Журнал эволюционной биохимии и физиологии, 2021, T. 57, № 6, стр. 484-493
ВЛИЯНИЕ Na+ НА НАГРУЖЕННЫЕ КАЛЬЦИЕМ МИТОХОНДРИИ СЕРДЦА КРЫСЫ И МИОКАРД ЛЯГУШКИ
С. М. Коротков 1, *, К. В. Соболь 1, И. В. Шемарова 1, В. П. Нестеров 1
1 Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт эволюционной физиологии и биохимии
им. И.М. Сеченова Российской академии наук
Санкт-Петербург, Россия
* E-mail: korotkov@SK1645.spb.edu
Поступила в редакцию 28.06.2021
После доработки 29.07.2021
Принята к публикации 06.08.2021
Аннотация
Проведено сравнительное исследование влияния кальциевой нагрузки на митохондрии сердца крысы (МСК(K+)), у которых часть ионов K+ в их матриксе была заменена на ионы Na+ (МСК(Na+)). Нагрузка МСК(K+) кальцием снижала их дыхание, разобщенное 2,4-динитрофенолом, и уменьшала потенциал внутренней мембраны (∆Ψмито). При этом набухание этих митохондрий увеличивалось в средах с 25 мМ K-ацетатом или 125 мМ NH4NO3. Эти эффекты кальциевой нагрузки были еще больше в аналогичных опытах с МСК(Na+). Ингибиторы митохондриальной кальций-зависимой поры (МКЗП), АДФ и циклоспорин А, полностью устраняли вышеуказанные эффекты Ca2+ в опытах с МСК(K+), и лишь частично в опытах с МСК(Na+). При увеличении внеклеточной концентрации Na+ наблюдался положительный инотропный эффект, однако пре-инкубация в бескальциевом растворе приводила к отрицательному инотропному эффекту. Таким образом, частичная замена K+ на Na+ в матриксе сделала митохондрии сердца крысы более чувствительными к Ca2+ и увеличивала в их внутренней мембране вероятность открытия МКЗП. Вместе с увеличением цитоплазматического [Na+]i это может увеличивать кальциевую перегрузку кардиомиоцитов, делая более вероятным их повреждение при ишемии/реперфузии.
Концентрация Na+ в цитоплазме кардиомиоцитов, как известно, увеличивается в результате ишемии сердечной мышцы, но при этом накопления в этих клетках Ca2+ не наблюдается [1, 2]. Последующая реперфузия миокарда способствует кальциевой и натриевой перегрузке кардиомиоцитов и митохондрий [2–4]. Повреждение мембран клеток и митохондрий является другим отрицательным последствием ишемии/реперфузии, наряду с уменьшением цитоплазматической концентрации АТФ в кардиомиоцитах [4–6]. Ишемия сердечной мышцы крысы приводит к снижению давления в левом желудочке, а также в результате этого снижается скорость дыхания митохондрий в состоянии 3, изолированных из этой ткани [1]. В результате ишемии/реперфузии происходит активное поступление в матрикс ионов Na+ посредством Na+/Ca2+ и Na+/H+ митохондриальных обменников [1, 3, 7, 8].
В результате ишемии/реперфузии цитоплазматическая концентрация ионов Na+ в кардиомиоцитах, как было показано, достигает 25–35 мМ [8]. По этой причине ранее мы исследовали [9] митохондрии сердца крысы (МСК), матрикс которых был нагружен ионами Na+ в среде, содержащей 100 мМ NaCl. В матриксе таких митохондрий концентрация Na+ увеличивалась от 23 до 44 мМ [9]. В сравнении с контрольными органеллами без натриевой нагрузки (МСК(K+)) у митохондрий с повышенной концентрацией Na+ в их матриксе (МСК(Na+)) возрастали пассивная калиевая и протонная проницаемость их внутренней мембраны (ВММ) и энергозависимое поступление K+ в матрикс. При этом снижались скорости дыхания митохондрий, находящихся в состоянии 3 и 3РДНФ (разобщенные ДНФ).
Показано, что окислительный стресс и кальциевая перегрузка митохондрий делали более вероятным открытие митохондриальной кальций-зависимой поры (МКЗП) в их внутренней мембране (ВММ) что является причиной возникновения повреждений сердечной мышцы из-за ишемии/реперфузии [10–13]. В данном случае наблюдается нарушение структуры наиболее важного и сложного I митохондриального комплекса дыхательной цепи [14].
Концентрация внутриклеточного натрия ([Na+]i) играет важную роль в контроле внутриклеточной концентрации кальция ([Ca2+]i), поскольку [Na+]i является основным регулятором Na+/Ca2+ обменника [15, 16]. Са-АТФаза саркоплазматического ретикулума и Na+/Ca2+ обменник – два основных из четырех регулирующих механизмов снижения [Ca2+]i в цитоплазме [16]. Na+/Ca2+ обменник – это сарколеммальный белок, который двунаправленно обменивает три иона Na+ на один ион Ca2+. Направление обмена зависит от вне- и внутриклеточных концентраций Na+ и Ca2+, а также от величины мембранного потенциала. При величине мембранного потенциала, равной величине потенциала покоя Na+/Ca2+ обменник служит преимущественно для удаления Ca2+ из клетки, однако, при деполяризации через Na+/Ca2+ обменник осуществляется приток Ca2+ клетку. Увеличение концентрации [Na+]i приводит к снижению скорости вытеснения Ca2+ через Na+/Ca2+ обменник и оказывает положительный инотропный эффект [17, 18]. Однако такое увеличение [Ca2+]i посредством увеличения концентрации [Na+]i может приводить к нарушению ритма сердца и особенно опасно для сердца в условиях ишемии/реперфузии [17–19]. В данной работе мы стимулировали рост [Na+]i методом увеличения внеклеточной концентрации натрия в растворе Рингера и изучали эффекты повышенной концентрации Na+ на спонтанное сокращение препаратов предсердий лягушки. Вместе с тем можно полагать, что сопоставление данных, полученных в опытах с использованием представителей этих двух видов животных, вполне оправдано исходя из полученных ранее данных о единой структурной организации митохондрий в сократительных тканях всех типов многоклеточных животных и также в исследованных хондриомах сердца крысы и сердца лягушки Rana ridibunda.
Цель данной работы – исследовать эффекты натриевой перегрузки кардиомиоцитов на динамику мышечных сокращений и оценить влияние нагрузки митохондрий сердца крысы ионами Na+ и Ca2+ на потенциал внутренней мембраны, дыхание митохондрий в состояниях 4 и 3РДНФ, на набухание этих органелл, а также на индукцию в их внутренней мембране кальций-зависимоой поры (МКЗП).
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
Объекты исследования. В работе использовали самцов породы Вистар весом 200–250 г. Животные содержали при 20–23°C с 12-часовым циклом свет/темнота со свободным доступом к питьевой воде и к стандартной диете для крыс. В работе также использовали самцов лягушек Rana ridibunda весом 140–160 г. Животные содержались при 8–10°C с 12-часовым циклом свет/темнота в ванне с небольшим количеством воды.
Выделение митохондрий. Митохондрии сердца крысы (МСК(K+)) выделяли согласно методике, разработанной нами ранее [20]. Концентрация (мМ) ионов K+ и Na+ в матриксе этих митохондрий была соответственно 128 ± 11 и 23 ± 2 [9]. Нагрузку матрикса МСК ионами натрия проводили в растворе, содержащем 5 мМ Трис-HCl (pH 8.60) и 110 мМ NaCl, согласно детально описанной нами ранее процедуре [9]. Концентрация (мМ) ионов K+ и Na+ в матриксе нагруженных Na+ митохондрий сердца крысы (МСК(Na+)) оказалась соответственно равна 101 ± 4 и 44 ± 2 [9]. Концентрацию белка в митохондриальных препаратах оценивали методом Бредфорда. Она оказалась около 25–30 мг/мл.
Измерение скоростей поглощения кислорода в препаратах изолированных из сердца крысы митохондрий. Данные скорости (натомов O/мин мг белка) тестировали при 26°С в ячейке объемом 1.5 мл на полярографе LP-7 (ЧССР) методом полярографии с применением закрытого платинового электрода Кларка. Оценивали дыхание энергизованных смесью глутамата и малата митохондрий, находящихся в состояниях 40 и 3РДНФ (разобщенном 2,4-динитрофенолом) [21]. Митохондрии (1 мг белка в 1 мл) инъецировали в среду, содержащую (мМ): 20 MOPS (pH 7.3), 125 KСl, 10 глутамат, 3 KH2PO4, 2 малат и 0.05 EGTA. Остальные добавки указаны в подписи к рис. 1.
Оценка набухания митохондрий спектрофотометрическим методом. Увеличение объема митохондриального матрикса (набухание митохондрий) исследовали с использованием спектрофотометра СФ-46 (ЛОМО, РФ) при температуре 20°С по снижению оптической плотности митохондриальной суспензии из-за уменьшения светорассеяния при длине волны 540 нм. Органеллы (1 мг белка в 1 мл) вносили в среду, содержащую (мМ): 5 Трис-HCl (pH 7.3) и 125 NH4NO3 или 100 сахарозы, 25 K-ацетата и 10 трис-HCl (pH 7.3). Во всех средах присутствовал олигомицин (4 мкг/мл). Остальные добавки указаны в подписях к рис. 2 и 3.
Оценка потенциала внутренней мембраны митохондрий. Трансмембранный потенциал (∆Ψмито) тестировали при 20°С стандартным методом [20] с использованием спектрофлуориметра Shimadzu RF-1501 (Shimadzu, Япония). Измеряли изменение интенсивности флуоресценции сафранина О. Длина волны возбуждающего света была 485 нм, а длина эмиссионной волны равнялась 590 нм. Митохондрии (0.5 мг белка в 1 мл) вносили в среду, содержащую (мМ): 10 трис-HCl (pH 7.3), 125 KCl, 50 сахарозы, 3 MgCl2 и 3 трис-PO4, а также 3 мкМ сафранин и 1 мкг/мл олигомицина. Другие добавки приведены в подписях к рис. 4.
Регистрация и анализ параметров сокращения. Для изучения инотропного эффекта натрия использовали спонтанно-сокращающиеся препараты предсердий лягушки Rana ridibunda. Подробное описание методики было представлено ранее [22]. Препараты помещали вертикально в ячейку из оргстекла и с помощью стальных крючков растягивали до оптимальной длины для получения максимальных спонтанных сокращений. Все эксперименты проводили в изометрическом режиме и при температуре 8°C. С одной стороны препарат крепили к неподвижному платиновому крючку, с другой стороны к тензометрическому датчику для измерения силы сокращений. Сигнал с тензодатчика подавался на компьютер, где обрабатывался с помощью программы WinPulse. Силу сокращения выражали в Ньютонах (Н). В экспериментах использовали раствор Рингера, содержащий (мМ): 2.5 KCl, 110 NaCl, 2.5 CaCl2, 1 MgCl2, 0.5 NaHCO3, 0.75 NaH2PO4 и 5 глюкозы (pH 7.4). Повышенную концентрацию натрия получали добавлением соответствующего количества NaCl в раствор Рингера.
Схема экспериментов была следующей: предсердия инкубировались в растворе с повышенной концентрацией Na+ (140 мМ), затем из раствора убирали Са2+, а затем снова добавляли. Время инкубации в каждом из растворов составляло 3–4 мин.
Применяли стандартные способы статистической обработки результатов с использованием критерия Стьюдента в статистической программе Microsoft Origin 6.0. Различия считали достоверными при р < 0.05. На всех рисунках представлены стандартные результаты из трех независимых экспериментов.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
Влияние кальция на митохондрии сердца крысы, нагруженные Na+. Мы обнаружили ранее, что перегрузка МСК(K+) ионами Ca2+ индуцировала открытие поры во ВММ митохондрий сердца крысы, что проявлялось в снижении их дыхания в состоянии 3РДНФ (рис. 1a, кривые 1 и 2) [23]. После внесения Ca2+ в среду наблюдалось уменьшение дыхания энергизованных глутаматом и малатом МСК(Na+), находящихся в состоянии 3РДНФ (рис. 1b, кривые 1 и 2). Такое уменьшение данного дыхания было больше по сравнению с аналогичным снижением дыхания в опытах с контрольными митохондриями (МСК(K+)) (рис. 1a, кривые 1 и 2). Эксперименты с ингибитором МКЗП циклоспорином А (CsA) показали, что индуцированное кальцием снижение дыхания в состоянии 3РДНФ полностью исчезало в контроле (рис. 1a, кривая 3) и дыхание этих митохондрий показало значения, найденные в бескальциевых опытах (рис. 1a, кривая 1). В подобных опытах с МСК(Na+) воздействие CsA было явно слабее (рис. 1b, кривая 3) и дыхание этих митохондрий в состоянии 3РДНФ практически не изменилось в сравнении с опытами с Ca2+ без CsA (рис. 1b, кривая 2). Поскольку снижение дыхания в состоянии 3РДНФ не обязательно является результатом открытия кальций-зависимой поры во ВММ, а может быть связано с увеличением митохондриального объема [23, 24], поэтому мы изучали набухание митохондрий, МСК(Na+) и МСК(K+), в средах с NH4NO3 или с K-ацетатом и сахарозой.
Набухание неэнергизованных митохондрий в среде, содержащей NH4NO3, дает возможность изучить пассивную проницаемость ВММ для H+, поскольку эта мембрана имеет высокую проницаемость для анионов NO3– и молекул аммиака (NH3), образующихся при диссоциации катионов аммония (NH4+) на NH3 и протоны [25]. В этом случае набухание органелл зависит только от поступления H+ в матрикс. На рис. 2a (кривые 1 и 2) можно увидеть, что независимо от присутствия кальция, деэнергизованные МСК(K+) слабее набухали в этой среде в сравнении с аналогичными результатами, найденными в опытах с МСК(Na+) (рис. 2b, кривые 1 и 2). Возможно, большая пассивная протонная проницаемость ВММ, найденная нами ранее в опытах с МСК(Na+) [9], является причиной такого результата, что позволяет предположить отсутствие влияния ионов Ca2+ на эту проницаемость. Можно увидеть (рис. 2а и 2b, кривая 1), что митохондрии активно сжимались после внесения в среду глутамата и малата по причине откачки ионов аммония (${\text{NH}}_{4}^{ + }$) из матрикса в результате работы K+/H+ обменника [25, 26]. Обнаруженное здесь (рис. 2а, кривая 2) массивное набухание нагруженных кальцием МСК(K+) обусловлено появлением во внутренней мембране МКЗП [23]. При наличии в этой среде ингибиторов МКЗП (АДФ и CsA) набухание этих митохондрий сменилось их заметным сжатием (рис. 2а, кривая 3). С другой стороны, такого результата не удалось достичь в аналогичных опытах с МСК(Na+) (рис. 2b, кривая 3). Кальциевая нагрузка этих митохондрий стимулировала большее их набухание после внесения субстратов, а влияние АДФ и CsA было слабее (рис. 2b, кривая 3).
Изучение набухания энергизованных митохондрий в 160 мОсм среде с CH3COOK и сахарозой дает возможность оценить электрофоретический транспорт K+ в матрикс энергизованных митохондрий [20, 26]. В этом случае ионы K+ накапливаются в матриксе электрофоретически при помощи K+-унипортера митохондрий. Анион ацетата во внешней среде находится в равновесии со свободно проникающими через ВММ молекулами CH3COOH, которые, проникнув в митохондрии, снова диссоциируют на CH3COO– и протоны, которые далее удаляются из матрикса протонными помпами электрон-транспортной цепи энергизованных митохондрий [27]. В конечном итоге происходит накопление в матриксе ацетата калия и идущей за ним воды, что влечет за собой набухание митохондрий (рис. 3а и 3b, кривая 1). В сравнении с МСК(K+), набухание МСК(Na+) было больше после внесения субстратов в калий ацетатную среду с Ca2+ (рис. 3а и 3b, кривая 2). Независимо от наличия кальция в калий ацетатной среде, набухание МСК(Na+) оказывалось всегда больше аналогичного набухания МСК(K+).
Индуцированное кальцием набухание энергизованных митохондрий (рис. 3а и 3b, кривая 3) заметно снижалось в среде с АДФ и CsA, и стало сопоставимо с результатами опытов без кальция (рис. 3а и 3b, кривая 1). Однако данные ингибиторы действовали слабее в экспериментах с МСК(Na+).
Как известно, снижение флюоресценции сафранина О в митохондриальной суспензии свидетельствует о возникновении электрохимического потенциала (ΔΨмито) внутренней мембраны [28]. В этом случае на ее матриксной стороне возникает отрицательный заряд являющейся движущей силой при движении сафранина О в митохондрии. В опытах без Ca2+ и ингибиторов потенциал внутренней мембраны МСК(K+) после добавки глутамата и малата снижался медленнее (рис. 4а, кривая 1), чем в аналогичных опытах с МСК(Na+) (рис. 4b, кривая 1). После добавки Ca2+ в среду наблюдалось ощутимое снижение ΔΨмито в опытах с МСК(Na+) (рис. 4b, кривая 2), однако этот эффект был не так выражен в аналогичных опытах с МСК(K+) (рис. 4а, кривая 2) и был сопоставим со снижением потенциала, найденным в опытах без кальция (рис. 4а, кривая 1). Индуцированное кальцием открытие поры во ВММ приводит к снижению ΔΨмито и выходу сафранина О из митохондрий в инкубационную среду, что регистрируется как увеличение флуоресценции этого красителя [23, 29, 30]. Индуцированное кальцием уменьшение ΔΨмито в опытах с МСК(K+) было ингибировано в присутствии АДФ и CsA (рис. 4а, кривая 3), однако эффект последних был заметно слабее в аналогичных экспериментах с МСК(Na+) (рис. 4b, кривая 3).
Существует точка зрения [12], что в цитоплазме миоцитов существует некий микродомен, натриевое пространство с нечеткими границами (Na+ “Fuzzy Space”), тесно примыкающий к саркоплазматическому ретикулуму. Регулирование концентрации Na+ в этом пространстве обеспечивается за счет Na+–Ca2+ обменника и Na+ канала сарколеммы, а также активностью Na+ помпы (Na+/K+-АТФазы). Увеличение поступления Na+ в цитоплазму миоцитов связывают с открытием Na+ канала в плазмолемме [12]. Приток ионов Na+ в это пространство вследствие ишемии может способствовать поступлению Ca2+ в цитоплазму по механизму Na+/Ca2+ обмена, что усиливает кальциевую перегрузку миоцитов [12]. Другими причинами Na+ и Ca2+ перегрузки миоцитов во время ишемии/реперфузии могут быть приток Na+ в миоплазму через Na+/H+ обменник, а также нарушение функции Na+/K+-АТФазы из-за истощения АТФ и увеличение притока Na+ через гемиканалы коннексина [12]. Как известно, результатом ишемии является увеличение концентрации Na+, H+ и Ca2+ в матриксе митохондрий с одновременным увеличением ионной проницаемости внутренней мембраны [4].
При последующей реперфузии концентрация H+ в плазмолемме снижается, а концентрация Ca2+ еще больше возрастает, и в частности за счет Ca2+/Na+ обменника, который транспортирует ионы Na+ в цитопламу с последующим их удалением из цитоплазмы кардиомиоцитов Na+/K+-АТФазой [4]. Ранее было обнаружено, что концентрация Ca2+ в матриксе митохондрий [Ca2+]м сапонин пермеабилизованных кардиомиоцитов дозозависимо уменьшалась при FCCP-индуцированном снижении ΔΨмито и достигала 50% от исходного уровня при полном обнулении потенциала в условиях полного ингибирования Ca2+ унипортера [31]. Снижение ΔΨмито при условии эксперимента [Ca2+]м < [Ca2+]с стимулировало открытие МКЗП и вход ионов Ca2+ в матрикс деэнергизованных митохондрий. Однако в присутствии CsA (игибитора МКЗП) происходило уменьшение [Ca2+]м, что связывали с удалением Ca2+ из матрикса посредством Na+/Ca2+ обмена. При этом ингибирование этого обменника в безнатриевом растворе устраняло этот эффект, и в матриксе сохранялась высокая концентрация Ca2+ [31, 32]. Поскольку наша среда не содержала Na+, то в этом случае Na+/Ca2+ обменник был не активен и концентрация Ca2+ в матриксе МСК(Na+) не могла снижаться в опытах с CsA.
Поглощение митохондриями кальция в основном катализируется расположенным во внутренней мембране кальциевым унипортером, тогда как удаление ионов Ca2+ из матрикса возбудимых тканей осуществляется в основном за счет митохондриального Ca2+/Na+ обменника [13, 31, 33]. При наличии кальция запускается катализируемый циклофилином D процесс структурной перестройки белков, ответственных за открытие МКЗП во внутренней мембране [4]. Этот процесс ингибируется селективным ингибитором этой поры циклоспорином А (CsA) уже в наномолярных концентрациях. При умеренной кальциевой нагрузке органелл МКЗП открывается в низко-проводящем состоянии и ВММ становится проницаемой для небольших неорганических катионов, и в том числе для Ca2+ [35]. В связи с этим ряд исследователей предположили, что открытие такой поры, возможно, является еще одним путем удаления кальция из энергизованных митохондрий [11, 13]. С другой стороны, открытие МКЗП при патофизиологических условиях может служить в качестве пути транспорта Ca2+ в митохондрии [11, 13, 33].
Ранее показали, что скорости дыхания энергизованных NAD-зависимыми субстратами митохондрий в состоянии 3 заметно снижались при уменьшении концентрации ионов K+ в их матриксе [36]. При этом было обнаружено [9, 36, 37] (рис. 1a, 1b, кривые 1), что в результате нагрузки ионами Na+ митохондрий печени и сердца крысы их дыхание в состоянии 3РДНФ снижалось в сравнении с дыханием контрольных органелл (без Na+ нагрузки). Одной из причин такого снижения дыхания может быть уменьшение транспорта электронов в НАДН-убихиноновом участке дыхательной цепи [38]. Индуцированное кальцием снижение дыхания митохондрий в состоянии 3РДНФ (рис. 1a и 1b, кривые 2) и в этом случае было более заметно в опытах с МСК(Na+). Возможно, такой результат может быть связан с тем, что Na+ увеличивал выход Mg2+ и адениновых нуклеотидов из матрикса нагруженных кальцием митохондрий [39 ] .
Влияние избыточной концентрации натрия на амплитуду спонтанных сокращений предсердий лягушки. В наших экспериментах увеличение внеклеточной концентрации Na+ на 30 мМ приводило к положительному инотропному эффекту (сокращения 4 и 5 на рис. 5с). Амплитуда спонтанных сокращений увеличивалась на 22 ± 2% (n = 3, p < 0.05).
Причем время нарастания напряжения и время полурелаксации одиночного сокращения практически не изменялись при увеличении внеклеточного натрия. Однако инкубация предсердий в бескальциевом растворе при повышенной концентрации натрия приводила к отрицательному инотропному эффекту. Амплитуда спонтанных сокращений снижалась на 31 ± 7% (n = 3, p < 0.01) (сокращение 4 vs. 7 на рис. 5с) и полностью не восстанавливалась при нормальной концентрации кальция. При этом в бескальциевом растворе инотропный эффект натрия полностью нивелировался (сокращение 2 vs. 6 на рис. 5). Поэтому, мы можем предположить, что инотропный эффект повышенной концентрации натрия может быть обусловлен изменением [Ca2+]i. Частота спонтанных сокращений была практически постоянной как в растворе с высокой концентрацией натрия, так и в бескальциевых растворах, что свидетельствует о том, что ионы натрия практически не влияют на пейсмекерную активность предсердий. Однако в некоторых экспериментах мы наблюдали появление аритмий при инкубации предсердий в растворе с высокой концентрацией натрия. Положительный инотропный эффект в наших экспериментах мог быть обусловлен увеличением [Na+]i, что приводит к увеличению [Сa2+]i. Однако отрицательный инотропный эффект натрия при преинкубации в бескальциевом растворе (рис. 5с) был обнаружен нами впервые и молекулярные механизмы такого снижения неизвестны. Однако нельзя исключить, что одной из причин является нарушение митохондриальных функций.
Заключение. И так, натриевая перегрузка митохондрий сердца крысы привела к увеличению чувствительности этих органелл к действию на них Ca2+, что проявилось в заметном снижении дыхания этих митохондрий в состоянии 3РДНФ, уменьшении ΔΨмито и увеличении их набухания в солевых средах в сравнении с такими же опытами с МСК(K+). Более слабое действие ингибиторов МКЗП (АДФ и CsA) на кальциевые эффекты в экспериментах с МСК(Na+) дает основание предположить, что нагрузка матрикса ионами Na+ облегчает открытие МКЗП во внутренней мембране и делает эту пору менее чувствительной к действию ингибиторов. Наряду с увеличением [Na+]i в цитоплазме это может приводить к усилению кальциевой перегрузки кардиомиоцитов, обусловливая, в свою очередь, еще большее их повреждение при ишемии и последующей реперфузии.
Список литературы
Tanonaka K., Motegi K., Arino T., Marunouchi T., Takagi N., Takeo S. (2012) Possible pathway of Na+ flux into mitochondria in ischemic heart. Biol Pharm Bull 35: 1661–1668. https://doi.org/10.1248/bpb.b12-00010
Gursahani H.I., Schaefer S. (2004) Acidification reduces mitochondrial calcium uptake in rat cardiac mitochondria. Am J Physiol Heart Circ Physiol 287: H2659–H2665. https://doi.org/10.1152/ajpheart.00344.2004
Iwai T., Tanonaka K., Inoue R., Kasahara S., Motegi K., Nagaya S., Takeo S. (2002) Sodium accumulation during ischemia induces mitochondrial damage in perfused rat hearts. Cardiovasc Res 55: 141–149. https://doi.org/10.1016/s0008-6363(02)00282-1
Saris N.E., Eriksson K.O. (1995) Mitochondrial dysfunction in ischaemia-reperfusion. Acta Anaesthesiol Scand Suppl 107: 171–176. https://doi.org/10.1111/j.1399-6576.1995.tb04353.x
Costa A.D., Quinlan C.L., Andrukhiv A., West I.C., Jabůrek M., Garlid K.D. (2006) The direct physiological effects of mitoK(ATP) opening on heart mitochondria. Am J Physiol Heart Circ Physiol 290: H406–H415. https://doi.org/10.1152/ajpheart.00794.2005
Dos Santos P., Laclau M.N., Boudina S., Garlid K.D. (2004) Alterations of the bioenergetics systems of the cell in acute and chronic myocardial ischemia. Mol Cell Biochem 256–257: 157–166. https://doi.org/10.1023/b:mcbi.0000009866.75225.e2
Tani M., Neely J.R. (1989) Role of intracellular Na+ in Ca2+ overload and depressed recovery of ventricular function of reperfused ischemic rat hearts Possible involvement of H+–Na+ and Na+–Ca2+ exchange. Circ Res 65: 1045–1056. https://doi.org/10.1161/01.res.65.4.1045
Iwai T., Tanonaka K., Inoue R., Kasahara S., Kamo N., Takeo S. (2002) Mitochondrial damage during ischemia determines post-ischemic contractile dysfunction in perfused rat heart. J Mol Cell Cardiol 34: 725–738. https://doi.org/10.1006/jmcc.2002.2002
Korotkov S.M., Nesterov V.P., Demina I.N. (2009) Effect of sodium load of the matrix on properties of isolated rat heart mitochondria. Dokl Biochem Biophys 424: 56–60. https://doi.org/10.1134/s1607672909010165
Halestrap A.P., Richardson A.P. (2015) The mitochondrial permeability transition: a current perspective on its identity and role in ischaemia/reperfusion injury. J Mol Cell Cardiol 78: 129–141. https://doi.org/10.1016/j.yjmcc.2014.08.018
Bernardi P. (1999) Mitochondrial transport of cations: channels, exchangers, and permeability transition. Physiol Rev 79: 1127–1155. https://doi.org/10.1152/physrev.1999.79.4.1127
Barry W.H. (2006) Na “Fuzzy space”: does it exist, and is it important in ischemic injury? J Cardiovasc Electrophysiol 17: S43–S46. https://doi.org/10.1111/j.1540-8167.2005.00396.x
Wei A.C., Liu T., Cortassa S., Winslow R.L., O’Rourke B. (2011) Mitochondrial Ca2+ influx and efflux rates in guinea pig cardiac mitochondria: low and high affinity effects of cyclosporine. A Biochim Biophys Acta 1813: 1373–1381. https://doi.org/10.1016/j.bbamcr.2011.02.012
Perry C.N., Huang C., Liu W., Magee N., Carreira R.S., Gottlieb R.A. (2011) Xenotransplantation of mitochondrial electron transfer enzyme, Ndi1, in myocardial reperfusion injury. PLoS One 6: 1–11. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0016288
Pieske B., Houser S.R. (2003) Na+i handling in the failing human heart. Cardiovasc Res 57: 874–886. https://doi.org/10.1016/s0008-6363(02)00841-6
Bers D.M., Despa S. (2006) Cardiac myocytes Ca2+ and Na+ regulation in normal and failing hearts. J Pharmacol Sci 100: 315–322. https://doi.org/10.1254/jphs.cpj06001x
Flesch M., Erdmann E. (2002) Na channel activators as positive inotropic agents for the treatment of chronic heart failure. Cardiovasc Drugs Ther 15: 379–386. https://doi.org/10.1023/a:1013329203750
Coppini R., Ferrantini C., Mugelli A., Poggesi C., Cerbai E. (2018) Altered Ca2+ and Na+ Homeostasis in Human Hypertrophic Cardiomyopathy: Implications for Arrhythmogenesis. Front Physiol 16: 1391. https://doi.org/10.3389/fphys.2018.01391
Goldhaber J.I., Philipson K.D. (2013) Cardiac Sodium-Calcium Exchange and Efficient Excitation-Contraction Coupling: Implications for Heart Disease. Adv Exp Med Biol 961: 355–364. https://doi.org/10.1007/978-1-4614-4756-6_30
Коротков С.М., Соболь К.В., Шемарова И.В., Фураев В.В., Новожилов А.В., Нестеров В.П. (2018) Действие Nd3+ на кальций-зависимые процессы в изолированных митохондриях сердца крысы и сердечной мышце лягушки. Биол мембраны 35: 200–207. [Korotkov S.M., Sobol K.V., Shemarova I.V., Furaev V.V., Novozhilov A.V., Nesterov V.P. (2019) Effects of Nd3+ on calcium-dependent processes in isolated rat heart mitochondria and frog heart muscle Biochemistry (Moscow), Supplement Series A: Membrane and Cell Biology 13: 161–167.] https://doi.org/10.7868/S0233475518030040
Панов А.В. (2015) Практическая митохондриология Новосибирск. [Panov A.V. (2015) Practical mitochondriology Novosibirsk (In Russ)]. https://doi.org/10.13140/2.1.1599.3127
Cоболь К.В., Коpотков C.М., Неcтеpов В.П. (2014) Инотропное действие нового пробиотического продукта на сокращение миокарда Сравнение с эффектами диазоксида. Биофизика 59: 959–966. [Sobol C.V., Korotkov S.M., Nesterov V.P. (2014) Inotropic effect of a new probiotic product on myocardial contractility Comparison with diazoxide. Biophysics 59: 780–785.] https://doi.org/10.1134/S000635091405025X
Korotkov S.M., Emel’yanova L.V., Brailovskaya I.V., Nesterov V.P. (2012) Effects of pinacidil and calcium on isolated rat heart mitochondria. Dokl Biochem Biophys 443: 113–117. https://doi.org/10.1134/S1607672912020147
Biasutto L., Azzolini M., Szabò I., Zoratti M. (2016) The mitochondrial permeability transition pore in AD 2016: An update Biochim. Biophys Acta 1863: 2515–2530. https://doi.org/10.1016/j.bbamcr.2016.02.012
Mitchell P., Moyle J. (1969) Translocation of some anions cations and acids in rat liver mitochondria. Eur J Biochem 9: 149–155. https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1969.tb00588.x
Garlid K.D., Paucek P. (2003) Mitochondrial potassium transport: the K+ cycle. Biochim Biophys Acta 1606: 23–41. https://doi.org/10.1016/s0005-2728(03)00108-7
Brierley G.P. (1976) The uptake and extrusion of monovalent cations by isolated heart mitochondria. Mol Cell Biochem 10 (1): 41–63. https://doi.org/10.1007/BF01731680
Waldmeier P.C., Feldtrauer J.J., Qian T., Lemasters J. (2002) Inhibition of the mitochondrial permeability transition by the nonimmunosuppressive cyclosporin derivative NIM811. Mol Pharmacol 62: 22–29. https://doi.org/10.1124/mol.62.1.22
Korotkov S., Konovalova S., Emelyanova L., Brailovskaya I. (2014) Y3+, La3+, and some bivalent metals inhibited the opening of the Tl+-induced permeability transition pore in Ca2+-loaded rat liver mitochondria. J Inorg Biochem 141: 1–9. https://doi.org/10.1016/j.jinorgbio.2014.08.004
Korotkov S.M., Nesterov V.P., Brailovskaya I.V., Furaev V.V., Novozhilov A.V. (2013) Tl+ induces both cationic and transition pore permeability in the inner membrane of rat heart mitochondria. J Bioenerg Biomembr 45: 531–539. https://doi.org/10.1007/s10863-013-9526-8
Saotome M., Katoh H., Satoh H., Nagasaka S., Yoshihara S., Terada H., Hayashi H. (2005) Mitochondrial membrane potential modulates regulation of mitochondrial Ca2+ in rat ventricular myocytes. Am J Physiol Heart Circ Physiol 288: H1820–1828. https://doi.org/10.1152/ajpheart.00589.2004
Vajda S., Mándi M., Konràd C., Kiss G., Ambrus A., Adam-Vizi V., Chinopoulos C. (2009) A re-evaluation of the role of matrix acidification in uncoupler-induced Ca2+ release from mitochondria. FEBS J 276: 2713–2724. https://doi.org/10.1111/j.1742-4658.2009.06995.x
Gunter T.E., Buntinas L., Sparagna G., Eliseev R., Gunter K. (2000.) Mitochondrial calcium transport: mechanisms and functions. Cell Calcium 28: 285–296. https://doi.org/10.1054/ceca.2000.0168
Ichas F., Mazat J.P. (1998) From calcium signaling to cell death: two conformations for the mitochondrial permeability transition pore Switching from low- to high-conductance state. Biochim Biophys Acta 1366: 33–50. https://doi.org/10.1016/s0005-2728(98)00119-4
Gómez-Puyou A., Sandoval F., Chávez E., Tuena M. (1970) On the role of K+ on oxidative phosphorylation. J Biol Chem 245: 5239–5247.
Глазунов В.В., Коротков С.М. (1997) Дыхание и набухание изолированных митохондрий печени крысы модифицированных замещением калия в их матриксе на натрий. ДАН 356: 551–554. [Glazunov V.V., Korotkov S.M. (1997) Respiration and swelling of isolated rat liver mitochondria, modified by replacing potassium for sodium in their matrix. Dokl Akad Nauk 356: 551–554. (In Russ)].
Gómez-Puyou A., Tuena de Gómez-Puyou M. (1977) Monovalent cations in mitochondrial oxidative phosphorylation. J Bioenerg Biomembr 9: 91–102. https://doi.org/0.1007/BF00745045
Harris E.J., Cooper M.B. (1981) Calcium and magnesium ion losses in response to stimulants of efflux applied to heart, liver and kidney mitochondria. Biochem Biophys Res Commun 103: 788–796. https://doi.org/10.1016/0006-291x(81)90518-0
Дополнительные материалы отсутствуют.
Инструменты
Журнал эволюционной биохимии и физиологии