ПАРАЗИТОЛОГИЯ, 2022, том 56, № 4, с. 314-329.
УДК 576.895.121+599.323.43
УЛЬТРАСТРУКТУРА ТЕГУМЕНТА И МОРФОЛОГИЯ КАПСУЛЫ,
ОКРУЖАЮЩЕЙ ТЕТРАТИРИДИИ
РОДА MESOCESTOIDES VAILLANT, 1863
В ПЕЧЕНИ ПОЛЁВКИ-ЭКОНОМКИ
© 2022 г. Н. А. Поспеховаa, *, К. В. Кусенкоa
аИнститут биологических проблем Севера ДВО РАН,
ул. Портовая, 18, Магадан, 685000 Россия
*e-mail:posna@ibpn.ru
Поступила в редакцию 29.06.2022 г.
После доработки 08.07.2022 г.
Принята к публикации 08.07.2022 г.
Впервые исследованы ультраструктура тегумента инкапсулированных тетратиридиев рода
Mesocestoides Vaillant, 1863 (Cestoda, Cyclophyllidea, Mesocestoididae) из печени полёвок-
экономок Microtus oeconomus (Pallas, 1776) и строение окружающей их трёхслойной капсулы.
На поверхности тегумента тетратиридиев отмечено несколько типов экстраклеточных структур:
везикулы, мелкогранулярный материал и вакуоли. Обнаружено также явление сбрасывания
микротрихий, имеющих расширенные участки. Клетки хозяина, контактирующие с экстракле-
точным материалом, имеют признаки деструкции. Характерной особенностью капсул, окружаю-
щих тетратиридии, является сетчатая структура фиброзного слоя, содержащего как нативные,
так и дегенерирующие клетки воспалительного ряда.
Ключевые слова: Mesocestoides, тетратиридий, ультраструктура, экстраклеточные везикулы,
сброшенные микротрихии, капсула, взаимодействие паразит-хозяин
DOI: 10.31857/S0031184722040056, EDN: Fgrcdd
Цестоды рода Mesocestoides в качестве дефинитивных хозяев используют хищных
млекопитающих (лисы, песцы, волки, собаки), промежуточные хозяева более разно-
образны - от амфибий до приматов (Черткова, Косупко, 1978; McAllister, Conn, 1990;
Tokiwa et al., 2014; Skirnisson et al., 2016; Berrilli, Simbula, 2020; Chelladurai, Brewer,
2021). На Северо-Востоке России в качестве промежуточных хозяев Mesocestoides вы-
ступают грызуны и насекомоядные (Губанов, Фёдоров, 1970; Докучаев, Гуляев, 2004).
314
Тетратиридии (метацестодная стадия этого паразита) имеют характерный облик,
но отсутствие хоботка затрудняет их видовую идентификацию (Докучаев, Гуляев,
2004; Коняев и др., 2011; Zaleśny, Hildebrand, 2012; Tokiwa et al., 2014). Система
классификации метацестод, используемая в настоящее время, определяет тетрати-
ридий как «алакунарную форму с ввёрнутым сколексом» (Cherwy, 2002). И если
у большинства метацестод циклофиллидей имеются защитные оболочки, различные
по количеству, строению и происхождению (Краснощеков, 1980), то у представителей
рода Mesocestoides такие оболочки отсутствуют, сколекс и шейка инвагинированы
внутрь тетратиридия, и с тканями хозяина контактирует тегумент задней части тела
метацестоды, или «hindbody» в англоязычной литературе (Conn, 1988).
Особенности морфологии покровов и паразито-хозяинных взаимодействий мета-
цестод циклофиллидей (в том числе тетратиридиев Mesocestoides) являются предме-
том многочисленных исследований (Specht, Widmer, 1972; Voge et al., 1979; Willms,
Merchant, 1980; White et al., 1982; Березанцев и др., 1983; Chernin, McLaren, 1983;
Engelkirk, Williams, 1983; Barton et al., 1984; Laclette et al., 1987; Conn, 1988; Moudgil
et al., 2016; Onoja et al., 2017). Однако большинство таких исследований проведено на
лабораторных культурах цестод и животных-хозяев, тогда как наша работа посвящена
изучению морфологии зоны контакта тетратиридиев рода Mesocestoides с тканями
печени естественно заражённого хозяина - полёвки-экономки Microtus oeconomus
(Pallas, 1776) из тундровой экосистемы Чукотки. Жизненный цикл представителей
рода Mesocestoides до сих пор не установлен (Черткова, Косупко, 1978; Loose-Frank,
1991), поэтому указать источник заражения полёвок не представляется возможным.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
Полёвки-экономки были отловлены в окрестностях Чаунского стационара ИБПС
ДВО РАН (Северо-Западная Чукотка, Россия). При обнаружении белёсых пятен
в ткани печени одной из полёвок было произведено препарирование с извлечением капсул и
последующим вскрытием некоторых из них. В полости вскрытых капсул были найдены тетра-
тиридии, размер капсул в среднем составлял 2.5-3.0 мм.
Не вскрытые капсулы были иссечены из печени хозяина вместе с окружающей тканью
и фиксированы в 2% растворе глютарового альдегида на 0.1 М фосфатном буфере (рН 7.2)
при температуре около 4°С для электронно-микроскопического изу-чения. После фиксации
в глютаре материал дофиксировали в 2% растворе OsO4 в 0.2 М фосфатном буфере (рН 7.2)
в течение 12 ч, обезвоживали и заливали в смесь ЭПОН-аралдит. В процессе дегидратации
образцы окрашивали насыщенным раствором уранилацетата в 70% этаноле в течение ночи.
Полутонкие срезы, полученные на микротомах LKB Bromma 2088 и LKB Nova (Sweden),
были окрашены метиленовым голубым по Моргенштерну (Morgenstern, 1969) и просмотрены
в микроскопе Olympus CX41 (Olympus Corporation, Japan) с цифровой камерой Olympus E-420.
Ультратонкие срезы (90 нм), полученные на ультратоме LKB (Швеция), просматривали в про-
свечивающих электронных микроскопах JEM-1011 и JEM-1400Plus (JEOL, Япония) при 80 кВ.
315
РЕЗУЛЬТАТЫ
Световая микроскопия
Полутонкий срез капсулы с тетратиридием в ткани печени хозяина представлен на
рис. 1A. Миграционный путь тетратиридия к месту локализации заполнен клетками
хозяина, среди которых различимы гранулярные лейкоциты. Капсула состоит из трёх
слоёв. Первый, наружный слой граничит с гепатоцитами хозяина и состоит из клеток
умеренной электронной плотности, среди которых преобладают лейкоциты. Этот слой
имеет наибольшую толщину вблизи миграционного хода и становится более тонким
по мере удаления от него. Второй, средний, фиброзный слой инфильтрирован лей-
коцитами, причём его наиболее удалённый от миграционного пути участок имеет
наибольшую плотность расположения волокон и наименьшее количество лейкоцитов
в своём составе. Толщина фиброзного слоя составляет от 120 до 280 мкм. Простран-
ство между фиброзным слоем и поверхностью тетратиридия заполнено различными
по морфологии клетками хозяина, которые можно рассматривать в качестве третьего,
внутреннего слоя капсулы.
Зона контакта тетратиридия и внутреннего слоя капсулы различается по морфоло-
гии на разных участках, что хорошо заметно при рассмотрении серии тангенциальных
срезов капсулы, содержащей тетратиридий. На срезах, отсекающих небольшой сектор
метацестоды (рис. 1А), её поверхность отделена от клеток хозяина светлой зоной,
имеющей вид «солнечной короны» (рис. 1A, врезка). Толщина этой зоны варьирует
от 15 до 50 мкм. На участках непосредственного контакта микротрихий паразита
с клетками хозяина светлая зона исчезает и наблюдается механическая деформация
микротрихиального бордюра. Плотная дистальная цитоплазма тегумента и крупные
(до 15 мкм в диаметре) известковые тельца в субтегументе тетратиридия являются
наиболее заметными деталями строения паразита на светооптическом уровне.
Электронная микроскопия
Тегумент задней части тела тетратиридия Mesocestoides
Покровы исследуемых тетратиридиев состоят из дистальной цитоплазмы тегу-
мента, покрытой микротрихиями, базальной пластинки, субтегументальной мускула-
туры и подлежащих цитонов тегумента (рис. 1B). Толщина дистальной цитоплазмы
составляет от 3 до 10 мкм, базальной пластинки - около 300 нм. Цитоны тегумента
с округлыми ядрами и светлой цитоплазмой располагаются в 1-2 слоя под субтегу-
ментальной мускулатурой. Последняя представлена поверхностными кольцевыми и
более глубокими продольными пучками.
Дистальная цитоплазма тегумента метацестоды (рис. 1С-1E) содержит много-
численные плотные палочковидные и дисковидные тельца диаметром около 250 нм.
Регулярно встречаются палочковидные и дисковидные тельца с отслоившейся наруж-
ной мембраной. В таких тельцах между содержимым и ограничивающей мембраной
наблюдается узкая светлая зона, а содержимое выглядит неоднородным по плотности.
316
Рисунок 1. Инкапсулированный тетратиридий Mesocestoides sp. и ультраструктура его тегумента:
А - полутонкий срез капсулы с тетратиридием в ткани печени; на врезке - «солнечная корона»;
B - тегумент тетратиридия с микротрихиями и гранулярным материалом; С - дистальная цитоплазма
тегумента с плотными тельцами и везикулами; D - выпячивания матрикса дистальной цитоплазмы;
E - тегумент тетратиридия с чувствительным окончанием; F - микротрихиальный бордюр
с экстраклеточными вакуолями, мелкогранулярным материалом и сброшенными микротрихиями.
Стрелками обозначены участки, лишённые микротрихий; G - микротрихиальный бордюр
с экстраклеточными везикулами и сброшенными микротрихиями (bl - базальная пластинка,
cb - известковые тельца, db - плотные тельца, eva - внеклеточные вакуоли, eve - внеклеточные
везикулы, gm - мелкогранулярный материал, h - гепатоцит, hc - клетка хозяина, il - внутренний
слой капсулы, mc - миграционный канал тетратиридия, ml - средний слой капсулы,
mp - выпячивание матрикса дистальной цитоплазмы, mt - микротрихии, ol - наружный слой капсулы,
sc - «солнечная корона», se - чувствительное окончание, sm - сброшенные микротрихии,
sum - субтегументальные мышцы, t - тетратиридий, tc - цитон тегумента, tdc - дистальная цитоплазма
тегумента).
Figure 1. Encapsulated Mesocestoides tetrathyridium and ultrastructure of its tegument:
A - semi-thin section of a capsule with tetrathyridium in the liver tissue; inset - “solar crown”;
B - tetrathyridium tegument with microtrichia and fine-granular material; C - distal cytoplasm
of the tegument with dense bodies and vesicles; D - matrix protrusion of the distal cytoplasm;
E - tetrathyridium tegument with sensory ending; F - microtrichial border with extracellular vacuoles,
fine granular material, and shedded microtrichia. Arrows indicate areas devoid of microtrichia;
G - microtrichial border with extracellular vesicles and shedded microtrichia (bl - basal lamina,
cb - calcareous bodies, db - dense bodies, eva - extracellular vacuoles, eve - extracellular vesicles,
gm - granular material, h - hepatocyte, hc - host cell, il - inner layer of capsule, mc - migration channel
of tetrathyridium, ml - middle layer of capsule, mp - matrix protrusion of distal cytoplasm,
mt - microtrichia, ol - outer layer of capsule, sc - “solar crown”, se - sensory ending, sm - shedded
microtrix, sum - subtegumental muscle, t - tetrathyridium, tc - tegumental cyton; tdc - tegument distal
cytoplasm).
317
Многочисленные овальные везикулы, достигающие длины 400 нм, обычно содержат
гранулярный материал умеренной электронной плотности либо выглядят «пустыми».
Характерно расположение «пустых» везикул вблизи наружной мембраны; в редких
случаях они открыты на поверхность тегумента (рис. 1С).
Наружная мембрана дистальной цитоплазмы тегумента тетратиридия на некоторых
участках имеет небольшие (до 500 нм в диаметре) выпячивания, содержащие матрикс
дистальной цитоплазмы (рис. 1D). Иногда такие выпячивания достигают значитель-
ного размера (до 4 мкм в диаметре).
В толще дистальной цитоплазмы отмечены безресничковые чувствительные окон-
чания (рис. 1E). Микротрихии тегумента однотипные, с короткой (около 500 нм)
базальной частью и плотной бичевидной апикальной частью, достигающей длины
15 мкм.
У наружной поверхности дистальной цитоплазмы тегумента пузыря, между ми-
кротрихиями, отмечены различные виды экстраклеточных мембранных структур и
гранулярного материала.
Мелкогранулярный материал у поверхности тегумента представлен отдельными
скоплениями диаметром 300-400 нм; нередко они прилегают к микротрихиям (рис.
1С-1E). По мере продвижения кнаружи мелкие порции гранулярного материала сли-
ваются и разделяют микротрихиальный бордюр на отдельные пучки, что создаёт эф-
фект «солнечной короны». За пределами микротрихиального бордюра гранулярный
материал образует крупные скопления, контактирующие с клетками хозяина либо их
фрагментами (рис. 1B).
Мембранные структуры представлены мелкими (30-60 нм) экстраклеточными
везикулами и экстраклеточными вакуолями размерами 150-500 нм (рис. 1F, 1G).
Везикулы часто расположены цепочками, ориентированными перпендикулярно по-
верхности тегумента (рис. 1G). Диаметр экстраклеточных вакуолей увеличивается
по мере удаления от поверхности дистальной цитоплазмы (рис. 1F). За пределами
микротрихиального бордюра отмечены вакуоли более 20 мкм в диаметре (рис. 1B).
Помимо трёх описанных видов материала, который регистрируется у поверхности
дистальной цитоплазмы, мы обнаружили большое количество сброшенных микротри-
хий, которые встречаются регулярно, но без выраженной зависимости от морфологии
зоны контакта. В толще микротрихиального бордюра, выше оснований микротрихий,
рассеяны округлые вакуолеподобные структуры с плотной оболочкой диаметром
200-250 нм, изредка - до 500 нм. Эти структуры представляют собой отделившие-
ся микротрихии с расширенными (вздутыми) участками, которые, в зависимости от
плоскости среза, могут выглядеть округлыми, овальными или могут продолжаться
в плотную бичевидную структуру, аналогичную апикальной части микротрихий тегу-
мента задней части тетратиридия (рис. 1F, 1G). Кроме того, мы наблюдали фрагменты
оснований микротрихий, находящиеся на расстоянии до 5 мкм от поверхности дис-
318
тальной цитоплазмы. В зонах массовой «секреции» микротрихий отмечены небольшие
участки поверхности, свободные от микротрихий, однако никаких признаков наруше-
ния ограничивающей мембраны мы не обнаружили (рис. 1F, стрелки).
Зона контакта
Зона контакта тетратиридия с организмом хозяина включает: внутренний слой
капсулы, тегумент паразита вместе с его выростами (микротрихиями) и экстракле-
точным материалом, а также пространство между ними, заполненное обычно клеточ-
ным детритом. Ширина этой зоны меняется в зависимости от положения тетратири-
дия в полости капсулы. В том случае, когда поверхность дистальной цитоплазмы
тетратиридия находится на значительном расстоянии от внутреннего слоя капсулы,
микротрихии вместе с мелкогранулярным материалом образуют «солнечную коро-
ну», упомянутую выше область, которая переходит в скопления того же материала
с крупными эстраклеточными вакуолями (рис. 1B). Клетки хозяина, контактирующие
с гранулярным материалом, имеют признаки повреждений: цитоплазма их вакуоли-
зирована, отмечены нарушения целостности цитоплазматической мембраны и выход
в окружающее пространство гранул и липидных капель. Отмечены клетки, имеющие
признаки апоптоза: конденсированный хроматин в ядрах, фрагментация ядра и клет-
ки (рис. 2А). Большинство клеток в зоне контакта, судя по характерной структуре
гранул, можно отнести к эозинофилам, хотя отмечено также значительное количество
макрофагов.
В зоне непосредственного контакта клеток хозяина и поверхности тетратиридия
происходит механическая деформация микротрихиального бордюра (рис. 2B, 2C, 2Е).
При этом расстояние между поверхностью дистальной цитоплазмы и клетками вну-
треннего слоя капсулы уменьшается до 1.5-2.0 мкм. Скопления мелкогранулярного
материала и единичные сброшенные микротрихии (рис. 2C - 2E) постоянно присут-
ствуют среди микротрихий. Клетки хозяина в таких зонах могут не иметь видимых
повреждений (рис. 2B), причём в этом случае прилегающий к клетке микротрихи-
альный бордюр не содержит мелкогранулярного материала. Частично или полностью
дегенерированные клетки, как правило, соседствуют с микротрихиями, среди которых
присутствуют скопления мелкогранулярного материала (рис. 2С - 2E).
Мелкогранулярный материал иногда образует локальные скопления у поверхности
клеток хозяина (рис. 2D), причём он располагается кнаружи от гранулярного ма-
териала большей электронной плотности, который прилежит к цитоплазматической
мембране клеток хозяина.
На границе внутреннего и среднего (фиброзного) слоёв капсулы мы регулярно
обнаруживали фибробласты с длинными узкими выростами, которые простирались
в зону контакта, ближе к повреждённым клеткам (рис. 2E, звёздочка).
319
Рисунок 2. Ультраструктура капсулы вокруг тетратиридия Mesocestoides sp.:
A - фрагмент капсулы хозяина: внутренний и часть среднего слоя; B - макрофаг у поверхности
тегумента тетратиридия; C - деградирующий эозинофил в зоне контакта; D - два вида гранулярного
материала у поверхности клеток хозяина; E - отросток фибробласта (*) во внутреннем слое капсулы;
F - фрагмент фиброзного слоя с деградирующими клетками; G - фибробласт и коллагеновые волокна;
H - клетки в фиброзном слое; I - наружный слой капсулы и ткань печени (a - клетки с признаками
апоптоза; cf - коллагеновые волокна, dgm - плотный гранулярный материал, e - эритроцит,
eo - эозинофил, fi - фибробласт, ger - гранулярный эндоплазматический ретикулюм,
gm - мелкогранулярный материал, h - гепатоцит, hc - клетка хозяина, il - внутренний слой капсулы,
ma - макрофаг; ml - средний слой капсулы, mt - микртрихии, ol - наружный слой капсулы,
pc - плазматическая клетка, sum - субтегументальные мышцы, tc - цитон тегумента, tdc - дистальная
цитоплазма тегумента).
Figure 2. Ultrastructure of the capsule around Mesocestoides tetrathyridium:
A - capsule fragment: inner and part of the middle layer; B - macrophage at the surface of the tetrathyridium
tegument; C - degrading eosinophil in the contact zone; D - two types of granular material at the surface
of host cells; E - fibroblast process (*) in the inner layer of the capsule; F - fragment of the fibrous layer with
degrading cells; G - fibroblast and collagen fibers; H - cells in the fibrous layer; I - outer layer of the capsule
and liver tissue (a - cells with signs of apoptosis, cf - collagen fibers, dgm - dense granular material,
e - erythrocyte, eo - eosinophil, fi - fibroblast, ger - granular endoplasmic reticulum, gm - fine-granular
material, h - hepatocyte, hc - host cell, il - inner layer of capsule, ma - macrophage; ml - middle layer
of capsule, mt - microtrichia, ol - outer layer of capsule, pc - plasma cell; sum - subtegumental muscle;
tc - tegumental cyton; tdc - distal cytoplasm of tegument).
320
Средний слой капсулы
Средний (фиброзный) слой капсулы представляет собой сетчатую структуру, кото-
рая сформирована разнонаправленными пучками коллагеновых волокон и в ячейках
которой располагаются гранулоциты (преимущественно эозинофилы), макрофаги и
плазматические клетки (рис. 2A, 2F - 2Н). Как правило, эти клетки демонстрируют
разную степень деградации, но встречаются и клетки без видимых повреждений. Фи-
бробласты, сопровождающие коллагеновые волокна, имеют признаки синтетической
активности, в частности расширенные канальцы гранулярного эндоплазматического
ретикулюма (рис. 2B, 2C, 2G). Нами отмечено различие в плотности укладки пучков
коллагеновых волокон в фиброзном слое капсулы: плотность увеличивается по мере
удаления от миграционного пути тетратиридия вместе с уменьшением числа клеток
(или их фрагментов) в составе слоя.
Наружный слой капсулы
Наружный слой капсулы образован, в основном, клетками воспалительного ряда,
однако между слоями этих клеток регулярно встречаются фибробласты и коллагено-
вые волокна небольшого сечения (рис. 2I). Гепатоциты, контактирующие с наружным
слоем капсулы, содержат в своей цитоплазме вакуоли с хлопьевидным материалом.
Крупные полости, содержащие везикулы, вакуоли, хлопьевидный материал и фраг-
менты мембран, соседствуют с гепатоцитами. Многочисленные капилляры с эритро-
цитами располагаются среди гепатоцитов у наружного слоя капсулы, но не отмечены
в составе стенки капсулы.
ОБСУЖДЕНИЕ
Капсулообразование в организме промежуточного хозяина считается характерной
особенностью, сопровождающей развитие цепней на стадии метацестод (Березанцев,
1963; Specht, Widmer, 1972; Ansari, Williams, 1976; Willms, Merchant, 1980; Березан-
цев и др., 1983; Engelkirk,Williams, 1983; Blazek et al., 1985; Widmer, Specht, 1991 и
другие). Более того, по мнению ряда авторов (Березанцев, 1963; Березанцев и др.,
1983; Оксов, 1991), вокруг ларвоцист высших цестод (отряд Cyclophyllidea) капсулы
формируются всегда. При этом капсулы, вне зависимости от типа ткани, в которой
они располагаются (мышечная, соединительная), имеют двуслойное строение: вну-
тренний слой образован фиброзными структурами, наружный слой богат клеточными
элементами.
Капсулы, окружающие тетратиридиев в печени полёвок-экономок, выглядят, скорее,
трёхслойными, причём даже средний, фиброзный слой, насыщен клеточными элемен-
тами - как интактными, так и находящимися на разных стадиях деградации. Инте-
ресна сетчатая структура фиброзного слоя, которая хорошо видна при электронно-
микроскопическом изучении и плохо различима на светооптических препаратах.
Формирование этой сетчатой структуры, вероятно, происходит в результате изоляции
321
распадающихся (и, возможно, интактных) иммунокомпетентных клеток продуктами
деятельности фибробластов. Такое предположение поддерживается постоянным при-
сутствием отростков фибробластов вблизи зоны контакта паразит-хозяин. А наличие
фибробластов и коллагеновых волокон в наружном слое капсулы позволяет предпо-
ложить, что фиброзный слой капсулы нарастает как с внутренней, так и с внешней
стороны. Березанцев с соавторами (1983) описали в стенках капсулы вокруг метаце-
стоды Hydatigera taeniaeformis (Batsch, 1786) «развитую гемициркуляторную сеть»,
состоящую из трёх слоёв. В нашем случае капилляры в стенке капсулы обнаружены
не были, хотя мы не исключаем, что васкуляризация капсул вокруг тетратиридиев
у полёвок-экономок наступает на более поздних стадиях развития паразито-хозяинных
отношений.
Поскольку наш материал взят из печени полевок, зараженных естественным пу-
тем, мы можем судить о продолжительности инвазии лишь по косвенным призна-
кам и литературным данным. Так, Березанцев с соавторами (1983) установил, что
капсулы вокруг цистицерков тений достигают толщины 100-150 мкм через 50 дней
после заражения. Капсулы вокруг тетратиридиев Mesocestoides в печени белых мы-
шей оцениваются как «хорошо очерченные» (well-defined) только через год после
экспериментального заражения промежуточного хозяина в отличие от ещё не сфор-
мированных через 44 дня после заражения (Specht, Widmer, 1972). В то же время,
заметная инкапсуляция с депонированием коллагена наблюдалась уже на 35-й день
после заражения белых мышей тетратиридиями Mesocestoides, а на 60-й день печень
демонстрировала обширную регенерацию вокруг инкапсулированных тетратиридиев
(White et al., 1982). По-видимому, с момента заражения полёвок-экономок прошло
не менее месяца.
Строение капсул вокруг гельминтов в организмах промежуточных и паратениче-
ских хозяев имеет свои особенности. Так, личинки акантоцефалов в паратенических
хозяевах образуют капсулы трёх типов: фибробластические, лейкоцитарные и про-
межуточные (Скоробрехова, 2014). По этой классификации капсулы вокруг тетра-
тиридиев в полёвках-экономках можно отнести к промежуточным, поскольку в них
присутствуют и фибробласты вместе с продуктами своей деятельности (коллагеновы-
ми волокнами), и лейкоциты, которые чаще представлены гранулоцитами. Отмечен-
ные нами клетки с признаками апоптоза в зоне контакта с хозяином регистрируются
и другими авторами (Sikasunge et al., 2008), что трактуется как один из способов по-
давления паразитом клеточного иммунного ответа хозяина.
Гранулоциты (чаще всего эозинофилы) постоянно упоминались при описании ре-
акции хозяина на присутствие личинок гельминтов, в частности метацестод тениид,
причём разные авторы не только отмечали присутствие эозинофилов у поверхности
тегумента паразита, но и описывали процессы дегрануляции, а также разрушения этих
322
клеток с выходом гранул в зону контакта (Ansari, Williams, 1976; Willms, Merchant,
1980; Engelkirk, Williams, 1983; Strote et al., 1991; Makepeace еt аl., 2012).
Те же авторы отмечают, что клетки хозяина, находящиеся в контакте с поверх-
ностью паразита, подвергаются деградации и разрушению, тогда как сам паразит
в большинстве случаев остаётся неповреждённым. Причины такой устойчивости,
вероятно, кроются в защитных свойствах покровных структур метацестод, в данном
случае - тегумента задней части тела тетратиридия. Наиболее полно изучены мор-
фология и ультраструктура тегумента тетратиридиев Mesocestoides corti/ vogae (Etges,
1991), лабораторной культуры почкующихся метацестод (Hess, Guggenheim, 1977;
Hess, 1980; Voge et al., 1979). Эти авторы делят тегумент тетратиридия на 3 участ-
ка в зависимости от преобладающих типов микротрихий, причём на заднем конце
тела наблюдаются только нитевидные (filamentous) микротрихии (Hess, Guggenheim,
1977). Мы обозначили такие микротрихии как бичевидные, учитывая плотность
и длину апикального конца. В соответствии с международной номенклатурой микро-
трихий, такой тип относится к филитрихам, а именно капилляровидным филитрихам
(capilliform filitriches) (Chervy, 2009). Между микротрихиями обнаружено несколько
видов экстраклеточного материала, часть которого (либо все виды, как мы предпо-
лагаем) являются секреторными продуктами тегумента.
Секреторная активность тегумента цестод отмечается на всех стадиях жизнен-
ного цикла как в природе, так и в эксперименте (Threadgold, 1965; Краснощеков
и др., 1983; Laclette et al., 1987; Hoole et al., 1994; Oaks, Holy, 1994; Поспехова, 2012;
Pospekhova, Regel, 2015; Mazanec et al., 2021), причём характер тегументальной се-
креции может значительно различаться. Например, у Hymenolepis diminuta (Rudolphi,
1819) отмечено выделение двух различных подтипов мелких везикул, в том числе
в виде цепочек (Mazanec et al., 2021). Авторы связывают появление везикул с выходом
содержимого плотных телец за пределы дистальной цитоплазмы, а размещение их
в виде цепочек - с продвижением среди микротрихий.
У развивающихся аскоцерков из личинок стрекоз микротрихии наружного тегу-
мента экзоцисты погружены в поверхностный слой (surface layer), который состоит из
мелкогранулярного материала, пузырьков и фибрилл, ориентированных параллельно
поверхности дистальной цитоплазмы (Pospekhova, Regel, 2015). Авторы полагают,
что компоненты поверхностного слоя синтезированы цитонами тегумента экзоцисты,
а сам слой аналогичен гликокаликсу и выполняет защитные функции.
Мелкогранулярный материал в виде небольших скоплений диаметром до 400 нм,
который часто присутствует между микротрихиями инкапсулированного тетратири-
дия, напоминает по структуре гранулярный матрикс дистальной цитоплазмы. Этот
материал, скорее всего, выделяется на поверхность путём отшнуровки выпячиваний
дистальной цитоплазмы с последующим разрушением ограничивающей их мембраны.
Кроме того, были высказаны предположения, что содержимое плотных дисковидных
323
и палочковидных телец претерпевает морфологические изменения, после чего либо
выделяется на поверхность тегумента мерокриновым путём, формируя гликокаликс,
либо служит для пополнения матрикса дистальной цитоплазмы, который расходуется
в процессе жизнедеятельности паразита (Oaks, Lumsden, 1971; Wilson, Barnes, 1974;
Hess, 1980).
При этом морфологически близкий к мелкогранулярному материал в некоторых
работах трактовался как продукт дегрануляции прилежащих к тегументу гранулоцитов
(Willms, Merchant, 1980) либо как преципитат, образованный на поверхности микро-
трихий в результате воздействия иммунной сыворотки хозяина (Robinson et al., 1987;
Hoole et al., 1994). Действию сыворотки приписывалось также появление сброшен-
ных микротрихий (shedded microtriches), которые, как и в нашем случае, имели вид
вакуолей с плотными стенками (Hoole et al., 1994), но располагались слоем поверх
микротрихиального бордюра. Послойное расположение материала, выделяемого те-
гументом цестод, отмечено у нескольких видов (Hoole et al., 1994; Pospekhova, Regel,
2015; Kutyrev et al., 2021), но наиболее ярко оно представлено у цистных эхинококков
в виде пластинчатого слоя (laminated layer), окружающего цисту (обзор Diaz et al.,
2011). По-видимому, исходным шаблоном для слоистых защитных структур на по-
верхности паразитических червей на разных стадиях развития служит их гликокаликс,
который в большинстве случаев является как минимум двуслойным (Никишин, 2016).
Несмотря на методическую сложность исследования, экскреторно-секреторные
процессы у гельминтов привлекают особое внимание, учитывая возможность исполь-
зования результатов таких исследований в практических целях (Lightowlers, Rickard,
1988; Harnett, 2014; Torre-Escudero et al., 2016; Drurey, Maizels, 2021; Kutyrev et al.,
2021; Mazanec et al., 2021). Авторы некоторых из перечисленных работ уделяют осо-
бое внимание экстраклеточным везикулам, выделяющимся с поверхности паразитов,
и мы не исключаем, что отмеченные нами цепочки везикул несут вещества с иммунно-
модуляторными свойствами.
Морфологические особенности зоны контакта тетратиридиев с тканями хозяина
(наличие или отсутствие мелкогранулярного материала, везикул и вакуолей, расстояние
до клеток хозяина, степень деградации этих клеток) не были постоянными, возможно,
по причине перемещения тетратиридия внутри капсулы и создания временных локаль-
ных сайтов близкого взаимодействия поверхностей паразита и хозяина. Асимметрич-
ность реакции вокруг паразитов отмечалась и ранее. Интактные и поврежденные вос-
палительные клетки, клеточный мусор, гранулы эозинофилов, части микроворсинок
отмечались на одной стороне цистицерка T. taeniaeformis в печени крысы, тогда как
на противоположном полюсе поверхность паразита контактировала с нормальными
гепатоцитами (Engelkirk, Williams, 1983).
Рассмотрение морфологии паразито-хозяинного взаимодействия тетратиридиев
рода Mesocestoides с полёвками-экономками позволило отметить несколько особен-
324
ностей. Среди них - трёхслойная капсула, состоящая из среднего фиброзного и двух
(внутреннего и наружного) лейкоцитарных слоёв; сетчатая структура фиброзного слоя,
который, по-видимому, нарастает как снаружи, так и изнутри; и, наконец, массовое
отделение расширенных микротрихий, не приводящее к нарушению наружной мем-
браны тегумента. Последнее явление было ранее описано в эксперименте, при воз-
действии на тегумент иммунной сыворотки (Hoole et al., 1994), тогда как в нашем
случае оно наблюдалось в хозяине, заражённом естественным путём.
БЛАГОДАРНОСТИ
Исследования проведены в ходе выполнения государственного задания по теме
«Гельминты в биоценозах Северо-Восточной Азии: биоразнообразие, морфология и
молекулярная филогенетика», № регистрации 1021060307693-0.
Авторы выражают благодарность рецензентам за подробный анализ и конструктив-
ные замечания, а также благодарят заведующую редакцией журнала за обстоятельный
разбор рукописи.
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
Березанцев Ю.А. 1963. Формирование капсул вокруг личинок паразитических червей. Вопросы патологиче-
ской анатомии 83: 80-184. [Berezantsev Yu.A. 1963. Formirovanie kapsul vokrug lichinok paraziticheskikh
chervei. Voprosy patologicheskoi anatomii 83: 80-184. (In Russian)].
Березанцев Ю.А., Борисов А.В., Иванова В.Ф., Борщуков Д.Б. 1983. Микрогемициркуляторное русло кап-
сулы, индуцированной финнами Hydatigera taeniaeformis в печени белых крыс. Доклады Академии
Наук СССР 269 (1): 253-256. [Berezantsev Yu.A., Borisov A.V., Ivanova V.F., Borshchukov D.B. 1983.
Mikrogemitsirkulyarnoe ruslo kapsuly, indutsirovannoi finnami Hydatigera taeniaeformis v pechni belykh
krys. Doklady Akedemii nauk SSSR 269 (1): 253-256. (In Russian)].
Губанов Н.М., Фёдоров К.П. 1970. Фауна гельминтов мышевидных грызунов Якутии. Фауна Сибири. Ново-
сибирск, Наука, 18-47. [Gubanov N.M., Fedorov K.P. 1970. Fauna gelmintov myshevidnykh gryzunov
Yakutii. Fauna Sibiri. Novosibirsk, Nauka, 18-47. (In Russian)].
Докучаев Н.Е., Гуляев В.Д. 2004. Землеройки-бурозубки (Sorex, Insectivora) как паратенические хозяева
цестод рода Mesocestoides. Териологические исследования. 5: 135-138. [Dokuchaev N.E., Gulyaev V.D.
2004. Zemleroiki-burozubki (Sorex, Insectivora) kak paratenicheskie khozyaeva tsestod roda Mesocestoides.
Terilogicheskie issledovaniya 5: 135-138. (In Russian)].
Коняев С.В., Есаулова Н.В., Найденко С.В., Давыдова О.Е., Лукаревский В.С., Эрнандес-Бланко Х.А.,
Литвинов М.Н., Котляр А.К., Сидорчук Н.В., Рожнов В.В. 2011. Обнаружение Mesocestoides
paucitesticulus Sawada et Kugi, 1973 у азиатского барсука (Meles leucurus) на территории России. Рос-
сийский паразитологический журнал 4: 35-40. [Konyaev S.V., Esaulova N.V., Naidenko S.V., Davydova
O.E., Lukarevsky V.S., Ernandes-Blanko Kh.A., Litvinov N.M., Kotlyar А. К, Sidorchuk N.V., Rozhnov
V.V. 2011. Mesocestoides paucitesticulus Sawada et Kugi, 1973 discovery at the Asian badger (Meles leucu-
rus) on the territory of the Far East in Russia. Rossiiskii parazitologicheskii zhurnal 4: 35-40. (In Russian)].
Краснощеков Г.П. 1980. Церкомер - личиночный орган цестод. Журнал общей биологии 41 (4): 615-627.
[Krasnoshchekov G.P. 1980. Cercomere, a larval organ in cestodes. Zhurnal obshchei biologii 41 (4):
615-627. (In Russian)].
325
Краснощеков Г.П., Никишин В.П., Плужников Л.Т. 1983. Ультраструктура стенки цисты личинок цестод
типа моноцерка. Паразитология 17 (5): 391-396. [Krasnoshchekov G.P., Nikishin V.P., Pluzhnikov L.T.
1983. Ultrastructure of cyst's wall in larvae of cestodes of the monocercus type. Parazitologiya 17 (5):
391-396. (In Russian).].
Никишин В.П. 2016. Морфофункциональное разнообразие гликокаликса у ленточных червей. Успехи со-
временной биологии 136 (5): 506-526. [Nikishin V.P. 2016. Morphofunctional diversity of glycocalyx
in tapeworms. Uspekhi sovremennoi biologii 136 (5): 506-526. (In Russian)].
Оксов И.В. 1991. Тканевый уровень организации системы паразит-хозяин. Паразитология 25 (1): 3-12.
[Oksov I.V. 1991. Tissue level of organization of the host-parasite system. Parazitologiya 25 (1): 3-12.
(In Russian)].
Поспехова Н.А. 2012. Специфическая и неспецифическая секреция покровов у гименолепидат (Cestoda:
Cyclophyllidea). Труды Центра Паразитологии 47: 207-214. [Pospekhova N.A. 2012. Specific and non-
specific covers secretion in Hymenolepidata (Cestoda: Cyclophyllidea). Trudy Tsentra Parazitologii 47:
207-214. (In Russian)].
Скоробрехова Е.М. 2014. Морфология взаимоотношений скребня Corynosoma strumosum (Acanthocephales:
Polymorphidae) и паратенических хозяев в природе и эксперименте. Автореф. дис. … канд. биол.
наук. СПб., 22 с. [Skorobrekhova E.M. 2014. Morphologiya vzaimootnoshenii skrebnya Corynosoma
strumosum (Acanthocephales: Polymorphidae) i paratenicheskikh khozyaev v prorode I eksperimente. Diss.
Kand. Nauk, SPb., 22 pp. (In Russian)].
Черткова А.Н., Косупко Г.А. 1978. Подотряд Mesocestoidata Skrjabin, 1940. Тетработриаты и мезоцестоидаты -
ленточные гельминты птиц и млекопитающих. Основы цестодологии, Т. IX. М., Наука, 118-229.
[Chertkova A.N., Kosupko G.A. 1978. Podotryad Mesocestoidata Skrjabin, 1940. Tetrabotriaty i mezot-
sestoidaty - lentochnye gelminty ptits i mlekopotayushchikh. Osnovy tsestodologii. Vol. 9, Moscow, Nauka,
118-229. (In Russian)].
Ansari A., Williams J.F. 1976. The eosinophilic response of the rat to infection with Taenia taeniaeformis. The
Journal of Parasitology 62: 728-736.
Barton A.M., Washington E.A., Stewart A.C., Nicholas W.L. 1984. Mesocestoides corti in the rat: comparisons
of Mesocestoides corti infections in rats and mice. International Journal for Parasitology 14 (4): 391-394.
Berrilli E., Simbula G., 2020. First molecular identification of the tapeworm Mesocestoides lit-
teratus from an Italian wall lizard (Podarcis siculus). Infection, Genetics and Evolution
81.
Blazek K., Schramlová J., Hulínská D. 1985. Pathology of the migration phase of Taenia hydatigena (Pallas,
1766) larvae. Folia Parasitologica 32 (2): 127-37.
Chelladurai J.R.J.J., Brewer M.T. 2021. Global prevalence of Mesocestoides infections in animals - A systematic
review and meta-analysis. Veterinary Parasitology 298: 109537. DOI: 10.1016/j.vetpar.2021.109537
Chernin J., McLaren D.J. 1983. The pathology induced in laboratory rats by metacestodes of Taenia crassiceps
and Mesocestoides corti (Cestoda). Parasitology 87: 279-287. doi.org/10.1017/S003118200005263X
Chervy L. 2002. The terminology of larval cestodes or metacestodes. Systematic Parasitology 52: 1-33.
DOI: 10.1023/a:1015086301717.
Chervy L. 2009. Unified terminology for cestode microtriches: a proposal from the International Workshops on
Cestode Systematics in 2002-2008. Folia Parasitologica 56 (3): 199-230. DOI: 10.14411/fp.2009.025
Conn D.B. 1988. Fine structure of the tegument of Mesocestoides lineatus tetrathyridia (Cestoda: Cyclophyllidea).
International Journal for Parasitology 18: 133-135. DOI: 10.1016/0020-7519(88)90049-5
326
Diaz A., Casaravilla C., Irigoin F., Lin G., Previato J.O., Ferreira F. 2011. Understanding the laminated layer
of larval Echinococcus I: structure. Trends in Parasitology 27: 204-213. doi: 10.1016/j.pt.2010.12.012
Drurey C., Maizels R.M. 2021. Helminth extracellular vesicles: Interactions with the host immune system. Mo-
Engelkirk P.G., Williams J.F. 1983. Taenia taeniaeformis in the rat: ultrastructure of the host-parasite interface
on days 8 to 22 postinfection. Journal of Parasitology 69 (5): 828-837.
Etges F.R. 1991. The proliferative tetrathyridium of Mesocestoides vogae sp. n. (Cestoda). Journal of the Hel-
minthological Society of Washington 58: 181-185.
Harnett. W. 2014. Secretory products of helminth parasites as immunomodulators. Molecular and Biochemical
Hess E. 1980. Ultrastructural study of the tetrathyridium of Mesocestoides corti Hoeppli, 1925: Tegument and
parenchima. Zeitschrift für Parasitenkunde 61: 135-159. DOI: 10.1007/BF00925460
Hess E., Guggenheim R. 1977. A study of the microtriehes and sensory processes of the tetrathyridium of Me-
socestoides corti Hoeppli, 1925, by transmission and scanning electron microscopy. Zeitschrift für Para-
Hoole D., Andreassen J., Birklund D. 1994. Microscopical observations on immune precipi-
tates formed in vitro on the surface of hymenolepid tapeworms. Parasitology 109: 243-248.
Kutyrev I.A., Biserova, N.M., Mazur O.E., Dugarov Z.N. 2021. Experimental study of ultrastructural mechanisms
and kinetics of tegumental secretion in cestodes parasitizing fish (Cestoda: Diphyllobothriidea). Journal of
Fish Diseases 44 (8): 1237-1254. DOI: 10.1111/jfd.13386
Laclette J.P., Merchant M.T., Willms K. 1987. Histological and ultrastructural localization of antigen B in the
metacestode of Taenia solium. Journal of Parasitoljgy 73 (1):121-129.
Lightowlers M.W., Rickard M.D. 1988. Excretory-secretory products of helminth parasites: effects on host im-
Loose-Frank B. 1991. One or two intermediate hosts in the life cycle of Mesocestoides (Cyclophyllidea: Meso-
cestoididae)? Parasitology Research 77 (8): 726-728. DOI: 10.1007/BF00928692
Makepeace B.L., Martin C., Turner J.D., Spech S. 2012. Granulocytes in helminth Infection - who is calling the
shots? Current medicinal chemistry 19: 1567-1586. DOI: 10.2174/092986712799828337
Mazanec H., Koník P., Gardian Z., Kuchta R. 2021. Extracellular vesicles secreted by model tapeworm Hyme-
nolepis diminuta: biogenesis, ultrastructure and protein composition. International Journal for Parasitology
51: 327-332. doi:10.1016/j.ijpara.2020.09.010
McAllister C.T., Conn D.B. 1990. Occurrence of Tetrathyridia of Mesocestoides sp. (Cestoidea: Cyclophyllidea)
in North American Anurans (Amphibia). Journal of Wildlife Diseases 26 (4): 540-543.
Morgenstern E. 1969. Vergleichende lichtoptische Untersuchungen im Rahmen elektronenmikroskopischer Arbeiten
an ultradünnen Schnitten. II. Färbemethoden. Mikroskopie 25: 250-260. [In German].
Moudgil A.D., Singla L.D., Gupta K., Daundkar P.S., Vemu B. 2016. Histopathological and morphological studies
on natural Cysticercus fasciolaris infection in liver of Wistar rats. Journal of Parasitic Diseases 40 (2):
255-258. DOI 10.1007/s12639-014-0488-5
Oaks J.A., Lumsden R.D. 1971. Cytological studies of the absorptive surface of cestodes. V. Incorporation
of carbohydrate-containing macromolecules into tegument membranes. Journal of Parasitology 57 (6):
1256-1268.
Oaks J.A., Holy J.M. 1994. Hymenolepis diminuta: Two morphologically distinct tegumental secretory mecha-
nisms are present in the cestode. Experimental Parasitology 79 (3): 292-300. DOI: 10.1006/expr.1994.1092
327
Onoja R.I., Idika I.K., Ezeh I.O., Abiazute C.N. 2017. Histopathological detection of the larval stage of Taenia
taeniaeformis (strobilocerci) and its associated lesions in liver of laboratory rats: case report. Exploratory
Animal and Medical Research 7 (1): 97-99.
Pospekhova N.F., Regel K.V. 2015. Morphology and ultrastructure of two schistotaeniid cysticercoids (Cestoda:
Cyclophyllidea) from the haemocoele of the dragonfly larvae. Паразитология 49 (5): 339-351.
Robinson R.D., Andreassen J., Arme C. 1987. Hymenolepis diminuta: ultrastructural observations on complement-
mediated tegumental lysis and destrobilation of 4-day-old worms in vitro. International Journal for Para-
sitology 17: 1225-1232.
Sikasunge C.S., Phiri I.K., Johansen M.V., Willingham III A.L., Leifsson P.S. 2008. Host-cell apoptosis in
Taenia solium-induced brain granulomas in naturally infected pigs. Parasitology 135 (10): 1237-1242.
DOI: 10.1017/S0031182008004678
Skirnisson K., Jouet D., Ferte H., Nielsen O.K. 2016. Occurrence of Mesocestoides canislagopodis (Rudolphi,
1810) (Krabbe, 1865) in mammals and birds in Iceland and its molecular discrimination within the Meso-
cestoides species complex. Parasitology Research 115 (7): 2597-2607. DOI 10.1007/s00436-016-5006-5
Specht D., Widmer E. A. 1972. Response of mouse liver to infection with tetrathyridia of Mesocestoides (Cestoda).
Journal of Parasitology 58: 431-437. doi.org/10.2307/3278183
Strote G., Brattig N.W., Tischendorf F.W. 1991. Ultrastructural study of the interaction between eosinophil-
ic granulocytes and third and fourth stage larvae of Onchocerca volvulus. Acta Tropica 48 (1): 1-8.
DOI: 10.1016/0001-706x(90)90059-9
Threadgold L. 1965. An electron microscope study of the tegument and associated structures of Proteocephalus
pollanicoli. Parasitology 55: 467-472.
Tokiwa T., Taira K., Yamazaki M., Kashimura A., Une Y. 2014. The first report of peritoneal tet-
rathyridiosis in squirrel monkey (Saimiri sciureus). Parasitology International 63: 705-707.
Torre-Escudero E. de la, Bennett A.P.S., Clarke A., Brennan G.P., Robinson M.W. 2016. Extracellular vesicle
biogenesis in helminths: more than one route to the surface? Trends in Parasitology 32 (12): 921-929.
Voge M., Sogandares-Bernal F., Martin J H. 1979. Fine structure of the tegument of Mesocestoides tetra-
thyridia by scanning and transmission electron microscopy. Journal of Parasitology 65 (4): 562-567.
DOI: 10.2307/3280322
White T.R., Thompson R.C.A., Penhale W.J., Pass D.A., Mills J.N. 1982. Pathophysiology of Mesocestoides
corti infection in the mouse. Journal of Helminthology 56: 145-153. DOI: 10.1017/s0022149x00034374
Widmer E.A., Specht H.D. 1991. Asynchronous capsule formation in the gastrointestinal tract of the prairie rattle-
snake (Crotalus viridis viridis) Induced by Mesocestoides sp. tetrathyridia. Journal of Wildlife Diseases
27 (1): 161-163. DOI: 10.7589/0090-3558-27.1.161
Willms K., Merchant M.T. 1980. The inflammatory reaction surrounding Taenia solium larvae in pig
muscle: ultrastructural and light microscopic observations. Parasite Immunology 2: 261-275.
DOI: 10.1111/j.1365-3024.1980.tb00058.x
Wilson R.A., Barnes P.E. 1974. An in vitro investigation of dinamic processes occuring in the schistosome
tegument, using compounds known to disrupt secretory processes. Parasitology 68 (2): 259-270.
DOI: 10.1017/s0031182000045777
Zaleśny G., Hildebrand J. 2012. Molecular identification of Mesocestoides spp. from intermediate hosts (rodents)
in central Europe (Poland). Parasitology Research 110 (2): 1055-1061. DOI: 10.1007/s00436-011-2598-7
328
TEGUMENT ULTRASTRUCTURE AND MORPHOLOGY OF THE CAPSULE
SURROUNDING THE TETRATHYRIDIA
OF THE GENUS MESOCESTOIDES VAILLANT, 1863
IN THE LIVER OF THE ROOT VOLE
N. A. Pospekhova, K. V. Kusenko
Keywords: Mesocestoides, tetrathyridium, ultrastructure, extracellular vesicles, shed
microtrichia, capsule, host-parasite interaction
SUMMARY
The ultrastructure of the tegument of encapsulated tetrathyridia of the genus Mesocestoides Vail-
lant, 1863 (Cestoda, Cyclophyllidea, Mesocestoididae) from the liver of root voles Microtus oecono-
mus (Pallas, 1776) and the structure of the three-layered capsule surrounding them were studied for
the first time. Several types of extracellular structures were noted on the surface of the tetrathyridia
tegument: vesicles, fine granular material, and vacuoles. Besides, the phenomenon of microtrichia
shedding, which have expanded parts, was found. Host cells being in contact with extracellular mate-
rial show signs of destruction. A characteristic feature of the capsules surrounding the tetrathyridia is
the mesh structure of the fibrous layer containing both native and degenerating inflammatory cells.
329
