Российская сельскохозяйственная наука, 2020, № 4

Ветеринария

УДК 619: 616.9:573.6

DOI:10.31857/S2500262720040158

УНИВЕРСАЛЬНАЯ ТЕХНОЛОГИЯ ПОЛУЧЕНИЯ ВИРУССОДЕРЖАЩЕГО МАТЕРИАЛА

ДЛЯ ИЗГОТОВЛЕНИЯ ЖИВЫХ И ИНАКТИВИРОВАННЫХ ВАКЦИН

ПРОТИВ ОСОБО ОПАСНЫХ БОЛЕЗНЕЙ МЕЛКОГО И

КРУПНОГО РОГАТОГО СКОТА*

В.М. Балышев, доктор ветеринарных наук, С.Г. Юрков, В.И. Балышева, доктора биологических наук,

О.Г. Лаптева, И.А. Сливко, С.П. Живодеров, А.В. Луницин, кандидаты ветеринарных наук

Федеральный исследовательский центр вирусологии и микробиологии,

601125, Владимирская область, Петушинский район, п. Вольгинский

E- mail: balyshevvm@rambler.ru

Описана универсальная технология получения вируссодержащего сырья, используемого при изготовлении вакцинных

препаратов против чумы мелких жвачных животных, оспы овец, оспы коз, блютанга и нодулярного дерматита (зараз-

ного узелкового дерматита) крупного рогатого скота. Проанализирована эпизоотическая ситуация по этим болезням в

РФ и сопредельных странах, которые представляют наибольшую опасность заноса с их территории вирулентного ви-

руса. Приведены основные технологические параметры, используемые при наработке высокоактивного вирусного сырья,

необходимого для изготовления вакцинных препаратов. Показано, что в полученных перевиваемых сублиниях культур

клеток почки овцы и почки сайги, которые являются взаимозаменяемыми, за один производственный цикл можно по-

лучить 48 дм³ вируссодержащего материала с активностью 5,58-6,67 lg ТЦД₅₀/см³, из которого можно изготовить от

4,5 до 9,0 млн доз вакцины. При использовании вакцин, приготовленных на основе описанной технологии, у животных

формировался напряженный иммунитет к указанным болезням.

MULTIPURPOSE TECHNOLOGY FOR OBTAINING OF VIRUS-CONTAINING MATERIAL

FOR MANUFACTURE OF LIVE AND INACTIVATED VACCINES AGAINST MOST DANGEROUS

DISEASES OF CATTLE AND GOATS

Balyshev V.M., Yurkov S.G., Balysheva V.I., Lapteva O.G., Slivкo I.A.,

Zhivoderov S.P., Lunitsin A.V.

Federal Research Center for Virology and Microbiology,

601125, Vladimirskaya oblast, Petushinskiy rayon, Volginsky

E- mail: balyshevvm@rambler.ru

This article describes the universal technology of obtaining highly active virus-containing material, which is used for vaccines

manufacturing against the Peste des petits ruminants, sheep pox, goat pox, Bluetongue, and Lumpy Skin Disease of cattle. It also

contains the analyses of the epizootic situation of these diseases in the Russian Federation and some information about bordering

countries that are endemic for these viruses. It shows that sheep kidney and saiga kidney cell culture (which are interchangeable)

obtained in FRCVM allows obtaining 48 dm³ of virus-containing material with 5,58-6,83 lg TCD₅₀/cm³ for one production cycle,

which is enough for preparation from 4.5 to 9.0 million doses of vaccine. Vaccines based on this technology were used to vaccinate

target animals. Тhe animals developed a stable immunity to these diseases.

Ключевые слова: вакцины, вируссодержащий материал,

Key words: vaccines, virus-containing material, cell cultures,

культуры клеток, мелкий и крупный рогатый скот, особо

small ruminants and cattle, highly dangerous diseases, technology

опасные болезни, технология

Быстро развивающимися отраслями животновод-

Из сопредельных стран, с которыми РФ имеет общую

ства в РФ являются молочное и мясное скотоводство

границу или тесные экономические связи, наибольшую

и овцеводство. Правительственный план поддержки

опасность заноса с их территории вирулентного вируса

отрасли животноводства наряду с модернизацией тех-

представляют Таджикистан, Киргизия, Казахстан, Узбе-

нологии содержания животных и повышением их ге-

кистан, Туркменистан, Армения, Грузия, Азербайджан,

нетического потенциала предусматривает обеспечение

Турция, Иран, Монголия и Китай [10]. В РФ наиболее

практической ветеринарии высокоэффективными вак-

напряженная ситуация по оспе овец и коз отмечалась

цинными препаратами [1].

в 1994-1995 гг., когда болезнь была диагностирована в

В настоящее время живые и инактивированные вак-

Дагестане, а затем еще в девяти регионах страны, в ко-

цины широко применяются в ветеринарной практике

торых было зарегистрировано 42 эпизоотических очага.

многих стран мира [2-5]. Из болезней крупного и мел-

В период с 2010 по 2019 гг. на территории России оспу

кого рогатого скота вирусной этиологии наибольшую

овец и коз регистрировали в Приморском, Забайкаль-

опасность для РФ представляют оспа овец (ОО), оспа коз

ском краях, Амурской области, Дагестане, Калмыкии,

(ОК), чума мелких жвачных (ЧМЖ), нодулярный дерма-

Тульской и Московской областях [11].

тит (заразный узелковый дерматит) крупного рогатого

Впервые заболевание нодулярным дерматитом круп-

скота (НД) и блютанг, которые способны к быстрому

ного рогатого скота в России было установлено в 2015

трансграничному распространению и характеризуются

г. Всего в 2015-2017 гг. зарегистрировано 375 вспышек

высокой заболеваемостью [6-9]. При этом летальность

болезни в 21 субъекте 4 федеральных округов РФ: Се-

у мелких жвачных животных при оспе овец, коз, чуме и

веро-Кавказском, Южном, Поволжском и Центральном

блютанге может достигать 50-100%.

[12-14].

* Исследования выполнены в рамках государственного задания 0451-2019 - 0005.

Российская сельскохозяйственная наука, 2020, № 4

Проблема блютанга приобрела особую актуальность

территории страны болезни животных» (реестровый но-

для России после вспышки этой инфекции в Республике

мер ЦКП - 441429, http://ckp-rf.ru/ckp/441429/).

Бурятия в 1993 г. [15]. С 1999 г. эпизоотическая ситуация

Культуры клеток и вирусы выращивали в синтетиче-

по блютангу в Европе резко усугубилась [16, 17]. Воз-

ской среде Игла МЕМ фирмы HyClone (США) с добав-

можное появление блютанга в РФ прогнозировалась с

лением фетальной сыворотки крови крупного рогатого

2006 г., когда начался импорт крупного рогатого скота из

скота фирм «Biological Ind.» (Израиль) или «БиолоТ»

различных стран ЕС, в том числе и из неблагополучных

(Россия). Дезагрегацию монослоя культур клеток осу-

по этой болезни [18].

ществляли 0,02%-ным раствором версена и 0,25%-ным

В настоящее время Россия является благополучной

раствором трипсина.

по чуме мелких жвачных животных. Однако в послед-

В исследованиях использовали инвертированные

ние годы ее диагностировали в Китае, Монголии, Казах-

микроскопы Olimpus (Япония), ламинарные шкафы с

стане, Таджикистане, Турции, Ираке, Пакистане и ряде

вертикальным потоком воздуха II класса Nu Aire (США),

других стран Азии, где зарегистрировано более 31 ты-

низкотемпературные холодильники Sanyo (Япония).

сячи случаев этого заболевания [19-21]. В 2016 г. чума

При наработке матричных расплодок культур клеток

мелких жвачных установлена в Грузии, что указывает

и вирусов их культивирование проводили в пластиковых

на прямую угрозу заноса болезни в Северо-Кавказский

флаконах фирмы «Corning» (США) с ростовой поверх-

федеральный округ России [22].

ностью 225,0 см², а при получении производственных

Сложная эпизоотическая обстановка в мире по оспе

серий вируссодержащих материалов - в стеклянных со-

овец, оспе коз, чуме мелких жвачных, нодулярному

судах емкостью 3,0 дм³ на роллерных установках произ-

дерматиту крупного рогатого скота и блютангу свиде-

водства ФГБНУ ФИЦВиМ [23].

тельствует о необходимости обеспечения практической

Для получения матричных расплодок культур кле-

ветеринарной службы России высокоэффективными

ток в культуральные флаконы со средой Игла МЕМ на

вакцинами против этих болезней.

солевом растворе Эрла с 7-10% фетальной сыворотки

В связи с изложенным, целью исследований явля-

крупного рогатого скота добавляли клетки, хранящиеся

лась разработка универсальной технологии получения

в жидком азоте (температура минус 196 ^оС) в концентра-

вирусного сырья, используемого для изготовления вы-

ции 0,1-0,12 млн/см³ и инкубировали в статических ус-

сокоиммуногенных вакцинных препаратов против оспы

ловиях при температуре 37± 0,5 ^оС в течение 5-7 суток.

овец, оспы коз, чумы мелких жвачных, нодулярного дер-

Концентрацию и жизнеспособность клеток определяли

матита крупного рогатого скота и блютанга на основе

методом витального окрашивания трипановым синим в

перевиваемых клеточных культур и технических прие-

камере Горяева.

мов выращивания клеток и вирусов.

Аналогично готовили матричные расплодки вирус-

Методика. В работе использовали перевиваемые ли-

ных штаммов. С этой целью лиофилизированные штам-

нии клеток почки овцы ПО-ВНИИВВиМ (ПО) и почки

мы вирусов, по 4 ампулы каждого, разводили питатель-

сайги ПС-ВНИИВВиМ (ПС), которые получали из кол-

ной средой Игла МЕМ (рН 7,2 ± 0,2) с 2,0% сыворотки

лекции клеточных культур ФГБНУ ФИЦВиМ. Исполь-

крови крупного рогатого скота. Суспензии ампул каждо-

зовали вирус ОО, вакцинный штамм «Б-5/96»; вирус ОК,

го штамма объединяли и вносили на суточный монослой

вакцинный штамм «ОК/А-04»; вирус ЧМЖ, вакцинный

клеток ПС или ПО, выращенный в культуральных фла-

штамм «45G37/35-К/ПС»; вирус блютанга, вирулентные

конах, из расчета 0,001-0,05 ТЦД₅₀/кл. Адсорбцию ви-

штаммы 8, 4, 12 серотипов; вирус НД крупного рогатого

руса в культурах клеток осуществляли при 37,0 ± 0,5^оС

скота, вирулентный штамм «Волгоградский». Штаммы

в течение 60 мин. Затем во флаконы вносили поддержи-

вирусов получали из «Государственной коллекции ми-

вающую среду Игла МЕМ с 2,0% фетальной сыворотки

кроорганизмов, вызывающих опасные, особо опасные,

крупного рогатого скота и инкубировали в течение 4-7

в том числе зооантропонозные и не встречающиеся на

суток до развития цитопатогенного действия (ЦПД) у

70-80% клеток. Затем культуральные флаконы замора-

Табл. 1. Характеристика перевиваемых сублиний

культур клеток

живали при температуре минус 40 ± 0,5 ^оС, после раз-

мораживания их содержимое объединяли и определяли

Показатель

Наименование культуры (сублинии)

инфекционную активность каждого вируса. После этого

ПС-ВНИИВВиМ

ПО-ВНИИВВиМ

их использовали в качестве матричных расплодок при

Период адаптации и

наработке производственных серий вируссодержащего

селекции, пассажей

материала. Вирус блютанга не замораживали и хранили

Максимальный пассаж

до использования при температуре 4 ± 2 ^оС.

Титр вируса определяли по методу Рида и Менча в

Среда культивирования

Игла МЕМ

на солевом

модификации Ашмарина и выражали в lg ТЦД₅₀/см³. Ре-

растворе Эрла

зультаты обрабатывали статистически с использованием

Концентрация

программы Microsoft Exсel. Достоверность статистиче-

сыворотки крови

ской разности между средними величинами определяли

крупного рогатого

скота, %

по разностному методу Стьюдента-Фишера.

Индекс пролиферации

3-5

2-4

Результаты и обсуждение. Обоснованием для раз-

работки технологии получения вирусного сырья с ис-

Формирование

монослоя, ч

пользованием универсальной системы культивирования

клеток и технических приемов выращивания вирусов

Морфология клеток

эпителиоподобные эпителиоподобные

ОО, ОК, ЧМЖ, блютанга 4, 8 и 12 серотипов и НД круп-

Размах варьирования

43-56

53-71

ного рогатого скота явилось получение нами методом

числа хромосом

клонирования и селективных пассажей при низкой по-

Модальное число

50 (2n=60)

59-61 (2n=54)

садочной концентрации высокотехнологичных, быстро

хромосом (группа)

растущих и генетических более однородных субли-

Величина модального

ний перевиваемых культур клеток ПО-ВНИИВВиМ и

класса, %

ПС-ВНИИВВиМ, которые размножались в среде опре-

Российская сельскохозяйственная наука, 2020, № 4

деленного химического состава и были чувствительны к

Табл. 3. Характеристика вакцин, изготовленных на осно-

этим вирусам, обеспечивая их высокое накопление при

ве перевиваемых сублиний культур клеток

культивировании стационарным методом. Созданы кри-

ПО-ВНИИВВиМ и ПС-ВНИИВВиМ

обанки полученных сублиний культур клеток, которые

Наименование

Титр

Прививная

Титр ВНА*

паспортизированы и заложены в жидкий азот с концен-

вирусвакцины,

доза

на 21 сут

трацией 12-15 млн клеток/см³. Основные паспортные

lg ТЦД₅₀/см³

после

прививки

характеристики полученных сублиний культур клеток

Вирусвакцина

приведены в таблице 1.

против оспы

4,52±0,17

300 ТЦД₅₀

1:2-1:8

Поскольку культивирование вирусов в стационар-

овец сухая

ном режиме не может удовлетворить крупномасштаб-

культуральная

ное производство вирусных вакцин, были проведены

Вирусвакцина

исследования по масштабированию процесса культиви-

против оспы

4,5±0,25

1000 ТЦД₅₀

1:2-1:8

рования производственных штаммов вирусов ОО, ОК,

коз сухая

ЧМЖ и блютанга 1, 4 и 8 серотипов, применяя роллер-

культуральная

ный метод выращивания клеток и вирусов.

Вирусвакцина

Полученные сублинии клеток использовали при

против чумы

4,83±0,14

1000 ТЦД₅₀

1:8-1:32

крупномасштабном культивировании в 3,0-х литровых

мелких жвачных

животных

сосудах на роллерных установках с посадочной концен-

культуральная

трацией матричных расплодок клеток 300 тыс. кл/см³

(0,120 млн/см²). Скорость вращения роллерных сосудов

Ассоциированная

4,67±0,14

1000 ТЦД₅₀

1:8-1:32;

вирусвакцина про-

(вирус ЧМЖ)

составляла 12 об/час. После образования клеточного

тив оспы овец

монослоя из роллерных бутылей удаляли ростовую сре-

и чумы мелких

4,75±0,25

1000 ТЦД₅₀

1:2-1:4

ду и вносили матричные расплодки вирусов. Время кон-

жвачных

(вирус ОО)

такта вируса с клетками во вращающихся сосудах при

животных

температуре 37,0 ± 0,5 ^оС составляло 60 мин. Затем в

Инактивированная

2,0 см³ - овцам;

культуральные сосуды вносили поддерживающую сре-

вакцина против

6,5±0,16

3,0 см³ - круп-

1:16-1:32

блютанга 8, 4 и 12

ному

1:16-1:32

ду аналогичного состава и продолжали проводить куль-

серотипов

рогатому скоту

тивирование до образования ЦПД у 70-80% клеток.

*ВНА - вируснейтрализующие антитела.

Учитывая, что при разработке технологии получе-

ния вирусного сырья первоочередное значение имеют

множественность заражения, состав питательной сре-

заражения 0,01-0,0001 ТЦД₅₀/кл; продолжительность

ды, концентрация водородных ионов, способ заражения

культивирования - 3-7 суток; рН среды - 7,0-7,4; объем

и длительность культивирования, проводили исследова-

заполнения сосудов емкостью 3,0 дм³ - 0,5 дм³; темпе-

ния по определению этих параметров, результаты кото-

ратура культивирования - 37,0±0,5 ^оС.

рых приведены в таблице 2.

Эти же параметры были эффективны и при выращи-

Аналогичные результаты получены при культиви-

вании вирулентного штамма Волгоградский вируса НД

ровании этих вирусов в перевиваемой сублинии клеток

крупного рогатого скота, взятого в качестве контрольно-

ПС-ВНИИВВиМ.

го. Его накопление в этих культурах клеток составляло

Таким образом, на основании проведенных иссле-

5,5±0,23ТЦД₅₀/см³.

дований разработаны следующие технологические па-

Культивирование производственных штаммов в су-

раметры получения вируссодержащего материала для

блинии клеток ПО-ВНИИВВиМ и ПС-ВНИИВВиМ на

изготовления вакцинных препаратов против оспы овец,

роллерной установке во вращающихся сосудах объемом

оспы коз, чумы мелких жвачных и блютанга в переви-

3,0 дм³ позволяет получать за один производственный

ваемых сублиниях культур клеток ПО-ВНИИВВиМ и

цикл 48 дм³ вируссодержащего материала с инфекци-

ПС-ВНИИВВиМ: среда для культивирования вирусов

онной активностью 5,13- 5,58 lg ТЦД₅₀/см³ для вирусов

- Игла МЕМ на солевом растворе Эрла с 2-4% сыво-

ОО, ОК, ЧМЖ и 6,67-6,83 lg ТЦД₅₀/см³ для вируса блю-

ротки крови крупного рогатого скота; множественность

танга, из которого можно приготовить от 4,5 до 9,0 млн

доз вакцины.

Табл. 2. Зависимость титра вируса от технологических

Разработанную технологию применяли при

параметров культивирования в перевиваемой

получении вируссодержащего материала для из-

сублинии клеток ПО-ВНИИВВиМ

готовления вакцин против особо опасных болез-

Параметр

Значение

Титр вируса (lg ТЦД₅₀/см³)

ней мелкого и крупного рогатого скота. Основные

блютанг

ОО

ОК

ЧМЖ

характеристики вакцин приведены в таблице 3.

Эти вакцины применяют в России и ряде дру-

Объем

0,25

7,00±0,08

6,25±0,07

6,0±0,25

6,33±0,14

гих стран (Таджикистан, Казахстан, Киргизия,

заполнения,

Молдавия и другие) при профилактике и борьбе с

дм³

0,50

6,83±0,14

5,45±0,25

5,5±0,23

6,0±0,14

указанными особо опасными болезнями мелкого

0,75

6,52±0,16

5,25±0,06

5,25±0,25

5,5±0,00

и крупного рогатого скота. Так, только за

2016-

Множе-

0,1-0,5

6,08±0,23

5,25±0,20

5,22±0,17

4,58±0,14

2019 гг. ФГБНУ ФИЦВиМ изготовил более 100

ственность

млн доз вирусвакцины против оспы овец сухой

заражения,

0,01-0,05

6,53±0,13

5,53±0,13

5,75±0,25

5,5±0,25

культуральной, которая также использовалась и

ТЦД₅₀/кл

0,001-0,005

6,67±0,14

5,58±0,14

5,5±0,25

5,25±0,35

для профилактики нодулярного дерматита круп-

ного рогатого скота в 10-кратной «овечьей» дозе.

0,0001-0,0005

5,56±0,17

4,83±0,16

5,5±0,25

5,67±0,14

Высокая эффективность этой вирусвакцины была

Содержание сыворотки

показана во время вспышки заболевания в 2016-

в среде, %

2017 гг. в Волгоградской области.

Длительность

3-4

5-7

На основании проведенных исследований раз-

культивирования, сут

работана универсальная роллерная технология

Российская сельскохозяйственная наука, 2020, № 4

получения высокоактивного вируссодержащего сырья,

8. Щербинин С.В., Караулов А.К., Захаров В.М. Анализ угро-

которое используется при производстве высокоиммуно-

зы заноса чумы мелких жвачных на территорию Рос-

генных вакцин против особо опасных болезней мелко-

сийской Федерации // Ветеринария сегодня. - 2017. - №4

го и крупного рогатого скота, представляющих угрозу

(23). - С. 17-20.

9. Журавлёва В.А., Балышев В.М., Книзе А.В., Гузалова А.Г.,

животноводству РФ - вирусвакцины против оспы овец

Сидлик М.В., Пивова Е.Ю., Луницин А.В. Анализ и прогноз

сухой культуральной, экспериментальной вирусвакци-

мировой эпизоотической обстановки по нодулярному дер-

ны против оспы коз сухой культуральной, сухой куль-

матиту крупного рогатого скота на период до 2030 г. //

туральной вирусвакцины против чумы мелких жвачных

Научный журнал КубГАУ. - 2018. - №139(5). - С. 83-98.

животных, ассоциированной вакцины против оспы и

10. Книзе А.В., Болгова М.В., Тураев Р.А., Абдулоев А.О. Ба-

чумы мелких жвачных животных, а также инактивиро-

лышев В.М. Анализ эпизоотической ситуации и модели-

ванной вакцины против блютанга.

рование потенциальных нозоареалов оспы и чумы мелких

Универсальность разработанной технологии заклю-

жвачных животных до 2020 года. // Ветеринарный врач.

чается в том, что полученные сублинии перевиваемых

- 2016. - № 1. - С. 11-16.

клеток ПО-ВНИИВВиМ и ПС-ВНИИВВиМ адаптиро-

11. Sheep pox and goat pox. Summary of Immediate notifications

ваны к выращиванию при единых технологических па-

and Follow-ups. OIE [Электронный ресурс]. - Режим

раметрах культивирования на роллерных установках в

доступа: http:

//www.oie.int/wahis_2/public/wahid.php/

среде определенного состава (Игла МЕМ) с 5-10% сыво-

Disease information/ Immsummary.

ротки крови крупного рогатого скота. Это дает возмож-

12. Кононов А.В., Кононова С.В., Шумилова И.Н. Нестеров

ность быстрого перехода культивирования одной кле-

А.А., Шишков А.В., Диев В.И. Культурально-биологи-

точной линии (и вируса) к другой, что особенно важно

ческие свойства возбудителя нодулярного дерматита

при необходимости срочной наработки вакцин против

крупного рогатого скота, выделенного на территории

оспы овец, коз, чумы мелких жвачных животных, ноду-

Российской Федерации в 2015 году // Ветеринария сегод-

лярного дерматита и всех серотипов вируса блютанга в

ня. - 2016. - № 3. - С. 8-18.

13. Борисевич С.В., Сизикова Т.Е., Петров А.А., Карулин А.В.,

зависимости от эпизоотической ситуации в РФ по ука-

Лебедев В.Н. Нодулярный дерматит: появление новой

занным болезням.

поксвирусной инфекции в России // Проблемы особо опас-

Приготовленный по этой технологии вируссодер-

ных инфекций. - 2018. - № 1. - С. 5-11.

жащий материал отвечает рекомендациям междуна-

14. Usadov T., Morgunov J., Zhivoderov S., Pivova E., Balysheva

родного эпизоотического бюро, предъявляемым к

V., Lunitsyn A. Investigation of pathogenicity of limpy skin

вирусному сырью, используемому при производстве

disease virus for sheep // Episone - 11th Annual Meeting

аналогичных вакцин.

«Grossing Barriers». ANSES. Paris, 2017. - 131 р.

15. Левченко В.П., Угрюмов Г.А., Гончиков В.Г. Вспышка ка-

Литература

таральной лихорадки овец в Бурятии // Ветеринария. -

1. О Государственной программе развития сельского хозяй-

1995. - № 4. - С. 7-8.

ства и регулирования рынков сельскохозяйственной про-

16. Мintiens K., Méroc E., Faes C., Abrahantes J.C., Hendrickx

дукции, сырья и продовольствия на 2013-2020 годы. По-

G., Staubach C., Gerbier G., Elbers A.R., Aerts M., De Clercq

становление Правительства РФ от 14.07.2012 г. №714

K. Impact of human interventions on spread of bluetongue

[Электронный ресурс]. - Режим доступа: http: //ivo.

virus serotype 8 during the 2006 epidemic in north-western

garant.ru/#/document/70210644/paragraph/23505545:0).

Europe // Prev. Vet. Med. - 2008. - № 87 (1-2). - Р. 145-161.

2. Юров К.П., Шуляк А.Ф., Глотов А.Г., Заерко В.И. Вакцина

17. Meiswinkel R., Baldet T., de Deken R., Takken W., Delécolle

«Тривак» против инфекционного ринотрахеита, вирус-

J.C., Mellor P.S. The 2006 outbreak of bluetongue in Northern

ной диареи - болезни слизистых оболочек и парагриппа-3

Europe - the entomological perspective // Prev. Vet. Med. -

крупного рогатого скота // Ветеринария. - 2015. - № 3.

2008. - № 87 (1-2). - Р. 55-63.

- С. 17-23.

18. Вялых И.В., Фёдоров Г.П., Ногина И.В., Куриннов В.В.,

3. Балышева В.И., Нестеров Е.А., Луницин А.В., Живодеров

Новикова М.Б. Выделение вируса блютанга от импор-

С.П., Горшкова Т.Ф., Лаптева О.Г., Балышев В.М., Колба-

тированного крупного рогатого скота // Ветеринария.

сов Д.В. Эффективность трехвалентной инактивирован-

- 2010. - № 8. - С. 23-26.

ной вакцины против блютанга для мелкого и крупного ро-

19. Guler L., Evik M., Hasoksuz M. Phylogenetic analysis of peste

гатого скота // Доклады РАСХН. - 2013. - № 4. - С. 49-51.

des petits ruminants virus from outbreaks in Turkey during

4. Barkhouse D.A., Faber M., Hooper D.C. Pre- and post-

2008-2012 // Turkish Journal of Biology. - 2014. - № 38. - Р.

exposure safety and efficacy of attenuated rabies virus

671- 678.

vaccines are enhanced by their expression of IFN // Virology.

20. Закутский Н.И., Балышев В.М., Книзе А.В., Юрков С.Г.

- 2015. - № 474. - Р. 174-180.

Чума мелких жвачных животных (современное состо-

5. Hermann M., BeacHemann M., Beach N.M., Meng X.J.,

яние, эпизоотология, специфическая профилактика и

Wang C., Halbur P.G., Opriessnig T. A live-attenuated

меры борьбы) // Научный журнал Куб.ГАУ. - 2012. - №

and an inactivated chimeric porcine circovirus (PCV) 1-2

83(09). - С. 429-443.

vaccine are both effective at inducing a humoral immune

21. Zahur A., Ullah A., Irshad H., Farooq M., Hussain M. and

response and reducing PCV2 viremia and intrauterine

Jahangir M. Epidemiological investigations of a peste des

infection in female swine of breeding age // Can. J. Vet.

petits ruminants (PPR) outbreak in Afghan sheep in Pakistan

Res. - 2014. -№78 (1) - Р. 8-16.

// Vet. J. Pakistan. - 2009. - № 29 (4). - Р. 174-178.

6. Самуйленко А.Я., Соловьев Б.В., Непоклонов Е.А., Воро-

22. Луницин А.В., Гогин А.Е., Ильясов П.В. Чума мелких жвач-

нин Е.С. Инфекционная патология животных. М.: «Ака-

ных животных // Ветеринария. - 2017. - №5. - С. 3-9.

демкнига», 2006. - 910 с.

23. Буреев И.А., Гавриченко В.А., Жестерев В.И., Каланта-

7. Kirkland P.D., Zyang N., Hawkes R.А. Studies on the

енко Ю.Ф. Устройство для культивирования клеток и

epidemiology of bluetongue virus in Cyina // Epidemiol.

вирусов // Патент РФ на изобретение № 2171838, 2001.

Infect. - 2002. - №128 (2). - Р. 257-263.

Опубл. 08.10.2001. Бюл. № 22.

Поступила в редакцию 12.03.20

После доработки 17.04.20

Принята к публикации 20.04.20