1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Генетика
  4. T. 56, № 12, 2020

Генетика, 2020, T. 56, № 12, стр. 1378-1386

Полногеномный мутагенез в мышах: в поисках генов, регулирующих иммунный ответ и воспаление

И. В. Астраханцева 1, 2, *, А. Н. Томилин 3, В. С. Тарабыкин 4, 5, С. А. Недоспасов 1, 6, 7, **

1 Центр генетики и наук о жизни, Научно-технологический университет “Сириус”
354349 Сочи, Россия

2 Институт биологии и биомедицины, Нижегородский государственный университет им. Н.И. Лобачевского
603950 Нижний Новгород, Россия

3 Институт цитологии Российской академии наук
194064 Санкт-Петербург, Россия

4 Институт нейронаук, Нижегородский государственный университет им. Н.И. Лобачевского
603950 Нижний Новгород, Россия

5 Институт клеточной биологии и нейробиологии, медицинский факультет Шарите
10117 Берлин, Германия

6 Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова
119992 Москва, Россия

7 Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта Российской академии наук
119991 Москва, Россия

* E-mail: astrakhantsevairina@gmail.com
** E-mail: sergei.nedospasov@gmail.com

Поступила в редакцию 15.04.2020
После доработки 26.05.2020
Принята к публикации 09.06.2020

Полный текст (PDF)

Аннотация

Полногеномный мутагенез с помощью N-этил-N-нитрозомочевины (ENU) позволяет достаточно эффективно вносить мутации в геном сперматогониальных клеток млекопитающих. Это свойство используется для получения животных с фенотипами, связанными с патологией различных функциональных систем организма. В частности, с помощью этой методологии удалось выявить молекулярные механизмы иммунного ответа, выявить гены, регулирующие развитие различных органов, и т.п. В миниобзоре проведен анализ генетических исследований иммунологических и воспалительных реакций в мышах, подвергнутых ENU-мутагенезу, которые привели к важным открытиям регуляции основных сигнальных путей врожденного и адаптивного иммунитета.

Ключевые слова: N-этил-N-нитрозомочевина, полногеномный мутагенез, “прямая генетика”, сигналинг, иммуногенетика.

Методология случайного полногеномного мутагенеза для изучения связи фенотипа с генотипом изначально была апробирована на фруктовых мушках и нематодных червях, что, в частности, позволило построить первую карту генома Drosophila [1]. В качестве мутагена во многих ранних исследованиях применяли различные виды ионизирующего излучения. Однако организм млекопитающих имеет эффективные механизмы, способные защитить сперматогонии от воздействия различных мутагенов [2, 3]. По этой причине было необходимо найти достаточно эффективный мутаген, позволяющий изучать роль индивидуальных генов в развитии определенных фенотипических признаков.

В 70-е годы Рассел обнаружил, что химический мутагенез с использованием N-этил-N-нитрозомочевины (ENU) позволяет вызвать мутации в сперматогониальных клетках мышей с частотой ~150 × 10–5 на локус, что превышало эффективность таких мутагенов как рентгеновское излучение и хлорамбуцил [4–6]. Отметим, что спонтанные мутации у мышей, связанные со сбоями систем репликации и репарации, случаются с достаточно низкой частотой (~5 × 10–6 на локус).

ENU является алкилирующим агентом, который переносит свою этильную группу на радикалы кислорода или азота в молекуле ДНК, а именно на N-1, N-3 и N-7 атомы аденина, O-2 и N-3 атомы цитозина, N-3, O-6 и N-7 атомы гуанидина, O-2, N-3 и O-4 атомы тимина, а также на фосфатные группы каркаса ДНК [7]. Наибольшая частота мутаций наблюдается в пре-мейотических сперматогониальных стволовых клетках. Исследования показали, что ENU преимущественно вызывает однонуклеотидные замены, модифицируя пары оснований A/T: в 44% случаев это замены A/T → → T/A, в 38% –A/T → G/C, в 8% –G/C → A/T, в 5% –A/T → C/G, в 3% – G/C → C/G и в 2% – G/C → T/A. Оценено, что в 64% мутагенез приводит к миссенс-мутациям в белковом продукте, в 26% – к ошибкам сплайсинга мРНК и в 10% – к нонсенс-мутациям [8]. Таким образом, ENU-мутагенез стал одним из эффективных методов “прямой генетики”, нацеленным на идентификацию генов, ответственных за определенные фенотипы [9].

Настоящий миниобзор посвящен генетическим исследованиям регуляции иммунологических и воспалительных реакций с помощью полногеномного ENU-мутагенеза в мышах, которые были реализованы в трех крупных международных проектах.

РЕГУЛЯЦИЯ ПУТЕЙ ПЕРЕДАЧИ СИГНАЛОВ ВРОЖДЕННОГО ИММУНИТЕТА И ВОСПАЛЕНИЯ

В лаборатории B. Beutler, где ранее была идентифицирована мутация в гене толл-подобного рецептора 4 (TLR4) как причина толерантности мышей к липополисахариду (ЛПС) [10], использовали ENU-мутагенез для изучения регуляции врожденного иммунного ответа и воспаления. В течение четырех лет, используя в качестве параметра скрининга дефектную продукцию TNF клетками крови in vitro, было идентифицировано 56 мутантных линий с дефектами в реакциях врожденного иммунитета. Мутации в 17 линиях были картированы до единичного хромосомного локуса на хромосоме, а для 12 из них была идентифицирована мутация, ответственная за фенотип [11]. В некоторых случаях идентифицированные гены и мутации подтвердили результаты, полученные другими авторами (в частности, методами “обратной генетики”).

Так, при изучении мутантной линии мышей Lps2, которая характеризовалась нечувствительностью к стимуляции как ЛПС, так и дцРНК (но при сохранении ответа на другие лиганды TLRs), был открыт MyD88-независимый путь сигналинга [12]. Мутация Lps2 является результатом делеции одной пары оснований в дистальной области, кодирующей TLR активатор гена IFN (trif). TRIF необходим как для TLR3, так и для TLR4 сигналинга и является важной адаптерной молекулой, участвующей в синтезе IFN-b ниже TLR4. Исследования на микрочипах показали, что примерно половина всех ЛПС-индуцированных белков, по крайней мере частично, зависит от TRIF. Кроме того, оказалось, что TRIF является единственной адаптерной молекулой для TLR3, опосредующей активацию NF-κB и МАР-киназ [13, 14].

У линии мышей с фенотипом Triple D (3d) была нарушена продукция TNF в ответ на стимуляцию TLR3 с помощью poly (I:C), TLR7 с помощью резиквимода и TLR9 с помощью неметилированных олигонуклеотидов ДНК, содержащих CpG-мотив, но при этом наблюдался нормальный ответ на стимуляцию ЛПС, липотейхоевой кислотой и ди- и три-ацилированными бактериальными липопептидами [15]. Кроме того, гомозиготные мыши линии 3d имели также дефект в презентации чужих антигенов (отсутствовала кросс-презентация и презентация ГКГ класса II) и отличались повышенной чувствительностью к инфекции мышиным цитомегаловирусом (MCMV), которая активирует врожденный иммунитет через оси TLR3 → TRIF и TLR9 → MyD88. Мутация, являющаяся причиной такого фенотипа, была картирована в 9-м экзоне гена UNC93b1, кодирующего белок UNC-93B, и вызывала изменения в 412-й позиции (H412R), что вело к конформационным изменениям этого белка [16]. Позже было показано, что UNC-93B “дикого типа”, в отличие от H412R, физически взаимодействует с TLR3, 5, 7, 9 и 13, локализуется в эндоплазматическом ретикулуме [17, 18] и контролирует транспорт TLR7, 9, 11, 12 и 13 из эндоплазматического ретикулума [19, 20].

Еще более тяжелое протекание MCMV наблюдалось у линии мышей с мутацией CpG1. При секвенировании кодирующей области tlr9 в положении 1496 наблюдалась замена T → C, соответствующая аминокислотной замене L499P. Это приводило к потере ответа мутантного рецептора TLR9 на стимуляции CpG-ODN [21], т.е. мутация вызывала нарушения активации MyD88-зависимого сигнального пути.

Были отобраны еще несколько мутантных мышей с фенотипом, затрагивающим сигналинг через MyD88. Так, у мышей Pococurante (Poc) отсутствовала передача сигналов MyD88, за исключением сигналов, исходящих от гетеродимера TLR2/TLR6. Конкретно, не индуцировался сигнал зимозаном и липотейхоевой кислотой, но при этом был нормальный ответ на MALP-2 или PAM2CSK4, которые могут сигналить как через TLR2/TLR6, так и через TLR2. У другой мутантной линии Insouciant (Int) точечная мутация в эктодомене TLR6 (V327A) отменяла передачу сигналов от зимозана, липотейхоевой кислоты и MALP-2, но не от PAM2CSK4. У мышей Lackadaisical (Lkd), напротив, наблюдался нормальный сигналинг через MyD88, за исключением сигналов от TLR7 и TLR9, которые были заметно снижены. Оказалось, что Poc и Lkd являются миссенс-мутациями в гене адаптерного белка MyD88. Мутация Poc (I179N) меняла аминокислоту на поверхности TIR-домена MyD88, тогда как мутация Lkd (Y116C) влияла на структуру олигопептидной цепи между доменом смерти и доменом TIR. Предположительно некоторые лиганды TLR2/TLR6 и TLR2 (MALP-2 и PAM2CSK4) вызывают конформационные изменения в рецепторе, которые каким-то образом способствуют ассоциации MyD88 с рецепторным комплексом. Хотя большинство TLR ассоциируются с MyD88 так, что и BB-петля, и Poc-сайт включаются в сигнальный интерфейс, диацилированные липопептиды (MALP-2 и PAM2CSK4) могут запускать и другую форму активации. Таким образом, анализ этих мутантных линий показал, что MyD88 имеет два разных способа передачи внутриклеточного сигнала [22, 23].

Кроме того, еще несколько мутантных линий мышей показывали сниженный ответ на различные бактериальные индукторы.

Так, Oblivious (Obl) фенотип характеризовался сниженной продукцией TNF в ответ на липотейхоевую кислоту грамположительных бактерий и на MALP2, являющиеся специфическими лигандами гетеродимерного комплекса TLR2/TLR6. Obl гомозиготы показали повышенную восприимчивость к инфекциям Staphylococcus aureus in vivo. Obl фенотип был картирован в одном локусе на хромосоме 5, где ранее были аннотированы пять генов-кандидатов. Все кандидаты были секвенированы на уровне кДНК, что позволило определить нонсенс-мутацию в дистальной части кодирующей области гена cd36 [11], хотя ранее функцию CD36 не связывали с TLRs и иммунитетом [24].

Макрофаги гомозиготных мышей линии Heedless (Hdl) продуцировали TNF в ответ на активацию липидом А и ЛПС без О-антигена, но не отвечали на ЛПС, состоящий из всех трех регионов (липид А, центральный олигосахарид и О-антиген). Более того, мутация Hdl блокировала TRAM-TRIF-зависимую передачу сигналов в ответ на ЛПС и ингибировала активацию специфическими лигандами гетеродимера TLR2/TLR6. Эта мутация была картирована на 18-й хромосоме в гене cd14 и была связана с делецией 83 аминокислот с C-конца, которые формировали второй богатый лейцином LRR домен CD14. Тем самым было выявлено, что CD14 необходим для ЛПС-индуцированного рекрутирования TRIF и TRAM и последующей активации IRF-3; кроме того, CD14 требуется и для активации комплекса TLR2/TLR6 [22, 25].

Фенотип PanR1 отличался отсутствием биологических эффектов TNF в ответ на любую активацию TLR рецепторов. Эта мутация была картирована в самом локусе tnf и представляла собой миссенс-аллель (P138T), в результате чего мутантный тример TNF не мог эффективно связываться с рецептором TNF p55. Интересно, что мыши PanR1, в отличие от мышей с полным дефицитом TNF, имели нормальное развитие лимфоидных органов, включая Пейеровы бляшки, и нормальное развитие В-клеток маргинальной зоны селезенки. Предположительно низкий уровень активности TNF, сохраняющийся у гомозиготных мутантов PanR1, но не у нокаутных мышей, был достаточным для развития лимфоидной системы [22, 26].

Наконец, у мышей линии Feckless (Fls) в ответ на дцРНК не активировался NF-κB, однако инициировалась продукция IFN-β. Было показано, что Fls может взаимодействовать с TRAM по независимому пути, что приводило к активации транскрипционного фактора IRF-7 [22]. Секвенирование выявило миссенс-мутациию T → C в положении 82 712 061 в хромосоме 10. Мутация приводила к замене триптофана на аргинин в аминокислоте 296 белка HCFC2. Этот белок образует комплексы с транскрипционными факторами IRF2 и IRF1, облегчая их связывание с IRF элементом гена tlr3, после чего HCFC2 высвобождает эти IRF [27].

ИССЛЕДОВАНИЕ РЕГУЛЯЦИИ АДАПТИВНОГО ИММУННОГО ОТВЕТА

В лаборатории C. Goodnow был проведен полногеномный ENU-мутагенез мышей C57Bl/6 и в третьем поколении получено 20 мутантных линий мышей с различными иммунологическими аномалиями, включая полное отсутствие Т-клеток или их некоторых субпопуляций, дефицит Т- и/или В-клеток, гиперактивность Т-клеток и гипергаммаглобулинемию [28]. При этом у 11 линий мутантных мышей имелись дефекты в развитии и дифференцировке Т-клеток [29].

Так, Plastic (Plstc) фенотип характеризовался развитием у животных в F1 лейкемии/лимфом в возрасте четырех месяцев, что свидетельствовало о доминантном характере мутации. Мутация была картирована на 11-й хромосоме в гене транскрипционного фактора Ikaros, где была обнаружена точечная замена A → G в позиции 572, что приводило к замене гистидина на аргинин в кодоне 191. Эта замена нарушала четвертичную структуру N‑конца цинковых пальцев 3 Ikaros, которые и отвечают за связывание с ДНК [30]. Ранее было показано, что Ikaros участвует в созревании Т и В лимфоцитов и NK клеток [31]. Индуцированный ENU аллель ikarosplastic приводил к дефектам в образовании и других типов клеток крови, включая эритроциты, гранулоциты и макрофаги. Биохимическими исследованиями было установлено, что аллель ikarosplastic устраняет способность Ikaros связываться с ДНК, но не влияет на способность образовывать димеры с другими белками. Интересно, что в этом случае изменение всего лишь одной пары оснований приводило к более тяжелому фенотипу, чем делеция всего гена [30].

Кроме того, была охарактеризована мутантная линия Twimp (Twp), где гипоморфный аллель адаптера передачи сигналов Т-клеток Slp76 сохранял свои функции в морфогенезе сосудов, но не в развитии Т-лимфоцитов. Так, была частично ограничена роль Slp76 в дифференцировке Т-клеток и не происходило ингибирующего действия на Т‑клетки, в результате чего у животных развивались парадоксальный аутоиммунитет и аллергия [29]. Мутация представляла собой замену T → G в интроне 12 гена lcp2. Анализ кДНК lcp2 из спленоцитов Twimp выявил присутствие как транскрипта дикого типа, так и аберрантного транскрипта без экзона 12. У таких мышей в тимусе была резко снижена селекция Т-клеток CD4+Foxp3+, однако их количество на периферии иммунной системы было нормальным. Резкое увеличение пролиферации из ограниченного пула лимфоцитов тимуса могло приводить к истощению регуляторной функции и снижению экспрессии CD25 на периферических Foxp3+ Lcp2twp / twp клетках [32].

У нескольких линий мышей были определены различные нарушения в субпопуляциях Т- и/или В-клеток. Так, Unmodulated линия мутантных мышей характеризовалась небольшими изменениями в уровнях циркулирующих субпопуляций Т- и В-клеток, но значительным снижением их активации под действием определенных стимулов и последующей продукции антител. Это было связано с одиночной заменой T → A, приводящей к замене аминокислоты L298Q в CC-домене CARMA1/CARD11, члена семейства MAGUK. CARMA1 служит каркасом для сборки сигнального комплекса других белков через несколько доменов для белок-белковых взаимодействий: CARD, CC, PDZ, SH3 и GUK. Поскольку CC-домены участвуют в фолдинге, димеризации или мультимеризации белков путем формирования пучков переплетенных α-спиралей, замена могла предотвращать сборку высокомолекулярных сигнальных каркасов высшего порядка или могла препятствовать связыванию с другим белком. Биохимическими последствиями мутации являлись полная потеря фосфорилирования критического адаптера, Bcl10, связывающегося с сигнальным каскадом NF-κB, и снижение активации сигнальных путей NF-κB и JNK при стимуляции рецептора [29]. Таким образом, Unmodulated аллель выявил дополнительную роль белка CARMA1 в ингибировании сигнальных активационных каскадов.

Кроме этого, в мышах линии Xander (Xdr) была обнаружена мутация в гене, кодирующем транскрипционный фактор NF-κB2, которая располагалась в интроне и вызывала аберрантный сплайсинг РНК, так что в результате образовывался нефункциональный белок NF-κB2. Анализ показал, что эта мутация вызывает дефицит В-клеток, который проявляется после стадии Т1 созревания в селезенке, приводит к значительному сокращению фолликулярной популяции и популяции маргинальной зоны в селезенке, лимфатических узлах и периферической крови. Таким образом, было установлено, что аккумуляция этих популяций B-клеток и есть первичная функция NF-κB2 [33].

Анализ другой, выявленной с помощью ENU-мутагенеза, линии мышей Sanroque [29] помог идентифицировать новый ген roquin, кодирующий убиквитинлигазу E3 RING-типа, которая играет важную роль в предотвращении развития аутоиммунитета. Этот фермент необычен тем, что содержит РНК-связывающий тип цинкового пальца и локализуется в цитоплазматических гранулах, которые контролируют стабильность и трансляцию мРНК. Этот ген высоко консервативен, начиная с беспозвоночных, однако ранее о его функции ничего не было известно. Мутация в гене roquin раскрыла новый механизм ингибирования развития Т-клеток путем репрессии рецептора ICOS, который и контролирует их дифференцировку в субпопуляцию фолликулярных Т-клеток-хелперов [29, 34].

ИССЛЕДОВАНИЕ ФЕНОТИПОВ, СВЯЗАННЫХ СО СПОНТАННЫМ ВОСПАЛЕНИЕМ

Лаборатория Goodnow и лаборатория Hrabé de Angelis принимали участие в иммунологической части масштабного ENU-скрининга, главной целью которого являлось исследование пороков развития иммунной системы и дефектов иммунных эффекторных функций [35]. В этом проекте было выявлено несколько новых мутантных линий мышей, развивавших спонтанное воспаление.

Так, линия мышей Ali5 характеризовалась доминантным спонтанным опуханием и воспалением лап; кроме того, у 50% мышей детектировалось аномально высокое соотношение Т-клеток к зрелым В-клеткам. Мутация была картирована на 8-й хромосоме в экзоне 27 гена plcg2 и приводила к единственной аминокислотной замене аспарагиновой кислоты глицином в позиции 993 (D993G) белка фоcфолипаза C гамма 2 (Plcg2). Было установлено, что в ответ на активацию В‑клеточного рецептора (BCR) в стимулированных клетках увеличивается продукция инозитол-1,4,5-трисфосфата (IP3) и кальция [36]. Позже было найдено, что замена отрицательно заряженного остатка D на G после активации облегчает взаимодействие PLCγ с мембраной посредством стимуляции EGF или связывания с Rac [37].

Ali14 линия мышей имела сходные характеристики с описанной выше линией Ali5 – спонтанное опухание лап и покраснение ушей. Эта мутация была полудоминантной и была также картирована в том же гене plcg2 на 8-й хромосоме, но в 16-м экзоне, и представляла собой замену AT → GC в spPH домене. Это вело к замене тирозина на цистеин в позиции 495 [38] в домене spPH, что прямо или косвенно способствовало формированию ингибиторной петли PLCβ2. Таким образом, мутации типа Ali14 могут имитировать конформационные изменения, вызванные взаимодействием с регуляторными молекулами, тем самым обходя потребность в фосфорилировании остатков тирозина, необходимых для активации [37].

Мыши фенотипа Ali18 в возрасте семи недель отличались покраснением и опуханием пальцев задних лап [39]. Миссенс-мутация (A → G), соответствующая данному фенотипу, была картирована в позиции 1506 гена, кодирующего белок Fgr, члена киназ семейства Src. Данная мутация вызывала аминокислотную замену D502G в терминальном конце каталитического домена Fgr. Таким образом, оказалось, что тирозинкиназа Fgr является внутриклеточной сигнальной молекулой, участвующей в патогенезе аутовоспалительных заболеваний костей. Нарушение регуляции конформационных изменений белка Fgr приводит к остеомиелиту как у мышей, так и у людей [40].

Наконец, линия мышей Lupo (Lp) в возрасте шести недель спонтанно развивала хроническое воспаление лап и кожи. Эта мутация в кодирующей области локуса mayp/pstpip2 на хромосоме 18 приводила к аминокислотной замене I282N белка MAYP [41]. MAYP специфичен для макрофагов и регулирует морфологию и подвижность макрофагов в ответ на сигналинг через CSF-1R. MAYP контролирует организацию актина в мембранные структуры, в том числе регулирует образование филоподий, а также взаимодействует с белками, регулирующими полимеризацию актина [42]. Низкий уровень MAYP связан с повышенной продукцией провоспалительных цитокинов макрофагами, приводящей к некрозу тканей и разрушению костей [41].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

С 1997 г. был реализован ряд масштабных проектов полногеномного ENU-мутагенеза на базе нескольких лабораторий в разных странах, которые различались по критериям скрининга. В рамках этих проектов было получено много новой информации о роли конкретных генов в регуляции иммунных реакций, однако некоторые фенотипы так и остались нерасшифрованными, в частности из-за трудоемкости генетического картирования. В последнее десятилетие с появлением секвенирования нового поколения было продолжено изучение мутантных линий, полученных в начале 2000-х гг. Новые методы значительно упростили процедуру нахождения мутаций, что в совокупности с развитием технологии CRISPR/ Cas9 позволяет более эффективно определять и верифицировать роль мутаций в формировании фенотипа [43, 44].

В 2015 г. на базе ННГУ им. Н.И. Лобачевского был запущен первый российский проект ENU-мутагенеза для поиска нейробиологических и иммунологических фенотипов. На текущий момент отобрано пять линий мышей с иммунологическим фенотипом, которые были нечувствительны к модельному септическому шоку [45, 46], и 13 линий мышей с нейробиологическими фенотипами (в частности, микроцефалией, предрасположенностью к эпилепсии и нарушением моторных функций) [47]. В настоящее время ведется поиск мутаций, приводящих к указанным фенотипическим аномалиям (табл. 1).

Таблица 1.

Линии мышей с иммунологическими аномалиями, полученные с помощью ENU-мутагенеза

Название линии Фенотип Хромосома Ген Мутация Литература
Lps2 Нечувствительность к стимуляции ЛПС и дцRNA 17 trif Делеция одной пары оснований в дистальной области [12–14]
Triple D (3d) Нарушение продукции TNF 19 unc93b1 H412R [15–20]
CpG1 Тяжелое протекание MCMV 9 tlr9 L499P [21]
Pococurante (Poc) Активация TLRs посредством MALP-2 и PAM2CSK4, но не зимозана и LTA 9 myd88 I179N [22, 23]
Insouciant (Int) Активация TLRs посредством PAM2CSK4, но не зимозана, LTA и MALP-2 5 tlr6 V327A [22]
Lackadaisical (Lkd) Снижение сигналов от TLR7 и TLR9 9 myd88 Y116C [22]
Oblivious (Obl) Повышенная восприимчивость к S. aureus 5 cd36 Нонсенс-мутация в дистальной области [11]
Heedless (Hdl) Нарушение продукции TNF 18 cd14 Делеция 83 аминокислот на C-конце [22, 25]
PanR1 Снижение эффектов TNF 17 tnf P138T [22, 26]
Feckless (Fls) Снижение чувствительности к dsРНК 10 hcfc2 W296R [22, 27]
Plastic (Plstc) Развитие лейкемии/ лимфом 11 ikaros H191R [30]
Twimp (Twp) Парадоксальный аутоиммунитет и аллергия 11 lcp2 T → G в интроне 12 [29, 32]
Unmodulated Изменения в циркулирующих субпопуляциях Т- и В-клеток 5 carma1/card11 L298Q [29]
Xander (Xdr) Дефицит В-клеток 19 nfκb2 – [33]
Sanroque Спонтанный аутоиммунитет 1 roquin – [29, 34]
Ali5 Спонтанный отек и воспаление лап 8 plcg2 D993G [36, 37]
Ali14 Спонтанный отек лап и покраснение ушей 8 plcg2 Y495C [38, 37 ]
Ali18 Развитие покраснения и отек пальцев задних лап 4 fgr D502G [39]
Lupo (Lp) Хроническое воспаление лап и кожи 18 mayp/pstpip2 I282N [41, 42]
Paradox (Prdx) Невосприимчивость к ЛПС/Д-гал, но чувствительность к летальному тесту TNF/Д-гал Не определено Не определено Не определено [46]
Fearless (Frls) Невосприимчивость как к ЛПС/Д-гал, так и к летальному тесту TNF/Д-гал Не определено Не определено Не определено [45]

Работа авторов поддержана грантом Российского фонда фундаментальных исследований № 17-00-00327.

Настоящий обзор не содержит каких-либо исследований с использованием в качестве объекта животных.

Настоящий обзор не содержит каких-либо исследований с участием в качестве объекта людей.

Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

Список литературы

  1. Nüsslein-Volhard C., Wieschaus E. Mutations affecting segment number and polarity in Drosophila // Nature. 1980. V. 287. P. 795–801. https://doi.org/10.1038/287795a0

  2. Russell W.L., Russell L.B., Cupp M.B. Dependence of mutation frequency on radiation dose rate in female mice // PNAS USA. 1959. V. 45. P. 18–23. https://doi.org/10.1073/pnas.45.1.18

  3. Iyama T., Wilson D.M. 3rd. DNA repair mechanisms in dividing and non-dividing cells, DNA Repair // Amst. 2013. V. 12. P. 620–636. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2013.04.015

  4. Russell L.B., Hunsicker P.R., Cacheiro N.L. et al. Chlorambucil effectively induces deletion mutations in mouse germ cells // PNAS USA. 1989. V. 86. P. 3704–3708. https://doi.org/10.1073/pnas.86.10.3704

  5. Russell W.L., Kelly E.M., Hunsicker P.R. et al. Specific-locus test shows ethylnitrosourea to be the most potent mutagen in the mouse // PNAS USA. 1979. V. 76. P. 5818–5819. https://doi.org/10.1073/pnas.76.11.5818

  6. Cordes S.P. N-ethyl-N-nitrosourea mutagenesis: boarding the mouse mutant express // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2005. V. 69. P. 426–439. https://doi.org/10.1128/MMBR.69.3.426-439.2005

  7. Probst F.J., Justice M.J. Mouse mutagenesis with the chemical supermutagen ENU // Methods Enzymol. 2010. V. 477. P. 297–312. https://doi.org/10.1016/S0076-6879(10)77015-4

  8. Justice M.J., Noveroske J.K., Weber J.S. et al. Mouse ENU mutagenesis // Hum. Mol. Genet. 1999. V. 8. P. 1955–1963. https://doi.org/10.1093/hmg/8.10.1955

  9. Белоногова Н.М. “Прямая” и “обратная” генетика. Генетика количественных признаков // Вавиловский журн. генетики и селекции. 2014. Т. 18. С. 147–157.

  10. Poltorak A., He X., Smirnova I. et al. Defective LPS signaling in C3H/HeJ and C57BL/10ScCr mice: mutations in tlr4 gene // Science. 1998. V. 282. P. 2085–2088. https://doi.org/10.1126/science.282.5396.2085

  11. Hoebe K., Beutler B. Unraveling innate immunity using large scale N-ethyl-N-nitrosourea mutagenesis // Tissue Antigens. 2005. V. 65 P. 395–401. https://doi.org/10.1111/j.1399-0039.2005.00369.x

  12. Yamamoto M., Sato S., Hemmi H. et al. Role of adaptor TRIF in the MyD88-independent toll-like receptor signaling pathway // Science. 2003. V. 301. P. 640 – 643. https://doi.org/10.1126/science.1087262

  13. Hoebe K., Du X., Georgel P. et al. Identification of Lps2 as a key transducer of MyD88-independent TIR signalling // Nature. 2003. V. 424. P. 743–748. https://doi.org/10.1038/nature01889

  14. Weighardt H., Jusek G., Mages J. et al. Identification of a TLR4- and TRIF-dependent activation program of dendritic cells // Eur. J. Immunol. 2004. V. 34. P. 558–564. https://doi.org/10.1002/eji.200324714

  15. Hoebe K., Janssen E.M., Kim S.O. et al. Upregulation of costimulatory molecules induced by lipopolysaccharide and double-stranded RNA occurs by Trif-dependent and Trif-independent pathways // Nat. Immunol. 2003. V. 4. P. 1223–1229. https://doi.org/10.1038/ni1010

  16. Tabeta K., Hoebe K., Janssen E.M. et al. The Unc93b1 mutation 3d disrupts exogenous antigen presentation and signaling via Toll-like receptors 3, 7 and 9 // Nat. Immunol. 2006. V. 7. P. 156–164. https://doi.org/10.1038/ni1297

  17. Brinkmann M.M., Spooner E., Hoebe K. et al. The interaction between the ER membrane protein UNC93B and TLR3, 7, and 9 is crucial for TLR signaling // J. Cell Biol. 2007. V. 177. P. 265–275. https://doi.org/10.1083/jcb.200612056

  18. Huh J.-W., Shibata T., Hwang M. et al. UNC93B1 is essential for the plasma membrane localization and signaling of Toll-like receptor 5 // PNAS USA. 2014. V. 111. P. 7072–7077. https://doi.org/10.1073/pnas.1322838111

  19. Kim Y.-M., Brinkmann M.M., Paquet M.-E., Ploegh H.L. UNC93B1 delivers nucleotide-sensing toll-like receptors to endolysosomes // Nature. 2008. V. 452. P. 234–238. https://doi.org/10.1038/nature06726

  20. Lee B.L., Moon J.E., Shu J.H. et al. UNC93B1 mediates differential trafficking of endosomal TLRs // Elife. 2013. V. 2. e00291–e00291. https://doi.org/10.7554/eLife.00291

  21. Tabeta K., Georgel P., Janssen E. et al. Toll-like receptors 9 and 3 as essential components of innate immune defense against mouse cytomegalovirus infection // PNAS USA. 2004. V. 101. P. 3516–3521. https://doi.org/10.1073/pnas.0400525101

  22. Beutler B., Jiang Z., Georgel P. et al. Genetic analysis of host resistance: toll-like receptor signaling and immunity at large // Annu. Rev. Immunol. 2006. V. 24. P. 353–389. https://doi.org/10.1146/annurev.immunol.24.021605. 090552

  23. Jiang Z., Georgel P., Li C. et al. Details of toll-like receptor:adapter interaction revealed by germ-line mutagenesis // PNAS USA. 2006. V. 103. P. 10961–10966. https://doi.org/10.1073/pnas.0603804103

  24. Aitman T.J., Glazier A.M., Wallace C.A. et al. Identification of Cd36 (Fat) as an insulin-resistance gene causing defective fatty acid and glucose metabolism in hypertensive rats // Nat. Genet. 1999. V. 21. P. 76–83. https://doi.org/10.1038/5013

  25. Jiang Z., Georgel P., Du X. et al. CD14 is required for MyD88-independent LPS signaling // Nat. Immunol. 2005. V. 6. P. 565–570. https://doi.org/10.1038/ni1207

  26. Rutschmann S., Hoebe K., Zalevsky J. et al. PanR1, a dominant negative missense allele of the gene encoding TNF-α (tnf), does not impair lymphoid development // J. Immunol. 2006. V. 176. P. 7525–7532. https://doi.org/10.4049/jimmunol.176.12.7525

  27. Sun L., Jiang Z., Acosta-Rodriguez V.A. et al. HCFC2 is needed for IRF1- and IRF2-dependent Tlr3 transcription and for survival during viral infections // J. Exp. Med. 2017. V. 214. P. 3263–3277. https://doi.org/10.1084/jem.20161630

  28. Nelms K.A., Goodnow C.C. Genome-wide ENU mutagenesis to reveal immune regulators // Immunity. 2001. V. 15. P. 409–418. https://doi.org/10.1016/S1074-7613(01)00199-6

  29. Papathanasiou P., Goodnow C.C. Connecting mammalian genome with phenome by ENU mouse mutagenesis: gene combinations specifying the immune system // Annu. Rev. Genet. 2005. V. 39. P. 241–262. https://doi.org/10.1146/annurev.genet.39.110304.095817

  30. Papathanasiou P., Perkins A.C., Cobb B.S. et al. Widespread failure of hematolymphoid differentiation caused by a recessive niche-filling allele of the Ikaros transcription factor // Immunity. 2003. V. 19. P. 131–144. https://doi.org/10.1016/S1074-7613(03)00168-7

  31. Georgopoulos K. Haematopoietic cell-fate decisions, chromatin regulation and Ikaros // Nat. Rev. Immunol. 2002. V. 2. P. 162–174. https://doi.org/10.1038/nri747

  32. Siggs O.M., Miosge L.A., Daley S.R. et al. Quantitative reduction of the TCR adapter protein SLP-76 unbalances immunity and immune regulation // J. Immunol. 2015. V. 194. P. 2587–2595. https://doi.org/10.4049/jimmunol.1400326

  33. Miosge L.A., Blasioli J., Blery M., Goodnow C.C. Analysis of an ethylnitrosourea-generated mouse mutation defines a cell intrinsic role of nuclear factor kappaB2 in regulating circulating B cell numbers // J. Exp. Med. 2002. V. 196. P. 1113–1119. https://doi.org/10.1084/jem.20020959

  34. Vinuesa C.G., Cook M.C., Angelucci C. et al. A RING-type ubiquitin ligase family member required to repress follicular helper T cells and autoimmunity // Nature. 2005. V. 435. P. 452–458. https://doi.org/10.1038/nature03555

  35. Soewarto D., Fella C., Teubner A. et al. The large-scale Munich ENU-mouse-mutagenesis screen // Mamm. Genome. 2000. V. 11. P. 507–510. https://doi.org/10.1007/s003350010097

  36. Yu P., Constien R., Dear N., Katan M. et al. Autoimmunity and inflammation due to a gain-of-function mutation in phospholipase Cγ2 that specifically increases external Ca2+ entry // Immunity. 2005. V. 22. P. 451–465. https://doi.org/10.1016/j.immuni.2005.01.018

  37. Everett K.L., Bunney T.D., Yoon Y. et al. Characterization of phospholipase C gamma enzymes with gain-of-function mutations // J. Biol. Chem. 2009. V. 284. P. 23083–23093. https://doi.org/10.1074/jbc.M109.019265

  38. Abe K., Fuchs H., Boersma A. et al. A novel N-ethyl-N-nitrosourea–induced mutation in phospholipase Cγ2 causes inflammatory arthritis, metabolic defects, and male infertility in vitro in a murine model // Arthritis Rheum. 2011. V. 63. P. 1301–1311. https://doi.org/10.1002/art.30280

  39. Abe K., Fuchs H., Lisse T. et al. New ENU-induced semidominant mutation, Ali18, causes inflammatory arthritis, dermatitis, and osteoporosis in the mouse // Mamm. Genome. 2006. V. 17. P. 915–926. https://doi.org/10.1007/s00335-006-0014-x

  40. Abe K., Cox A., Takamatsu N. et al. Gain-of-function mutations in a member of the Src family kinases cause autoinflammatory bone disease in mice and humans // PNAS USA. 2019. V. 116. P. 11872–11877. https://doi.org/10.1073/pnas.1819825116

  41. Grosse J., Chitu V., Marquardt A. et al. Mutation of mouse Mayp/Pstpip2 causes a macrophage autoinflammatory disease // Blood. 2006. V. 107. P. 3350–3358. https://doi.org/10.1182/blood-2005-09-3556

  42. Chitu V., Pixley F.J., Macaluso F. et al. The PCH family member MAYP/PSTPIP2 directly regulates F-actin bundling and enhances filopodia formation and motility in macrophages // Mol. Biol. Cell. 2005. V. 16. P. 2947–2959. https://doi.org/10.1091/mbc.e04-10-0914

  43. Geister K.A., Timms A.E., Beier D.R. Optimizing genomic methods for mapping and identification of candidate variants in ENU mutagenesis screens using inbred mice, G3 // Bethesda. 2018. V. 8. P. 401–409. https://doi.org/10.1534/g3.117.300292

  44. Simon M.M., Moresco E.M.Y., Bull K.R. et al. Current strategies for mutation detection in phenotype-driven screens utilising next generation sequencing // Mamm. Genome. 2015. V. 26. P. 486–500. https://doi.org/10.1007/s00335-015-9603-x

  45. Астраханцева И., Василенко Е., Бабаев А. и др. Поиск генов, связанных с развитием септического шока, методами прямой генетики // Рос. иммунол. журн. 2018. Т. 12. С. 55–61.

  46. Астраханцева И., Гладкова Л., Василенко Е. и др. Новая линия мутантных мышей с избирательной устойчивостью к одному из двух протоколов септического шока // Рос. иммунол. журн. 2020. Т. 23. С. 27–34.

  47. Borisova E.V., Epifanova E.A., Tutukova S.A. et al. Identification of novel mutations controlling cerebral cortex malformations caused by ENU-induced mutagenesis in the mouse // Sovrem. Tehnol. v Med. 2018. V. 10. P. 70–77.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Генетика

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал