Журнал эволюционной биохимии и физиологии, 2021, T. 57, № 1, стр. 83-89
МАРКИРОВАНИЕ АДЕНОАССОЦИИРОВАННЫМИ ВИРУСНЫМИ ВЕКТОРАМИ ГИППОКАМПА МЫШИ НЕЙРОНОВ МЕЗЕНЦЕФАЛИЧЕСКОГО ТЕГМЕНТУМА МОЛОДИ ТИХООКЕАНСКОЙ КЕТЫ ONCORHYNCHUS KETA
Е. В. Пущина 1, 2, *, И. А. Капустянов 1, Е. В. Шамшурина 1, А. А. Вараксин 1
1 Национальный научный центр морской биологии им. А.В. Жирмунского ДВО РАН
г. Владивосток, Россия
2 Институт физиологии им. Богомольца Национальной академии наук Украины
Киев, Украина
* E-mail: puschina@mail.ru
Поступила в редакцию 09.10.2020
После доработки 31.10.2020
Принята к публикации 02.11.2020
Аннотация
В настоящее время данные о наличии аденовирусных рецепторов у рыб весьма ограничены. В работе использовали мышиные рекомбинантные аденовирусные векторы (rAAV) с кальциевым сенсором GCaMP6m, которые обычно используются для дорсального CA1 гиппокампа мышей, но ранее не применялись для доставки генов в мозге рыб. Цель работы заключалась в оценке способности маркирования rAAV гиппокампа мышей клеток мозга молоди кеты и последующего определения фенотипа rAAV-маркированных клеток методом конфокальной микроскопии. Доставка гена in vivo осуществлялась с помощью внутричерепной инъекции GFP-содержащего вектора непосредственно в область мезенцефалического тегментума годовалой молоди кеты Oncorhynchus keta. Оценка уровня инфекционной эффективности была произведена через 1 нед после инъекции вектора. Методом конфокальной сканирующей микроскопии была проведена оценка экспрессии аденоассоциированного вектора в различных зонах тегментума молоди O. keta с последующим ИГХ анализом нейроноспецифического протеина HuCD в сочетании с окрашиванием DAPI. Результаты анализа показали колокализацию клеток, экспрессирующих аденовирусный вектор с зеленой флуоресценцией с нейроноспецифическим протеином HuCD с красной флуоресценцией. Результаты свидетельствуют, что клетки тегментума молоди кеты, экспрессирующие AAV, относятся к нейроноспецифичной линии клеток мозга кеты, что свидетельствует о способности гиппокампальных аденовирусов млекопитающих инфицировать нейроны ЦНС рыб. Таким образом, специфичные для гиппокампа AAV млекопитающих могут встраиваться в нейроны мозга рыб с последующей экспрессией вирусных протеинов, и, очевидно, нейроны тегментума молоди кеты содержат гомолог аденовирусного рецептора млекопитающих.
Исследование закономерностей функционирования нейронных сетей в онтогенезе и их способности встраивать новые элементы в течение жизни является актуальным вопросом нейробиологии. Успешное выполнение подобных нейробиологических исследований требует эффективных и точных методов. В связи с этим рекомбинантные аденоассоциированные вирусные векторы (AAV) являются эффективными инструментами, которые можно использовать как для нацеливания, так и для манипулирования определенными подтипами нейронов (определяющихся на основе экспрессии генов, местоположения и связей) и ненейрональных клеток в нервной системе [1].
В нейробиологических исследованиях аденовирусные векторы используются для различных целей, в частности для маркирования отдельных нейронов и нейрональных популяций [2], отслеживания линии нейрональных клеток [3] и модулирования функции нейронов [4]. В качестве модельных животных для перспективных нейрогенных исследований все чаще используются костистые рыбы [5–7]. Подобные исследования актуальны для молекулярной генетики в различных других областях, таких как биология развития [8] и неврология [5, 9]. Таким образом, использование вирусных векторов на рыбах способствует дальнейшему генетическому анализу нейронных функций и исследованиям нейрогенеза у взрослых животных.
GCaMPs – генетически кодируемые показатели кальция, содержащие флуорофор, которые состоят из зеленого флуоресцентного белка (GFP), ассоциированного с кальмодулином и пептидом М13 [10]. После связывания кальция с системой кальмодулин-M13 возникают конформационные изменения в полученном белковом комплексе, что приводит к увеличению флуоресценции GFP. GCaMP6, в частности, является одним из новых генетически кодируемых показателей кальция, с более высоким отношением сигнала к шуму и улучшенной временной кинетикой по сравнению с предыдущими поколениями кальциевых индикаторов [10]. Существует много доступных серотипов аденоассоциированных вирусов (AAV), каждый из которых включает в себя отдельный вирусный белок капсида и обеспечивает различные характеристики трансдукции в пределах мозга [11]. Некоторые серотипы AAV транспортируются по нейрональным проекциям инъецируемого ядра или области мозга [12].
Мы предположили, что инъекция переносимого вектора AAV в тегментальную область молоди кеты O. keta приведет к широкому распространению репортерного гена, тем самым охватывая большую область мезенцефалического тегментума, включающую различные типы клеток. Цель работы заключалась в оценке способности маркирования рекомбинантным аденовирусом (rAAV) гиппокампа мышей CA1 клеток мозга молоди кеты Oncorhynchus keta и последующем определении фенотипа rAAV-маркированных клеток методом конфокальной микроскопии.
МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
В работе было использовано 10 годовалых особей молоди тихоокеанской кеты Oncorhynchus keta в возрасте одного года, с длиной тела 13–15.5 см и массой 45–55 г. Животные были получены с Рязановского экспериментального производственного рыбоводного завода в 2019 г. Молодь кеты содержали в аквариуме с аэрируемой пресной водой при температуре 16–17°C, с одноразовым кормлением в течение суток. Соотношение освещенного и темнового периодов в сутках составляло 14/10 ч. Содержание растворенного кислорода в воде составляло 7–10 мг/дм3, что соответствует нормальному насыщению. Все экспериментальные манипуляции с животными были проведены в соответствии с правилами, регулируемыми уставом ННЦБМ, и Этической комиссией, регламентирующей гуманное обращение с экспериментальными животными.
Введение аденовирусного вектора. В работе использовали готовые рекомбинантные аденоассоциированные вирусы гиппокампа мыши AAV1.Camc2a.GCaMP6f.WPRE.bGHpA (Пало-Альто, США). Упаковка, очистка и определение векторных титров были выполнены Стенфордским университетом (Inscopix, США). Рекомбинантные векторы очищали с использованием метода осаждения CsCl, и титры геномной копии были определены, как описано ранее [13]. Титры инъекций были оптимизированы по концентрации и составляли 1.68Е + 13 µg/ml, что функционально подтверждено для кальциевой визуализации пирамидных нейронов в дорсальном СА1 гиппокампе мыши.
После анестезии каждому животному в область правого полушария тегментума с помощью шприца Гамильтона вводили 0.2 µl раствора рекомбинантного ААV на PBS (n = 5 для каждой группы). Контрольные животные получали 0.2 µl 0.1 М PBS (n = 5). Непосредственно после нанесения повреждения животных выпускали в аквариум для восстановления и дальнейшего мониторинга.
После внутричерепной инъекции в область мезенцефалического тегментума в течение 1 ч проводили видеомониторинг изменений двигательной и поведенческой активности у рыб в экспериментальной группе. Через 1 нед животные выводились из эксперимента и подвергались эвтаназии методом быстрой декапитации. Головной мозг префиксировали в 4% растворе параформальдегида, приготовленном на 0.1 М фосфатном буфере (pH 7.2). После префиксации мозг извлекали из полости черепа и фиксировали в том же растворе в течение 2 ч при температуре 4°C. Затем в течение двух суток промывали в 30%-м растворе сахарозы при 4°C, с пятикратной сменой раствора. Серийные фронтальные срезы мозга кеты толщиной 50 мкм изготавливали с помощью замораживающего микротома (Cryo-star HM 560 MV, Thermo Scientific, США), монтировали на полилизиновые предметные стекла (Биовитрум, Россия).
Иммунофлюоресцентное маркирование. С целью выявления нейроноспецифичного протеина HuCD на срезах мозга, содержащих маркированные AAV клетки, применялось маркирование соответствующими первичными мышиными антителами фирмы Chemicon (clone: AD2.38; Chemicon Billerica, MA, США) в разведении 1:300. Срезы преинкубировались в течение 30 мин при комнатной температуре в PBS с добавлением 10% неиммунной сыворотки лошади, 0.01% Tween 20 (Sigma, США) и 0.1% БСА (Sigma, США). Затем срезы инкубировали с первичными антителами при температуре 4°C в течение 48 ч. После кратковременной промывки в PBS срезы инкубировали с ослиными вторичными антителами против Ig мыши, конъюгированными с Alexa 546 (Invitrogen, США, разведение 1:300). Для расчета процента иммунопозитивных нейронов, кроме метки к HuCD, производилось окрашивание раствором DAPI ядер всех клеток на срезе (Invitrogen, США, D9542, конечное разведение DAPI 0.01 мкг/мл на PBS). Негативный контроль проводили при отсутствии первичных антител, препараты заключали в глицерин и оконтуривали с помощью лака.
Микроскопия. В работе для визуализации и проведения морфологического анализа был использован моторизированный инвертированный микроскоп, исследовательского класса с флюооресцентным модулем и приставкой улучшенного контрастирования при работе с люминесценцией Axiovert 200 M с модулем ApoTome (Carl Zeiss, Германия). Для более детального исследования тегментальной области в трехмерном пространстве с использованием мультиспектрального (с несколькими флуорохромами) режима работы исследовали GFP/HuCD/DAPI колокализацию с помощью лазерного сканирующего конфокального микроскопа LSM 780 NLO с модулем высокого разрешения Эйрискан (Carl Zeiss, Германия).
Для исследования микрофотографии препаратов и анализ материала осуществляли с помощью программы Axio Vision (Carl Zeiss, Германия). Измерения проводили при использовании объективов с увеличением ×10, ×20, и ×40 в 10 случайно выбранных полях зрения для каждой области исследования. Подсчет количества иммуномаркированных клеток на поле зрения осуществляли при увеличении ×200. Морфометрический анализ параметров клеточных тел (измерение большого и малого диаметров сомы нейронов) проводили с помощью программного обеспечения микроскопа Axio Vision. Подсчет производили в 10 случайно выбранных измеренных областях (1 микроскопическое поле составляло 0.12 мм2) при 200-кратном увеличении у каждого животного. Среднее определяли путем усреднения пропорций, полученных от пяти животных.
Количественная обработка материала была выполнена с помощью программ “Описательная статистика” Microsoft Excel 2010 и Statistica 12. Плотность распределения и размерные характеристики клеток оценивались с помощью методов вариационной статистики. Для количественной оценки результатов находились средние значения малого и большого диаметров клеток и стандартное отклонение (М ± SD). Для ранжирования маркированных элементов в соответствии с размерными группами все данные по измеренным клеткам/ядрам были разделены на неперекрывающиеся размерные группы (табл. 2) и представлены в виде среднее ± стандартное отклонение.
Таблица 1.
Соотношение* HuCD-иммунопозитивных и AAV-маркированных нейронов в мезенцефалическом тегментуме молоди кеты O. keta через 1 неделю после однократного введения аденовирусного вектора
| Область мозга | AAV % | HuCD % | AAV+HuCD % |
|---|---|---|---|
| Дорсальная часть гипоталамич. бухты | 37.2 | 80.5 | 23.3 |
| Дорсолатеральный тегментум | 35 | 87.8 | 18.5 |
| Посткомиссуральная область | 48 | 81.1 | 24.4 |
| Дорсомедиальный тегментум | 44.1 | 80 | 27.5 |
| Мезенцефалическая ретикулярная формация | 65 | 85.7 | 48.5 |
Таблица 2.
Морфометрические параметры* маркированных нейронов (M±SD) в мезенцефалическом тегментуме молоди кеты O. keta через 1 нед после однократного введения аденовирусного вектора
| Область мозга | DAPI размер ядер/клеток мкм | AAV размер ядер/клеток мкм | HuCD размер клеток мкм | AAV+HuCD размер ядер/клеток мкм |
|---|---|---|---|---|
| Дорсальная часть гипоталамич. бухты | 4.9 ± 0.3/3.4 ± 0.4 | 6.2 ± 0.6/6.2 ± 0.5 | 8.7 ± 0.4/6.0 ± 0.8 | 6.5 ± 0.2/5.6 ± 0.4 |
| 4.2 ± 0.1/3.1 ± 0.3 | 4.9 ± 0.3/4.6 ± 0.4 | 7.4 ± 0.4/5.8 ± 1.9 | 4.8 ± 0.5/4.6 ± 0.6 | |
| 3.8 ± 0.1/2.9 ± 0.3 | 4.5 ± 0.1/3.6 ± 1.1 | 6.1 ± 0.3/5.1 ± 0.6 | 3.8 ± 0.2/3.2 ± 0.5 | |
| 3.1 ± 0.4/2.8 ± 0.2 | 3.6 ± 0.2/3.1 ± 0.3 | 4.9 ± 0.3/4.4 ± 0.1 | 3.2 ± 0.2/2.7 ± 0.3 | |
| 2.6 ± 0.4/2.3 ± 0.4 | 3.9 ± 0.3/3.4 ± 0.4 | |||
| Дорсолатеральный тегментум | 4.8 ± 0.3/3.2 ± 0.5 | 5.9 ± 0.6/4.7 ± 0.2 | 5.6 ± 0.3/4.2 ± 0.5 | 5.5 ± 0.6/4.3 ± 0.8 |
| 4.2 ± 0.2/3.1 ± 0.3 | 4.9 ± 0.1/3.6 ± 0.4 | 4.7 ± 0.2/3.6 ± 0.4 | 4.5 ± 0.3/3.8 ± 0.6 | |
| 3.7 ± 0.1/2.8 ± 0.3 | 4.4 ± 0.1/3.6 ± 0.4 | 4.3 ± 0.2/3.3 ± 0.4 | 3.9 ± 0.1/3.5 ± 0.2 | |
| 3.2 ± 0.2/2.7 ± 0.5 | 3.6 ± 0.2/2.8 ± 0.3 | 3.5 ± 0.2/2.8 ± 0.3 | ||
| 2.9 ± 0.4/2.6 ± 0.3 | ||||
| Посткомиссуральная область | 5.3 ± 0.2/4.0 ± 0.5 | 8.8 ± 0.4/6.6 ± 0.2 | 7.8 ± 2.1/5.9 ± 2.6 | 5.7 ± 0.4/3.5 ± 0.5 |
| 4.5 ± 0.2/3.8 ± 0.4 | 5.2 ± 0.3/3.3 ± 0.8 | 4.6 ± 0.2/3.7 ± 0.4 | 4.6 ± 0.3/3.4 ± 0.4 | |
| 3.7 ± 0.3/3.4 ± 0.4 | 3.0 ± 0.3/2.3 ± 0.3 | 3.7 ± 0.3/2.8 ± 0.5 | 3.8 ± 0.1/3.2 ± 0.5 | |
| 3.3 ± 0.4/2.6 ± 0.3 | ||||
| Дорсомедиальный тегментум | 7.8 ± 0.4/5.0 ± 0.6 | 10.8 ± 0.3/8.0 ± 0.7 | 26.1 ± 1.3/13.4 ± 1.5 | 8.3 ± 0.7/6.4 ± 0.8 |
| 5.9 ± 0.6/4.4 ± 0.5 | 8.7 ± 0.1/6.6 ± 0.5 | 11.0 ± 0.7/7.3 ± 2.0 | 6.3 ± 0.8/5.1 ± 0.6 | |
| 4.5 ± 0.5/3.6 ± 0.2 | 7.2 ± 0.4/5.5 ± 0.6 | 8.3 ± 0.6/6.4 ± 1.2 | 4.5 ± 0.2/3.8 ± 0.6 | |
| 5.9 ± 0.5/4.7 ± 0.7 | 6.5 ± 0.6/5.2 ± 0.9 | |||
| 4.5 ± 0.4/3.9 ± 0.6 | 5.0 ± 0.1/4.6 ± 0.3 | |||
| Мезенцефалическая ретикулярная формация | 5.4 ± 0.3/3.8 ± 0.3 | 5.8 ± 0.3/4.4 ± 0.7 | 5.7 ± 0.4/4.3 ± 0.7 | 5.7 ± 0.5/4.5 ± 0.2 |
| 4.2 ± 0.3/3.3 ± 0.4 | 4.8 ± 0.3/3.9 ± 0.8 | 4.7 ± 0.2/3.7 ± 0.7 | 4.4 ± 0.3/4.1 ± 0.4 | |
| 3.4 ± 0.3/2.7 ± 0.1 | 4.0 ± 0.3/3.5 ± 0.4 |
* Значения большого и малого диаметров ядер либо клеточных тел. Данные ранжированы по убыванию. Размеры маркированных ядер составляли от 3 до 4.5 мкм [20], более крупные элементы представляли клетки различных размерных типов.
РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
Через 1 нед. после инъекции аденовирусного вектора в область мезенцефалического тегментума в мозге молоди кеты AAV-маркированные клетки были идентифицированы в передней бухте гипоталамуса, дорсолатеральном тегментуме, посткомиссуральной области, дорсомедиальном тегментуме и мезенцефалической ретикулярной формации (табл. 1).
На рис. 1а–1d представлены Z-стеки, на которых показаны результаты сканирования срезов мозга по различным каналам: окрашивание DAPI среза мозга с указанием области, содержащей GFP/HuCD-маркированные клетки (рис. 1а, пиктограмма). Результаты показали, что AAV встраивались в нейронах и/или ядрах различных типов тегментальной области и идентифицировались по экспрессии GFP-белков. Иммунофлуоресценция наблюдалась главным образом в телах нейронов (рис. 1b). AAV-специфичные для гиппокампа мыши были выбраны для первоначальной оценки векторной трансдукции и биораспределения в области мезенцефалического тегментума молоди кеты. Вектор вводился в средний мозг, расположенный между конечным мозгом и мозжечком молоди кеты в возрасте 1 года, и через 1 неделю визуализировался на трансверсальных срезах мозга с использованием конфокальной микроскопии. В результате окрашивания DAPI на срезах мозга идентифицировались ядра клеток и в некоторых случаях тела небольших нейронов (рис. 1а). Поскольку у молоди кеты в перивентрикулярной зоне тегментума присутствует большое количество незрелых (бластных) форм клеток, характеризующихся высокими ядерно-цитоплазматическими отношениями (крупные ядра и узкий ободок цитоплазмы), то в данном случае при окрашивании DAPI красились как ядра, так и в некоторых случаях небольшие нейроны (рис. 1а). Подобное свойство окрашивания DAPI нейробластов было выявлено также в работах на млекопитающих [14].
Рис. 1.
Z-стеки, демонстрирующие иммуномечение HuCD области дорсомедиального тегментума молоди кеты Oncorhynchus keta через 1 неделю после однократного введения AAV. а – окрашивание DAPI, оранжевыми стрелками показаны ядра клеток, в левом верхнем углу на пиктограмме показана схема мезенцефалона с исследуемой областью (в красном квадрате). b – экспрессия зеленого флюоресцентного протеина (GFP) в клетках тегментума (красные стрелки); скопление интенсивно маркированных клеток показано в красном прямоугольнике (увеличенный фрагмент на врезке), в желтом прямоугольнике – умеренно маркированные клетки. c – иммунофлюоресценция протеина HuCD в нейронах тегментума, зелеными стрелками показаны интенсивно маркированные мелкие нейроны, голубыми – умеренно маркированные крупные нейроны, остальные обозначения как на b, d – оптическое наложение трех каналов окрашивания DAPI/GFP/HuCD, показывающее области колокализации GFP/HuCD в нейронах (желтые стрелки). Лазерная сканирующая конфокальная микроскопия. Масштабный отрезок 200 мкм.
Обнаружен четкий сигнал GFP в 44.1% клеток (табл. 1), сосредоточенных в области дорсомедиального тегментума (рис. 1b). Морфометрические параметры (М ± SD) ядер и клеток различных областей среднего мозга, в которых была выявлена экспрессия AAV, приведены в табл. 2. Результаты исследования показывают, что среди маркированных клеток в различных областях среднего мозга преобладали нейроны небольшого размера, а также более мелкие частицы (рис. 1b, 1c). Результаты иммунофлюоресцентного маркирования нейронального протеина HuCD показали локализацию метки в нейронах различного размера (рис. 1c, табл. 2). Исследование наложения Z-стеков маркирования DAPI, GFP и HuCD показало, что в области дорсомедиального тегментума обнаружена ко-локализация GFP и HuCD в 27. 5% клеток (рис. 1d, табл. 1). В различных областях тегментума соотношение GFP/HuCD клеток отличалось, достигая максимального значения в клетках мезенцефалической ретикулярной формации (табл. 1). Таким образом, колокализация зеленого флюоресцентного протеина и маркера нейрональной специализации была обнаружена во всех областях мезенцефалона, экспрессирующего AAV.
ОБСУЖДЕНИЕ
Вирусные векторы представляют большой клинический интерес благодаря их высокой эффективности, особенно когда генетический материал предназначен для достижения ядра. Аденовирус был одним из первых вирусов, которые были адаптированы в качестве вектора генной терапии [15]. Эти вирусы без оболочки, имеющие капсиды икосаэдрической формы размером до 100 нм и линейные двухцепочечные геномы ДНК размером около 36 кб, обеспечивают высокую генетическую стабильность и эффективность инфекции в различных типах клеток [15]. Попав внутрь клетки, вирусные капсиды разлагаются запрограммированным образом и ведут геномы в ядро, где они остаются в эписомальном состоянии.
Результаты настоящего исследования показали, что аденоассоциированный вектор гиппокампа мышей эффективно экспрессируется в различных клетках среднего мозга молоди кеты. Использование конфокальной микроскопии прямым методом показывает, что GFP-экспрессирующие клетки, появляющиеся в результате однократной векторной трансдукции, широко распределены и могут быть колокализованы с нейрональным протеином HuCD. Полученные результаты свидетельствуют, что GFP экспрессирующие клетки тегментума молоди кеты имеют нейрональный фенотип. Однако в различных областях тегментума молоди кеты доля колокализации GFP/HuCD в клетках отличается (табл. 1). Мы полагаем, что это может определяться различными причинами, в частности режимом конфокальной визуализации маркированных клеток, условиями проведения иммунофлюоресцентного маркирования, различной проницаемостью ткани для антител и т.д.
В исследованиях на различных позвоночных было установлено, что аденовирусные векторы вызывают менее токсичный эффект, чем некоторые другие вирусы, однако не являются инертными по отношению к врожденному [16] или адаптивному иммунитету и могут также влиять на внутриклеточную активность [17]. Согласно некоторым данным нейротоксические эффекты наблюдаются в случае системной доставки аденовируса или через прямые инъекции в ЦНС, а также в субретинальное пространство сетчатки [18, 19]. Результаты настоящего исследования показывают, что рекомбинантный AAV гиппокампа мышей при однократном введении в мезенцефалон молоди кеты не оказывает заметного токсического влияния на клетки мозга рыб в исследованном временном периоде, что позволяет использовать данный вектор в качестве эффективного инструмента для доставки генетического материала в клетки мозга молоди кеты как потенциальной модели для нейрогенных исследований. Тем не менее учитывая, что данные исследования носят предварительный характер и нуждаются в последующем экспериментальном подтверждении, мы планируем проведение дальнейшей оценки ненейрональных фенотипов AAV-экспрессирующих клеток в мозге молоди лососевых рыб. Таким образом, аденоассоциированный вектор может эффективно трансдуцироваться и поддерживать экспрессию трансгенов в нейронах мозга молоди кеты при однократном введении.
Список литературы
Haery L., Deverman B.E., Matho K.S., Cetin A., Woodard K., Cepko C., Guerin K.I., Rego M.A., Ersing I., Bachle S.M., Kamens J., Fan M. Adeno-associated virus technologies and methods for targeted neuronal manipulation. Front. Neuroanat. 13:93. 2019. https://doi.org/10.3389/fnana.2019.00093
Hashimoto M., Mikoshiba K. Neuronal birthdate-specific gene transfer with adenoviral vectors. J. Neurosci. 24: 286–296. 2004.
Hashimoto M., Mikoshiba K. Mediolateral compartmentalization of the cerebellum is determined on the ‘‘birth date” of Purkinje cells. J. Neurosci. 23: 11342–11351. 2003.
Zhao H.Q., Ivic L., Otaki J.M., Hashimoto M., Mikoshiba K., Firestein S. Functional expression of a mammalian odorant receptor. Science. 279: 237–242. 1998.
Gulías P., Guerra-Varela J., Gonzalez-Aparicio M., Ricobaraza A., Vales A., Gonzalez-Aseguinolaza G., Hernandez-Alcoceba R., Sánchez L. Danio rerio as model organism for adenoviral vector evaluation. Genes. 10: 1053. 2019. https://doi.org/10.3390/genes10121053
Kawasaki T., Saito K., Mitsui K., Ikawa M., Yamashita M., Taniguchi Y., Takeda S., Mitani K., Sakai N. Introduction of a foreign gene into zebrafish and medaka cells using adenoviral vectors. Zebrafish. 6: 253–258. 2009. https://doi.org/ 10.1089/zeb.2009.0596
Rainbow A.J., Zacal N.J. Expression of an adenovirus encoded reporter gene and its reactivation following UVC and oxidative damage in cultured fish cells. Int. J. Radiat. Biol. 84: 455–466. 2008.
Furutani-Seiki M., Wittbrodt J. Medaka and zebrafish, an evolutionary twin study. Mech. Dev. 121: 629–637. 2004.
Asakawa K., Suster M.L., Mizusawa K., Nagayoshi S., Kotani T., Urasaki A., Kishimoto Y., Hibi M., Kawakami K. Genetic dissection of neural circuits by Tol2 transposon-mediated Gal4 gene and enhancer trapping in zebrafish. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105: 1255–1260. 2008.
Broussard G.J., Liang R., Tian L. Monitoring activity in neural circuits with genetically encoded indicators. Front. Mol. Neurosci. 7: 97. 2014. https://doi.org/10.3389/fnmol.2014.00097
Cearley C.N., Wolfe J.H. Transduction characteristics of adenoassociated virus vectors expressing cap serotypes 7, 8, 9, and Rh10 in the mouse brain. Mol. Ther. 13: 528–537. 2006.
Cearley C.N., Wolfe J.H. A single Injection of an adenoassociated virus vector into nuclei with divergent connections results in widespread vector distribution in the brain and global correction of a neurogenetic disease. J. Neurosci. 27 (37) : 9928–9940. 2007.
Gao G., Qu G., Burnham M.S., Huang J., Chirmule N., Joshi B., Yu Q.C., Marsh J.A., Conceicao C.M., Wilson J.M. Purification of recombinant adeno-associated virus vectors by column chromatography and its performance in vivo. Hum. Gene Ther. 11:2079–2091. 2000.
Колос Е.А., Коржевский Д.Э. Влияние теплового демаскирования антигена на качество флуоресцентной окраски ДНК в гистологических срезах. Мед. Акад. ж. 18: (1) 71–76. 2018. [Kolos E.A., Korzhevskij D.E. Vliyanie teplovogo demaskirovaniya antigena na kachestvo fluorescentnoj okraski DNK v gistologicheskih srezah. Med. Akad. J. 18: (1) 71–76. 2018. (in Russ)].
Crustal R. Adenovirus: The first effective in vivo gene delivery vector. Hum. Gene Ther. 25: 3–11. 2014.
Rogers G.L., Martino A.T., Aslanidi G.V., Jayandharan G.R., Srivastava, A., Herzog R.W. Innate immune responses to AAV vectors. Front. Microbiol. 2:194. 2011. https://doi.org/10.3389/fmicb.2011.00194
Mingozzi F., High K.A. Immune responses to AAV in clinical trials. Curr. Gene Ther. 11: 321–330. 2011. https://doi.org/10.2174/156652311796150354
Hinderer C., Bell P., Vite C.H., Louboutin P.J., Grant R., Bote E. Widespread gene transfer in the central nervous system of cynomolgus macaques following delivery of AAV9 into the cisterna magna. Mol. Ther. Methods Clin. Dev. 1:14051. 2014. https://doi.org/10.1038/mtm.2014.51
Xiong W., Wu D.M., Xue Y., Wang S.K., Chung M.J., Ji X. AAV cis-regulatory sequences are correlated with ocular toxicity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 116: 5785–5794. 2019. https://doi.org/10.1073/pnas.1821000116
Candal E., Anadon R., DeGrip W.J., and Rodriguez-Mol-des I. Patterns of cell proliferation and cell death in the developing retina and optic tectum of the brown trout. Dev. Brain Res. 154:101–119. 2005.
Дополнительные материалы отсутствуют.
Инструменты
Журнал эволюционной биохимии и физиологии
Пн.-пт.: 10.00-19.00