1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Генетика
  4. T. 59, № 5, 2023

Генетика, 2023, T. 59, № 5, стр. 584-600

Разработка тест-системы для ДНК-идентификации особей вида енотовидная собака

А. Е. Гребенчук 1, *, О. Н. Лукашкова 2, С. А. Котова 2, И. С. Цыбовский 3

1 Государственный комитет судебных экспертиз Республики Беларусь
220073 Минск, Республика Беларусь

2 Научно-практический центр Государственного комитета судебных экспертиз Республики Беларусь
220114 Минск, Республика Беларусь

3 Республиканское унитарное предприятие “БелЮрОбеспечение”
220069 Минск, Республика Беларусь

* E-mail: iamsanya94@mail.ru

Поступила в редакцию 04.08.2022
После доработки 23.08.2022
Принята к публикации 09.09.2022

Аннотация

По результатам исследования полиморфизма 39 микросателлитных (STR) локусов и трех локусов половой принадлежности, специфичных к различным видам семейства псовые, с целью ДНК-идентификации биологических образцов животных вида енотовидная собака (Nyctereutes procyonoides) предложена тест-система NPlex, включающая 14 аутосомных STRs и два половых локуса. Тест-система валидирована для решения экспертных задач по установлению принадлежности биологических следов, обнаруженных на местах правонарушений (следов крови и выделений, фрагментов мышечных или костных тканей, дермы и волос и т.п.), конкретной особи животного вида енотовидная собака, а также для установления биологического родства животных данного вида. Валидационные мероприятия проведены в соответствии с протоколом Scientific Working Group on DNA Analysis Methods.

Ключевые слова: микросателлиты, идентификация, семейство псовые, криминалистика, незаконная охота.

Список литературы

  1. Yan S.Q., Li Y.M., Bai C.Y. et al. Development and characterization of polymorphic microsatellite markers for Chinese raccoon dog (Nyctereutes procyonoides procyonoides) // Genet. Mol. Res. 2013. V. 12. P. 6351–6355. https://doi.org/10.4238/2013.December.6.2

  2. Hong Y., Kim K.S., Lee H., Min M.S. Population genetic study of the raccoon dog (Nyctereutes procyonoides) in South Korea using newly developed 12 microsatellite markers // Genes & Genet. Systems. 2013. V. 88. № 1. P. 69–76. https://doi.org/10.1266/ggs.88.69

  3. Paulauskas A., Griciuvienė L., Juknelyte S. et al. Genetic diversity and population structure of raccoon dog (Nyctereutes procyonoides) in invaded areas // XMAT. 2014. P. 78. Antalya, Turkey. https://www.neobiota.eu/wp/wp-content/uploads/NEOBIOTA-2014-Abstract-Book.pdf

  4. Nørgaard L.S., Mikkelsen D.M.G., Elmeros M. et al. Population genomics of the raccoon dog (Nyctereutes procyonoides) in Denmark: Insights into invasion history and population development // Biol. Invasions. 2017. V. 19. № 5. P. 1637–1652. https://doi.org/10.1007/s10530-017-1385-5

  5. Oh S.Y., Kim S.A., Kim J.Y. et al. Detection of antibodies against the rabies virus in Korean raccoon dogs (Nyctereutes procyonoides koreensis) // J. Zoo and Wildlife Med. 2012. V. 43. № 1. P. 174–176. https://doi.org/10.1638/2011-0063.1

  6. Kido N., Itabashi M., Takahashi M., Futami M. Epidemiology of sarcoptic mange in free-ranging raccoon dogs (Nyctereutes procyonoides) in Yokohama // Jap. Veter. Parasitology. 2013. V. 191. № 1–2. P. 102–107. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2012.07.026

  7. Bagrade G., Deksne G., Ozoliņa Z. et al. Echinococcus multilocularis in foxes and raccoon dogs: an increasing concern for Baltic countries // Parasites & Vectors. 2016. V. 9. № 1. P. 1–9. https://doi.org/10.1186/s13071-016-1891-9

  8. Griciuvienė L., Paulauskas A., Radzijevskaja J. et al. Impact of anthropogenic pressure on the formation of population structure and genetic diversity of raccoon dog Nyctereutes procyonoides // Curr. Zool. 2016. V. 62. № 5. P. 413–420. https://doi.org/10.1093/cz/zow038

  9. Kauhala K., Kowalczyk R. Invasion of the raccoon dog Nyctereutes procyonoides in Europe: history of colonization, features behind its success, and threats to native fauna // Curr. Zool. 2011. V. 57. № 5. P. 584–598. https://doi.org/10.1093/czoolo/57.5.584

  10. Lever C. Naturalized Mammals of the World. London: Longman, 1985. Available from: https://www.cabi.org/isc/abstract/19860537058

  11. Deinet S., Ieronymidou C., McRae L. et al. Wildlife comeback in Europe: The recovery of selected mammal and bird species // Final Rep. to Rewilding Europe by ZSL, BirdLife International and the European Bird Census Council. London, UK, 2013. Available from: https://rewildingeurope.com/wp-content/uploads/20-13/11/Wildlife-Comeback-in-Europe-the-recovery-of-selected-mammal-and-bird-species.pdf

  12. Sillero-Zubiri C., Hoffmann M., Macdonald D.W. Canids: Foxes, wolves, jackals, and dogs // Status Survey and Conservation Action Plan. 2004. V. 95. Gland, Switzerland: IUCN, available from: https://www.carnivoreconservation.org/files/actionplans/canids.pdf

  13. Boom R.C.J.A., Sol C.J., Salimans M.M. et al. Rapid and simple method for purification of nucleic acids // J. Clin. Microbiol. 1990. V. 28. № 3. P. 495–503. https://doi.org/10.1128/jcm.28.3.495-503.1990

  14. Benson D.A., Karsch-Mizrachi I., Lipman D.J. et al. GenBank // Nucl. Acids Res. 2005. V. 34. P. D16–D20. https://doi.org/10.1093/nar/gkj157

  15. Hall T., Biosciences I., Carlsbad C. BioEdit: An important software for molecular biology // GERF Bull. Biosci. 2011. V. 2. № 1. P. 60–61. https://www.researchgate.net/profile/Ahmed-Alzohairy/publication/2585-65830_BioEdit_An_important_software_for_molecular_biology/links/0deec528a87d3f2ee0000000/BioEdit-An-important-software-for-molecular-biology.pdf

  16. Peakall R.O.D., Smouse P.E. GENALEX 6: Genetic analysis in Excel. Population genetic software for teaching and research // Mol. Ecol. Notes. 2006. V. 6. № 1. P. 288–295. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/bts460

  17. Excoffier L., Lischer H. An integrated software package for population genetics data analysis // Comput. and Mol. Popul. Genet. Lab (CMPG). 2006. Berne, Switzerland: Institute Zool., Univ. Berne, PMID 19325852.

  18. Van Oosterhout C., Hutchinson W.F., Wills D.P., Shipley P. MICRO-CHECKER: Software for identifying and correcting genotyping errors in microsatellite data // Mol. Ecol. Notes. 2004. V. 4. № 3. P. 535–538. https://doi.org/10.1111/j.1471-8286.2004.00684.x

  19. Marshall T.C., Slate J.B.K.E., Kruuk L.E.B., Pemberton J.M. Statistical confidence for likelihood – based paternity inference in natural populations // Mol. Ecol. 1998. V. 7. № 5. P. 639–655. https://doi.org/10.1046/j.1365-294x.1998.00374.x

  20. Pritchard J.K., Stephens M., Donnelly P. Inference of population structure using multilocus genotype data // Genetics. 2000. V. 155. № 2. P. 945–959. https://doi.org/10.1534/genetics.116.195164

  21. Earl D.A., VonHoldt B.M. STRUCTURE HARVESTER: A website and program for visualizing STRUCTURE output and implementing the Evanno method // Conservation Genet. Res. 2012. V. 4. № 2. P. 359–361. https://doi.org/10.1007/s12686-011-9548-7

  22. Lischer H.E., Excoffier L. PGDSpider: An automated data conversion tool for connecting population genetics and genomics programs // Bioinformatics. 2012. V. 28. № 2. P. 298–299. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btr642

  23. DeNise S., Johnston E., Halverson J. et al. Power of exclusion for parentage verification and probability of match for identity in American kennel club breeds using 17 canine microsatellite markers // Animal Genet. 2004. V. 35. № 1. P. 14–17. https://doi.org/10.1046/j.1365-2052.2003.01074.x

  24. Caniglia R., Fabbri E., Greco C. et al. Forensic DNA against wildlife poaching: Identification of a serial wolf killing in Italy // Forensic Sci. Int. Genet. 2010. V. 4. № 5. P. 334–338. https://doi.org/10.1016/j.fsigen.2009.10.012

  25. Dayton M., Koskinen M.T., Tom B.K. et al. Developmental validation of short tandem repeat reagent kit for forensic DNA profiling of canine biological material // Croatian Med. J. 2009. V. 50. № 3. P. 268–285. https://doi.org/10.3325/cmj.2009.50.268

  26. Whiteside H.M., Dawson D.A., Soulsbury C.D., Harris S. Mother knows best: Dominant females determine offspring dispersal in red foxes (Vulpes vulpes) // PLoS One. 2011. V. 6. № 7. P. e22145. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0022145

  27. Seddon J.M. Canid-specific primers for molecular sexing using tissue or non-invasive samples // Conservation Genet. 2005. V. 6. № 1. P. 147–149. https://doi.org/10.1007/s10592-004-7734-9

  28. Botstein D., White R.L., Skolnick M., Davis R.W. Construction of a genetic linkage map in man using restriction fragment length polymorphisms // Am. J. Hum. Genet. 1980. V. 32. № 3. P. 314. PMID 6247908.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Генетика

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал