Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии, 2021, T. 38, № 4, стр. 306-314

Анализ упорядоченности липидов рафтовых структур в мембранах митохондрий галофитов с применением флуоресцентной микроскопии

В. Н. Нурминский a*, В. Н. Нестеров b, О. А. Розенцвет b, А. Л. Ракевич c, Ю. С. Букин d, И. С. Капустина a, Н. В. Озолина a

a Сибирский институт физиологии и биохимии растений СО РАН
664033 Иркутск, Россия

b Самарский федеральный исследовательский центр РАН, Институт экологии Волжского бассейна РАН
445003 Тольятти, Россия

c Иркутский филиал Института лазерной физики СО РАН
664033 Иркутск, Россия

d Лимнологический институт СО РАН
664033 Иркутск, Россия

* E-mail: cell@sifibr.irk.ru

Поступила в редакцию 31.12.2020
После доработки 18.02.2021
Принята к публикации 24.02.2021

Полный текст (PDF)

Аннотация

Проведен анализ распределения параметра упорядоченности рафтоподобных микродоменов в митохондриальных мембранах галофитов, отличающихся по типу солеустойчивости – Salicornia perennans, Halocnemum strobilaceum и Artemisia santonica. Плотность упаковки (упорядоченность) липидов мембран оценивали на основе измерения обобщенной поляризации флуоресценции зонда лаурдан. В распределении GP мембранного материала митохондрий S. perennans, H. strobilaceum и A. santonica выявлено от четырех до шести компонент, предположительно связанных с рафтовыми структурами, в градиенте плотности сахарозы в области 15 и 25%. Установлено, что липиды, выделенные из упорядоченных областей, обогащены стеринами, цереброзидами и насыщенными жирными кислотами; а количественное содержание рафтообразующих липидов зависит от стратегии солеустойчивости галофитов.

Ключевые слова: упорядоченность мембран, липидные рафты, лаурдан, митохондрии, солеустойчивость

ВВЕДЕНИЕ

Биологические мембраны неоднородны по своей структуре, в них имеются более упорядоченные, плотно упакованные области (кластеры, микро- и нанодомены). Они выполняют важную функциональную роль, участвуя в мембранном переносе и передаче сигналов в клетках [1]. Известно, что микродомены устойчивы к действию детергентов, благодаря специфическому составу липидов, в сравнении с остальными участками мембран [2]. Детергент-устойчивые домены мембран принято называть липидными рафтами [3]. Для рафтов характерно наличие следующих групп липидов: стеринов, сфинголипидов/цереброзидов и глицеролипидов с насыщенными жирными кислотами (ЖК) [1, 4].

Вышеуказанные плотно упакованные домены высокодинамичны, они быстро образуются и также быстро распадаются. Вследствие малого размера и нестабильности рафты мембран довольно сложно регистрировать и изучать в живых клетках. Поскольку их размер находится за дифракционным пределом разрешающей способности светового микроскопа, визуализировать липидные рафты непосредственно практически невозможно. Для их изучения интенсивно используют метод флуоресцентной микроскопии. Например, широко используются флуорофоры, связанные с В-субъединицей холерного токсина, который соединяется с обязательной составляющей рафтов – ганглиозидом GM1 [5]. Также используются липофильные мембранные красители (флуоресцентные зонды), которые либо встраиваются между рафтами и остальной частью мембраны, либо изменяют свои флуоресцентные свойства в зависимости от фазы мембраны [6]. Примером таких красителей может служить часто используемый зонд лаурдан [7, 8].

Параметры флуоресценции лаурдана используются для выявления изменений в упорядоченности фосфолипидов. Показано, что амфифильный флуоресцентный зонд лаурдан встраивается в мембрану в гидрофильно-гидрофобной области липидного бислоя, при этом остаток лауриновой кислоты располагается в области углеводородных цепочек жирных кислот фосфолипидов, а его флуоресцентный нафталиновый остаток находится на уровне их полярных головок [9]. В зависимости от липидного окружения меняются значения обобщенной (генерализованной) поляризации (GP) флуоресценции лаурдана, что дает возможность составить представление о степени упорядоченности липидов в гидрофильно-гидрофобной области липидного бислоя. Значения величин GP варьируют в диапазоне от –1 (наиболее жидкая фаза мембраны) до +1 (наиболее упорядоченная фаза). При этом концентрация лаурдана должна быть достаточно низка, чтобы, с одной стороны, не было влияния на ацильные цепи липидов в мембране, а с другой стороны, чтобы избежать быстрого тушения флуоресценции [10].

К настоящему времени рафты обнаружены в плазматической мембране [11, 12], мембранах эндоплазматического ретикулума, аппарата Гольджи [2, 13], в вакуолярной мембране [14] и в мембранах митохондрий [15] животных и растительных клеток. Митохондрии являются энергетическими станциями и играют центральную роль в метаболизме клеток. Это высокодинамичные органеллы, которые непрерывно сливаются, делятся и перемещаются внутри клетки, образуя митохондриальную сеть. Митохондрии выполняют ряд важных функций, таких как производство ATP посредством дыхания, производство тепла, хранение ионов кальция, регулирование клеточной пролиферации и пр. [16]. Митохондрии выполняют и множество дополнительных функций, среди которых участие в механизмах защиты растений от абиотических стрессовых факторов [17, 18].

Микродомены митохондриальных мембран имеют в своем составе специальные рафтобразующие белки (прохибитины, стоматины), которые формируют и стабилизируют их [19]. Известно, что стоматины могут регулировать ионный трафик и функционирование митохондрий [20].

Способность клеток контролировать транспорт ионов через мембраны характерна для всех растений, в том числе для галофитных. Поступление Na+ в растительную клетку осуществляется с помощью ионных каналов и транспортеров, локализованных в мембранах плазмалеммы, вакуоли и хлоропластов [21]. Показано также существование ионопроводящих путей в митохондриях [22]. Кроме того, в мембранах митохондрий обнаружены рафтоподобные структуры, называемые “мембранными контактными сайтами” (МКС), которые образуют контактные области с другими клеточными органеллами, например с эндоплазматическим ретикулумом, пероксисомами и вакуолями [2325]. Митохондриальные МКС играют важную роль в аутофагии [26]. Несмотря на определенный прогресс в этой области, доменные структуры в мембранах митохондрий растений и их функциональная роль мало исследованы. В связи с этим объектом исследования мы выбрали митохондрии растений-галофитов, произрастающих при высоком содержании солей в почве.

Цель настоящей работы – провести анализ упорядоченности липидов рафтовых структур мембран митохондрий галофитов, различающихся по типу солеустойчивости.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

В работе использовали соленакапливающие эугалофиты Salicornia perennans Willd., Halocnemum strobilaceum Bieb. и гликогалофит Artemisia santonica L. – растение с соленепроницаемым типом солевого обмена. Пробы растительного материала для исследований отбирали в бассейне соленого озера Эльтон (49°07′ с.ш., 46°50′ в.д.). Листья A. santonica и надземные побеги S. perennаns и H. strobilaceum замораживали в жидком азоте и хранили в морозильнике при –80°C до начала анализов. Выделение митохондрий осуществляли с помощью метода дифференциального центрифугирования [27]. Для получения детергент-устойчивой фракции мембран (липидных рафтов) использовали общепринятый метод [28]. Фракции митохондрий галофитов солюбилизировали 1% тритоном X-100 (Sigma-Aldrich, США) 30 мин при 4°C, наносили на градиент сахарозы 35–25–15–5% и центрифугировали при 200 000 g в течение 2 ч (при 4°C) и разделяли полученный мембранный материал на зоны, каждую область с определенной плотностью сахарозы делили на две зоны (табл. 1). После центрифугирования в градиенте плотности в районе 15% сахарозы была выявлена опалесцирующая область (схема в табл. 1), в которой, судя по предыдущим работам, содержится наибольшее количество рафтов [8, 28].

Таблица 1.  

Распределение и разделение на зоны мембранного материала, солюбилизированного 1% тритоном Х-100, после центрифугирования в градиенте плотности сахарозы (35–25–15–5%)

Примечание. Серым фоном отмечена область опалесценции.

Далее был проведен общий анализ липидов митохондриальных мембран и анализ липидов детергентустойчивой фракции мембран из опалесцирующих областей мембранного материала после центрифугирования в градиенте плотности сахарозы. Липиды экстрагировали смесью хлороформа и метанола (1 : 2). Разделение липидов осуществляли методом тонкослойной хроматографии. Количество глицеролипидов (фосфолипидов и гликолипидов), стеринов и цереброзидов определяли денситометрическим методом, используя программу Денскан-04 (Ленхром, Россия). Хроматограммы анализировали в режиме параболической аппроксимации по градуировочным зависимостям, используя фосфатидилхолин, моногалактозилдиацилглицерин, холестерин и сфинголипид в качестве стандартов. Метанолиз ЖК осуществляли кипячением в 5% растворе HCl в метаноле. Полученные эфиры анализировали на хроматографе Кристалл 5000.1 (Хроматэк, Россия) в изотермическом режиме с использованием капиллярной колонки длиной 105 м и диаметром 0.25 мм (Restek, США). Температура колонки 180°С, испарителя и детектора – 260°С, скорость тока газа-носителя (гелий) – 2 мл/мин. ЖК идентифицировали по времени удерживания, используя стандарт 37 Comp. FAME Mix (Supelco, USA). Для оценки ненасыщенности ЖК в липидах митохондриальных мембран использовали индекс ненасыщенности (ИН, индекс двойных связей) [29]:

(1)
${\text{ИН}} = \frac{{\sum {{P}_{j}}{{n}_{j}}}}{{100}},$
где Рj – содержание (вес. %) ненасыщенных ЖК, nj – число двойных связей в каждой кислоте.

Изменение физического состояния липидных рафтов мембран митохондрий оценивали с помощью конфокального люминесцентного сканирующего лазерного микроскопа MicroTime 200 (PicoQuant GmbH, Германия) с флуоресцентным зондом 2-диметиламино-6-лауроилнафталина (лаурдан) (Sigma-Aldrich, США). Для связывания зонда с фракцией мембран к суспензии фракции митохондрий добавляли лаурдан, растворенный в метаноле, до конечной концентрации 10 мкМ. Суспензию инкубировали при 20 ± 2°C в течение 10 мин и анализировали на конфокальном микроскопе. Регистрацию изображений фракций митохондрий (300 × 300 пикселей) осуществляли по двум каналам (при длинах волн 440 и 490 нм соответственно, Iвозб = 340 нм). В качестве примера приведены конфокальные изображения мембранного материала митохондрий полыни (A. santonica) в зоне 5 градиента плотности сахарозы (рис. 1а, 1б). Величину GP флуоресценции лаурдана для каждого пикселя полученного изображения рассчитывали в программе Microsoft Excel 2007, как описано в работе [14], по формуле:

(2)
${\text{GP}} = \frac{{{{I}_{{\left( {400 - 460} \right)}}} - {{I}_{{\left( {470 - 530} \right)}}}}}{{{{I}_{{\left( {400 - 460} \right)}}} + {{I}_{{\left( {470 - 530} \right)}}}}},$
где I(400–460) и I(470–530) – интенсивность флуоресценции лаурдана в диапазонах длин волн от 400 до 460 нм и от 470 до 530 нм соответственно. На основе полученных данных формировали GP-изображения (рис. 1в).

Рис. 1.

Конфокальные изображения мембранного материала митохондрий A. santonica в зоне 5 (верхняя часть области 25% сахарозы, табл. 1) градиента плотности сахарозы (300 × 300 пикселей), канал 1 (а), канал 2 (б) при регистрации длин волн от 400 до 460 нм и от 470 до 530 нм соответственно (флуоресцентный зонд – лаурдан, Iвозб = 340 нм), окраска отражает интенсивность флуоресценции, масштабный отрезок – 10 мкм, и соответствующее GP-изображение (в), псевдоокраска отражает величину GP, стрелками отмечены более плотно упакованные участки мембранного материала.

При статистической обработке данных распределения величин GP визуализировались в виде гистограмм. Для каждой гистограммы строилось теоретическое многомодальное распределение как суперпозиция (наложение) нескольких нормальных распределений, задаваемое формулой:

(3)
$P\left( {{\text{GP}}} \right) = \mathop \sum \limits_{i{\kern 1pt} = {\kern 1pt} 1}^{{{k}_{m}}} \frac{{{{h}_{i}}}}{{{{\delta }_{i}}}}{{e}^{{ - \frac{{{{{\left( {{\text{GP}} - {{m}_{i}}} \right)}}^{2}}}}{{2\delta _{i}^{2}}}}}},$
где ${{k}_{m}}$ – количество нормально распределенных мод в многомодальном распределении, ${{h}_{i}}$ – доля значений ${\text{GP}}$ от общего их количества, распределенных по моде $i$ в многомодальном распределении, ${{\delta }_{i}}$ – дисперсия для моды $i$, ${{m}_{i}}$ – математическое ожидание для моды $i$. Значение параметров ${{h}_{i}}$, ${{\delta }_{i}}$, ${{m}_{i}}$ для выбранных значений $k$ определялось методом наименьших квадратов. Для каждого значения $k$ рассчитывалось значение коэффициента ковариации R 2 и два показателя информативной значимости – информационный критерий Акаике (AIC) и Байесовский информационный критерий (BIC). AIC рассчитывали по формуле:
(4)
${\text{AIC}} = \frac{{2{{k}_{p}}}}{n} + {\text{ln}}{{\hat {\delta }}^{2}},$
где ${{k}_{p}}$ – количество использованных (оцененных) параметров, n – объем выборки, ${{\hat {\delta }}^{2}}$ – состоятельная оценка (метода максимального правдоподобия) дисперсии случайной ошибки модели, равная отношению суммы квадратов остатков к объему выборки; а BIC – по формуле:
(5)
${\text{BIC}} = n{\text{ln}}\left( {\frac{{{\text{SSE}}}}{n}} \right) + {{k}_{p}}{\text{ln}}\left( n \right),$
где SSE – сумма квадратов остатков. В качестве оптимального выбиралось многомодальное распределение с таким значением ${{k}_{m}}$, для которого R 2 > 0.99 при минимальных значениях AIC и BIC. Таким образом, было введено ограничение по количеству компонент-мод для описания распределения GP.

Для анализа результатов использовали программы Microsoft Excel 2007 и R (авторский скрипт Ю.С. Букина) При статистической обработке результатов использовали программы SigmaPlot v. 12.5, Microsoft Excel 2007.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Для получения липидных рафтов предварительно были получены фракции митохондрий из свежих листьев эугалофитов S. perennаns, H. strobilaceum и гликогалофита A. santonica. Липидные рафты изолировали после обработки митохондрий тритоном Х-100 с последующим центрифугированием в градиенте плотности сахарозы.

Измерение степени упорядоченности липидов детергент-устойчивых областей мембран фракций митохондрий галофитов проводили на основе расчета GP флуоресцентного зонда лаурдан по данным флуоресцентной микроскопии. Было показано, что в исследуемых мембранах присутствуют небольшие области, обладающие более плотной упаковкой и повышенной микровязкостью по сравнению с остальной частью мембран (рис. 1в). Выполнена оценка формы (подгонка параметров) экспериментальных распределений значений GP в разных зонах мембранного материала митохондрий. Модельное распределение представляло собой смесь нормальных распределений и состояло из нескольких компонент (составляющих). В результате анализа осуществляли подбор оптимальных параметров компонент, наиболее близко подходящих к экспериментальному распределению (рис. 2). В качестве примера приведена гистограмма экспериментального распределения величин GP фракции митохондрий полыни в зоне 3 (верх 15% сахарозы, табл. 1) и подобранное к нему теоретическое многомодальное распределение, представляющее собой суперпозицию нескольких нормальных распределений (рис. 2). Рассчитанные параметры компонент распределений значений GP мембранного материала митохондрий S. perennаns, H. strobilaceum и A. santonica в зонах градиента плотности сахарозы (15 и 25%) приведены в табл. 2.

Рис. 2.

Гистограмма экспериментального распределения величин GP мембранного материала митохондрий A. santonica в зоне 3 (верхняя часть 15% сахарозы, табл. 1) градиента плотности сахарозы и кривая теоретического многомодального распределения, представляющего собой суперпозицию нескольких нормальных распределений.

Таблица 2.  

Теоретически рассчитанные параметры компонентов распределений значений GP мембранного материала митохондрий S. perennans, H. strobilaceum и A. santonica в зонах градиента плотности сахарозы (см. табл. 1), n = 5–10

Вид растения Зона градиента
(% сахарозы)
Компонента Среднее GP, α Стандартное отклонение, σ Вклад, %
Солерос
S. perennаns Willd.
3 (верх 15%) 1 –0.53 0.08 86.0
2 –0.32 0.08 5.0
3 –0.53 0.02 3.4
4 –0.61 0.03 3.1
5 –0.10 0.11 2.6
4 (низ 15%) 1 –0.56 0.07 82.8
2 –0.45 0.04 9.3
3 –0.34 0.06 5.2
4 –0.52 0.02 1.2
5 –0.19 0.03 0.8
6 –0.05 0.06 0.8
5 (верх 25%) 1 –0.54 0.07 75.6
2 –0.48 0.10 17.8
3 –0.67 0.03 3.3
4 –0.14 0.19 3.3
Сарсазан
H. strobilaceum Bieb.
3 (верх 15%) 1 –0.51 0.08 76.2
2 –0.62 0.04 13.5
3 –0.55 0.03 5.9
4 –0.32 0.09 2.7
5 –0.02 0.15 1.8
4 (низ 15%) 1 –0.53 0.08 73.5
2 –0.22 0.27 10.2
3 –0.65 0.04 9.2
4 –0.55 0.04 7.1
5 (верх 25%) 1 –0.62 0.05 34.2
2 –0.50 0.09 34.1
3 –0.53 0.05 26.6
4 –0.13 0.25 4.6
5 –0.54 0.01 0.5
Полынь
A. santonica L.
3 (верх 15%) 1 –0.53 0.09 68.6
2 –0.25 0.15 24.3
3 –0.39 0.04 3.7
4 0.11 0.12 3.5
4 (низ 15%) 1 –0.42 0.06 62.6
2 –0.21 0.17 25.9
3 –0.27 0.05 10.4
4 0.30 0.12 1.1
5 (верх 25%) 1 –0.54 0.06 49.6
2 –0.52 0.12 34.8
3 –0.03 0.15 11.0
4 –0.65 0.03 4.6

Примечание. Серым фоном отмечены компоненты, характеризующие более плотно упакованные участки мембран.

Подгонка экспериментальных распределений значений GP мембранного материала митохондрий позволила выявить от четырех до шести компонент в каждом варианте. Наиболее весомая компонента практически во всех анализируемых зонах исследуемых растений – компонента, характеризующая жидко-неупорядоченные области мембраны (α (средние значения GP): –0.65 … –0.42, вклад: 34.2–86.0%). Компоненты, характеризующие более плотно упакованные участки мембран, были минорными и были выявлены почти в каждой зоне: у фракции митохондрий S. perennаns – в зоне 3 (верхняя область 15% сахарозы) (α: –0.10, вклад: 2.6%), в зоне 4 (нижняя область 15% сахарозы) (α: –0.05, вклад: 0.8%) и в зоне 5 (верхняя область 5% сахарозы) (α: –0.14, вклад: 3.3%); у фракции митохондрий H. strobilaceum – в зоне 3 (α: –0.02, вклад: 1.8%) и в зоне 5 (α: –0.13, вклад: 4.6%), у фракции митохондрий A. santonica – в зоне 3 (α: 0.11, вклад: 3.5%), в зоне 4 (α: 0.30, вклад: 1.1%) и в зоне 5 (α: –0.03, вклад: 11.0%). Таким образом, по данным анализа упорядоченности липидов мембранного материала митохондрий рафтовые структуры у S. perennаns, H. strobilaceum и A. santonica могут присутствовать в зонах 15 и 25% сахарозы.

Анализ липидов детергент-устойчивых мембран в сравнении с липидами митохондрий выявил интересные закономерности. Так, относительное содержание глицеролипидов в зоне опалесценции было в 3–8 раз меньше, чем во всех мембранах органелл (рис. 3а). При этом в этой зоне отмечен высокий уровень содержания стеринов – 70% от суммы мембранных липидов (рис. 3б). Кроме того, у S. perennans и A. santonica в данной зоне в сравнении с митохондриями выявлено большее содержание цереброзидов – в 2 и 4 раза, соответственно (рис. 3в). Данные типы липидов (стерины и цереброзиды), как отмечалось выше, служат маркерами рафтовых структур и их высокая концентрация (в среднем в 3 раза выше, чем в целой мембране) является дополнительным доказательством наличия рафтовых структур в зоне опалесценции. Липиды, выделенные из данной зоны, отличаются также повышенным содержанием насыщенных ЖК. Индекс ненасыщенности ЖК липидов детергент-устойчивых мембран был в 3–5 раз ниже по сравнению с липидами митохондрий, что также свидетельствует о наличии плотно упакованных участков мембран (рис. 3г).

Рис. 3.

Относительное содержание мембранных липидов (в % от общего количества липидов) глицеролипидов (а), стеринов (б), цереброзидов (в) и индекс ненасыщенности жирных кислот липидов (г) в митохондриях (Мит, светлые столбики) и после разделения их мембранного материала в градиенте плотности в области 15% сахарозы (Рафты, темные столбики). SP – S. perennans, HS – H. strobilaceum, AS – A. santonica.

S. perennаns и H. strobilaceum являются соленакапливающими растениями. Однако, если первый вид встречается в экотопах с высокой степенью минерализации и увлажнения, то для второго вида характерны как высокая степень засоленности – до 8% от сухой массы почвы, так и засушливые условия с содержанием влаги в почве всего 4%. В отличие от них A. santonica представляет собой соленепроницаемый тип растений, которые предпочитают менее засоленные условия с содержанием влаги в почве до 25% [30]. Кроме того, исследованные растения различаются по жизненной форме. S. perennаns является однолетним травянистым растением, а H. strobilaceum и A. santonica – многолетними полукустарничками. Многократное увеличение содержания стеринов в рафтах исследованных галофитов не зависело от характера солеустойчивости и жизненной формы растений. Наибольшее обогащение цереброзидами было характерно для однолетника S. perennаns, а наибольшая насыщенность ЖК липидов – для двух соленакапливающих видов эугалофитов. Различия в составе липидов рафтовых структур у разных типов галофитов имеют видоспецифичный характер. Основываясь на данных об участии рафтов в защитных механизмах растительной клетки, можно предположить, что различные стратегии солеустойчивости и особенности солевого обмена исследованных видов растений связаны с количественным и качественным составом рафтовых структур, присутствующих в мембранах митохондрий [3133].

Таким образом, анализ данных по плотности (упорядоченности) липидной фазы мембраны с помощью измерения GP флуоресценции зонда лаурдан может использоваться для идентификации в мембране более плотно упакованных рафтовых структур наряду с анализом липидов. Обогащение стеринами, цереброзидами и насыщенными ЖК является маркером рафтовых структур в митохондриях. При этом содержание стеринов не зависело от стратегии солеустойчивости, в то время как содержание цереброзидов и насышенных ЖК имело видоспецифичный характер. Поэтому есть основания полагать, что рафты митохондрий могут участвовать в защитных механизмах растительной клетки при абиотических стрессах, в частности при засолении почвы.

Работа выполнена с частичным использованием средств гранта РФФИ № 19-04-00013 на оборудовании ЦКП “Биоаналитика” Сибирского института физиологии и биохимии растений СО РАН (г. Иркутск).

Конфликт интересов. Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

Соответствие принципам этики. Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

Список литературы

  1. Raghunathan K., Kenworthy A.K. 2018. Dynamic pattern generation in cell membranes: Current insights into membrane organization. Biochim. Biophys. Acta, Biomembr. 1860 (10), 2018–2031.

  2. Laloi M., Perret A.M., Chatre Lю, Melser S., Cantrel C., Vaultier M.N., Zachowski A., Bathany K., Schmitter J.M., Vallet M., Lessire R., Hartmann M.A., Moreau P. 2007. Insights into the role of specific lipids in the formation and delivery of lipid microdomains to the plasma membrane of plant cells. Plant Physiol. 143, 461–472.

  3. Jacobson K., Dietrich C. 1999. Looking at lipid rafts? Trends Cell Biol. 9 (3), 87–91.

  4. Radyukhin V.A., Baratova L.A. 2020. Molecular mechanisms of raft organization in biological membranes. Russ. J. Bioorg. Chem. 46 (3), 269–279.

  5. Blank N., Schiller M., Krienke S., Wabnitz G., Ho A.D., Lorenz H.-M. 2007. Cholera toxin binds to lipid rafts but has a limited specificity for ganglioside GM1. Immunol. Cell Biol. 85 (5), 378–382.

  6. Klymchenko A.S., Kreder R. 2014. Fluorescent probes for lipid rafts: From model membranes to living cells. Chem. Biol. 21 (1), 97–113.

  7. Kaiser H.-J., Lingwood D., Levental I., Sampaio J.L., Kalvodova L., Rajendran L., Simons K. 2009. Order of lipid phases in model and plasma membranes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 106 (39), 16645–16650.

  8. Sanchez S.A., Tricerri M.A., Gratton E. 2012. Laurdan generalized polarization fluctuations measures membrane packing micro-heterogeneity in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 109 (19), 7314–7319.

  9. Bagatolli L.A., Gratton E., Fidelio G.D. 1998. Water dynamics in glycosphingolipids aggregates studied by LAURDAN fluorescence. Biophys. J. 75 (1), 331–341.

  10. Wheeler G., Tyler K. M. 2011. Widefield microscopy for live imaging of lipid domains and membrane dynamics. Biochim. Biophys. Acta, Biomembr. 1808 (3), 634–641.

  11. Morel J., Claverol S., Mongrand S., Furt F., Fromentin J., Bessoule J., Blein J., Simon-Plast F. 2006. Proteomics of plant detergent-resistent membranes. Mol. Cell. Proteomics. 5 (8), 1396–1411.

  12. Lefebvre B., Furt F., Hartmann M.A., Michaelson L.V., Carde J.P., Sargueil-Boiron F., Rossignol M., Napier J.A., Cullimore J., Bessoule J.J., Mongrand S. 2007. Characterization of lipid rafts from Medicago truncatula root plasma membranes: A proteomic study reveals the presence of a raft-associated redox system. Plant Physiol. 144, 402–418.

  13. Hansen G.H., Niels-Christiansen L.L., Thorsen E., Immerdal L., Danielsen E.M. 2000. Cholesterol depletion of enterocytes. Effect on the Golgi complex and apical membrane trafficking. J. Biol. Chem. 275 (7), 5136–5142.

  14. Ozolina N.V., Nesterkina I.S., Kolesnikova E.V., Salyaev R.K., Nurminsky V.N., Rakevich A.L., Martynovich E.F., Chernyshov M.Yu. 2013. Tonoplast of Beta vulgaris L. contains detergen-resistant membrane microdomains. Planta. 237 (3), 859–871.

  15. Poston C., Duong E., Cao Y., Bazemore-Walker C. 2011. Proteomic analysis of lipid raft-enriched membranes isolated from internal organelles. Biochem. Biophys. Res. Commun. 425 (2), 355–360.

  16. Zorov D.B., Isaev N.K., Plotnikov E.Yu., Zorova L.D., Stelmashook E.V., Vasileva A.K., Arkhangelskaya A.A., Khrjapenkova T.G. 2007. The mitochondrion as janus bifrons. Biochemistry (Moscow). 72 (10), 1115–1126.

  17. Войников В.К. 2011. Митохондрии растений при температурном стрессе. Иркутск: Изд-во “Гео”. 63 с.

  18. J.-K. Zhu. 2016. Abiotic stress signaling and responses in plants. Cell. 167 (2), 313–324.

  19. Зборовская И.Б., Галецкий С.А., Комельков А.В. 2016. Белки мембранных микродоменов и их участие в онкогенезе. Усп. мол. онкол. 3 (3), 16–29. https://doi.org/10.17650/2313-805X-2016-3-3-16-29

  20. Lapatsina L., Brand J., Poole K., Daumke O., Lewin G.R. 2012. Stomatin-domain proteins. Eur. J. Cell Biol. 91 (4), 240–245.

  21. Khan M.S. 2011. Role of sodium and hydrogen (Na+/H+) antiporters in salt tolerance of plants: Present and future challenges. Afr. J. Biotechnol. 10 (63), 13693–13704.

  22. Trono D., Laus M.N., Soccio M., Pastore D. 2014. Transport pathways-proton motive force interrelationship in durum wheat mitochondria. Int. J. Mol. Sci. 15 (5), 8186–8215.

  23. Stacchiotti A., Favero G., Lavezza A., Garcia-Gomez R., Monsalve M., Rezzani R. 2018. Perspective: Mitochondria-ER contacts in metabolic cellular stress assessed by microscopy. Cells. 8, 1–9.

  24. Camões F., Bonekamp N.A., Delille H.K., Schrader M. 2009. Organelle dynamics and dysfunction: A closer link between peroxisomes and mitochondria. J. Inherit. Metab. Dis. 32, 163–180.

  25. Honscher C., Mari M., Auffarth K., Bohnert M., Griffith J., Geerts W., van de Laan M., Cabrera M., Reggiori F., Ungermann C. 2014. Cellular metabolism regulates contact sites between vacuoles and mitochondria. Dev. Cell. 30 (1), 86–94.

  26. M. Tagaya, K. Arasaki. 2017. Regulation of mitochondrial dynamics and autophagy by the mitochondria-associated membrane. Adv. Exp. Med. Biol. 997, 33–47.

  27. Розенцвет О.А., Нестеров В.Н., Синютина Н.Ф., Танкелюн О.В. 2012. Влияние ионов Cu2+ и Cd2+ на метаболизм мембранных липидов и белков Hydrilla verticillata. Биол. мембраны. 29 (4), 284–292.

  28. Mellgren R.L. 2008. Detergent-resistant membrane subfractions containing proteins of plasma membrane, mitochondrial, and internal membrane origins. J. Biochem. Biophys. Methods. 70 (6), 1029–1036.

  29. Lyons J.M., Wheaton T.A., Pratt H.K. 1964. Relationship between the physical nature of mitochondrial membranes and chilling sensitivity in plants. Plant Physiol. 39 (2), 262–268.

  30. Розенцвет О.А., Нестеров В.Н., Богданова Е.С., Табаленкова Г.Н., Захожий И.Г. 2016. Биохимическая обусловленность дифференциации галофитов по типу регуляции солевого обмена в условиях Приэльтонья. Сиб. эколог. журн. 1, 117–126.

  31. Yepes-Molina L., Carvajal M., Martínez-Ballesta M.C. 2020. Detergent resistant membrane domains in broccoli plasma membrane associated to the response to salinity stress. Int. J. Mol. Sci. 21, 7694.

  32. Нестеров В.Н., Нестеркина И.С., Розенцвет О.А., Озолина Н.В., Саляев Р.К. 2017. Обнаружение липид-белковых микродоменов (рафтов) и изучение их функциональной роли в хлоропластных мембранах галофитов. ДАН. 476 (3), 350–352.

  33. Rozentsvet O., Nesterkina I., Ozolina N., Nesterov V. 2019. Detergent-resistant microdomains (lipid rafts) in endomembranes of the wild halophytes. Func. Plant Biol. 46 (9), 869–876.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии