1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Журнал эволюционной биохимии и физиологии
  4. T. 56, № 4, 2020

Журнал эволюционной биохимии и физиологии, 2020, T. 56, № 4, стр. 272-284

Cа2+-ЗАВИСИМЫЕ МИТОХОНДРИАЛЬНЫЕ МЕХАНИЗМЫ КАРДИОПРОТЕКЦИИ

И. В. Шемарова 1, *, С. М. Коротков 1, В. П. Нестеров 1

1 Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова Российской академии наук
Санкт-Петербург, Россия

* E-mail: irina-shemarova@yandex.ru

Поступила в редакцию 17.10.2019
После доработки 18.03.2020
Принята к публикации 19.03.2020

Полный текст (PDF)

Аннотация

В обзоре рассматриваются Cа2+-зависимые митохондриальные механизмы адаптации кардиомиоцитов к гипоксии и ишемии и анализируются сигнальные механизмы, ответственные за экспрессию антиоксидантных генов и формирование толерантности к гипоксии и ишемии. Особое внимание уделяется анализу роли фактора транскрипции Nrf2, АФК и Cа2+-зависимых K+-каналов высокой проводимости (BKCa-каналов) в регуляции адаптивных ответов кардиомиоцитов при ишемии миокарда.

Ключевые слова: АФК, гипоксия, ишемия, кардиопротекция, прекондиционирование, BKCa-каналы, Nrf2

Сокращения:
АОС − антиоксидантная система
ИП – ишемическое прекондиционирование
СС система – сердечно-сосудистая система
КМ – кардиомиоциты
митоKАТФ – АТФ-зависимые K+-каналы
MPT-пора – mitochondrial permeability transition pore
mtDNA – митохондриальная ДНК
NCX – Na+/Ca2+ обменник
HIF-1 – Hypoxia Inducible Factor-1
HO-1 – гемоксигеназа-1
Nrf2 – nuclear factor – erythroid-derived 2 – related factor 2
RCK – регуляторы K+-проводимости
BKCa-каналы – Ca2+-активируемые K+-каналы высокой проводимости
ВММ – внутренняя мембрана митохондрий
МФК – митохондриальные ферментные комплексы
ПМ –  плазматическая мембрана
СДГ − сукцинатдегидрогеназа

При чрезмерной физической нагрузке и многих патологических состояниях в клетках нарушаются физиологические и обменные процессы, обусловленные недостатком кислорода. В первую очередь страдают метаболически активные ткани, функционирование которых зависит от митохондрий, играющих ключевую роль в энергетическом метаболизме клеток. Дисфункция митохондрий вызывает снижение работоспособности кардиомиоцитов, нейродегенеративные заболевания и “митохондриальные болезни”.

После открытия в 1949 г. дыхания митохондрий эти клеточные структуры активно изучаются во многих лабораториях мира. Однако, несмотря на многочисленные исследования митохондрий, механизмы цитопротекции и особенно кардиопротекции, опосредованные митохондриями, остаются малоизученными и далекими от полного понимания. Наблюдения последних лет показали, что в кардиомиоцитах (КМ) митохондрии, помимо основной энергопродуцирующей функции, также активно вовлечены во внутриклеточную сигнализацию и регуляцию специализированных функций КМ. При этом важную роль в реализации внутриклеточной сигнализации и функций самих митохондрий играют ионы Ca2+. Их дисбаланс в митохондриях КМ приводит к нарушению сердечной деятельности и развитию сердечно-сосудистой (СС) патологии [1]. Ранее мы уже отмечали патогенетическое значение ионов Ca2+ в развитии постишемических повреждений миокарда и приводили примеры участия Ca2+ в процессах, влияющих на энергетику КМ и сократимость миокарда [2]. В экспериментах с использованием митохондрий, изолированных из сердца крыс, была изучена регуляция ионами Ca2+ проницаемости внутренней мембраны митохондрий (ВММ) и установлено значение митохондриальных Ca2+-активируемых неспецифических пор (MPT-пор – mitochondrial permeability transition pore) в индукции апоптоза и некроза КМ [3–5]. Но если механизмы участия митохондрий в развитии нарушений функциональной и структурной организации КМ достаточно хорошо освещены, то сведений о митохондриальных механизмах кардиопротекции, включая Ca2+-зависимые, в литературе мало, что может свидетельствовать о недостаточной изученности этой проблемы [1]. В настоящее время митохондрии рассматриваются в качестве объектов направленной лекарственной терапии при многих заболеваниях, в том числе сердечно-сосудистых, и с этой точки зрения задача суммировать знания, накопленные в данной области клеточной биологии, представляется важной и своевременной.

ВЛИЯНИЕ ГИПОКСИИ НА ЖИЗНЕДЕЯТЕЛЬНОСТЬ КАРДИОМИОЦИТОВ И КЛЮЧЕВЫЕ ФУНКЦИИ МИТОХОНДРИЙ

Гипоксия является важнейшим звеном многих патологических процессов и хронических заболеваний, включая заболевания сердечно-сосудистой системы, среди которых наиболее распространенной является ишемическая болезнь сердца.

Молекулярную основу патогенетических нарушений при гипоксии и ишемии составляют, главным образом, процессы нарушения ключевых функций митохондрий − АТФ-продуцирующей и Ca2+-депонирующей, что приводит к энергетической дисфункции КМ, нарушению возбудимости миокарда, а также невозможности осуществления желудочковыми КМ сократительной функции [2, 6].

В исследованиях, проведенных на модели изолированных митохондрий, была установлена следующая последовательность изменений в клетках в результате прекращения доступа кислорода:

“0−5 мин: снижение уровня АТФ в клетке в 2−4 раза, несмотря на активацию гликолиза;

5−15 мин: повышение внутриклеточной концентрации Са2+. Активация гидролитических ферментов, в том числе митохондриальной фосфолипазы А2. Са2+-перегрузка митохондрий при сохранении ими всех основных функций (митохондрии еще не повреждены);

15−30 мин: гидролиз митохондриальных фосфолипидов фосфолипазой А2 и нарушение барьерных свойств митохондриальной мембраны. Реоксигенация ткани на этой стадии приводит к активному набуханию митохондрий. Дыхательный контроль в митохондриях нарушен, окислительное фосфорилирование разобщено, способность митохондрий накапливать ионы кальция снижена;

30−60 мин: частичное восстановление функций митохондрий, временное повышение дыхательного контроля, способности накапливать кальций. Механизм компенсаторных процессов, приводящих к временному улучшению функций митохондрий, неизвестен, но, очевидно, что он связан с функцией клетки в целом, так как при анаэробной инкубации изолированных митохондрий это явление не наблюдается;

60−90 мин: необратимое повреждение митохондрий и полная гибель клеток” (цитируется по: [7]).

Важно отметить, что последовательность изменений в клетке в результате аноксии одинакова для самых различных тканей. Это показали опыты со срезами тканей, изолированными клетками и изолированными митохондриями [7].

Сердце является самым энергоемким органом, при этом основным источником энергии, обеспечивающим сократимость миокарда, является АТФ, аккумулируемая в процессе дыхания митохондрий [8]. Для того чтобы обеспечить миокард достаточным количеством АТФ, необходимо огромное количество функционально активных митохондрий, которые при нормоксии занимают около одной трети от общего объема КМ и соответственно более половины объема миофибрилл. При гипоксии количество митохондрий в КМ многократно возрастает [1]. Дисфункция митохондрий, вызванная развивающейся гипоксией или ишемией/реперфузией, приводит к нарушению клеточного дыхания, следствием чего являются аритмии и снижение сократительной способности миокарда [8].

В настоящее время влияние нарушения синтеза АТФ в митохондриях на функциональную активность КМ изучено в наибольшей степени. Установлено, что при уменьшении содержания в клетке АТФ на 10−20% снижается активность всех энергозависимых процессов на 70−80%. Угнетение процессов энергообразования в митохондриях сопровождается ослаблением β-окисления липидов, следствием чего являются нарушение липидного обмена в КМ и накопление ацил-CoA-тиоэфиров, ацилкарнитинов, церамидов и триглицеридов, обладающих потенциальной цитотоксичностью. При этом также происходит подавление анаболических процессов, нарушение работы ионных насосов и соответственно ионного гомеостаза в клетке, приводящего к нарушению специализированных клеточных функций и снижению жизнедеятельности КМ [1, 7–9]. Более подробно о влиянии гипоксии на энергозависимые процессы в КМ мы писали ранее [2].

Другим важным фактором, приобретающим патогенетическое значение при развитии гипоксии, является окислительный стресс, который индуцируется АФК при нарушении функционирования дыхательной цепи митохондрий КМ. Известно, что в процессе функционирования дыхательной цепи при нормоксии происходит образование незначительных количеств супероксидного радикала, являющегося побочным продуктом дыхательных комплексов. В функционально полноценных митохондриях действие митохондриальной антиоксидантной системы, включающей глутатион, тиоредоксин-2, глутатион-пероксидазу, фосфолипид-гидропероксид-глутатион-пероксидазу и Mn-супероксиддисмутазу, предотвращает повреждение митохондриальных структур активными формами кислорода [9]. При нарушении переноса электронов между компонентами дыхательной цепи в условиях окислительного стресса при гипоксии генерация митохондриями супероксидного радикала существенно усиливается. Недостаточность функций митохондриальной антиоксидантной системы в этом случае будет способствовать развитию окислительного стресса, активизации самоподдерживающихся процессов перекисного окисления липидов, окислительным повреждениям белков и нуклеиновых кислот. В конечном итоге эти события приводят к снижению функций клетки, накоплению мутаций в митохондриальной и ядерной ДНК. В свою очередь повреждение митохондриальных генов способствует нарушению процесса переноса электронов в дыхательной цепи, результатом чего является дополнительное усиление продукции свободных радикалов в митохондриях [9, 10].

На сегодняшний день показано, что образуемые митохондриями активные формы кислорода, воздействуя на внутриклеточные сигнальные механизмы, могут инициировать развитие в миокарде гипертрофических и фиброзных изменений. Избыточный уровень АФК может также способствовать уменьшению сократительной активности КМ и повышать чувствительность миофиламентов к Са2+ вследствие нарушения в КМ ионообменных процессов, за счет повреждения клеточных мембран и ионных каналов [10].

В настоящее время известно, что митохондрии играют центральную роль в реализации программируемой клеточной гибели КМ, к которой приводит, прежде всего, нерегулируемое повышение внутримитохондриальной концентрации Са2+ [11, 12].

Са2+-перегрузка митохондрий. Многочисленными исследованиями было показано, что при гипоксии происходит Са2+-перегрузка митохондрий, имеющая ряд негативных последствий для КМ. В числе главных следует назвать разобщение окислительного фосфорилирования, что снижает аэробный выход АТФ и препятствует восстановлению адекватного энергообеспечения миокарда; нарушается пассивный ионный транспорт в митохондрии; происходит набухание митохондрий и нарушение целостности внутренней митохондриальной мембраны.

На модели изолированных митохондрий было установлено, что накопление Са2+ в матриксе митохондрий происходит в две фазы. Первая фаза − это энергозависимый вход ионов Са2+ в матрикс митохондрий, стимуляция дыхания и выброс протонов из матрикса. Во второй фазе из-за открытия MPT-пор во ВММ накопленные ионы Са2+ начинают выходить из матрикса, и через некоторое время наблюдаются быстрое увеличение проницаемости ВММ, обратный захват ионов водорода и высвобождение из матрикса ионов K+. Развитие Са2+-перегрузки изолированных митохондрий усугубляется нарушением механизмов пассивного ионного транспорта через наружную мембрану митохондрий [12].

Полагают, что в условиях ишемии и ишемии/реперфузии в митохондриях преобладают процессы свободного окисления, способствующие накоплению Са2+ в матриксе митохондрий КМ. На это указывают прекращение захвата Са2+ митохондриями и даже выход из них уже накопленных ионов при подавлении процессов свободного окисления. При этом повреждающее действие избыточного накопления ионов Са2+ в КМ усиливается в условиях окислительного стресса, инициируемого гипоксией [10]. Моделирование ишемии и реперфузии в опытах на крысах одновременно со снижением Са2+-связывающей способности митохондрий приводило к снижению трансмембранного потенциала, уменьшению коэффициента АДФ/О (соотношение количественных величин добавленного АДФ и поглощенного в течение состояния 3 кислорода) и замедлению дыхания митохондрий в состоянии 3 [13].

В то же время не следует забывать о том, что митохондрии являются важными Ca2+-депонирующими органеллами КМ, которые по своей емкости лишь незначительно уступают Са2+-емкости саркоплазматического ретикулума [3, 12]. Они принимают непосредственное участие в регуляции Са2+-гомеостаза в КМ и могут быть задействованы в механизмах адаптации КМ к окислительному стрессу при реперфузии.

В целом к настоящему времени сложились представления о том, что митохондрии являются первичными мишенями при гипоксии и ишемии/реперфузии, и процессы, происходящие в них, могут приводить как к дисфункции и повреждению КМ, так и к их постишемической адаптации [1, 6, 9, 13]. Поэтому многие исследования направлены на изучение роли митохондрий, митохондриальных АФК и Са2+ в кардиопротекторном механизме ишемического и фармакологического прекондиционирования.

РОЛЬ МИТОХОНДРИАЛЬНОЙ ДЫХАТЕЛЬНОЙ ЦЕПИ В РАЗВИТИИ АДАПТАЦИИ К ГИПОКСИИ

Системный ответ организма на гипоксию включает различные адаптивные реакции (возрастание объема альвеолярной вентиляции, повышение кислородной емкости крови, централизация кровотока, увеличение сердечного выброса крови и др.). На клеточном уровне они направлены, прежде всего, на сохранение энергосинтезирующей функции митохондрий. При этом используются два типа механизмов: а) срочный компенсаторный, цель которого состоит в предотвращении последствий острой гипоксии на молекулярном уровне и быстрое восстановление жизнедеятельности клеток в постгипоксический период, и б) долгосрочные механизмы, которые формируются в течение более длительного периода и способствуют увеличению неспецифической резистентности клеток к дефициту кислорода. Эти механизмы базируются на регуляторном репрограммировании активности митохондриальных ферментных комплексов (МФК) [14].

В нормоксических условиях работа дыхательной цепи митохондрий, как правило, зависит от окисления НАД-зависимых субстратов − основного поставщика восстановительных эквивалентов для дыхательной цепи через МФК I. Тем не менее 25−30% митохондриального дыхания в этих условиях ассоциируются с МФК II [9, 14] и окислением сукцината, содержание которого в матриксе митохондрий невелико (0.2−0.4 ммоль/л) [15].

На ранней стадии гипоксии наблюдается активация электрон-транспортной функции МФК I, способствующая усилению синтеза АТФ. Она отражает первичный компенсаторный механизм мобилизации базовых энергетических ресурсов клетки в условиях сравнительно небольших по силе внешних воздействий. При усиливающемся гипоксическом воздействии происходит снижение редокс-потенциала первого комплекса и соответственно окисления НАД-зависимых субстратов, а также компенсаторная активация альтернативных путей окисления ФАД-зависимых субстратов, поставляющих восстановительные эквиваленты к МФК II− IV. Среди них особую роль играет МФК II (сукцинатоксидазный путь окисления). В условиях гипоксии он имеет термодинамические преимущества перед окислением НАД-зависимых субстратов цикла трикарбоновых кислот, и, несмотря на то, что при этом сохраняются только два участка сопряжения окисления и фосфорилирования, высокие скорости реакции обеспечивают достаточную энергетическую эффективность процесса в целом [16]. Активация альтернативных метаболических путей, выполняющих функцию срочных компенсаторных механизмов, позволяет сохранить поступление восстановительных эквивалентов на цитохромный участок дыхательной цепи, благодаря чему электрон-транспортная функция МФК III и IV и синтез АТФ в этом участке не нарушаются, что обеспечивает сохранение энергосинтезирующей функции. Этот процесс направлен на использование энергетически более эффективного в условиях гипоксии сукцинатоксидазного пути окисления дыхательных субстратов, благодаря чему компенсируется снижение скорости окислительных превращений и синтеза АТФ, а также устраняется характерный для гипоксии метаболический ацидоз и, как следствие, увеличивается резистентность сердечной мышцы к дефициту кислорода [14, 16]. Более того, поскольку активация МФК II обусловливает приток Са2+ в митохондрии, увеличиваются его внутримитохондриальные запасы, реализуемые в условиях гипоксии при снижении работоспособности миокарда [17].

Если перестройки работы субстратного участка дыхательной цепи при гипоксии не происходит, то наблюдается резкая деэнергизация митохондрий (снижение мембранного потенциала, потеря АТФ) и изменения в пуле адениннуклеотидов, нарушение дыхания, связанного с окислением НАД-зависимых субстратов − донаторов электронов для комплекса I, поэтому переключение путей окисления митохондриальных субстратов сопутствует практически любым формам гипоксии или ишемии/реперфузии [14, 16, 18, 19].

По мнению Л.Д. Лукьяновой [9] репрограммирование дыхательной цепи митохондрий при гипоксии, приводящее к переключению метаболических путей от окисления НАД-зависимых субстратов на окисление сукцината, обусловлено следующими причинами:

1) чувствительностью сукцинатдегидрогеназы (МФК II) к редокс-состоянию пиридиннуклеотидов, железо-серного кластера комплекса I и коэнзима Q, ее способностью активироваться при росте степени их восстановленности при гипоксии и тормозиться при их окислении;

2) ограничением щавелевоуксусного торможения, подавляющего сукцинатзависимое дыхание, так как в условиях высокой восстановленности дыхательной цепи оксалоацетат (конкурентный ингибитор СДГ) восстанавливается в малат, и его ингибирующее действие на фермент уменьшается;

3) кинетическими преимуществами окисления сукцината − ФАД-зависимого субстрата − в условиях высокой восстановленности НАДH (гипоксия) перед НАД-зависимыми субстратами благодаря тому, что флавины в этих условиях сохраняются в более окисленном состоянии;

4) способностью сукцинат-зависимого окисления поддерживать высокую скорость доставки восстановительных эквивалентов в дыхательную цепь и обеспечивать наибольший выход богатых энергией соединений в единицу времени. Для биологической системы это важнее, чем высокий коэффициент полезного действия, оцениваемый числом участков сопряжения окисления и фосфорилирования, которое в данном случае уменьшается.

В процессе долгосрочной адаптации к гипоксии происходит транскрипционное ремоделирование свойств основных субъединиц МФК I, в результате чего последний восстанавливает способность к переносу электронов и окислительному фосфорилированию, утраченную в период срочной адаптации. При этом постепенно снижается превалирующее влияние сукцинатоксидазного окисления на энергообразование и дыхание митохондрий [14, 16, 19].

СИГНАЛЬНАЯ И КАРДИОЗАЩИТНАЯ РОЛЬ МАЛЫХ КОНЦЕНТРАЦИЙ МИТОХОНДРИАЛЬНЫХ АФК

Очевидно, что дисфункция митохондрий КМ при гипоксии находится в фокусе внимания современной медицины. Однако, занимаясь изучением проблем фармакологической коррекции нарушений КМ, вызванных гипоксическим или реперфузионным повреждением митохондрий, не следует забывать, что эти органеллы высокоадаптированы к эндогенному окислительному стрессу, вызываемому периодическим снижением уровня кислорода в крови и способны противостоять физиологическим нагрузкам, сопряженным с кратковременным состоянием гипоксии [20]. При этом в КМ активируются механизмы антиоксидантной защиты и защиты митохондриальной ДНК (mtDNA), усиливается дыхательный контроль митохондрий, в то же время увеличивается продукция АФК, что способствует биогенезу митохондрий, повышению резистентности КМ к экстремальным воздействиям и индукции системной метаболической кардиозащиты [1].

Гомеостаз АФК в клетке − необходимое требование нормального протекания многочисленных физиологических и сигнальных процессов, в то время как избыточный внутриклеточный уровень свободных радикалов кислорода приводит к окислительному стрессу, снижению жизнеспособности клеток или даже их гибели [21–23].

При развитии гипоксии и ишемии/реперфузии при реоксигенезации миокарда продукция АФК в КМ резко возрастает [23, 24]. Это связано с понижением концентрации АДФ и нарушением работы электрон-транспортных цепей митохондрий, преимущественно на уровне комплексов I и III [25], снижением продукции митохондриальных антиоксидантов и внутримитохондриального пула глутатиона [26], а также синтеза белка фратаксина, который участвует в регуляции митохондриального транспорта железа [27] и ответственен за формирование митохондриального кластера Fe–S. Снижение синтеза фратаксина приводит к увеличению внутриклеточного содержания Fe2+, в присутствии которого эндогенная перекись водорода может давать высокоактивный гидроксильный радикал, обладающий наибольшей цитотоксичностью среди других АФК [28]. Способствует образованию гидроксильного радикала снижение парциального давления кислорода в КМ во время ишемии, что также сопровождается переходом окисленных форм железа Fe3+ в восстановленные Fe2+ [29].

Следует отметить, что во многих случаях АФК-индуцированной дисфункции КМ и эндотелиальных клеток кровеносных сосудов СС системы сопутствует либо предшествует нарушение гомеостаза Са2+ [30]. В КМ и эндотелиальных клетках кровеносных сосудов системы основным депо Са2+ служит сарко/эндоплазматический ретикулум, который может включать до 75% всех запасов внутриклеточного Са2+, вторым по значению депо Са2+ являются митохондрии, которые вносят существенный вклад в агонист-индуцированную мобилизацию Са2+ [31]. Ионы Ca2+ поступают в митохондрии, главным образом, через унипортер ВММ, а удаляются через Na+/Ca2+ обменник (NCX) [31].

В эндотелиальных клетках сосудов митохондрии тесно контактируют с Са2+-каналами эндоплазматического ретикулума и плазматической мембраны (ПМ). Представляется очевидным, что митохондрии эндотелия, в отличие от митохондрий КМ, не должны иметь существенного значения для клеток, энергетические потребности которых примерно на 2/3 покрываются анаэробным гликолизом [32]. Однако результаты экспериментов свидетельствуют о том, что в клетках эндотелия митохондрии, также как и в КМ, выполняют важные регуляторные и сигнальные функции, осуществляющиеся с участием АФК, которые нарушаются при развитии патологии СС системы и хирургических вмешательствах. Наиболее выраженные патологические изменения в клетках СС системы, инициируемые АФК, возникают при гипоксии, а в случае ишемии − при реперфузии. Основные источники АФК при реперфузии сосудов − NADPH-оксидазы, ксантиноксидаза и дыхательная цепь самих митохондрий (МФК IV) [33]. Усиление свободнорадикальных процессов в митохондриях эндотелиальных клеток может приводить к патологическому делению митохондрий и к продолжительному повышению внутримитохондриального уровня ионов Са2+, сопряженному с ингибированием митохондриального обменника NCX активными формами кислорода и со структурно-функциональным разобщением митохондрий и эндоплазматического ретикулума [34, 35].

Роль митохондриального кальция в повреждении эндотелиальных клеток при реперфузии, как и в целом, взаимосвязь кальция и АФК в клетках эндотелия, представляет собой важную, но малоизученную проблему [29]. Имеющиеся данные позволяют предполагать, что при реоксигенации возникают инициируемые АФК осцилляции цитозольного кальция [36], которые, в свою очередь, влияют на состояние митохондрий, усиливая вторичную генерацию АФК [37] и экзоцитоз адгезивных молекул, усугубляющих дисфункцию эндотелия за счет инфильтрации лейкоцитов [38].

Негативное влияние АФК на эндотелий сосудов во многом обусловлено повреждающим действием радикалов кислорода на клеточные мембраны. При этом АФК могут активировать ряд каналов эндоплазматического ретикулума и ПМ, включая IP3- и рианодинчувствительные каналы, а также некоторые катионные каналы суперсемейства TRP для неуправляемого входа Са2+, что может вызвать кальциевую перегрузку клеток, увеличить проницаемость ВММ и стать причиной программируемой гибели эндотелиальных клеток [39–43].

Однако, как уже неоднократно отмечалось, в сердечно-сосудистой системе АФК выступают не только в качестве повреждающего фактора при чрезмерной интенсификации свободнорадикального окисления, но выполняют защитную роль, выступая и в качестве индукторов редокс-чувствительных кардиопротекторных сигнальных путей, ключевыми компонентами которых являются транскрипционные факторы HIF-1 (Hypoxia Inducible Factor-1), и Nrf2 (nuclear factor – erythroid-derived 2 – related factor 2). О структуре и функциях HIF-1, как сигнальной молекулы, при адаптации к гипоксии мы писали ранее [20]. В данной статье представляется важным рассмотреть компоненты другого, менее изученного Nrf2-зависимого − сигнального пути, который активируется в условиях гипоксии и ишемии/реперфузии и направлен на защиту клеток от повреждений, сопряженных с гипоксией [44].

Транскрипционный фактор Nrf2 относится к семейству ДНК-связывающих белков, содержащих лейциновый мотив, так называемую “лейциновую молнию» (basic leucine zipper transcription factor), и является основным молекулярным регулятором во внутриклеточной антиоксидантной защите. Известно, что Nrf2 транслоцируется в ядро при возникновении окислительного или электрофильного стресса [44]. В ядре Nrf2 связывается с регуляторами антиоксидантного ответа в промоторах многочисленных генов, ответственных за синтез ферментов антиоксидантной защиты и детоксикации, таких как супероксиддисмутаза-1, глутатионтрансфераза, глутаматцистеинлигаза, гемоксигеназа-1 (HO−1) и др. [45]. В ряде работ было показано, что сверхэкспрессия Nrf2 оказывает цитопротекторное действие на клетки, в то время как отсутствие его экспрессии, напротив, увеличивает чувствительность тканей к окислительному стрессу [45–50]. Несмотря на то что многие виды структурных нарушений клеток и тканей, вызванных окислительным стрессом, связаны с дисфункцией митохондрий, до последнего времени не было известно, защищает ли Nrf2 митохондрии от повреждений, индуцируемых АФК. В связи с этим большой интерес представляют работы, в которых обнаружено влияние Nrf2 на биогенез и функции митохондрий КМ в условиях окислительного стресса. В этих работах было показано, что сверхэкспрессия Nrf2 предотвращает развитие индуцируемых АФК нарушений в митохондриях, таких как повреждение митохондриальных сетей, потеря митохондриального мембранного потенциала, снижение экспрессии цитохрома с. Обнаружение локализации Nrf2 в наружной мембране митохондрий предполагает прямое взаимодействие Nrf2 со структурными компонентами митохондрий для сохранения их целостности и функциональной активности [44, 51, 52].

В экспериментах in vitro и in vivo на крысах и кроликах изучалось действие Nrf2 на процессы митофагии и клеточной гибели, инициирумой окислительным стрессом, как при остром повреждении миокарда, так и при развитии сердечной недостаточности [44, 53–57]. Было установлено, что Nrf2 защищает от деструкции мтДНК и белки, участвующие в биогенезе митохондрий, такие как Drp1, Drp2, hFis-1, mitofusin 1, mitofusin 2, OPA1 [44, 53, 57], а также подавляет протеотоксический некроз КМ путем усиления аутофагического клиренса токсичных убиквитированных белков [58]. Установлено, что экспрессия Nrf2 в КМ снижает степень дезадаптивного ремоделирования левого желудочка в ответ на перегрузку кровяным давлением. При этом дефицит Nrf2 на системном уровне сопровождался ранним началом ремоделирования миокарда и последующим развитием сердечной недостаточности [59, 60]. Следует отметить, что к сердечной недостаточности и другим нарушениям в СС системе также могли приводить мутации самого гена Nrf2 либо полиморфизм Nrf2-регулируемых генов детоксикации и АОС (его ослабленные полиморфные формы), обусловленные длительным окислительным стрессом, что может служить еще одним доказательством важности этого фактора транскрипции для обеспечения нормальной жизнедеятельности КМ и непосредственно митохондрий в условиях гипоксии и ишемии/реперфузии [61, 62].

В качестве сигнальной молекулы Nrf2 может участвовать в передаче сигналов по редокс-зависимым сигнальным путям, в первую очередь, Akt/PKB/mTOR (mammalian target rapamycin)-пути, который играет ключевую роль в физиологии клеток сердечно-сосудистой системы в норме и при патологии [63, 64]. Активация образуемых mTOR-комплексов имеет важное значение для выживаемости клеток миокарда при ишемии. В частности, получены данные, согласно которым фосфорилированые mTOR-комплексы, главным образом mTORC1, проявляют кардиопротекторые свойства за счет угнетения аутофагии и активации восстановительных процессов ишемизированного миокарда [64].

РОЛЬ МИТОХОНДРИАЛЬНЫХ КАЛИЕВЫХ КАНАЛОВ В РЕАЛИЗАЦИИ КАРДИОЗАЩИТНЫХ ЭФФЕКТОВ ИШЕМИЧЕСКОГО ПРЕКОНДИЦИОНИРОВАНИЯ

Учитывая важную роль калиевого транспорта в обеспечении нормального функционирования митохондрий КМ, очевидно, что разработка мер по оптимизации внутримитохондриального калиевого транспорта в условиях ишемии и ишемии/реперфузии является важным стратегическим направлением в метаболической кардиопротекции и молекулярной терапии. В нормальной физиологии КМ транспорт K+ в митохондриях имеет большое функциональное значение [65], но его роль многократно возрастает в условиях гипоксии, когда меняется клеточный метаболизм КМ и активируются механизмы срочной клеточной адаптации.

В митохондриях различают несколько систем транспорта K+, включая пассивный транспорт, хотя с учетом большого электрохимического потенциала (~−200 мВ с матриксной стороны митохондрий) скорость такой диффузии будет невелика [66]. Что касается специфических систем транспорта, то в митохондриях существует система электрогенного входа калия через специфические K+‑каналы и К+/Н+-антипортер [65, 67, 68], из которых K+-каналы рассматриваются не только в качестве объектов транспортной системы митохондрий, но и c точки зрения прикладной медицины – в качестве основных объектов молекулярной терапии и профилактики последствий ишемии и, главным образом, реперфузии, возникающей при возобновлении кровотока в зоне ишемического повреждения миокарда [65]. При этом подразумеваются, прежде всего митохондриальные АТФ-зависимые K+-каналы (митоKАТФ), интерес к которым был стимулирован открытием кардиозащитного действия прерывистой гипоксии (феномен, получивший название ишемического прекондиционирования) [69].

Ишемическое прекондиционирование (ИП) − это адаптация миокарда к ишемии, развивающаяся после нескольких повторяющихся кратковременных эпизодов ишемии/реперфузии и приводящая к возникновению устойчивости сердечной мышцы к последующей более длительной ишемической атаке. Согласно данным литературы, ишемическое прекондиционирование позволяет в некоторых случаях предотвратить развитие инфаркта миокарда, а при его возникновении обеспечивает меньшие размеры зоны некроза, уменьшает вероятность появления аритмий, в том числе и реперфузионных, предупреждает развитие дисфункции левого желудочка [2].

Исследования, выполненные к настоящему времени, показывают, что механизм ИП представляет собой каскад метаболических и сигнальных процессов, начинающийся с активации рецепторов ишемическим стимулом (триггером), последовательным усилением сигнала и его передачи на конечные эффекторные мишени, включая сарколеммальные и митохондриальные АТФ-зависимые калиевые каналы [70].

При исследовании молекулярных механизмов ИП было установлено, что KАТФ-каналы, открывающиеся в процессе ишемии в сарколемме и митохондриях КМ, играют центральную роль в реализации защитных эффектов прекондиционирования. Это доказывается тем, что кардиопротекторный эффект ИП может быть полностью блокирован ингибиторами KATФ-каналов типа глибенкламида и 5‑гидроксидеканоата [71]. Первоначально ответственными за ИП считались исключительно сарколеммальные KATФ-каналы, однако позднее стало очевидным, что важнейшую роль в развитии этого процесса играют митоKATФ [65, 72]. KATФ-каналы в митохондриях специфически открываются пинацидилом и диазоксидом, а сарколеммальные – только пинацидилом, и блокируются 5-гидроксидеканоатом и глибенкламидом, однако, в отличие от последних, ингибирование митоKATФ происходит при значительно более низких концентрациях этих веществ [65]. Подробнее о роли митоKATФ-каналов в процессе ИП, их структуре и регуляции мы писали ранее [2].

В данной статье мы хотим привлечь внимание к Ca2+-активируемым K+-каналам высокой проводимости (BKCa) − другой малоизученной разновидности митохондриальных K+-каналов, принимающих участие в механизме кардиопротекции [73].

Первоначально была изучена структура BKCa-каналов, локализованных на плазматической мембране. Было установлено, что эти каналы характеризуются большой проводимостью, а также чувствительностью к изменениям мембранного потенциала и концентрации внутриклеточного Ca2+ [74]. Исследование структурно-функциональной организации каналов показало, что канальный белок, кодируемой геном Kcnma1, образован четырьмя α-субъединицами, состоящими из N-внеклеточной терминали, 7 трансмембранных доменов (S0−S7) и внутриклеточной C-терминали. Домен, являющийся сенсором потенциала, включает сегменты S0−S4, а пора и селективный фильтр формируются линкером S5−S6 [75, 76].

Внутриклеточная C-терминаль, являющаяся самым протяженным доменом BKCa-канала, содержит две Ca2+-чувствительные области, известные как регуляторы K+-проводимости (RCK) 1 и 2. Исследования мутагенеза показали, что RCK1 содержит два важнейших для Ca2+-регуляции остатка аспартата (D362/D367), а RCK2 − 5 консекутивных аспартатов в Ca2+-связывающих участках (“calcium bowl”), которые в сочетании друг с другом являются достаточными для активации BKCa-канала при физиологических концентрациях Са2+ [77, 78]. Кроме Ca2+, BKCa-каналы могут активироваться миллимолярными концентрациями Mg2+. Эта активность связана с наличием Mg2+-сенсора, представляющего собой совокупность аминокислотных остатков (D99, N172 и E374, E399), локализованных на разных α-субъединицах канала, но связанных электростатическими взаимодействиями [79].

Важно отметить, что ген Kcnma1 при транскрибировании может подвергаться обширному альтернативному сплайсингу, что приводит к появлению нескольких изоформ BKCa-каналов с различными функциональными характеристиками, включая потенциал- и Са2+-чувствительность, ответы на фосфорилирование и модуляцию арахидоновой кислотой, а также субклеточную локализацию, в том числе митохондриальный таргетинг [80].

Первые доказательства того, что BKCa-каналы с проводимостью около 300 pS (в 150 мМ KCl) присутствуют на ВММ, были получены в конце 90-х годов [81]. Канал был охарактеризован авторами с использованием митопластов − митохондрий, лишенных внешней мембраны, выделенных из клеток глиомы LN-229. В дальнейшем BKCa-каналы митохондрий (митoBKCa) со сходными проводимостями (в диапазоне от 200 до 307 pS), были обнаружены и в других клеточных системах.

К настоящему времени известно, что митoBKCa и порообразующие α-субъединицы BKCa-каналов ПМ кодируются одним и тем же геном (Kcnma1) [82]. Это объясняет, почему они имеют общие базовые биофизические свойства, включающие большую проводимость и сходные ответы на изменение потенциала и [Ca2+]i, хотя, очевидно, что конкретные значения исследуемых параметров могут отличаться. Сравнение свойств BKCa-каналов ПМ и митoBKCa в клетках глиомы человека (LN 229) показало, что проводимость первых составила 199 ± 8 pS, а вторых – 278 ± 10 pS. Хотя обе разновидности каналов потенциал- и Ca2+-зависимы, их чувствительность была разной [83]. В конфигурации “inside-out” BKCa-каналы ПМ показали низкую чувствительность к потенциалу, что свидетельствует о незначительной степени их открытия (Po) даже при высоком напряжении тока (Po < 0.1 при +80 mV and ~0.4 при100 mV) и аппликации 400 мкM Ca2+ с цитозольной стороны канала. В то время как порог открытия (Po) митoBKCa в конфигурации “on-mitoplast” и с той же концентрацией Ca2+ в среде достигала Po ~0.6 уже при отрицательном потенциале (−40 mV) [83]. В дальнейшем было показано, что клетки различных типов экспрессируют митoBKCa с различной потенциал- и Ca2+-чувствительностью.

Например, митоBKCa-каналы КМ морской свинки имели наиболее высокий Po ~ 0.9 при достаточно широком диапазоне входного напряжения (от –60 до +60 мВ) и концентрации Са2+ [Са2+] 0.5 мкМ, из чего можно предположить, что их молекулярный состав (например, ассоциация со вспомогательными субъединицами) может существенно отличаться от аналогов, экспрессируемых в митохондриях глиомы, у которых при [Са2+] 1 мкМ, Po составляет 0.5 при входящем напряжении + 41 мВ (потенциал полуактивации, V1/2 = = 41 мВ). Такая же изменчивость характерна и для BKCa-каналов плазматической мембраны, причем внутри одного и того же типа клеток [84]. Очевидно, что для того, чтобы понять природу изменчивости и гетерогенности BKCa-каналов, необходима их детальная биофизическая и молекулярная характеристика [80].

Интерес к митоBKCa-каналам, как уже отмечалось выше, преимущественно связан с открытием их защитной роли при ишемии и реперфузии [73]. Авторам удалось показать, что фармакологическое прекондиционирование с применением соединения NS1619-активатора BKCa-каналов, в концентрации 10–30 мкM до начала реперфузии приводило к улучшению диастолического наполнения левого желудочка и уменьшало зону инфаркта. Оба эффекта отменялись при использовании 1 мкМ паксилина (рaxilline) – селективного ингибитора BKCa. В пользу точки зрения, подразумевающей, что активаторы BKCa-каналов действуют именно на митохондриальные BKCa-каналы КМ, могут служить следующие аргументы: 1) NS1619 не может взаимодействовать с BKCa плазматической мембраны, так как известно, что зрелые кардиомиоциты не экспрессируют сарколеммальных BKCa [82, 85]; 2) поглощение K+ митохондриями ускоряется в присутствии NS1619 и замедляется в присутствии 100 нМ ибериотоксина – селективного блокатора BKCa; 3) защитный эффект прекондиционирования с NS1619 не связан с миорелаксацией гладкомышечных клеток сосудов, так как эффект миорелаксации, инициируемый активацией BKCa, является частью природного ионного механизма регуляции тонуса сосудов при гипоксии. Дальнейшие исследования подтвердили высказанную точку зрения [80]. Более того, в ряде работ было доказано, что защитное действие прекондиционирования, опосредованного активацией BKCa-каналов, связано с их ролью в поддержании нормального (физиологичного) уровня АФК, препятствующего развитию окислительного стресса, и нарушению Ca2+-гомеостаза [82, 85]. Прямое измерение Ca2+-связывающей способности митохондрий КМ показало, что защитный эффект фармакологического прекондиционирования, вызванный NS1619, отсутствовал у нокаутированных по Kcnma1 мышей [82]. В других экспериментах было показано, что применение ибериотоксина также приводило к снижению Ca2+-связывающей способности митохондрий [87]. Эти результаты подразумевают, что активация BKCa-каналов в определенной степени может защитить митохондрии от неконтролируемого открытия MPT-пор при гипоксии [87]. Механизм сопряжения BKCa-каналов с неселективными Ca2+-порами ВММ пока не совсем ясен, на митохондриях КМ такие исследования пока не проводились, но, как показали исследования, проведенные на митохондриях из клеток мозга (близких по интенсивности энергетического обмена и уровню потребления О2 к КМ), ингибирование mitoBKCa ибериотоксиом снижало количество Ca2+, необходимого для деполяризации митохондрий, и тем самым повышало степень открытия MPT-пор [88]. При этом из митохондрий глиальных клеток увеличивался выход цитохрома с − маркера открытия MPT-пор, и апоптоза [87]. Предполагается, что ключевым белком, приводящим к взаимодействию митоBKCa-каналов и MPT-пор является проапоптотический белок Вах (Bcl-2 associated protein X), который, непосредственно связываясь с mitoBKCa, и тем самым снижая их активность, инициирует открытие MPT-пор [87].

Подводя итог вышесказанному, можно с уверенностью утверждать, что митоBKCa-каналы играют важную роль в кардиопротекции и их, наряду с более изученными митоKАТФ-каналами, следует рассматривать в качестве перспективных молекулярных объектов кардиопротекции и тангетной терапии ишемической болезни сердца.

Список литературы

  1. Pohjoismäki J.L., Goffart S. The role of mitochondria in cardiac development and protection. Free Radic. Biol. Med. 106: 345–354. 2017. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2017.02.032

  2. Shemarova I.V., Nesterov V.P., Korotkov S.M., Sobol’ K.V. Involvement of Ca2+ in the development of ischemic disorders of myocardial contractile function. J. Evol. Biochem. Physiol. 53: 368−379. 2017. https://doi.org/10.1134/S0022093017050027

  3. Han X., Xu J., Xu S., Sun Y., He M., Li X., Li X., Pi J., Yu R., Tian W. Role of mitochondrial permeability transition pore in mediating the inhibitory effect of gastrodin on oxidative stress in cardiac myocytes in vitro. Nan Fang Yi Ke Da Xue Xue Bao. 38: 1306−1311. 2018. https://doi.org/10.12122/j.issn.1673-4254.2018.11.05

  4. Purroy R., Britti E., Delaspre F., Tamarit J., Ros J. Mitochondrial pore opening and loss of Ca2+ exchanger NCLX levels occur after frataxin depletion. Biochim. Biophys. Acta. 1864: 618−631. 2018. https://doi.org/10.1016/j.bbadis.2017.12.005

  5. Wacquier B., Romero Campos H.E., González-Vélez V., Combettes L., Dupont G. Mitochondrial Ca2+ dynamics in cells and suspensions. FEBS J. 284: 4128−4142. 2017. https://doi.org/10.1111/febs.14296

  6. Цыпленкова В.Г., Сутягин П.В., Суслов В.Б., Эттингер А.П. Особенности митохондриального аппарата кардиомиоцитов при различных заболеваниях сердца и в эксперименте. Международный журнал прикладных и фундаментальных исследований. 8 (2): 53−56. 2014. [Cyplenkova V.G., Sutyagin P.V., Suslov V.B., E`ttinger A.P. Osobennosti mitoxondrial`nogo apparata kardiomiocitov pri razlichny`x zabolevaniyax serdcza i v e`ksperimente. Mezh dunarodny`j zhurnal prikladny`x i fundamental`ny`x issledovanij. 8(2): 53−56. 2014. (In Russ)].

  7. Егорова М.В. Роль жирных кислот в адаптивных реакциях кардиомиоцитов при метаболической ишемии. Дисс. докт. наук. Томск. 2014, 205 с. [Egorova M.V. Rol` zhirny`x kislot v adaptivny`x reakciyax kardiomiocitov pri metabolicheskoj ishemii. Diss. dokt. nauk. Tomsk. 2014. (In Russ)].

  8. Brown D.A., O’Rourke B. Cardiac mitochondria and arrhythmias. Cardiovasc. Res. 88: 241−249. 2010. https://doi.org/10.1093/cvr/cvq231

  9. Лукьянова Л.Д. Дизрегуляция аэробного энергетического обмена − типовой патологический процесс. В кн.: Дизрегуляционная патология. М.: Медицина, С. 188− 215. 2002. [Luk`yanova L.D. Dizregulyaciya ae`robnogo e`nergeticheskogo obmena − tipovoj patologicheskij process. V kn.: Dizregulyacionnaya patologiya. Moscow: Medicina. С. 188−215. 2002. (In Russ)].

  10. Giordano F.J. Oxygen, oxidative stress, hypoxia, and heart failure. J. Clin. Invest. 115:500−508. 2005. https://doi.org/10.1172/JCI200524408

  11. Guimaraes C.A., Linden R. Programmed cell death: apoptosis and alternative deathstyles. Eur. J. Biochem. 217: 1638−1650. 2004. https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.2004.04084.x

  12. Saris N.E., Carafoli E. A historical review of cellular calcium handling, with emphasis on mitochondria. Biochemistry. 70: 187−194. 2005. https://doi.org/10.1007/s10541-005-0100-9

  13. Лишманов Ю.Б., Нарыжная Н.В., Маслов Л.Н., Прокудина Е.С., Горбунов А.С., Цибульников С.Ю. Функциональное состояние миокардиальных митохондрий при ишемии-реперфузии сердца у крыс, адаптированных к гипоксии. Бюлл. эксп. биол. и мед. 15 (11): 589−592. 2013. [Lishmanov Yu.B., Nary’zhnaya N.V., Maslov L.N., Prokudina E.S., Gorbunov A.S., Cibul’ni-kov S.Yu. Funkcional’noe sostoyanie miokardial’nykh mitokhondrij pri ishemii-reperfuzii serdcza u kryus, adaptirovannyux k gipoksii. Byull. eksp. biol. i med. 156 (11): 589−592. 2013. (In Russ).]

  14. Кирова Ю. И. Регуляторная роль сукцинат-зависимых сигнальных систем (HIF-1 и GPR91) при адаптации к гипоксии. Автореф. докт. дисс. М., 2016. [Kirova Yu. I. Regulyatornaya rol’ sukcinat-zavisimyux signal’nyux sistem (HIF-1 i GPR91) pri adaptacii k gipoksii. Avtoref. dokt. diss. Moscow, 2016. (In Russ)].

  15. Komaromy-Hiller G., Sundquist P.D., Jacobsen L.J., Nuttall K.L. Serum succinate by capillary zone electrophoresis: marker candidate for hypoxia. Ann. Clin. Lab. Sci. 27: 163–168. 1997.

  16. Лукьянова Л.Д. Биоэнергетическая гипоксия: понятие, механизмы, коррекция. Бюл. эксп. биол. и мед. 124 (9): 244−254. 1997. [Luk`yanova L.D. Bioe`nergeticheskaya gipoksiya: ponyatie, mexanizmy`, korrekciya. Byul. e`ksp. biol. i med. 124 (9): 244−254. 1997. (In Russ)].

  17. Levrat C., Louisot P. Study of the succinate dehydrogenase activation in permeabilized mitochondria through the Ca2+-stimulated phospholipase A2. Biochem. Mol. Biol. Int. 34: 569−578. 1994.

  18. Дудченко А.М., Лукьянова Л.Д. Триггерная роль энергетического обмена в каскаде функционально-метаболических нарушений при гипоксии. Проблемы гипоксии: молекулярные, физиологические и клинические аспекты. Москва.: Истоки, 2004. С. 51−83. [Dudchenko A.M., Luk’yanova L.D. Triggernaya rol` e`nergeticheskogo obmena v kaskade funkcional no-metabolicheskix narushenij pri gipoksii. Problemy` gipoksii: molekulyarny`e, fiziologicheskie i klinicheskie aspekty`. Moskva.: Istoki, 2004. S. 51−83. (In Russ).]

  19. Кондрашова М.Н. Трансаминазный цикл окисления субстратов в клетке как механизм адаптации к гипоксии. Фармакологическая коррекция гипоксических состояний. Москва: ВИНИТИ, 1989. С. 51−66. [Kondrashova M.N. Transaminazny`j cikl okisleniya substratov v kletke kak mexanizm adaptacii k gipoksii. Farmakologicheskaya korrekciya gipoksicheskix sostoyanij. Moskva: VINITI, 1989. S. 51−66. (In Russ)].

  20. Shemarova I.V., Nesterov V.l. P., Korotkov S.M., Sylkin Yu.A. Evolutionary Aspects of Cardioprotection. J. Evol. Biochem. Physiol. 54(1): 8-21. 2018. https://doi.org/10.1134/S0022093018010027

  21. Гамалей И.А. Роль активных форм кислорода в регуляции функций клетки. Дисс. докт. наук. Санкт-Петербург, 1999. 41 с. [Gamalej I.A. Rol` aktivny`x form kisloroda v regulyacii funkcij kletki. Diss. dokt. nauk. Sankt-Peterburg, 1999. 41 s. (In Russ)].

  22. Dröge W. Free radicals in the physiological control of cell function. Physiol. Rev. 82: 47−95. 2002. https://doi.org/10.1152/physrev.00018.2001

  23. Baines C.P. How and when do myocytes die during ischemia and reperfusion: the late phase. J. Cardiovasc. Pharmacol. Ther. 16: 239−243. 2011. https://doi.org/10.1177/1074248411407769

  24. Гребенчиков О.А., Лихванцев В.В., Плотников Е.Ю. Молекулярные механизмы развития и адресная терапия синдром ишемии-реперфузии. Анест. и реаним. 3: 59−67. 2014. [Grebenchikov O.A., Lixvancev V.V., Plotnikov E.Yu. Molekulyarnye mexanizmy razvitiya i adresnaya terapiya sindrom ishemii-reperfuzii. Anest. i reanim. 3: 59−67. 2014. (In Russ)].

  25. Herrero A., Baria G. Localization of the site of oxygen radical generation inside the mitochondria. J. Bioenerg. Biomembr. 32: 609−615. 2000.

  26. Кулинский В.И., Колесниченко Л.С. Обмен глутатиона. Успехи биол. химии. 31:157−179. 1990. [Kulinskij V.I., Kolesnichenko L.S. Obmen glutationa. Uspexi biol. ximii. 31:157−179. 1990. (In Russ)].

  27. Pandolfo M. Frataxin deficiency and mitochondrial dysfunction. Mitochondrion 2: 87−93. 2002. https://doi.org/10.1023/A:1005626712319

  28. Владимиров Ю.А. Свободные радикалы и антиоксиданты. Вестник РАМН. 7: 43−51. 1998. [Vladimirov Yu.A. Svobodnyue radikalyu i antioksidantyu. Vestnik RAMN. 7: 43−51. 1998. (In Russ)].

  29. Надеев А.Д., Гончаров Н.В. Активные формы кислорода в клетках сердечно-сосудистой системы. Компл. пробл. серд.-сосудист. забол. 4: 80−94. 2014. [Nadeev A.D., Goncharov N.V. Aktivny`e formy` kisloroda v kletkax serdechno-sosudistoj sistemy`. Kompl. probl. serd.-sosudist. zabol. 4: 80−94. 2014. (In Russ)].

  30. Dhalla N.S., Temsah R.M., Netticadan T. Role of oxidative stress in cardiovascular diseases. J. Hypertens. 18: 655−673. 2000. https://doi.org/10.1097/00004872-200018060-00002

  31. Malli R., Frieden M., Trenker M., Graier W.F. The role of mitochondria for Ca2+ refilling of the endoplasmic reticulum. J. Biol. Chem. 280: 12114−12122. 2005. https://doi.org/10.1074/jbc.M409353200

  32. Culic O., Gruwel M.L., Schrader J. Energy turnover of vascular endothelial cell. Am. J. Physiol. 273: C205−C213. 1997. https://doi.org/10.1152/ajpcell.1997.273.1.C205

  33. Pearlstein D.P., Ali M.H., Mungai P.T., Hynes K.L., Gewertz B.L., Schumacker P.T. Role of mitochondrial oxidant generation in endothelial cell responses to hypoxia. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 22: 566−573. 2002. https://doi.org/10.1161/01.ATV.0000012262.76205.6A

  34. Paltauf-Doburzynska J., Malli R., Graier W.F. Hyperglycemic conditions affect shape and Ca2+ homeostasis of mitochondria in endothelial cells. J. Cardiovasc. Pharmacol. 44: 423−436. 2004. https://doi.org/10.1097/01.fjc.0000139449.64337.1b

  35. Jornot L., Maechler P., Wollheim C.B., Junod A.F. Reactive oxygen metabolites increase mitochondrial calcium in endothelial cells: implication of the Ca2+/Na+ exchanger. J. Cell Sci. 112:1013−1022. 1999.

  36. Hu Q., Ziegelstein R.C. Hypoxia/reoxygenation stimulates intracellular calcium oscillations in human aortic endothelial cells. Circulation. 102(20):2541−2547. 2000. https://doi.org/10.1161/01.CIR.102.20.2541

  37. Camello-Almaraz C., Gomez-Pinilla P.J., Pozo M.J., Camello P.J. Mitochondrial reactive oxygen species and Ca2+ signaling. Am. J. Physiol. 291: 1082−1088. 2006. https://doi.org/10.1152/ajpcell.00217.2006

  38. Ichimura H., Parthasarathi K., Quadri S., Issekutz A.C., Bhattacharya J. Mechano-oxidative coupling by mitochondria induces proinflammatory responses in lung venular capillaries. J. Clin. Invest. 111: 691−699. 2003. https://doi.org/10.1172/JCI17271

  39. Hecquet C.M., Malik A.B. Role of H2O2-activated TRPM2 calcium channel in oxidant-induced endothelial injury. Thromb. Haemost. 101: 619–625. 2009. https://doi.org/10.1160/TH08-10-0641

  40. Hu Q., Zheng G., Zweier J.L., Deshpande S., Irani K., Ziegelstein R.C. NADPH oxidase activation increases the sensitivity of intracellular Ca2+ stores to inositol 1,4,5-trisphosphate in human endothelial cells. J. Biol. Chem. 275: 15749−15757. 2000. https://doi.org/10.1074/jbc.M000381200

  41. Poteser M., Graziani A., Rosker C., Eder P., Derler I., Kahr H., Zhu M.X., Romanin C., Groschner K. TRPC3 and TRPC4 associate to form a redox-sensitive cation channel. Evidence for expression of native TRPC3-TRPC4 heteromeric channels in endothelial cells. J. Biol. Chem. 281: 13588−13595. 2006. https://doi.org/10.1074/jbc.M512205200

  42. Stoyanovsky D., Murphy T., Anno P.R., Kim Y.M., Salama G. Nitric oxide activates skeletal and cardiac ryanodine receptors. Cell Calcium. 21: 19−29. 1997. https://doi.org/10.1016/S0143-4160(97)90093-2

  43. Sun L, Yau H.Y., Wong W.Y., Li R.A., Huang Y., Yao X. Role of TRPM2 in H2O2-induced cell apoptosis in endothelial cells. PLoS One. 7: 43186. 2012. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0043186

  44. Strom J., Xu B., Tian X., Chen Q. M. Nrf2 protects mitochondrial decay by oxidative stress. FASEB J. 30: 66−80. 2016. https://doi.org/10.1096/fj.14-268904

  45. Narasimhan M., Rajasekaran N.S. Exercise Nrf2 and antioxidant signaling in cardiac aging. Front Physiol. 7: 241. 2016. https://doi.org/10.3389/fphys.2016.00241

  46. Lee J.M., Calkins M.J., Chan K., Kan Y.W., Johnson J.A. Identification of the NF-E2-related factor-2-dependent genes conferring protection against oxidative stress in primary cortical astrocytes using oligonucleotide microarray analysis. J. Biol. Chem. 278:12029−12038. 2003. https://doi.org/10.1074/jbc.M211558200

  47. Nguyen T., Nioi P., Pickett C.B. The Nrf2-antioxidant response element signaling pathway and its activation by oxidative stress. J. Biol. Chem. 284: 13291−13295. 2009. https://doi.org/10.1074/jbc.R900010200

  48. Li W., Kong A.N. Molecular mechanisms of Nrf2-mediated antioxidant response. Mol. Carcinog. 48: 91−104. 2009. https://doi.org/10.1002/mc.20465

  49. Ma Q. Role of nrf2 in oxidative stress and toxicity. Annu. Rev Pharmacol. Toxicol. 53: 401−426. 2013. https://doi.org/10.1146/annurev-pharmtox-011112-140320

  50. Kensler T.W., Wakabayashi N., Biswal S. Cell survival responses to environmental stresses via the Keap1-Nrf2-ARE pathway. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 47: 89−116. 2007. https://doi.org/10.1146/annurev.pharmtox.46.120604.141046

  51. Piantadosi C.A., Carraway M.S., Babiker A., Suliman H.B. Heme oxygenase-1 regulates cardiac mitochondrial biogenesis via Nrf2-mediated transcriptional control of nuclear respiratory factor-1. Circ. Res. 103: 1232−1240. 2008. https://doi.org/10.1161/01.RES.0000338597.71702.ad

  52. Suliman H.B., Carraway M.S., Tatro L.G., Piantadosi C.A. A new activating role for CO in cardiac mitochondrial biogenesis. J. Cell Sci. 120: 299−308. 2007. https://doi.org/10.1242/jcs.03318

  53. Dominic E.A., Ramezani A., Anker S.D., Verma M., Mehta N., Rao M. Mitochondrial cytopathies and cardiovascular disease. Heart. 100: 611−618. 2014. https://doi.org/10.1136/heartjnl-2013-304657

  54. Muthusamy V.R., Kannan S., Sadhaasivam K., Gounder S.S., Davidson C.J., Boeheme C., Hoidal J.R., Wang L., Rajasekaran N.S. Acute exercise stress activates Nrf2/ARE signaling and promotes antioxidant mechanisms in the myocardium. Free Radic. Biol. Med. 52: 366−376. 2012. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2011.10.440

  55. Erkens R., Kramer C.M., Lückstädt W., Panknin C., Krause L., Weidenbach M., Dirzka J., Krenz T., Mergia E., Suvorava T., Kelm M., Cortese-Krott M.M. Left ventricular diastolic dysfunction in Nrf2 knock out mice is associated with cardiac hypertrophy, decreased expression of SERCA2a, and preserved endothelial function. Free Radic. Biol. Med. 89: 906−917. 2015. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2015.10.409

  56. Ying Z., Chen M., Xie X., Wang X., Kherada N., Desikan R., Mihai G., Burns P., Sun Q., Rajagopalan S. Lipoicmethylenedioxyphenol reduces experimental atherosclerosis through activation of Nrf2 signaling. PLoS One. 11: e0148305. 2016. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0148305

  57. Dickinson S.E., Lin Y., Dedek M., Morrissy S., Johnson J., Chen Q.M. Induction of antioxidant and detoxification response by oxidants in cardiomyocytes: evidence from gene expression profiling and activation of Nrf2 transcription factor. J. Mol. Cell Cardiol. 42: 159−176. 2007. https://doi.org/10.1016/j.yjmcc.2006.09.012

  58. Wang W., Li S., Wang H., Li B., Shao L., Lai Y, Horvath G., Wang Q., Yamamoto M., Janicki J.S., Wang X.L, Tang D., Cui T. Nrf2 enhances myocardial clearance of toxic ubiquitinated proteins. J. Mol. Cell Cardiol. 72: 305−315. 2014. https://doi.org/10.1016/j.yjmcc.2014.04.006

  59. Коршунова А.Ю. Патогенетические особенности клеточной гибели при альтерации миокарда различного генеза. Дисс. канд. наук, Москва, 141 с. 2016. [Korshunova A.Yu. Patogeneticheskie osobennosti kletochnoj gibeli pri al`teracii miokarda razlichnogo geneza. Diss. kand. nauk. Moskva, 141 s. 2016. (In Russ)].

  60. Xing Y., Niu T., Wang W., Li J., Li S., Janicki J.S., Ruiz S., Meyer C.J., Wang X.L., Tang D., Zhao Y., Cui T. Triterpenoid dihydro-CDDO-trifluoroethyl amide protects against maladaptive cardiac remodeling and dysfunction in mice: a critical role of Nrf2. PLoS One. 7. 9: 1−8. 2012. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0044899

  61. Suzuki T., Shibata T., Takaya K., Shiraishi K., Kohno T., Kunitoh H., Tsuta K., Furuta K., Goto K., Hosoda F., Sakamoto H., Motohashi H., Yamamoto M. Regulatory nexus of synthesis and degradation deciphers cellular Nrf2 expression levels. Mol. Cell Biol. 33. 2402−2412. 2013. https://doi.org/10.1128/MCB.00065-13

  62. Морозова К.В. Полиморфизм генов ферментов детоксикации, антиоксидантной защиты и репарации ДНК в генезе невынашивания беременности. Автореф. канд. дисс. Москва, 2014 [Morozova K.V. Polimorfizm genov fermentov detoksikacii, antioksidantnoj zashhity` i reparacii DNK v geneze nevy`nashivaniya beremennosti. Avtoref. kand. diss. Moskva, 2014. (In Russ)].

  63. Demeulder B., Zarrinpashneh E., Ginion A., Viollet B., Hue L., Rider M.H., Vanoverschelde J.L., Beauloye C., Horman S., Bertrand L. Differential regulation of eEF2 and p70S6K by AMPKalpha2 in heart. Biochim. Biophys. Acta. 1832: 780−790. 2013. https://doi.org/10.1016/j.bbadis.2013.02.015

  64. Sciarretta S., Yee D., Ammann P., Nagarajan N., Volpe M., Frati G., Sadoshima J. Role of NADPH oxidase in the regulation of autophagy in cardiomyocytes. Clin Sci (Lond). 128: 387−403. 2015. https://doi.org/10.1042/CS20140336

  65. Garlid K.D., Dos Santos P., Xie Z.J., Costa A.D., Paucek P. Mitochondrial potassium transport: the role of the mitochondrial ATP-sensitive K+ channel in cardiac function and cardioprotection. Biochim. Biophys. Acta. 1606: 1–21. 2003. https://doi.org/10.1016/S0005-2728(03)00109-9

  66. Mitchell P., Moyle J. Translocation of some anions cations and acids in rat liver mitochondria. Eur. J. Biochem. 9: 149−155. 1969. https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1969.tb00588.x

  67. Chaves E., Yung D., Brierley G. Energy-dependent exchange of K+ in heart mitochondria, K+ efflux.Arch. Bioch. Biophys. 183: 460−470. 1977. https://doi.org/10.1016/0003-9861(77)90381-2

  68. Diwan J.J., Haley T., Sanadi D.R. Reconstitution of K+ transport with 53 kDa mitochondrial protein. Biochem Biophys Res Commun., 153: 224−230. 1988. https://doi.org/10.1016/S0006-291X(88)81212-9

  69. Murry C.E., Jennings R.B., Reimer K.A. Preconditioning with ischemia: A delay of lethal cell injury in ischemic myocardium. Circulation. 74: 1124−1136. 1986. https://doi.org/10.1161/01.CIR.74.5.1124

  70. Santillo E., Migale M., Postacchini D., Balestrini F., Incalzi R.A. Cardioprotection by conditioning mimetic drugs. Antiinflamm. Antiallergy Agents Med. Chem. 15: 15−30. 2016. https://doi.org/10.2174/1871523015666160719155122

  71. Лихванцев В.В., Мороз В.В., Гребенчиков О.А., Гороховатский Ю.И., Заржецкий Ю.В., Тимошин С.С., Левиков Д.И., Шайбакова В.Л. Ишемическое и фармакологическое прекондиционирование. Общая реаниматология. 7 (6): 59−65. 2011. [Lixvancev V.V., Moroz V.V., Grebenchikov O.A., Goroxovatskij Yu.I., Zarzheczkij Yu.V., Timoshin S.S., Levikov D.I., Shajbakova V.L. Ishemicheskoe i farmakologicheskoe prekondicionirovanie. Obshhaya reanimatologiya. 7 (6): 59−65. 2011. (In Russ)]. https://doi.org/10.15360/1813-9779-2011-6-59

  72. Downey J.M., Davis A.M., Cohen M.V. Signaling pathways in ischemic preconditioning. Heart Fail. Rev. 12: 181−188. 2007. https://doi.org/10.1007/s10741-007-9025-2

  73. Xu W., Liu Y., Wang S., McDonald T., Van Eyk J.E., Sidor A., O’Rourke B. Cytoprotective role of Ca2+-activated K+ channels in the cardiac inner mitochondrial membrane. Science. 298: 1029−1033. 2002. https://doi.org/10.1126/science.1074360

  74. Contreras G.F., Castillo K., Enrique N., Carrasquel-Ursulaez W., Castillo J.P., Milesi V., Neely A., Alvarez O., Ferreira G., González C., Latorre R. ABK(Slo1)channel journey from molecule to physiology. Channels (Austin.) 7: 442−458. 2013. https://doi.org/10.4161/chan.26242

  75. Gao Y.D., Garcia M.L. Interactionofagitoxin2, charybdotoxin, andiberiotoxin with potassium channels: selectivity between voltage-gated and maxi-K+ channels. Proteins. 52:146−154. 2003. https://doi.org/10.1002/prot.10341

  76. Banerjee A., Lee A., Campbell E., MacKinnon R. Structure of apore-blocking toxin in complex with a eukaryotic voltage-dependent K+ channel. Elife. 2:e00594. 2013. https://doi.org/10.7554/eLife.00594

  77. Schreiber M., Salkoff L. A novel calcium-sensing domain in the BK-channel. Biophys. J. 73: 1355−1363. 1997. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(97)78168-2

  78. Xia X.M., Zeng X., Lingle C.J. Multiple regulatory sites in large- conductance calcium-activated potassium channels. Nature. 418: 880−884. 2002. https://doi.org/10.1038/nature00956

  79. Yang H., Shi J., Zhang G., Yang J., Delaloye K., Cui J. Activation of Slo1BK-channels by Mg2+ coordinated between the voltage sensorand RCK1 domains. Nat. Struct. Mol. Biol. 15: 1152−1159. 2008. https://doi.org/10.1038/nsmb.1507

  80. Balderas E., Zhang J., Stefani E., Toro L. Mitochondrial BKCa channel. Front. Physiol. 6:104. 2015. https://doi.org/10.3389/fphys.2015.00104

  81. Siemen D., Loupatatzis C., Borecky J.,Gulbins E., Lang F. Ca2+-activated K+ channel of the BK-type in the inner mitochondrial membrane of a human glioma cell line. Biochim. Biophys. Res. Comm. 257: 549−554. 1999. https://doi.org/10.1006/bbrc.1999.0496

  82. Singh H., Lu R., Bopassa J.C., Meredith A.L., Stefani E., Toro L. mitoBK Ca is encoded by the Kcnma1 gene, and a splicing sequence defines its mitochondrial location. Proc. Natl. Acad. Sci.U.S.A. 110: 10836−10841. 2013. https://doi.org/10.1073/pnas.1302028110

  83. Gu X.Q., Pamenter M.E., Siemen D., Sun X., Haddad G.G. Mitochondrial but not plasmalemmal BK channels are hypoxia-sensitive in human glioma. Glia. 62: 504−513. 2014. https://doi.org/10.1002/glia.22620

  84. Tanaka Y., Meera P., Song M., Knaus H.-G., Toro L. Molecular constituents of maxiKCa channels in human coronary smooth muscle: predominant alpha + beta subunit complexes. J. Physiol. 502: 545−557. 1997. https://doi.org/10.1111/j.1469-7793.1997.545bj.x

  85. Schmitt N., Grunnet M., Olesen S.P. Cardiac potassium channel subtypes: new roles in repolarization and arrhythmia. Physiol. Rev. 94: 609−653. 2014. https://doi.org/10.1152/physrev.00022.2013

  86. Kulawiak B., Kudin A.P., Szewczyk A., Kunz W.S. BK-channel openers inhibit ROS production of isolated rat brain mitochondria. Exp. Neurol. 212:543−547. 2008. https://doi.org/10.1016/j.expneurol.2008.05.004

  87. Cheng Y., Gulbins E., Siemen D. Activation of the permeability transition pore by Bax via inhibition of the mitochondrial BK-channel. Cell. Physiol. Biochem. 27: 191−200. 2011. https://doi.org/10.1159/000327944

  88. Cheng Y., Gu X.Q., Bednarczyk P., Wiedemann F.R., Haddad G.G., Siemen D. Hypoxia increases activity of the BK-channel in the inner mitochondrial membrane and reduces activity of the permeability transition pore. Cell. Physiol. Biochem. 22: 127−136. 2008. https://doi.org/10.1159/000149790

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Журнал эволюционной биохимии и физиологии

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал