1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Биотехнология
  4. T. 39, № 2, 2023

Биотехнология, 2023, T. 39, № 2, стр. 3-9

Влияние глюкозамина и ионов меди на формирование профиля гликозилирования моноклональных антител в клетках CHO

Е. А. Гузов 1, *, М. А. Цирулева 1, А. В. Исеркапов 1, А. П. Тюкова 2, В. Н. Казин 2, В. М. Колышкин 1, В. Г. Игнатьев 1

1 Акционерное общество “Р-Фарм”
150061 Ярославль, Россия

2 Ярославский государственный университет им. П.Г. Демидова
150003 Ярославль, Россия

* E-mail: guzov@rpharm.ru

Поступила в редакцию 26.04.2023
После доработки 03.05.2023
Принята к публикации 15.05.2023

Полный текст (PDF)

Аннотация

Изучено влияние глюкозамина гидрохлорида и сульфата меди на профиль гликозилирования экспрессирующихся в клетках СНО K1 рекомбинантных моноклональных антител подклассов IgG1 и IgG2. Исследование проведено на трех клеточных линиях, продуцирующих рекомбинантные моноклональные антитела, специфичные к разным биомолекулам. Установлено, что внесение глюкозамина в среду культивирования клеток СНО K1 влияло на формирование профиля гликозилирования N-связанных гликанов моноклональных антител. В присутствии глюкозамина увеличивалось относительное содержание фукозилированных гликоформ без концевых остатков галактозы. Внесение СuSO4 также приводило к увеличению относительного содержания фукозилированных гликоформ без концевых остатков галактозы за счет снижения относительного содержания галактозилированных угдеводных цепей, при этом относительное содержание высокоманнозных цепей не изменялось. Изучено влияние на профиль гликозилирования моноклональных антител снижения температуры культивирования клеток CHO в присутствии глюкозамина. Показано, что использовании температурного режима 37/33°C при культивировании клеток CHO в присутствии глюкозамина приводит к изменению гликанового профиля рекомбинантных моноклональных антител.

Ключевые слова: моноклональные антитела, N-гликозилирование, глюкозамин, ионы меди, температура, CHO K1

Гликозилирование представляет собой наиболее распространенную и сложную посттрансляционную модификацию белков, которая определяет их третичную и четвертичную структуру, функциональную активность, а также характеристики, связанные с терапевтическим применением. Олигосахаридный паттерн белка ‒ важнейший показатель системы контроля качества на различных стадиях производства биологических препаратов, в том числе моноклональных антител (моноАТ) [1, 2]. Посттрансляционный паттерн гликозилирования определяет и физико-химические свойства белка: агрегацию, растворимость и стабильность [3, 4]. При нарушении процесса гликозилирования генерируются неправильно свернутые белки ‒ с повышенной склонностью к агрегации и деградации [5, 6]. От природы, типа и размера углеводных цепей, прикрепленных к остатку Asn (N-гликаны) белка, зависит его стабильность и функциональная активность [7‒9].

Присоединение олигосахаридов к гликопротеину представляет собой сложный метаболический процесс, характеризующийся переносом единого блока полисахаридных цепей вместе с поэтапным добавлением и удалением отдельных моносахаридов. Число этапов процесса гликозилирования зависит от субстратной специфичности ферментов, а также от локализации различных ферментов и их субстратов в компартментах клетки, что необходимо для протекания реакций в определенном порядке. Конечные формы гликопротеинов зависят от природы терминального сахара и сиалирования. В свою очередь, уровень антеннарности и сиалирования завис от условий культивирования клеток и экспрессии ферментов [10, 11]. На гликозилирование можно воздействовать как путем изменения условий культивирования, так и введением специальных добавок к среде [12]. Уровень растворенного кислорода (DO) в культуре имеет большое значение для клеточного метаболизма, так как напрямую влияет на рост клеток и обмен веществ. Однако концентрация DO влияет на физиологию клеток только выше или ниже определенных критических пределов. Колебание DO в этих пределах в процессе культивирования увеличивает сиалирование и галактозилирование моноАТ [13, 14]. В работах M. Gra-mer с соавт. [15] и E. Edwards с соавт. [16] показано, что важным показателем, влияющим на гликозилирование моноАТ, является продолжительность культивирования. С увеличением продолжительности культивирования повышается относительное содержание нефукозилированных углеводных цепей без концевых остатков галактозы (G0) и высокоманнозных цепей.

H. Kildegaard и др. [17] обнаружили, что внесение в культуральную жидкость предшественников гликозилирования может быть эффективным способом модуляции N-гликанов. Так, N-ацетил-глюкозамин (GlcNAc) ингибировал присоединение галактозы к углеводным цепям молекулы моноАТ, что приводило к увеличению относительного содержания гликоформы G0 и фукозилированных цепей без концевых остатков галактозы (G0F). В присутствии галактозы в питательной среде повышалась внутриклеточная концентрация уридиндифосфатгалактозы (UDP-Gal) и экспрессия ферментов галактозилирования. В результате увеличивалась доля гликанов с терминальными остатками галактозы и снижалось относительное содержание негалактозилированных гликоформ: G0 и G0F. В присутствии 10 мМ маннозы незначительно увеличивалось содержание высокоманнозных цепей в молекуле IgG.

Ионы двухвалентных металлов, включая железо, медь, цинк и селен, служат кофакторами многих ферментов и необходимы для роста и метаболизма клеток. Они участвуют в процессах посттрансляционной модификации белков, окисления, дезамидирования, агрегации и фрагментации. Добавление биодоступного источника железа в культуральную среду улучшало физиологические свойства клеток, а также качество экспрессируемого рекомбинантного белка [18].

Ионы Mn2+ служат кофактором олигосахарилтрансферазы и играют важную роль в гликозилировании моноАТ [19]. В присутствии ионов Mn2+ регистрировали значимое снижение негалактозилированных гликоформ и высокоманнозных цепей, а также повышенное содержание гликоформ с одной и двумя остатками галактозы (G1 и G2 соответственно) [20]. Так, в присутствии MnCl2, уридина и галактозы в клетках повышалась степень галактозилирования углеводных цепей белков. Такой же эффект наблюдали и при добавлении глутамата (но не глутамина) в среду культивирования [21].

Паттерну гликозилирования уделяют особое внимание при разработке биологически активных препаратов, так как он во многом определяет их терапевтическую активность, в том числе и моноАТ. Согласно требованиям Государственной фармакопеи Российской Федерации (XIV издание), включение показателя “Гликановый профиль” в нормативную документацию на субстанции и лекарственные препараты моноклональных антител (ОФС.1.7.1.0014.18 “Моноклональные антитела для медицинского применения”) обязательно для выполнения.

Цель представленной работы заключалась в исследовании влияния глюкозамина и ионов меди на паттерн гликозилирования иммуноглобулинов подклассов G1 и G2 в трех линиях (I, II и III) клеток яичника китайского хомячка (СHO K1). В работе использованы созданные компанией “Р-Фарм” три линии генно-модифицированных клеток CHO K1, экспрессирующие следующие моноАТ: панитумумаб (линия I), окрелизумаб (линия II) и бевацезумаб (линия III) (приведены международные непатентованные названия антител).11

УСЛОВИЯ ЭКСПЕРИМЕНТА

Питательные среды и добавки

Используемые питательные среды: BalanCDHEK293 (Irvine Scientific, США), CDM4HEK293 (Cytiva, Австрия).

Питательные добавки: BalanCDHEK293 Feed (Irvine Scientific), BalanCD СНО Feed 3 (Irvine Scientific) ‒ 5% от объема добавляли на 4, 6, 7, 8, 11, 13 сутки культивирования.

В экспериментах использовали свежеприготовленный раствор глюкозамина гидрохлорида (GlcN; Spectrum, США) и раствор CuSO4⋅5H2O (PanReac AppliChem, Германия).

Культивирование клеток

Линии клеток CHO K1, экспрессирующие моноАТ, культивировали в течение 14‒16 сут; отбор проб проводили ежедневно для подсчета клеток и определения содержания глюкозы, лактата, растворенных О2 и СО2, рН и осмоляльности среды.

Размораживание клеточной культуры проводили в течение 3‒5 мин на водяной бане, предварительно нагретой до 37°С. Криопротектор удаляли центрифугированием клеточной суспензии при 200 g и 20 ± 2°С: надосадочную жидкость отсасывали, а в клетки вносили свежую питательную среду.

Для получения необходимого количества клеток для исследований проводили еще два посева клеточной культуры в колбы объемом 500 и 1000 см3. Клетки пересевали при достижении плотности (2.5–4.0) × 106 клеток/мл. Экспериментальное культивирование проводили в колбах Эрленмейера объемом 1000 см3 с рабочим объемом культуральной жидкости 300 см3. Каждую пробу анализировали в двух повторах. Посевная клеточная плотность составила 0.5 × 106 клеток/мл; максимальная клеточная плотность ‒ (12‒14) × 106 клеток/мл; скорость вращения шейкера ‒ 120 об./мин, температура культивирования ‒ 37.0 ± 0.5°С, концентрация СО2 ‒ 5–6%, pH ‒ в интервале 6.9–7.3.

Анализ гликанового профиля

Анализ гликанового профиля проводили методом высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ). Культуральную жидкость получали центрифугированием клеточной суспензии при 3000 g в течение 40 мин при 4°С. Антитела выделяли хроматографией на колонках HiTrap MabSelect (Cytiva) согласно рекомендациям производителя. Дегликозилирование моноАТ проводили с использованием набора PNGase F (Biolabs, США) по протоколу производителя. Для очистки гликанов использовали подготовленные картриджи LudgerClean EB10 (Ludger Ltd., Великобритания) и методики, указанные производителем. Для окрашивания гликанов использовали маркирующий набор LudgerTagTM 2 АВ Glycan Labeling Kit (Ludger Ltd.), окончательное выделение и очистку гликанов проводили на картриджах LudgerClean S Glycan Cleanup к (Ludger Ltd.) согласно методике производителя22. Проанализированные типы гликановых цепей представлены в табл. 1.

Таблица 1.  

Условные обозначения и особенности структуры исследованных углеводных цепей Table 1.  Symbols and features of the structure of carbohydrate chains studied

Гликан Структура
G0 Нефукозилированная гликоформа без концевых остатков галактозы
G0F Фукозилированная гликоформа без концевых остатков галактозы
Man5 Высокоманнозная гликоформа, содержащая 5 остатков маннозы
G1F Фукозилированная гликоформа с одним остатком галактозы
${{{\text{G}}}_{1}}\,{\text{'F}}$ Изомер G1F по расположению галактозы
G2F Фукозилированная гликоформа с двумя остатками галактозы
Другие формы Все гликоформы, отличные от вышеуказанных

Содержание пиков целевых гликанов (Х) рассчитывали в процентах от общей площади по формуле (1):

(1)
$X = {{S}_{i}}{\text{/}}(\sum S) \times 100,$
где Si ‒ площадь пика G0, G0F, Man5, G1F (сумма пиков G1F и G1 'F) или G2F на хроматограмме испытуемого раствора; ∑S – сумма площадей всех пиков.

Содержание других форм гликанов (Y) рассчитывали в процентах от общей площади по формуле (2):

(2)
$Y = (100{\text{ }} - \sum {{S}_{i}}) \times 100.$

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

На первом этапе исследовали влияние глюкозамина в концентрации 10 и 20 мМ на формирование гликопрофиля молекул IgG2, экспрессирующихся в клеточной линии I CHO K1. Результаты исследования представлены в табл. 2.

Таблица 2.  

Влияние глюкозамина на профиль гликозилирования молекул IgG2 Table 2.  Effect of glucosamine on IgG2 glycosylation profile

[GlcN], мМ [Гликан]*, %
G0 G0F Man5 G1F ${{{\text{G}}}_{1}}\,{\text{'F}}$ G2F другие формы
0 5.67 ± 0 .35 43.52 ± 0.32 9.68 ± 0.54 9.77 ± 0.28 12.80 ± 0.54 3.49 ± 0.23 15.09 ± 0.32
10 4.67 ± 0.27 66.43 ± 0.45 2.89 ± 0.62 6.52 ± 0.36 10.25 ± 0.43 1.70 ± 0.16 7.55 ± 0.46
20 3.96 ± 0.35 65.92 ± 0.87 3.85 ± 0.51 6.72 ± 0.43 9.48 ± 0.34 1.66 ± 0.28 8.44 ± 0.38

Примечание: *Относительное содержание каждого гликана рассчитывали по формуле (1) (здесь и далее). Note: *The relative content of each glycan was calculated by formula (1).

Как видно из результатов, представленных в табл. 2, глюкозамин влияет на профиль гликозилирования моноАТ. Зафиксировано увеличение гликанов G0F на 52‒53% при снижении Man5, G1F, ${{{\text{G}}}_{1}}\,{\text{'F}}$ G2F и других форм. Следует отметить, что увеличение концентрации глюкозамина с 10 до 20 мМ не изменяло профиль гликозилирования. Полученные результаты можно объяснить тем, что глюкозамин ингибирует формирование галактозилированных форм олигосахаридов за счет конкурентного ингибирования переносчика UDP-Gal. Кроме того, глюкозамин препятствует образованию UDP-Gal за счет конкуренции за UTP при образовании UDP-GlcNAc. Оба механизма приводят к ограниченной доступности активированной галактозы в аппарате Гольджи [22, 23].

Результаты исследования по влиянию глюкозамина на профиль гликозилирования молекул подкласса IgG1, экспрессируемых в клетках СНО К1 линии II, представлены в табл. 3.

Таблица 3.  

Влияние глюкозамина на профиль гликозилирования молекул IgG1 Table 3.  Effect of glucosamine on IgG1 glycosylation profile

[GlcN], мМ [Гликан], %
G0 G0F Man5 G1F ${{{\text{G}}}_{1}}\,{\text{'F}}$ G2F другие формы
0 6.63 ± 0.47 45.84 ± 0.43 4.70 ± 0.32 23.69 ± 0.30 8.25 ± 0.43 4.76 ± 0.37 6.24 ± 0.54
10 4.35 ± 0.36 47.41 ± 0.38 5.57 ± 0.37 14.87 ± 0.28 5.14 ± 0.27 2.72 ± 0.23 19.94 ± 0.43
20 4.03 ± 0.48 53.55 ± 0.45 6.14 ± 0.23 13.43 ± 0.44 4.64 ± 0.38 2.04 ± 0.18 16.19 ± 0.51
30 3.83 ± 0.35 52.01 ± 0.27 6.86 ± 0.36 13.57 ± 0.53 4.64 ± 0.28 2.05 ± 0.34 17.06 ± 0.62
40 3.73 ± 0.24 50.41 ± 0.32 7.27 ± 0.43 14.54 ± 0.35 4.87 ± 0.36 2.22 ± 0.43 16.96 ± 0.72

По результатам, представленным в табл. 3, видно, что добавление глюкозамина в среду клеточной линии II повышает содержание гликоформ G0F, Man5 и других. Наибольшее увеличение гликоформ G0F, на 17%, произошло при добавлении 20 мМ глюкозамина, при этом относительное содержание гликоформ G1F, ${{{\text{G}}}_{1}}\,{\text{'F}}$ и G2F уменьшилось на 43%. Содержание высокоманнозных гликанов увеличивалось, фактически, пропорционально концентрации добавленного глюкозамина.

Выявленное различное действие глюкозамина на формирование гликанов в клеточных линиях I и II можно объясняется тем, что процесс трансформации изменил метаболизм клеток. Репродукция рекомбинантного белка повлияла на активность ферментов, участвующих в гликозилировании моноАТ.

Результаты исследования по влиянию сульфата меди в концентрации от 0.1 до 0.5 мМ в сочетании с 20 мМ глюкозамином на гликановый профиль синтезируемых в клеточной линии III молекул IgG1 представлены в табл. 4.

Таблица 4.  

Влияние ионов меди и глюкозамина на профиль гликозилирования молекул IgG1 Table 4. Effects of сopper ions and glucosamine on IgG1 glycosylation profile

[GlcN], мМ [СCuSO4],
мМ 		[Гликан], %
G0 G0F Man5 G1F ${{{\text{G}}}_{1}}\,{\text{'F}}$ G2F другие формы
0 0 4.00 ± 0.36 60.20 ± 0.61 1.60 ± 0.15 19.6 ± 0.57 7.40 ± 0.52 3.10 ± 0.34 4.10 ± 0.34
0 0.5 4.54 ± 0.46 71.87 ± 0.45 1.79 ± 0.21 10.5 ± 0.46 4.35 ± 0.52 1.08 ± 0.16 5.87 ± 0.48
20 0 3.68 ± 0.28 65.54 ± 0.65 4.30 ± 0.32 7.49 ± 0.37 2.86 ± 0.32 0.73 ± 0.086 15.4 ± 0.39
20 0.1 3.06 ± 0.25 66.88 ± 0.57 4.33 ± 0.41 7.88 ± 0.54 2.92 ± 0.28 0.75 ± 0.17 14.18 ± 0.67
20 0.5 3.61 ± 0.36 68.07 ± 0.46 4.20 ± 0.40 7.86 ± 0.37 2.88 ± 0.25 0.76 ± 0.045 12.62 ± 0.57

Установлено, что в присутствии 0.5 мМ СuSO4 в среде культивирования клеточной линии III содержание гликоформы G0F увеличивалось на 19% относительно контрольной культуры, а гликоформ G1F, ${{{\text{G}}}_{1}}\,{\text{'F}}$ и G2F снижалось на 87, 70 и 187% соответственно. Относительное содержание фракции гликоформы Man5 не изменилось. Представленные результаты частично согласуются с данными S. Loebrich и соавт. [24], полученными на разных моноАТ, где показано, что в присутствии 1.0 мМ Cu2+ в культуральной среде снижалось содержание гликоформ Man5 на 6.8% при одновременном увеличении гликоформ G0, G0F и G1F на 0.7, 5.5 и 0.5% соответственно.

Полученные результаты могут быть объяснены следующим образом. Ионы двухвалентных металлов участвуют в активации гликозилтрансфераз, которые катализируют перенос углеводных фрагментов с активированного донора (нуклеотидного сахара) к молекуле-акцептору [25]. Можно предположить, что возникает конкуренция Cu2+ и Mn2+ за сайт активации фермента. Например, при достижении определенной концентрации Cu2+ блокирует связывание Mn2+, что приводит к изменению активности соответствующих гликозилтрансфераз и, как следствие, к перераспределению относительного содержания гликанов.

Следует отметить, что, в отличие от глюкозамина, при применении СuSO4 для корректировки гликанового профиля моноАТ не происходит значимого повышения содержания гликоформ Man5 и других.

Заключительным этапом наших исследований было изучение влияния снижения температуры культивирования на профиль гликозилирования моноАТ подкласса IgG1 в присутствии глюкозамина. При снижении температуры культивирования уменьшается скорость роста биомассы, что приводит к увеличению времени культивирования клеток: с 6‒8 до 10‒15 сут, ‒ при этом повышается жизнеспособность клеток. В результате суммарная продуктивность на единицу объема среды становится выше. Температурный эффект зависит от разницы между температурами оптимума и шока, а также от возраста клеточной культуры и фазы ее роста на момент снижения температуры. Применение подобных стратегии оказывает влияние не только на титр целевого продукта, но и на другие биохимические процессы клетки, в том числе на гликозилирование моноАТ.

В табл. 5 представлены результаты исследования по влиянию снижения температуры культивирования с 37°С до 35 и 33°С на профиль гликозилирования IgG1 в присутствии 10 мМ глюкозамина в среде культивирования.

Таблица 5.  

Влияние снижения температуры культивирования клеток линии II на профиль гликозилирования молекул IgG1 Table 5.  Effect of decreasing culture temperature on IgG1 glycosylation profile

Температурный режим, °С [Гликан], %
G0 G0F Man5 G1F ${{{\text{G}}}_{1}}\,{\text{'F}}$ G2F другие формы
37/33 4.35 ± 0.85 47.41 ± 0.87 5.57 ± 0.46 14.87 ± 0.58 5.14 ± 0.65 2.72 ± 0.36 19.94 ± 0.68
37/35 4.70 ± 0.67 54.61 ± 0.62 4.15 ± 0.65 14.52 ± 0.78 5.23 ± 0.35 2.42 ± 0.42 14.40 ± 0.86
37/37 4.63 ± 0.67 54.61 ± 0.35 4.20 ± 0.55 13.74 ± 0.86 5.01 ± 0.28 2.24 ± 0.29 15.59 ± 0.83

При применении двухфазного температурного режима культивирования (37/35°С) и однофазного (37/37°С) профиль гликозилирования практически не изменялся. По-видимому, это связано с температурным оптимумом работы гликозилтрансфераз, который находится в пределах 35‒37°С. В случае снижения температуры до 33°С для гликоформы G0F зарегистрировано снижение относительного содержания на 15%, а для Man5 ‒ повышение на 34% в сравнении с режимами 37/35°С и 37/37°С.

В результате проведенных исследований показано, что добавление глюкозамина гидрохлорида в среду культивирования приводило к увеличению относительного содержания фракции G0F в клеточных линиях I и II, в то время как содержание фракции Man5 и других форм снижалось в клеточной линии I, а в клеточной линии II возрастало по сравнению с контрольными группами клеток. Внесение СuSO4 в конечной концентрации 0.5 мМ приводило к увеличению относительного содержания гликоформ G0F по отношению к контрольной культуре за счет снижения углеводных цепей G1F, ${{{\text{G}}}_{1}}\,{\text{'F}}$, G2F. Действие сульфата меди не выражено в присутствии глюкозамина. Изучено влияние на профиль гликозилирования снижения температуры культивирования в сочетании с глюкозамином. Двухфазный температурный режим 37/33°С в присутствии глюкозамина приводил к снижению относительного содержания гликоформ G0F на 15%. Полученные нами результаты в целом согласуются с литературными источниками, но при использование разных клеточных линий и разных условий проведения эксперимента результаты могут отличаться.

Список литературы

  1. Walsh G., Jefferis R. Post-translational modifications in the context of therapeutic proteins. Nat. Biotech., 2006, 24, 1241–1252. https://doi.org/10.1002/9783527626601.ch1

  2. Bolton G.R., Ackerman M.E., Boesch A.W. Separation of nonfucosylated antibodies with immobilized FcγRIII receptors. Biotechnol. Prog., 2013, 29(3), 825–828. https://doi.org/10.1002/btpr.1717

  3. Wyss D.F., Wagner G. The structural role of sugars in glycoproteins. Curr. Opin. Biotechnol., 1996, 7(4), 409–416. https://doi.org/10.1016/s0958-1669(96)80116-9

  4. Sinclair A.M., Elliott S. Glycoengineering: the effect of glycosylation on the properties of therapeutic proteins. J. Pharm. Sci., 2005, 94, 1626‒1635. https://doi.org/10.1002/jps.20319

  5. Wang C., Eufemi M., Turano C., Giartosio A. Influence of the carbohydrate moiety on the stability of glycoproteins. Biochemistry, 1996, 35(23), 7299–7307. https://doi.org/10.1021/bi9517704

  6. Helenius A., Aebi M. Intracellular functions of N-glycans. Science, 2001, 291, 2364–2369. https://doi.org/10.1126/science.291.5512.2364

  7. Zheng K., Bantog C., Bayer R. The impact of glycosylation on monoclonal antibody conformation and stabi-lity. MAbs, 2011, 3(6), 568–576. https://doi.org/10.4161/mabs.3.6.17922

  8. Mimura Y., Church S., Ghirlando R., Ashton P.R., Dong S., Goodall M., Lund J., Jefferis R. The influence of glycosylation on the thermal stability and effector function expression of human IgG1-Fc: properties of a series of truncated glycoforms. Mol. Immunol., 2000, 37(12), 697–706. https://doi.org/10.1016/s0161-5890(00)00105-x

  9. Ohtsubo K., Marth J.D. Glycosylation in cellular me-chanisms of health and disease. Cell, 2006, 126(5), 855‒867. https://doi.org/10.1016/j.cell.2006.08.019

  10. Butler M. Optimisation of the cellular metabolism of glycosylation for recombinant proteins produced by mammalian cell systems. Cytotechnology, 2006, 50, 57–76. https://doi.org/10.1007/s10616-005-4537-x

  11. Krambeck F.J., Betenbaugh M.J. A mathematical model of N-linked glycosylation. Biotechnol. Bioeng, 2005, 92, 711–728. https://doi.org/10.1002/bit.20645

  12. Zhu J. Mammalian cell protein expression for biopharmaceutical production. Biotechnol. Adv., 2011, 30, 1158–1170. https://doi.org/10.1016/j.biotechadv.2011.08.022

  13. Serrato J.A., Palomares L.A., Meneses-Acosta A., Ram’ırez O.T. Heterogeneous conditions in dissolved oxygen affect N-glycosylation but not productivity of a monoclonal antibody in hybridoma cultures. Biotechnol. Bioeng., 2004, 88(2), 176–188. https://doi.org/10.1002/bit.20232

  14. Jain E., Kumar A. Upstream processes in antibody production: evaluation of critical parameters. Biotechnol. Adv., 2008, 26, 46–72. https://doi.org/10.1016/j.biotechadv.2007.09.004

  15. Gramer M.J., Eckblad J.J., Donahue R., Brown J., Shultz C., Vickerman K., Priem P., van den Bremer E.T., Gerritsen J., van Berkel P.H. Modulation of antibody galactosylation through feeding of uridine, manganese chloride, and galactose. Biotech. Bioeng., 2011, 108, 1591–1602. https://doi.org/10.1002/bit.23075

  16. Edwards E., Livanos M., Krueger A., Dell A., Haslam S.M., Smales C.M., Bracewel D.G. Strategies to control therapeutic antibody glycosylation during bioprocessing: synthesis and separation. Biotechnol. Bioeng., 2022, 119(6), 1337‒1690. https://doi.org/10.1002/bit.28066

  17. Kildegaard H.F., Fan Y., Sen J.W., Larsen B., Andersen M.R. Glycoprofiling effects of media additives on IgG produced by CHO cells in fed-batch bioreactors. Biotechnol. Bioeng., 2016, 113(2), 359‒366. https://doi.org/10.1002/bit.25715

  18. Clincke M.F., Guedon E., Yen F.T., Ogier V., Goergen J.L. Effect of iron sources on the glycosylation macrohe-terogeneity of human recombinant IFN-γ produced by CHO cells during batch processes. BMC Proc., 2011 Nov 22; 5 Suppl 8:P114. https://doi.org/10.1186/1753-6561-5-S8-P114

  19. Hendrickson T.L., Imperiali B. Metal ion dependence of oligosaccharyltransferase: implications for catalysis. Biochemistry, 1995, 34, 9444–9450. https://doi.org/10.1021/bi00029a020

  20. Crowell C.K., Grampp G.E., Rogers G.N., Miller J., Scheinman R.I. Amino acid and manganese supplementation modulates the glycosylation state of erythropoietin in a CHO culture system. Biotechnol. Bioeng., 2007, 96(3), 538‒549. https://doi.org/10.1002/bit.21141

  21. Gramer M.J., Eckblad J.J., Donahue R., Brown J., Shultz C., Vickerman K., Priem P., van den Bremer E.T.J., Gerritsen J., van Berkel P.H.C. Modulation of antibody galactosylation through feeding of uridine, manganese chloride, and galactose. Biotechnol. Bioeng., 2011, 108(7), 1591‒1602. https://doi.org/10.1002/bit.23075

  22. Gu X., Wang D.I. Improvement of interferon-gamma sialylation in Chinese hamster ovary cell culture by feeding of N-acetylmannosamine. Biotechnol. Bioeng., 1998, 58(6), 642–648.

  23. Ryll T., Valley U., Wagner R. Biochemistry of growth inhibition by ammonium ions in mammalian cells. Biotechnol. Bioeng., 1994, 44(2), 184–193. https://doi.org/10.1002/bit.260440207

  24. Loebrich S., Clark E., Ladd K., Takahashi S., Brousseau A., Kitchener S., Ryll T. Comprehensive manipulation of glycosylation profiles across development scales. MAbs, 2019, 11(2), 335–349. https://doi.org/10.1080/19420862.2018.1527665

  25. Mikolajczyk K., Kaczmarek R., Czerwinski M. How glycosylation affects glycosylation: the role of N-glycans in glycosyltransferase activity. Glycobiology, 2020, 30(12), 941–969. https://doi.org/10.1093/glycob/cwaa041

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска содержание выпуска

Биотехнология

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал