5: 377-383.

DOI: 10.1038/nrmicro1638

Tokarev Y.S., Levchenko M.V., Naumov A.M., Senderskiy V., Lednev G.R. 2011. Interactions of two insect patho-

gens, Paranosema locustae (Protista: Microsporidia) and Metarhizium acridum (Fungi: Hypocreales), during

a mixed infection of Locusta migratoria (Insecta: Orthoptera) nymphs. Journal of Invertebrate Pathology

106 (2): 336-338. DOI: 10.1016/j.jip.2010.09.019

Toledo A.V., Alippi A.M., Lenicov A.M.D. 2011. Growth inhibition of Beauveria bassiana by bacteria isolated from

the cuticular surface of the corn leafhopper, Dalbulus maidis and the planthopper, Delphacodes kuscheli, two

important vectors of maize pathogens. Journal of Insect Science 11 (1): 1-13. DOI: 10.1673/031.011.0129

Toledo A., Lopez S., Aulicino M., Lenicov A.M.D., Balatti P. 2015. Antagonism of entomopathogenic fungi by

Bacillus spp. associated with the integument of cicadellids and delphacids. International Microbiology 18

(2): 91-97. DOI:10.2436/20.1501.01.238

Tomilova O.G., Kryukov V.Yu., Duisembekov B.A., Yaroslavtseva O.N., Tyurin M.V., Kryukova N.A., Skorokhod

V., Dubovskiy I.M., Glupov V.V. 2016. Immune-physiological aspects of synergy between avermectins and

the entomopathogenic fungus Metarhizium robertsii in Colorado potato beetle larvae. Journal of Invertebrate

Pathology 140: 8-15. DOI: 10.1016/j.jip.2016.08.008

Tomilova O.G., Yaroslavtseva O.N., Ganina M.D., Tyurin M.V., Chernyak E.I., Senderskiy I.V., Noskov Y.A.,

Polenogova O.V., Akhanaev Y.B., Kryukov V.Yu., Glupov V.V., Morozov S.V. 2019. Changes in antifungal

defence systems during the intermoult period in the Colorado potato beetle. Journal of Insect Physiology

116: 106-117. DOI: 10.1016/j.jinsphys.2019.05.003

Tounou A.K., Kooyman C., Douro-Kpindou O.K., Poehling H.M. 2008. Interaction between Paranosema locustae

and Metarhizium anisopliae var. acridum, two pathogens of the desert locust, Schistocerca gregaria under

laboratory conditions. Journal of Invertebrate Pathology 97 (3): 203-210. DOI: 10.1016/j.jip.2007.10.002

Vega F.E. 2018. The use of fungal entomopathogens as endophytes in biological control: a review. Mycologia

110 (1): 4-30.

Vega F.E., Meyling N.V., Luangsa-Ard J.J., Blackwell M. 2012. Fungal Entomopathogens. In: Vega, F., Kaya, H.

K. (eds.) Insect Pathology. 2nd Edition. San Diego, CA: Academic Press.: 171-220. DOI: 10.1016/B978-

0-12-384984-7.00006-3

Vidal C., Fargues J. 2007. Climatic constraints for fungal biopesticides. In: Ekesi S., Maniania N. K. (eds.). Use

of Entomopathogenic Fungi in Biological Pest Management. Research Signpost Inc, Kerala: 39-55.

Wang B., Kang Q., Lu Y., Bai L., Wang C. 2012. Unveiling the biosynthetic puzzle of destruxins in Metarhi-

zium species. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 109 (4):

1287-1292. DOI: 10.1073/pnas.1115983109

Wang C., St. Leger R.J. 2006. A collagenous protective coat enables Metarhizium anisopliae to evade insect im-

mune responses. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 103

(17): 6647-6652. DOI: 10.1073/pnas.0601951103

467

Wang C., Duan Z., St. Leger R. J. 2008. MOS1 Osmosensor of Metarhizium anisopliae is required for adaptation

to insect host hemolymph. Eukaryotic Cell 7 (2): 302-310. DOI:10.1128/EC.00310-07

Wei G., Lai Y., Wang G., Chen H., Li F., Wang S. 2017. Insect pathogenic fungus interacts with the gut microbiota

to accelerate mosquito mortality. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of

America 114(23): 5994-5999. DOI:10.1073/pnas.1703546114

Wosten H.A. 2001. Hydrophobins: multipurpose proteins. Annual Review of Microbiology 55: 625 -646. DOI:

10.1146/annurev.micro.55.1.625

Wraight S.P., Ramos M.E. 2005. Synergistic interaction between Beauveria bassiana - and Bacillus thuringiensis

tenebrionis - based biopesticides applied against field populations of Colorado potato beetle larvae. Journal

of Invertebrate Pathology 90 (3): 139-150. DOI: 10.1016/j.jip.2005.09.005

Wraight S.P., Ramos M.E. 2017. Characterization of the synergistic interaction between Beauveria bassiana strain

GHA and Bacillus thuringiensis morrisoni strain tenebrionis applied against Colorado potato beetle larvae.

Journal of Invertebrate Pathology 144: 47-57. DOI: 10.1016/j.jip.2017.01.007

Wronska A.K., Bogus M.I., Wloka E., Kazek M., Kaczmarek A., Zalewska K. 2018. Cuticular fatty acids of Gal-

leria mellonella (Lepidoptera) inhibit fungal enzymatic activities of pathogenic Conidiobolus coronatus.

PLosONE 13 (3): e0192715. DOI: 10.1371/journal.pone.0192715

Xiao G., Ying S.H., Zheng P., Wang Z.L., Zhang S., Xie X.Q., Shang Y., St Leger R.J., Zhao G.P., Wang C., Feng

M.G. 2012. Genomic perspectives on the evolution of fungal entomopathogenicity in Beauveria bassiana.

Scientific Reports 2: 483. DOI: 10.1038/srep00483.

Xie T., Wang Y., Yu D., Zhang Q., Zhang T., Wang Z., Huang B. 2019. MrSVP, a secreted virulence-associated

protein, contributes to thermotolerance and virulence of the entomopathogenic fungus Metarhizium robertsii.

BMC Microbiology 19: 25. DOI: 10.1186/s12866-019-1396-8

Xie X.Q., Li F., Ying S.H., Feng M.G. 2012. Additive contributions of two manganese-cored superoxide dismutases

(mnsods) to antioxidation, UV tolerance and virulence of Beauveria bassiana. PLosONE 7 (1): e30298.

DOI: 10.1371/journal.pone.0030298

Xu L., Deng J., Zhou F., Cheng C., Zhang L., Zhang J., Lu M. 2018. Gut microbiota in an invasive bark beetle

infected by a pathogenic fungus accelerates beetle mortality. Journal of Pest Science 92: 343-351. DOI:

10.1007/s10340-018-0999-4

Yaroslavtseva O.N., Dubovskiy I.M., Khodyrev V.P., Duisembekov B.A., Kryukov V.Yu., Glupov V.V. 2017. Immu-

nological mechanisms of synergy between fungus Metarhizium robertsii and bacteria Bacillus thuringiensis

ssp morrisoni on Colorado potato beetle larvae. Journal of Insect Physiology 96: 14-20. DOI: 10.1016/j.

jinsphys.2016.10.004

Zhang F., Sun X.X., Zhang X.C., Zhang S., Lu J., Xia Y.M., Huang Y.H., Wang X.J. 2018. The interactions be-

tween gut microbiota and entomopathogenic fungi: a potential approach for biological control of Blattella

germanica (L.). Pest Management Science 74 (2): 438-447. DOI: 10.1002/ps.4726

Zhang L.B., Feng M.G. 2018. Antioxidant enzymes and their contributions to biological control potential of

fungal insect pathogens. Applied Microbiology and Biotechnology 102: 4995 - 5004. DOI: 10.1007/

s00253-018-9033-2

Zhang S., Widemann E., Bernard G., Lesot A., Pinot F., Pedrini N., Keyhani N.O. 2012. CYP52X1, representing

new cytochrome P450 subfamily, displays fatty acid hydroxylase activity and contributes to virulence and

growth on insect cuticular substrates in entomopathogenic fungus Beauveria bassiana. Journal of Biological

Chemistry 287: 13477-13486. DOI: 10.1074/jbc.M111.338947

468

Zheng P., Xia Y.L., Xiao G.H., Xiong C.H., Hu X., Zhang S.W., Zheng H.J., Huang Y., Zhou Y., Wang S.Y, Zhao

G.P., Liu X., St Leger R.J., Wang C. 2012.Genome sequence of the insect pathogenic fungus Cordyceps mili-

taris, a valued traditional Chinese medicine. Genome Biology 12: R116, DOI: 10.1186/gb-2011-12-11-r116

Zhou F., Wu X., Xu L., Guo S., Chen G., Zhang X. 2019. Repressed Beauveria bassiana infections in Delia

antiqua due to associated microbiota. Pest Management Science 75 (1): 170-179. DOI: 10.1002/ps.5084

Zibaee A., Bandani A. R., Talaei-Hassanlouei R., Malagoli D. 2009. Temperature and Ca2 ion as modulators in

cellular immunity of the Sunn pest Eurygaster integriceps Puton (Heteroptera: Scutelleridae). Entomological

Research 39 (6): 364-371. DOI: 10.1111/j.1748-5967.2009.00251.x

Zibaee A., Bandani A.R., Malagoli D. 2012. Methoxyfenozide and pyriproxifen alter the cellular immune reactions

of Eurygaster integriceps Puton (Hemiptera: Scutelleridae) against Beauveria bassiana. Pesticide Biochem

Physiol 102 (1): 30-37. DOI: 10.1016/j.pestbp.2011.10.006

PHYSIOLOGICAL AND ECOLOGICAL ASPECTS

OF INTERACTIONS BETWEEN ENTHOMOPATHOGENIC FUNGI

(ASCOMYCOTA, HYPOCREALES) AND INSECTS

V. Yu. Kryukov, O. N. Yaroslavtseva, V. V. Glupov

Keywords: insect immunity, Beauveria, Metarhizium, host-parasite system, nvironmental

factors

Summary

In the review, we briefly summarized virulence mechanisms of entomopathogenic ascomycetes

and the defense reactions of host insects. Special attention is paid to the influence of environmental

factors (temperature, toxicants, concomitant infections, symbiotic microorganisms and parasitoids) on

the physiological aspects of the relationship between insect hosts and entomopathogenic fungi. Based

on the analysis performed, we suggest that the increase in the susceptibility of insects to fungal infec-

tions under the influence of various stresses has a complex basis, which is expressed by suppression of

defense reactions set, as well as by disturbance ontogenesis. Understanding these mechanisms is im-

portant for the development of new approaches to biological control of economicaly important species.

469