1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Генетика
  4. T. 55, № 9, 2019

Генетика, 2019, T. 55, № 9, стр. 1011-1020

Участие микроРНК в регуляции радиорезистентности клеток HeLa и DU145

Д. А. Чеботарев 1, *, М. А. Махоткин 1, А. В. Набока 1, М. Г. Тютякина 1, Е. Н. Черкасова 1, В. А. Тарасов 1

1 Южный научный центр Российской академии наук
344006 Ростов-на-Дону, Россия

* E-mail: last-che@yandex.ru

Поступила в редакцию 07.12.2018
После доработки 04.03.2019
Принята к публикации 02.04.2019

Полный текст (PDF)

Аннотация

Используя метод масштабного параллельного секвенирования получен спектр дифференциальной экспрессии микроРНК после радиационного воздействия в дозе 4 Гр в клетках исходных и радиорезистентных вариантов линий HeLa и DU145. Сравнительный анализ позволил идентифицировать группу микроРНК, аберрантная экспрессия которых отражает сохраняющиеся в ряду клеточных поколений изменения метаболизма клеток радиорезистентных вариантов по сравнению с исходными. Полученные результаты дают основания полагать, что роль микроРНК связана с обеспечением функционального взаимодействия между ДНК-метилтрансферазами, транскрипционным регулятором Myc, а также фосфатазой PTEN в регуляции активности сигнальных путей PI3K/AKT и MAPK/ERK. Это может лежать в основе различий в реализации радиорезистентности в клетках HeLa и DU145.

Ключевые слова: микроРНК, масштабное параллельное секвенирование, радиорезистентность, апоптоз, клеточный цикл, рак, DU145, HeLa.

После открытия процесса репарации ДНК в начале на Escherichia coli, а затем и на клетках млекопитающих стало ясно, что мутагенный и летальный эффект определяется не только числом и типом возникающих при действии мутагена первичных повреждений ДНК, но и вероятностью их реализации в необратимую форму мутации либо летали. Позднее были обнаружены и другие процессы, влияющие на “судьбу” первичных повреждений ДНК. К их числу в первую очередь относят апоптоз и процессы, протекающие в контрольных точках клеточного цикла на границах между предсинтетической и синтетической фазами и постсинтетической фазой и митозом, а также в пределах синтетической фазы [1]. При действии ионизирующей радиации основным типом первичных повреждений ДНК, лежащих в основе клеточной гибели, являются двунитевые разрывы [2]. Возникновение в геноме отдельных повреждений ДНК, наряду с формированием мутационных изменений, индуцирует клеточный ответ, в контроле которого участвуют сотни генов. При этом центральную роль в этом процессе играют две фосфопротеинкиназы – ATM и DNA-PK, которые являются трансдукторами сигнала от сенсоров повреждения к генам-эффекторам, непосредственно участвующим в процессах, связанных со стабильностью генома – репарации ДНК, задержке клеточного цикла и апоптозе.

В течение последних 10 лет было показано, что в ответ клетки на радиационное воздействие вовлечены гены микроРНК и гены, участвующие в их дифференциальном созревании [3]. МикроРНК представляют собой небольшие однонитевые РНК размером 19–22 нуклеотида, которые, “загружаясь” в белок AGO2, формируют ядро комплекса RISC (RNA-induced silencing complex) – РНК-индуцируемый комплекс выключения гена. Функция микроРНК в этом комплексе заключается в распознавании целевых молекул иРНК для их последующей деградации либо подавления их трансляции. В настоящее время показано, что индукция двунитевых разрывов ДНК приводит к изменению экспрессии целого ряда микроРНК, в том числе и тех, чьи гены-мишени включены в контроль репарации ДНК, апоптоза и прохождения клеточного цикла [4]. На разных моделях в системах как in vitro, так и in vivo в настоящее время идентифицированы десятки микроРНК, участвующие в контроле радиорезистентности. К их числу относят miR-125b-5p [5], miR-17-3p [6], miR-20a-5p [7], miR-29a-3p [8], miR-101-3p [9]. Однако набор микроРНК, характеризующих радиорезистентность, меняется при переходе от одного типа клеток к другому. В этой связи целью данной работы являлась идентификация и анализ механизма действия микроРНК, регулирующих радиорезистентность клеток рака простаты на модели андроген-независимой линии DU145 и клеток рака шейки матки на модели линии HeLa.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Культура клеток. В работе использовали клеточные линии HeLa и DU145, предоставленные лабораторией цитоскелета НИИ ФХБ МГУ им. М.В. Ломоносова, а также полученные нами ранее их радиорезистентные варианты HeLa-RR и DU145-RR [10]. Клетки культивировали в среде Игла МЕМ (ООО БиолоТ, Россия) с добавлением 10% эмбриональной бычьей сыворотки (HyClone, США) и 50 мкг/мл гентамицина при 37°С в 5%-ной атмосфере CO2.

Клоногенный тест. Клетки, находящиеся в экспоненциальной фазе роста, засевали в 6-луночные планшеты. Плотность засева определяли по результатам предварительных опытов по облучению клеток и ожидаемому количеству колоний, приблизительно равным 50. Облучение проводили через 6 ч после засева в дозе 0, 2, 4 и 6 Гр на планшет. Для формирования колоний планшеты инкубировали 10 дней при температуре 37°С в 5%-ной атмосфере СО2. Через 10 дней колонии фиксировали 70%-ным этанолом и окрашивали 1%-ным раствором метиленового синего. Учитывали колонии, образованные не менее чем 50 клетками.

Выделение РНК. Для выделения РНК из клеточных линий использовали 2 × 106 клеток. Тотальную РНК выделяли с использованием реагентов miRNeasy Mini Kit (Qiagen, США) по протоколу производителя. Для выделения фракции малых РНК использовали miRNeasy Mini Kit (Qiagen, США), RNeasy Min Elute Cleanup Kit (Qiagen, США). Количественное определение тотальной РНК проводили на приборе Qubit 3.0 Fluorometer (Life Science Technologies, США). Для качественного анализа тотальной РНК проводили электрофорез в денатурирующем 1%-ном агарозном геле с формальдегидом.

Масштабное параллельное секвенирование. Экспрессию микроРНК оценивали при помощи масштабного параллельного секвенирования на платформе HiSeq (Illumina Inc., США). Создание библиотеки кДНК и проведение масштабного параллельного секвенирования осуществляли в соответствии с методикой, описанной нами ранее [11].

Биоинформатика и статистический анализ. Идентификацию микроРНК в секвенированных последовательностях кДНК выполняли путем сравнения их с каноническими последовательностями зрелых микроРНК (miRBase, v. 21) с помощью программы Bowtie, v. 1.2.0 [12]. При этом соответствующими принимали риды, равные микроРНК по длине последовательности кДНК, с возможной заменой одного нуклеотида. Анализ различий профилей экспрессии микроРНК проводили с использованием модификации точного метода Фишера, реализованного в статистическом пакете edgeR [13]. Для нормализации уровня экспрессии сравниваемых вариантов использовали реализованный там же метод ТММ, показатель изменчивости BCV принимали равным 0.1. В анализ были включены микроРНК, представленные хотя бы в одной из сравниваемых секвенированных библиотек кДНК 25 и более ридами. Статистически значимыми принимали изменения экспрессии при уровне FDR ≤ 0.05.

Стандартное отклонение в каждой их трех повторностей при проведении клоногенного теста рассчитывали в нормальном приближении как Sp = $\sqrt {\frac{{p(1 - p)}}{N}} ,$ где $p = \frac{n}{N},$ n – число колоний, а N – число засеянных клеток. При отсутствии значимых различий в повторностях результаты, полученные в каждой из них, объединяли в общую выборку. При оценке значимости различий результатов клоногенного теста использовали t‑критерий Стьюдента.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Радиорезистентные варианты HeLa и DU145

Для получения радиорезистентных вариантов клеточных линий использовали метод дробного многократного облучения. При этом накопленная доза составила 44 Гр, которые подавались фракциями по 4 Гр каждая с интервалом времени между последовательными облучениями, равным одной неделе. Радиорезистентность исходных и полученных в результате многократного облучения клеточных линий оценивали с помощью клоногенного теста, позволяющего учитывать способность отдельных клеток к формированию колоний.

В табл. 1 представлены результаты изменения относительной способности формировать клоны после радиационного воздействия для клеток HeLa, HeLa-RR, DU145 и DU145-RR. Оказалось, что в клетках HeLa радиорезистентность по способности формировать колонии в полученных радиорезистентных вариантах превосходит таковую в исходных при всех дозах облучения. Однако в случае клеток линии DU145 значимое различие радиорезистентности по этому критерию наблюдалось лишь при дозе 6 Гр.

Таблица 1.  

Индуцированное радиацией изменение клоногенности клеток

Вариант линии Доза, Гр N n ν α Sα t p
HeLa
Исходная 2 180 66 36.7 0.53 0.06 2.95 <0.01
Резистентная 210 101 48.1 0.82 0.08
Исходная 4 350 44 12.6 0.18 0.03 4.76 <0.01
Резистентная 375 97 25.9 0.44 0.05
Исходная 6 750 24 3.2 0.05 0.01 3.43 <0.01
Резистентная 750 53 7.1 0.12 0.02
Исходная Контроль 150 103 68.7 1.00 –  
Резистентная 180 105 58.3 1.00 –
DU145
Исходная 2 450 76 16.9 0.60 0.08 1.31 >0.05
Резистентная 600 136 22.7 0.75 0.08
Исходная 4 900 83 9.2 0.33 0.05 1.12 >0.05
Резистентная 1200 146 12.2 0.40 0.04
Исходная 6 1800 67 3.7 0.13 0.02 3.06 <0.01
Резистентная 3000 202 6.7 0.22 0.02
Исходная Контроль 300 84 28.0 1.00 –  
Резистентная 450 136 30.2 1.00 –

Примечание. N – число засеянных клеток; n – число сформированных колоний; ν – частота формирования колоний в пересчете на 100 клеток; α – изменение частоты формирования колоний под действием радиации; Sα – стандартное отклонение изменения частоты формирования колоний под воздействием радиации; t – значение критерия Стьюдента.

Масштабное параллельное секвенирование

Для анализа дифференциальной экспрессии микроРНК в исходном и радиорезистентном вариантах клеток HeLa и DU145 использовали платформу Illumina Hiseq 2000 (Illumina Inc., США). В табл. 2 представлены числа секвенированных нуклеотидных последовательностей кДНК-копий (ридов) малых РНК, включая число идентифицированных среди них копий микроРНК. При идентификации молекул микроРНК использовали базу данных miRBase v. 21. При этом к числу микроРНК относили последовательности, имеющие каноническую длину и не более одной замены нуклеотида. В дальнейший анализ экспрессии микроРНК в клетках исходного и радиорезистентного варианта каждой линии были включены микроРНК, количество ридов которых хотя бы в одном из сравниваемых вариантов библиотек было больше или равно 25 (Приложение, табл. 1, 2).

Таблица 2.  

Полное число секвенированных последовательностей малых РНК, включая микроРНК

Линия Вариант библиотеки Полное число ридов малых РНК Число ридов микроРНК Число идентифицированных микроРНК
DU145 Контроль 6 509 850 1 705 031 533
1-е сутки 8 484 595 1 775 606 551
8-е сутки 6 812 880 1 005 001 498
DU145-RR Контроль 7 199 946 1 359 095 519
1-е сутки 4 226 138 822 838 474
8-е сутки 5 701 651 1 004 343 420
HeLa Контроль 13 359 645 844 260 473
1-е сутки 12 089 590 896 864 491
8-е сутки 5 510 198 1 227 758 505
HeLa-RR Контроль 10 112 680 637 876 466
1-е сутки 9 566 078 441 146 438
8-е сутки 5 360 570 781  912 459

Спектр аберрантно экспрессирующихся микроРНК в клетках HeLa-RR и DU145-RR после гамма-облучения

Дифференциальную экспрессию микроРНК измеряли в культивируемых клетках исходных и полученных радиорезистентных вариантов HeLa и DU145 на первые и восьмые сутки после однократного гамма-облучения в дозе 4 Гр. Были отобраны микроРНК, показавшие статистически значимые однонаправленные изменения экспрессии на первые и восьмые сутки после радиационного воздействия в клетках радиорезистентного варианта используемых в работе линий (Приложение, табл. 3, 4). В результате было отобрано 34 и 28 микроРНК соответственно в клетках HeLa-RR и DU145-RR (рис. 1, 2).

Таблица 3.  

Гены-мишени микроРНК, участвующих в контроле радиорезистентности клеток DU145-RR

МикроРНК Изменение экспрессии микроРНК Гены-мишени
апоптоз репарация ДНК клеточный цикл
miR-101-3p ↑ MCL1   CCND1
miR-148a-3p ↑ BCL2, BCL2L11, BAX   CDKN1B, CDC25B
miR-92a-3p ↑ BCL2L11    
miR-125b-5p ↓ MCL1, BCL2, BAK1, BCL2L2, BBC3   CDKN2A, CDKN2D

Примечание. Источником информации о генах-мишенях отобранных нами микроРНК служили результаты, представленные в базе данных miRTarbase 7.0 [40]. При этом учитывали только результаты, полученные с использованием “строгих” методов, подтверждающих взаимодействие микроРНК-мишень. При анализе участия генов-мишеней микроРНК в сигнальных путях использовали базу данных KEGG pathway [41].

Таблица 4.  

Гены-мишени микроРНК, участвующих в контроле радиорезистентности клеток HeLa-RR

микроРНК Изменение экспрессии микроРНК Гены-мишени
апоптоз репарация ДНК клеточный цикл
miR-30a-3p ↑     CDK6
miR-340-5p ↑     CDK6, CCND1, CCND2
miR-130b-3p ↓     CCNA2
miR-125a-5p ↓ MCL1, BCL2, BAK1, BCL2L12   CDKN1A
miR-125b-5p ↓ MCL1, BCL2, BAK1, BCL2L2, BBC3   CDKN2A, CDKN2D
miR-128-3p ↓ BAX   WEE1
miR-193b-3p ↓ MCL1 RAD51 CCND1
miR-20a-5p ↓ MCL1, BCL2, BCL2L11   CDKN1A, CCND1, CCND2, WEE1
miR-27b-3p ↓     CCNA2, WEE1
miR-28-5p ↓     CDKN1A
miR-29a-3p ↓ MCL1, BCL2   CDK2, CDK4, CDK6, CCND1, CCND2

Примечание. Пояснения те же, что и в табл. 3.

Рис. 1.

Индуцированное радиацией изменение экспрессии микроРНК в клетках радиорезистентного варианта линии HeLa. а – увеличение экспрессии; б – снижение экспрессии; – микроРНК, показавшие однонаправленные значимые изменения экспрессии в клетках сравниваемых вариантов; – микроРНК, показавшие однонаправленные значимые изменения экспрессии в клетках исходного варианта либо на первые сутки, либо на восьмые сутки после радиационного воздействия; – микроРНК, показавшие отсутствие либо значимые противоположно направленные изменения экспрессии в исходном варианте клеточных линий.

Рис. 2.

Индуцированное радиацией изменение экспрессии микроРНК в клетках радиорезистентного варианта линии DU145. а – увеличение экспрессии; б – снижение экспрессии. – микроРНК, показавшие однонаправленные значимые изменения экспрессии в клетках сравниваемых вариантов; – микроРНК, показавшие однонаправленные значимые изменения экспрессии в клетках исходного варианта либо на первые сутки, либо на восьмые сутки после радиационного воздействия. – микроРНК, показавшие отсутствие либо значимые противоположно направленные изменения экспрессии в исходном варианте клеточных линий.

Сравнение экспрессии этих микроРНК с таковой в исходных вариантах линий позволило выделить три группы. Это, во-первых, группа микроРНК, показавших индуцированные радиацией однонаправленные изменения экспрессии в клетках сравниваемых вариантов. МикроРНК, относящиеся к этой группе, участвуют в ответе клеток на радиационное воздействие как в клетках исходного, так и радиорезистентного вариантов линий, однако не связаны с изменением радиорезистентности. Ко второй группе отнесены микроРНК, направление изменения экспрессии которых в клетках исходных и радиорезистентных вариантов совпадает лишь на один срок фиксации – на первые либо на восьмые сутки после радиационного воздействия. В данном случае связь микроРНК с изменением радиорезистентности, на наш взгляд, недостаточно доказана. И, наконец, к третьей группе отнесены микроРНК, показавшие отсутствие либо противоположное направление индуцированной радиацией аберрантной экспрессии в клетках исходного варианта по сравнению с таковой в радиорезистентном варианте этих линий. Изменение экспрессии этих микроРНК отражает сохраняющиеся в клеточных поколениях изменения метаболизма в клетках радиорезистентных вариантов по сравнению с исходными. Именно эти микроРНК являются предметом нашего дальнейшего анализа.

ОБСУЖДЕНИЕ

Известно, что существенную роль в контроле радиорезистентности играют сигнальные пути PI3K/AKT и MAPK/ERK (Ras/Raf/Mek/Erk) [14]. При этом PTEN выступает в качестве переключателя между этими сигнальными путями [15]. Для трех из восьми в случае клеток DU145 и четырех из восемнадцати для HeLa этот ген является мишенью отобранных нами микроРНК. PTEN является геном-супрессором опухоли, продукт которого обладает специфической фосфатазной активностью как в отношении белков, так и липидов [16]. Отщепляя фосфатную группу в положении 3D инозитольного кольца фосфатидилинозитол-3-фосфатов, PTEN блокирует передачу сигнала в PI3K/AKT-пути [17]. В ряде работ изучалось влияние PTEN на радиочувствительность. Полученные в этих исследованиях результаты оказались противоречивыми. В одних случаях было показано, что ослабление функции PTEN приводит к увеличению радиорезистентности [18, 19], тогда как в других – увеличению чувствительности к действию ионизирующего излучения [20, 21]. В настоящее время установлено, что наряду с регуляцией PI3K/AKT-сигнального пути PTEN участвует в регуляции контрольных точек клеточного цикла в фазах G1 [22], S [23], G2 [24], M [25], репарации двунитевых разрывов ДНК [26], мутационных аддуктов [27] и поперечных сшивок ДНК [28], а также клеточного ответа на повреждение ДНК. Ключевую роль в ответе клеток на индукцию повреждений ДНК играет транскрипционный фактор р53. Показано, что PTEN активирует экспрессию р53, защищая от MDM2-опосредованной деградации [29] и модифицируя его ДНК-связывающий сайт [30].

Для miR-125b-5p, которая снижает свою экспрессию в клетках как HeLa-RR, так и DU145-RR, мишенью является ген p53 [31]. В результате это может приводить к микроРНК-зависимой посттранскрипционной активации экспрессии p53 в клетках радиорезистентных вариантов обеих линий. Однако влияние PTEN на регуляцию транскрипционной активности p53 может различаться у HeLa-RR и DU145-RR (рис. 3). Это связано со снижением экспрессии в клетках HeLa-RR четырех микроРНК – miR-130b-3p [32], miR-17-3p [33], miR-20a-5p [34] и miR-29a-3p [35], мишенями которых является ген PTEN, что приводит к его активации и, соответственно, к подавлению PI3K/AKT-сигнального пути. В клетках DU145-RR miR-21-3p [36] и miR-92a-3p [37], геном-мишенью которых является PTEN, увеличивают свою экспрессию и, как следствие, блокируют его активность. В результате происходит активация PI3K/AKT-сигнального пути и подавление MAPK/ERK-каскада за счет ингибирующего фосфорилирования Raf-1.

Рис. 3.

МикроРНК-зависимая регуляция функции PTEN в радиорезистентном варианте клеток HeLa и DU145. “$ \searrow $” – усиление экспрессии гена или активация сигнального пути; “$ \bot $” – подавление экспрессии гена или ингибирование сигнального пути.

В настоящее время известно, что оба этих пути могут участвовать в контроле радиационной чувствительности клеток. Так, в работе Chang и соавт. [38] показано, что ингибирование PI3K/AKT-пути снижает резистентность клеток перевиваемых линий рака простаты к действию ионизирующего излучения. С другой стороны, на модели клеток перевиваемых линий эмбриональной рабдомиосаркомы продемонстрировано, что изменение активности MAPK/ERK-пути также может влиять на радиочувствительность клеток [39]. Это связано с тем, что оба пути участвуют в регуляции основных процессов, ответственных за чувствительность клеток к воздействию радиации – апоптоза, прохождения клеточного цикла и репарации ДНК. Из представленных в табл. 3 и 4 данных видно, что мишенями микроРНК, отобранных в клетках обоих радиорезистентных вариантов, являются гены, прямо или косвенно включенные в контроль этих процессов. Так, в клетках HeLa-RR четыре микроРНК участвуют в контроле апоптоза, 11 – в контроле клеточного цикла и одна – в репарации ДНК. Для клеток DU145-RR показано участие четырех и трех микроРНК соответственно в контроле апоптоза и клеточного цикла. МикроРНК, связанных с процессами репарации ДНК в клетках DU145-RR, не идентифицировано. Эти данные указывают на то, что участие микроРНК в формировании радиорезистентности в данном случае может быть связано в основном с модуляцией процессов апоптоза и прохождения клеточного цикла, но не репарации ДНК.

В основе дифференциальной чувствительности клеток к действию ионизирующего излучения могут лежать либо традиционные мутации, либо эпигенетические изменения генома, модулирующие функцию генов, прямо или косвенно влияющих на их радиорезистентность. В настоящее время показано, что ионизирующее излучение вызывает сайт-специфическое гипер- и гипометилирование [42], играющее ключевую роль в индуцированной радиацией аберрантной экспрессии микроРНК, сохраняющейся в ряду клеточных поколений [10]. В клетках HeLa-RR экспрессия miR-20a-5p и miR-29a-3p, мишенью которых являются ДНК-метилтрансферазы DNMT1, DNMT3A и DNMT3B [43, 44], уменьшается. Тогда как в клетках DU145-RR увеличена экспрессия miR‑101-3p [45], miR-148a-3p [46, 47] и miR-92a-3p [43], репрессирующих функцию этих метилтрансфераз.

Экспрессия микроРНК зависит от транскрипционной активности их генов и посттранскрипционного дифференциального созревания. На сегодняшний день хорошо известно, что наряду с p53 ключевую роль в регуляции экспрессии микроРНК играет транскрипционный регулятор Myc. Оба этих белка участвуют в контроле регуляции экспрессии микроРНК как на транскрипционном, так и на посттранскрипционном уровнях [48, 49]. Под транскрипционным контролем гена MYC находится целый ряд генов микроРНК, в частности MIR17HG [50]. Он кодирует кластер микроРНК-17-92, включающий в себя шесть микроРНК [51], в том числе miR-17, miR-20a и miR-92a. К числу Myc-зависимых микроРНК относится также miR-23а [52]. Однако если при действии этого транскрипционного фактора кластер miR-17-92 активируется, то miR-23а супрессируется. Сравнение экспрессии отобранных нами Myc-зависимых микроРНК в клетках радиорезистентных вариантов показывает, что в отличие от клеток DU145-RR активность этого транскрипционного регулятора подавлена в клетках HeLa-RR. Данные различия могут быть связаны с дифференциальным метилированием промотора гена MYC. Показано, что промотор гена MYC обогащен ЦГ-островками [53], а его транскрипционная активность зависит от уровня метилирования ДНК и, в частности, от функции ДНК-метилтрансфераз [54]. МикроРНК-зависимая активация ДНК-метилтрансфераз в клетках HeLa-RR может приводить к подавлению транскрипционной активности MYC и, как следствие, к изменению экспрессии микроРНК, находящихся под его контролем, в частности, снижению экспрессии miR-17-3p и miR-20a-5p. С другой стороны, в клетках DU145-RR увеличение экспрессии miR-101-3p и miR-148a-3p может приводить к подавлению активности ДНК-метилтрансфераз и, соответственно, к активации транскрипции гена MYC, что в свою очередь увеличивает экспрессию miR-92a-3p, участвующей в регуляции PTEN (рис. 4).

Рис. 4.

Участие микроРНК в регуляции активности сигнальных путей PI3K/AKT и MAPK/ERK при формировании радиорезистентности в клетках HeLa и DU145. “$ \searrow $” – усиление экспрессии гена или активация сигнального пути; “$ \bot $” – подавление экспрессии гена или ингибирование сигнального пути.

Полученные результаты дают основания полагать, что роль микроРНК связана с обеспечением функционального взаимодействия между ДНК-метилтрансферазами, транскрипционным регулятором Myc, а также фосфатазой PTEN в регуляции активности сигнальных путей PI3K/AKT и MAPK/ERK. Это взаимодействие может лежать в основе различий в реализации радиорезистентности в клетках HeLa и DU145.

Работа выполнена в рамках Государственного задания ЮНЦ РАН, номер государственной регистрации 01201363192.

Настоящая статья не содержит каких-либо исследований с использованием в качестве объекта животных.

Настоящая статья не содержит каких-либо исследований с участием в качестве объекта людей.

Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

Список литературы

  1. Shaltiel I.A., Krenning L., Bruinsma W., Medema R.H. The same, only different – DNA damage checkpoints and their reversal throughout the cell cycle // J. Cell Sci. 2015. V. 128. № 4. P. 607–620. https://doi.org/10.1242/jcs.163766

  2. Chatterjee N., Walker G.C. Mechanisms of DNA damage, repair, and mutagenesis // Environ. Mol. Mutagen. 2017. V. 58. № 5. P. 235–263. https://doi.org/10.1002/em.22087

  3. Korpela E., Vesprini D., Liu S.K. MicroRNA in radiotherapy: miRage or miRador? // Br. J. Cancer. 2015. V. 112. № 5. P. 777–782. https://doi.org/10.1038/bjc.2015.6

  4. Yang Y.G., Qi Y. RNA-directed repair of DNA double-strand breaks // DNA Repair (Amst). 2015. V. 32. P. 82–85. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2015.04.017

  5. Metheetrairut C., Adams B.D., Nallur S. et al. cel-mir-237 and its homologue, hsa-miR-125b, modulate the cellular response to ionizing radiation // Oncogene. 2017. V. 36. № 4. P. 512–524. https://doi.org/10.1038/onc.2016.222

  6. Xu Z., Zhang Y., Ding J. et al. miR-17-3p downregulates mitochondrial antioxidant enzymes and enhances the radiosensitivity of prostate cancer cells // Mol. Ther. Nucl. Acids. 2018. V. 13. P. 64–77. https://doi.org/10.1016/j.omtn.2018.08.009

  7. Huang D., Bian G., Pan Y. et al. MiR-20a-5p promotes radio-resistance by targeting Rab27B in nasopharyngeal cancer cells // Cancer Cell Int. 2017. V. 17. P. 32. https://doi.org/10.1186/s12935-017-0389-7

  8. Wang J., Xu J., Fu J. et al. MiR-29a regulates radiosensitivity in human intestinal cells by targeting PTEN gene // Radiat. Res. 2016. V. 186. № 3. P. 292–301. https://doi.org/10.1667/RR14428.1

  9. Sun Q., Liu T., Zhang T. et al. MiR-101 sensitizes human nasopharyngeal carcinoma cells to radiation by targeting stathmin 1 // Mol. Med. Rep. 2015. V. 11. № 5. P. 3330–3336. https://doi.org/10.3892/mmr.2015.3221

  10. Чеботарев Д.А., Махоткин М.А., Набока А.В. и др. Получение радиорезистентных вариантов клеток линий HeLa и DU145 // Наука Юга России. 2017. Т. 13. № 4. С. 101–106. https://doi.org/10.23885/2500-0640-2017-3-4-101-106

  11. Тарасов В.А., Матишов Д.Г., Шин Е.Ф. и др. Аберрантная экспрессия микроРНК при развитии злокачественных опухолей толстой кишки // Генетика. 2014. Т. 50. № 10. С. 1232–1244. https://doi.org/10.7868/S0016675814080104

  12. Langmead B., Trapnell C., Pop M., Salzberg S.L. Ultrafast and memory-efficient alignment of short DNA sequences to the human genome // Genome Biol. 2009. V. 10. № 3. P. R25. https://doi.org/10.1186/gb-2009-10-3-r25

  13. Robinson M.D., McCarthy D.J., Smyth G.K. edgeR: a Bioconductor package for differential expression analysis of digital gene expression data // Bioinformatics. 2010. V. 26. № 1. P. 139–140. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btp616

  14. Zhao L., Lu X., Cao Y. MicroRNA and signal transduction pathways in tumor radiation response // Cell Signal. 2013. V. 25. № 7. P. 1625–1634. https://doi.org/10.1016/j.cellsig.2013.04.004

  15. Zhou J., Du T., Li B. et al. Crosstalk between MAPK/ERK and PI3K/AKT signal pathways during brain ischemia/reperfusion // ASN Neuro. 2015. V. 7. № 5. P. 1759091415602463. https://doi.org/10.1177/1759091415602463

  16. Kim D.H., Suh J., Surh Y.J., Na H.K. Regulation of the tumor suppressor PTEN by natural anticancer compounds // Ann. N.Y. Acad. Sci. 2017. V. 1401. № 1. P. 136–149. https://doi.org/10.1111/nyas.13422

  17. Araki K., Miyoshi Y. Mechanism of resistance to endocrine therapy in breast cancer: the important role of PI3K/Akt/mTOR in estrogen receptor-positive, HER2-negative breast cancer // Breast Cancer. 2018. V. 25. № 4. P. 392–401. https://doi.org/10.1007/s12282-017-0812-x

  18. Wu W., Chen X., Yu S. et al. microRNA-222 promotes tumor growth and confers radioresistance in nasopharyngeal carcinoma by targeting PTEN // Mol. Med. Rep. 2018. V. 17. № 1. P. 1305–1310. https://doi.org/10.3892/mmr.2017.7931

  19. Zhang G., Wang W., Yao C. et al. Radiation-resistant cancer stem-like cell properties are regulated by PTEN through the activity of nuclear β-catenin in nasopharyngeal carcinoma // Oncotarget. 2017. V. 8. № 43. P. 74661–74672. https://doi.org/10.18632/oncotarget.20339

  20. Gupta A., Yang Q., Pandita R.K. et al. Cell cycle checkpoint defects contribute to genomic instability in PTEN deficient cells independent of DNA DSB repair // Cell Cycle. 2009. V. 8. № 14. P. 2198–2210. https://doi.org/10.4161/cc.8.14.8947

  21. Bassi C., Ho J., Srikumar T. et al. Nuclear PTEN controls DNA repair and sensitivity to genotoxic stress // Science. 2013. V. 341. № 6144. P. 395–399. https://doi.org/10.1126/science.1236188

  22. Ramaswamy S., Nakamura N., Vazquez F. et al. Regulation of G1 progression by the PTEN tumor suppressor protein is linked to inhibition of the phosphatidylinositol 3-kinase/Akt pathway // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 2110–2115. https://doi.org/10.1073/pnas.96.5.2110

  23. He J., Kang X., Yin Y. et al. PTEN regulates DNA replication progression and stalled fork recovery // Nat. Commun. 2015. V. 6. P. 7620. https://doi.org/10.1038/ncomms8620

  24. Puc J., Keniry M., Li H.S. et al. Lack of PTEN sequesters CHK1 and initiates genetic instability // Cancer Cell. 2005. V. 7. № 2. P. 193–204. https://doi.org/10.1016/j.ccr.2005.01.009

  25. Shinde S.R., Gangula N.R., Kavela S. et al. TOPK and PTEN participate in CHFR mediated mitotic checkpoint // Cell Signal. 2013. V. 25. № 12. P. 2511–2517. https://doi.org/10.1016/j.cellsig.2013.08.013

  26. Sulkowski P.L., Scanlon S.E., Oeck S., Glazer P.M. PTEN regulates nonhomologous end joining by epigenetic induction of NHEJ1/XLF // Mol. Cancer. Res. 2018. V. 16. № 8. P. 1241–1254. https://doi.org/10.1158/1541-7786.MCR-17-0581

  27. Ming M., Feng L., Shea C.R. et al. PTEN positively regulates UVB-induced DNA damage repair // Cancer Res. 2011. V. 71. № 15. P. 5287–5295. https://doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-10-4614

  28. Vuono E.A., Mukherjee A., Vierra D.A. et al. The PTEN phosphatase functions cooperatively with the Fanconi anemia proteins in DNA crosslink repair // Sci. Rep. 2016. V. 6. P. 36439. https://doi.org/10.1038/srep36439

  29. Nakanishi A., Kitagishi Y., Ogura Y., Matsuda S. The tumor suppressor PTEN interacts with p53 in hereditary cancer // Int. J. Oncol. 2014. V. 44. № 6. P. 1813–1819. https://doi.org/10.3892/ijo.2014.2377

  30. Freeman D.J., Li A.G., Wei G. et al. PTEN tumor suppressor regulates p53 protein levels and activity through phosphatase-dependent and -independent mechanisms // Cancer Cell. 2003. V. 3. № 2. P. 117–130. https://doi.org/10.1016/S1535-6108(03)00021-7

  31. Nagpal V., Rai R., Place A.T. et al. MiR-125b is critical for fibroblast-to-myofibroblast transition and cardiac fibrosis // Circulation. 2016. V. 133. № 3. P. 291–301. https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.115.018174

  32. Yuan B., Zou M., Zhao Y. et al. Up-regulation of miR-130b-3p activates the PTEN/PI3K/AKT/NF-κB pathway to defense against Mycoplasma gallisepticum (HS Strain) infection of chicken // Int. J. Mol. Sci. 2018. V. 19. № 8. P. E2172. https://doi.org/10.3390/ijms19082172

  33. Shan S.W., Fang L., Shatseva T. et al. Mature miR-17-5p and passenger miR-17-3p induce hepatocellular carcinoma by targeting PTEN, GalNT7 and vimentin in different signal pathways // J. Cell Sci. 2013. V. 126. Pt. 6. P. 1517–1530. https://doi.org/10.1242/jcs.122895

  34. Jiang Y., Chang H., Chen G. Effects of microRNA-20a on the proliferation, migration and apoptosis of multiple myeloma via the PTEN/PI3K/AKT signaling pathway // Oncol. Lett.2018. V. 15. № 6. P. 10001–10007. https://doi.org/10.3892/ol.2018.8555

  35. Shi Z., Zhou H., Lu L. et al. MicroRNA-29a regulates neural stem cell neuronal differentiation by targeting PTEN // J. Cell Biochem. 2018. V. 119. № 7. P. 5813–5820. https://doi.org/10.1002/jcb.26768

  36. Xu J., Zhang W., Lv Q., Zhu D. Overexpression of miR-21 promotes the proliferation and migration of cervical cancer cells via the inhibition of PTEN // Oncol. Rep. 2015. V. 33. № 6. P. 3108–3116. https://doi.org/10.3892/or.2015.3931

  37. Riley K.J., Rabinowitz G.S., Yario T.A. et al. EBV and human microRNAs co-target oncogenic and apoptotic viral and human genes during latency // EMBO J. 2012. V. 31. № 9. P. 2207–2221. https://doi.org/10.1038/emboj.2012.63

  38. Chang L., Graham P.H., Hao J. et al. PI3K/Akt/mTOR pathway inhibitors enhance radiosensitivity in radioresistant prostate cancer cells through inducing apoptosis, reducing autophagy, suppressing NHEJ and HR repair pathways // Cell Death Dis. 2014.V. 5. P. e1437. https://doi.org/10.1038/cddis.2014.415

  39. Ciccarelli C., Vulcano F., Milazzo L. et al. Key role of MEK/ERK pathway in sustaining tumorigenicity and in vitro radioresistance of embryonal rhabdomyosarcoma stem-like cell population // Mol. Cancer. 2016. V. 15. P. 16. https://doi.org/10.1186/s12943-016-0501-y

  40. Chou C.H., Shrestha S., Yang C.D. et al. miRTarBase update 2018: a resource for experimentally validated microRNA-target interactions // Nucleic Acids Res. 2018. V. 46. № D1. P. D296–D302. https://doi.org/10.1093/nar/gkx1067

  41. Kanehisa M., Sato Y., Kawashima M. et al. KEGG as a reference resource for gene and protein annotation // Nucleic Acids Res. 2016. V. 44. № D1. P. D457–D462. https://doi.org/10.1093/nar/gkv1070

  42. Antwih D.A., Gabbara K.M., Lancaster W.D. et al. Radiation-induced epigenetic DNA methylation modification of radiation-response pathways // Epigenetics. 2013. V. 8. № 8. P. 839–848. https://doi.org/10.4161/epi.25498

  43. Dakhlallah D., Batte K., Wang Y. et al. Epigenetic regulation of miR-17~92 contributes to the pathogenesis of pulmonary fibrosis // Am. J. Respir. Crit. Care. Med. 2013. V. 187. № 4. P. 397–405. https://doi.org/10.1164/rccm.201205-0888OC

  44. Oliveira L.H., Schiavinato J.L., Fráguas M.S. et al. Potential roles of microRNA-29a in the molecular pathophysiology of T-cell acute lymphoblastic leukemia // Cancer Sci. 2015. V. 106. № 10. P. 1264–1277. https://doi.org/10.1111/cas.12766

  45. Wei X., Xiang T., Ren G. et al. miR-101 is down-regulated by the hepatitis B virus x protein and induces aberrant DNA methylation by targeting DNA methyltransferase 3A // Cell Signal. 2013. V. 25. № 2. P. 439–446. https://doi.org/10.1016/j.cellsig.2012.10.013

  46. Jili S., Eryong L., Lijuan L., Chao Z. RUNX3 inhibits laryngeal squamous cell carcinoma malignancy under the regulation of miR-148a-3p/DNMT1 axis // Cell Biochem. Funct. 2016. V. 34. № 8. P. 597–605. https://doi.org/10.1002/cbf.3233

  47. Duursma A.M., Kedde M., Schrier M. et al. miR-148 targets human DNMT3b protein coding region // RNA. 2008. V. 14. № 5. P. 872–877. https://doi.org/10.1261/rna.972008

  48. Bui T.V., Mendell J.T. Myc: Maestro of MicroRNAs // Genes. Cancer. 2010. V. 1. № 6. P. 568–575. https://doi.org/10.1177/1947601910377491

  49. Jones M., Lal A. MicroRNAs, wild-type and mutant p53: more questions than answers // RNA Biol. 2012. V. 9. № 6. P. 781–791. https://doi.org/10.4161/rna.20146

  50. Morelli E., Biamonte L., Federico C. et al. Therapeutic vulnerability of multiple myeloma to MIR17PTi, a first-in-class inhibitor of pri-miR-17-92 // Blood. 2018. V. 132. № 10. P. 1050–1063. https://doi.org/10.1182/blood-2018-03-836601

  51. Fuziwara C.S., Kimura E.T. Insights into regulation of the miR-17-92 cluster of miRNAs in cancer // Front. Med. (Lausanne). 2015. V. 2. P. 64. https://doi.org/10.3389/fmed.2015.00064

  52. Gao P., Tchernyshyov I., Chang T.C. et al. c-Myc suppression of miR-23a/b enhances mitochondrial glutaminase expression and glutamine metabolism // N-ature. 2009. V. 458. № 7239. P. 762–765. https://doi.org/10.1038/nature07823

  53. Mao D.Y., Watson J.D., Yan P.S. et al. Analysis of Myc bound loci identified by CpG island arrays shows that Max is essential for Myc-dependent repression // Curr. Biol. 2003. V. 13. № 10. P. 882–886. https://doi.org/10.1016/S0960-9822(03)00297-5

  54. Zakaria M.K., Khan I., Mani P. et al. Combination of hepatocyte specific delivery and transformation dependent expression of shRNA inducing transcriptional gene silencing of c-Myc promoter in hepatocellular carcinoma cells // BMC Cancer. 2014. V. 14. P. 582. https://doi.org/10.1186/1471-2407-14-582

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Генетика

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал