1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Известия РАН. Серия биологическая
  4. № 6, 2020

Известия РАН. Серия биологическая, 2020, № 6, стр. 586-595

Характеристика новой культуры Bacillus thuringiensis, выделенной из мерзлотной почвы Магаданской области

В. П. Ходырев 1, *, И. М. Дубовский 2, О. В. Поленогова 1

1 Институт систематики и экологии животных СО РАН
630091 Новосибирск, ул. Фрунзе, 11, Россия

2 Новосибирский государственный аграрный университет
630039 Новосибирск, ул. Добролюбова, 160, Россия

* E-mail: vpbio@yandex.ru

Поступила в редакцию 30.09.2018
После доработки 15.05.2020
Принята к публикации 15.05.2020

Полный текст (PDF)

Аннотация

Обнаружено, что в мерзлотной почве Магаданской обл. кристаллообразующие бактерии Bacillus thuringiensis неподвижны и не образуют жгутиков. Отмечено, что у выделенных бактерий кристалл не отделялся от споры, данные бактерии встречались в 80% почвенных образцов, численность бактерий B. thuringiensis достигала 4 × 103 КОЕ/г воздушно-сухой почвы. Установлено, что выделенные непосредственно из почвы бактерии B. thuringiensis образовывали неплотные колонии, в которых формировались длинные цепочки из многих сотен клеток со спорами и кристаллами (размером от 0.4 до 0.9 мкм), а в составе параспоральных включений доминировали белки молекулярной массой 120, 80, 45, 43, 40 и 18 кДа.

Интерес к бактериям Bacillus thuringiensis не ослабевает благодаря тому, что B. thuringiensis синтезируют токсины с инсектицидными свойствами (Palma et al., 2014). Эти бактерии составляют основу биопрепаратов, которые широко применяются в борьбе с листогрызущими насекомыми (Somerville et al., 1970; Krieg et al., 1983; Bravo et al., 2011), кровососущими комарами (Brownbridge, Margalit, 1986). К числу чувствительных организмов к этим бактериям относят нематод и простейших (Feitelson et al., 1990). Бактерии B. thuringiensis могут иметь и медицинское значение, так как эндотоксин оказывает ингибирующее действие на развитие опухолевых клеток млекопитающих (Egorov, Yudina, 1987). Многие штаммы B. thuringiensis продуцируют различные факторы антибиотической активности: термостабильный β-экзотоксин, лецитиназу, протеазы, хитиназы (Бурцева и др., 2001).

В настоящее время возрастает интерес к B. thuringiensis как к продуценту бактериоцинов и бактериоциноподобных веществ (Kamoun et al., 2009; Martinez-Cardeñas et al., 2012; Zimina et al., 2016). Данные вещества могут выполнять различные функции, в том числе проявлять активность по отношению к своему виду и восстанавливать баланс кишечного микробного сообщества у человека и животных (Prasad, Shethna, 1976; Helgason et al., 2000; McFall-Ngai et al., 2013).

Бактерии B. thuringiensis встречаются повсеместно, в том числе в почве (De Luca et al., 1981; Ohba, Aratake, 1994), на поверхности растений (Smith, Couche, 1991), в кормах для животных (Meadows et al., 1992). Однако их численность, как правило, очень низка, поэтому постоянно разрабатываются различные приемы для обнаружения и выделения этих бактерий (Travers et al., 1987).

Для идентификации B. thuringiensis существуют различные критерии, среди которых термоустойчивость соматических O-антигенов, биохимические характеристики, чувствительность к фагам, специфичность жгутикового H-антигена (de Barjac, Bonnefoi, 1962, 1973; Смирнова и др., 1993).

Цель работы – изучение некоторых фенотипических (культурально-морфологические, биохимические, антибиотические свойства, способность к образованию бактериоцинов, отношение к температуре, скорость роста, состав белкового профиля), инсектицидных свойств и секвенирование 16S РНК бактерий, изолированных из мерзлотной почвы.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Кристаллообразующие бактерии B. thuringiensis были изолированы из образцов почвы Среднеканского р-на Магаданской обл., вблизи пос. Сеймчан, берег оз. Щучье (62°43′16′′ с.ш., 152°28′44′′ в.д.). На местности присутствовала растительность, состоящая преимущественно из лиственничника с тополем и кедровым стлаником, верхний слой с подстилкой. Глубина взятия почвенных проб 0–5 см. Смешанные образцы готовили из пяти проб (собрано 15 образцов).

Почвенные суспензии высевали на среду А следующего состава, %: пептон ферментативный – 0.7, рыбный автолизат – 0.4, NaCl – 0.6, агар-агар – 1.5. Для посева использовали пастеризованные и непастеризованные почвенные суспензии в разведениях 1 : 5, 1 : 10 и 1 : 50. Для изучения колоний кристаллообразующих бактерий проводили посев на среду LB такого состава, %: триптон – 1, дрожжевой экстракт – 0.5, NaCl – 0.5, агар-агар – 1.5. Инкубацию посевов осуществляли при 28°С.

Микробиологический анализ выделенных бактерий проводили с помощью микроскопа Axsioscop 40 с видеокамерой AmScope.com FMAO50 в программе Topview (Carl Zeiss, Германия). Для возможного выделения подвижных клонов B. thuringiensis проводили ежедневные пересевы штамма 3081 на смеси дрожжевого экстракта и пептонной воды в 1.5%-ных концентрациях. На протяжении 19 сут проводили периодическую проверку культуры на подвижность. Для этой же цели бактерии высевали в U-образные трубки с добавлением 0.5% агар-агара.

Скорость роста B. thuringiensis штамма 3081 изучали при инкубировании колонии при 9, 12, 28 и 45°С. Для посева использовали суспензии бактерий с титром 1 × 106 КОЕ/мл. Объем высеваемого материла составил 25 мкл на чашку Петри. Динамику роста колоний отслеживали на протяжении 8 сут при точечном посеве на среду А. Инкубирование посевов осуществляли при 28°С. В качестве контроля использовали B. thuringiensis subsp. kurstaki штамма 2127 из коллекции музея энтомопатогенных микроорганизмов (УНУ Сибирский зоологический музей Института систематики и экологии животных СО РАН).

Чувствительность B. thuringiensis 3081 к антибиотикам определяли с помощью бумажных дисков (Научно-исследовательский центр фармакотерапии, Санкт-Петербург). Кроме того, у B. thuringiensis 3081 определяли возможный антагонизм в отношении серологических вариантов Н1–Н34, коллекционных культур B. thuringiensis 3081, 3079 и 3098 методом перпендикулярных штрихов (Егоров, 1965), а также возможный взаимный антагонизм штаммов B. thuringiensis 3081, 3079 и 3098.

Биохимические признаки и молекулярную массу белка кристаллов B. thuringiensis 3081 сравнивали с другими подвидами subsp. finitimus 218 (Н2), subsp. tochigiensis 1203 (Н19), subsp. silo 9413 (Н26) с не отделяющимися от спор кристаллами. Необходимо отметить, что сцепленность спор и параспоральных кристаллов присуща тем подвидам B. thuringiensis, у которых включения формируются с внутренней стороны экзоспориума, что, вероятно, способствует спорам и кристаллам оставаться в сцепленном состоянии после лизиса материнской клетки (Debro et al., 1986).

Спорокристаллические смеси шестисуточных культур анализировали с помощью электрофореза в присутствии 0.1% додецилсульфат натрия, используя 10%-ный полиакриламидный гель (Laemeli, 1970). Для визуализации белки окрашивали кумасси R-250. В качестве стандартов молекулярной массы были использованы маркерные белки (AppliChem, Германия). Биохимические свойства кристаллообразующих бактерий характеризовали по методу Барджак и др. (de Bardjac, Bonnefoi, 1962, 1973).

Способность B. thuringiensis 3081 синтезировать бактериоцин и бактериоцинподобные вещества выявляли согласно методическим указаниям (Методические…, 2010). В слой среды А на чашках Петри, содержавщей 1.5% агар-агара, вносили по 5 мкл 12-часовой культуры с последующей инкубацией 12 ч при 37°С. Синтез бактериоцина инициировали УФ-облучением в течение 30 с и дальнейшим инкубированием. По истечении 12 ч культуры инактивировали хлороформом, поместив под перевернутую чашку Петри без крышки фильтровальную бумагу, смоченную хлороформом. Экспозиция продолжалась 30 мин. После 15 мин проветривания наслаивали 5 мл 0.5%-ного агар-агара, содержащего 1 × 20 КОЕ/мл тест–штамма. Крышки чашек Петри были заменены стерильными. Инкубирование продолжали 12–15 ч при 37°С. Наличие зон просветления регистрировали в слое тест-культуры.

Анализ гена 16S рРНК проводили в ЦКП “Геномика” СО РАН (ИХБФМ СО РАН, Новосибирск) (Dubovskiy et al., 2016). Полученные сиквенсы анализировали с использованием базы GenBank NCBI.

Для выявления инсектицидной активности штамма проводили пероральное инфицирование личинок листогрызущих насекомых 2-го возраста следующих видов: капустнойPieris brassicae L. и репной Pieris rapae L. белянки, непарного шелкопряда Lymantria dispar L., черемуховой моли Yponomeuta evonymella L., колорадского жука Leptinotarsa decemlineata Say. Листья кормового растения опрыскивали спорокристаллической суспензией шестисуточной культуры с титром 1 × 107 спор/мл (время наблюдения 5 сут). Кроме того, инсектицидную активность штамма выявляли по отношению к личинкам двукрылых 4-го возраста Aedes aegypti и Culex pipiens pipiens (время наблюдения 1 сут).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

На фоне почвенной микрофлоры при первичном высеве суспензии отчетливо выделялись более крупные колонии бактерий, численность которых составляла 3 × 102–4 × 103 КОЕ/г воздушно-сухой почвы. Встречаемость данных колоний составляла 80% всех исследованных образцов. Данные бактерии образовывали параспоральные тела, сцепленные со спорой. Высокая численность и встречаемость кристаллообразующих бактерий в образцах почвы подтверждают их постоянное присутствие в структуре естественной почвенной микробиоты.

Культурально-морфологические свойства. На агаризованной питательной среде А выделенные почвенные бактерии B. thuringiensis образовывали неплотные колонии с нитевидным ростом от центра к периферии, радиальными фракциями с разветвлениями и небольшим плотным центром (рис. 1). Подобный рост наблюдался и при посеве методом штриха (рис. 2). По форме колонии характеризуются как ризоидные (Пименова и др., 1983). Профиль колонии плоский, поверхность ровная, структура зернистая, края волнистые или лопастные, край струйчатый, цвет серо-белый без блеска, при этом культура образует кристаллические включения, сцепленные со спорой. Бактериальные колонии на среде А соответствовали R-варианту.

Рис. 1.

Неплотная колония Bacillus thuringiensis 3081 с нитевидным ростом от центра к периферии, радиальными фракциями с разветвлениями и небольшим плотным центром.

Рис. 2.

Штриховой посев Bacillus thuringiensis 3081. Свободное пространство на питательной среде зарастает нитевидными отростками.

Колонии кристаллобразующих культур имели разную морфологию при рассеве на агаризованные питательные среды. B. thuringiensis 3081 и 3086 практически не изменяли морфологии колоний, а B. thuringiensis 3085, 4001, 4003 и другие диссоциировали на R- и S-варианты. Из 300 исследованных колоний каждого штамма S-варианты составляли от 1.0 до 20.0%, чем подтверждаются данные о переходе B. thuringiensis в S-варианты от 1.0 до 3.3% (Макарова и др., 2008). Наши исследования показали, что клоны S-вариантов имеют плотные структуры бело-серого цвета с блеском и неровной поверхностью. Нередко колонии гетерогенных штаммов образовывали несколько сегментов с нечеткими R- и S-вариантами (рис. 3).

Рис. 3.

S- и R-формы бактериальной колонии Bacillus thuringiensis 4001.

Мы выявили, что на формирование колоний также существенно влиял состав питательной среды. На “богатой” среде LB изолированные из почвы штаммы образовывали колонии с обильной биомассой, плоским профилем и слабым блеском, а также имели ризоидный характер роста по краю колоний на 6-е–7-е сут (рис. 4). В смеси дрожжевого экстракта и пептонной воды бактерии формировали пленку и хлопьевидный осадок на дне пробирок, в то же время отсутствовала мутность, характерная для неподвижных бактерий. Многократные пассажи в полужидкую среду с использованием U-образной трубки не выявили подвижных клонов.

Рис. 4.

Плотные колонии с ризоидным краем Bacillus thuringiensis 3081 на среде LB.

Микробиологический анализ. Процесс образования спор и кристаллов у выделенных кристаллобразующих бактерий завершался на 5-е сут при инкубации 28°С, причем кристаллы оставались сцепленными со спорой (рис. 5). Свободные кристаллы встречались редко, чаще в мазках были видны споры без кристаллов. Однако частично кристаллы были заметно удалены от спор и были расположены под углом к споре. Размеры параспоральных включений составляли от 0.4 × 0.5 до 0.7 × 0.9 мкм, т.е. ~50% размера клетки. Споры имели эллиптическую форму размером от 0.4 × 0.8 до 0.9 × 1.4 мкм, а размеры клеток 36-часовой культуры составляли от 0.9 × 2.8 до 1.2 × 4.5 мкм. Колонии бактерий R-варианта образовывали длинные цепочки из нескольких сотен клеток, которые сохранялись в мазках в виде тяжей, что напоминало бактерии B. mycoides. Однако пересевы B. thuringiensis 3081 приводили к потере сцепления между полюсами клеток и образованию небольших цепочек, чаще только в растущей культуре. Данное явление присуще практически всем подвидам B. thuringiensis. Колонии B. thuringiensis 3087 образовывали цепочки клеток из спор и кристаллов или только из спор (рис. 6). Клоны S-формы образовывали мелкие кристаллы, олиго- или акристаллогенные клетки, что приводило к потере спорообразования. На “богатой” среде LB B. thuringiensis 3981, 3084, 3098 образовывали преимущественно мелкие кристаллические включения или аспорогенные клетки, расположенные в коротких цепочках.

Рис. 5.

Сцепленные параспоральные включения размером от 0.4 × 0.5 до 0.7 × 0.9 мкм и споры эллиптической формы размером от 0.4 × 0.8 до 0.9 × 1.4 мкм штамма Bacillus thuringiensis 3081 (использован микроскоп Axsioscop 40 с видеокамерой AmScope.com FMAO50 в программе Topview).

Рис. 6.

Микроскопический анализ бактериальных колоний R-варианта B. thuringiensis 3087, образованных длинными цепочками из нескольких сотен клеток.

Таким образом, можно сделать вывод, что образование S-вариантов бактериальных колоний сопряжено с изменением споро- и кристаллообразования. Расщепление на разные морфологические варианты свойственно многим видам бактерий, в том числе B. thuringiensis, входящим в группу Bacillus cereus (Милько, Егоров, 1991; Дорошенко и др., 2001). Считается, что диссоциация – способ адаптации популяции к меняющимся условиям среды (Милько, Егоров, 1991).

Отношение к температуре и скорость роста. B. thuringiensis 3081, как и B. thuringiensis subsp. kurstaki 2127, не растут при температуре инкубирования 9°С. Видимый рост происходит в течение 2 сут от начала инкубирования при 12°С и в течение 5–6 ч при 28°С. При 45°С у B. thuringiensis 3081 в течение 3 сут рост отсутствовал, тогда как у B. thuringiensis 2127 наблюдался интенсивный рост уже после 6 ч инкубирования. Данный температурный показатель свидетельствует о том, что температура 45°С стрессовая для B. thuringiensis 3081, выделенного из зоны вечной мерзлоты, в отличие от B. thuringiensis 2127, выделенного на юге Казахстана (Ходырев и др., 2008).

Динамику скорости роста колоний B. thuringiensis 3081 и 2127 наблюдали в течение 8 сут. Ризоидные полупрозрачные колонии B. thuringiensis 3081 показали более интенсивный рост, чем плотные колонии B. thuringiensis 2127 (табл. 1). На 8-е сут эксперимента диаметр колоний B. thuringiensis 3081 превышал диаметр колоний B. thuringiensis 2127 в 2 раза (46 ± 3.7 и 24 ± 1.9 соответственно).

Таблица 1.

Динамика роста бактериальных колоний на плотной питательной среде А при температуре инкубирования 28°С (диаметр, мм)

Bacillus thuringiensis Период инкубирования, сут
1 2 3 4 8
3081 5 ± 0.7 20 ± 1.3 26 ± 1.7 43 ± 2.8 46 ± 2.7
subsp. kurstaki 2127 7 ± 0.9 15 ± 0.8 18 ± 1.3 20 ± 1.6 24 ± 1.9

Биохимические свойства. B. thuringiensis 3081 отличался от подвидов B. thuringiensis с неотделяющимися кристаллами по ряду биохимических признаков (табл. 2). Так, данный штамм не образовывал ацетилметилкарбинол в отличие от трех исследуемых подвидов B. thuringiensis 218, 1203, 9413 и имел отрицательный результат лецитовителлиновой реакции, как у B. thuringiensis 9413. Общие показатели для четырех исследуемых культур – отсутствие уреазной активности, способности усваивать маннозу и образовывать пигмент на желтковой среде.

Таблица 2.

Сравнительный биохимический анализ сцепленных со спорой кристаллобразующих бактерий Bacillus thuringiensis

Вид Штамм АМК ЛВР Амилаза Уреаза Эскулин Усвоение сахаров Пигмент
сахароза салицин манноза целобиоза
B. thuringiensis finitimus 218 + + – – + + + – – –
B. thuringiensis tochigiensis 1203 + + + – – + – – – –
B. thuringiensis silo 9413 + – + – – – – – – –
B. thuringiensis ssp. 3081 – – + – – + – – + –

Примечание. АМК – образование ацетилметилкарбинола; ЛВР – лецитовителлиновая реакция; “+” – положительная реакция; “–” – отрицательная реакция.

Антибиотические свойства. Нами была установлена резистентность B. thuringiensis 3081 к ряду антибиотических веществ: бензилпенициллину, оксациллину, линкомицину, цефазолину. Однако данная культура обладала чувствительностью к ципрофлоксацину, эритромицину, гентамицину, стрептомицину, мономицину, левомицетину, клиндамицину (зона угнетения составляла 20–25 мм), террамицину, рифампицину, ванкомицину (зона угнетения 10–14 мм). B. thuringiensis 3081 не угнетал собственный рост при взаимно-перпендикулярном посеве и рост серологических вариантов от Н1 до Н34, в то же время подвергался угнетению B. thuringiensis subsp. sotto (H4ab) и B. thuringiensis subsp. galleriae (H5ab), образуя свободную от роста зону 5–6 мм.

Бактериоциногения. B. thuringiensis 3081 продуцировал бактериоцины или бактериоциноподобные вещества. Наличие данных веществ подтвердилось проявлением зон просветления тест-культуры на втором слое питательной среды. При газонном способе посева рост B. thuringiensis отсутствовал в проекциях нанесения культуры (рис. 7).

Рис. 7.

Продукция бактериоцина или бактериоциноподобных веществ у Bacillus thuringiensis 3081 в зонах просветления тест-культуры.

Анализ белкового профиля. Результат электрофореграммы спорокристаллических смесей B. thuringiensis 3081 и 3084 показал наличие доминирующих белков с молекулярными массами 120, 80, 45, 43, 40 и 18 кДа и присутствие минорных белков 30 и 28 кДа. Электрофореграмма выявила, что у B. thuringiensis 218 доминируют белки с молекулярными массами 45, 43, 40, 30 и 20 кДа, а B. thuringiensis 1203 кроме белков массой 65, 33, 30 и 20 кДа имел минорный белок 17 кДа (рис. 8). Таким образом, белковый профиль выделенных из почвы бактерий B. thuringiensis 3081 и 3084 отличался по составу от структуры известных подвидов B. thuringiensis ssp. finitimus 218 (Н2), B. thuringiensis ssp. tochigiensis 1203 (H19) и B. thuringiensis ssp. silo 9413 (H26).

Рис. 8.

Сравнительный электрофорез спорокристаллических смесей штаммов Bacillus thuringiensis. 1 и 2 – штаммы 3081 и 3084, 3 – штамм ssp. finitimus 218, 4 – штамм ssp. tochigiensis 1203, 5 – штамм ssp. silo 9413. М – стандарты молекулярных масс (AppliChem, Германия).

Штаммы B. thuringiensis 3081 и 3084, изолированные из мерзлотной почвы, факультативные анаэробы, грамположительные, образуют каталазу, способны гидролизировать крахмал и казеин, восстанавливать нитраты, образовывать щелочь на цитратно-солевом агаре, не выделяют аммиака и сероводорода, не образуют индола, способны расти с 7%-ным содержанием NaCl. Бактериальные колонии S-вариантов не изменяли основных биохимических свойств. Таким образом, изучаемые культуры соответствуют кристаллобразующим бактериям группы B. thuringiensis (Пименова и др., 1983), что также подтверждено результатами анализа сиквенсов гена 16S рРНК. Изучаемые бактерии наиболее близко соответствуют кристаллобразующим бактериям B. thuringiensis, что подтверждено результатами BLAST-анализа нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК и сравнения с базами данных GenBank NCBI (Query Cover = 100%, Identities = 99%; MT292104.1; MT292102.1; MT292101.1; MN203618.10). Культура B. thuringiensis 3081 не вызывала бактериозов у тестовых насекомых.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Бактериальные культуры B. thuringiensis 3081 и 3084, изолированные из мерзлотной почвы Магаданской обл., не были способны к образованию жгутиков. Совокупность морфологических и биохимических показателей выявила соответствие данных бактерий кристаллобразующим B. thuringiensis, что в свою очередь было подтверждено анализами секвенирования.

Эти бактерии формируют кристаллы, сцепленные со спорой, и отличаются по ряду биохимических показателей от B. thuringiensis ssp. finitimus 218, ssp. tochigiensis 1203, ssp. silo 9413 с не отделяющимися от спор кристаллами. B. thuringiensis 3081 и 3084 образуют неплотные колонии, которые формируются клетками, сцепленными с полюсов, объединяясь в длинные цепочки, как у B. mycoides, во время роста культуры, что способствует длительному периоду покоя. Вероятно, данная особенность – один из способов адаптации бактерий для сохранения в естественных условиях, так как пассажи на питательной среде часто способствовали утрате образованных длинных цепочек. Клоны данных штаммов формировали R- и S-варианты. Последние образовывали неровную, в то же время гладкую с блеском поверхность, формировали клетки с мелкими кристаллами или без кристаллических включений.

Бактериальная культура штамма B. thuringiensis 3081 обладала способностью роста в условиях пониженных и повышенных температур, а также отличалась повышенной скоростью роста колоний по сравнению с B. thuringiensis subsp. kurstaki 2127. Изучаемые бактерии отличались от контрольных штаммов B. thuringiensis продуцируемым белковым спектром и способностью к синтезу бактериоцинов.

Таким образом, изолированные в зоне вечной мерзлоты бактерии B. thuringiensis имеют оригинальные свойства по культурально-морфологическим показателям, отношению к температурному фактору, а также по структуре белкового профиля. Отсутствие жгутиков и образование ризоидных колоний, по-видимому, одна из форм адаптации бактерий к короткому лету в условиях мерзлоты. Высокая встречаемость и численность (обнаружены в 80% почвенных образцов с численностью до 4 × 103 КОЕ/г почвы) свидетельствуют о том, что бактерии – часть почвенного биоценоза. Мы с осторожностью предполагаем, что выделен новый вид бактерий и планируем продолжить изучение данных бактерий, в том числе их генетических свойств.

Исследование поддержано Комплексной программой фундаментальных научных исследований СО РАН II.1. (проект № АААА-А17-117091270110–0), Программой фундаментальных научных исследований государственных академий наук на 2013–2020 гг., проект № VI.51.1.4. (АААА-А16-116121410124–8) и грантом Президента РФ (МД-1843.2017.11).

Список литературы

  1. Бурцева Л.И., Штерншис М.В., Калмыкова Г.В. Бактериальные болезни насекомых // Патогены насекомых: структурные и функциональные аспекты / Под ред. Глупова В.В. М.: Круглый год, 2001. С. 189–245.

  2. Дрошенко Е.В., Лойко Н.Г., Ильинская О.Н., Колпаков А.И., Горнова И.Б., Климанова Е.В., Эль-Регистан Г.И. Характеристика диссоциантов Bacillus cereus // Микробиология. 2001. Т. 70(6). С. 811–819.

  3. Егоров Н.С. Микробы-антагонисты и биологические методы определения антибиотической активности. М.: Высш. шк., 1965. 202 с.

  4. Макарова О.В., Секерина О.А., Чемерилова В.И. Частота и особенности диссоциации у штаммов 3-х подвидов Bacillus thuringiensis // Бюл. ВСНЦ СО РАМН. 2008. № 2 (60). С. 71–72.

  5. Методические указания. (Утв. Роспотребнадзором. 21.04.2010.) https://www.lawmix.ru/medlaw/2718 МУК 4.2.2602-10. 4.2. Методы контроля. Биологические и микробиологические факторы. Определение продукции бактериоцинов и чувствительности бактерий к его действию // Методические указания. Система предрегистрационного доклинического изучения безопасности препаратов. Отбор, проверка и хранение производственных штаммов, используемых при производстве пробиотиков.

  6. Милько Е.С., Егоров Н.С. Гетерогенность популяции бактерий и процесс диссоциации. М.: Изд-во МГУ, 1991. 143 с.

  7. Пименова М.Н., Гречушкина Н.Н., Азова Л.Г., Семенова Е.В., Мыльникова С.И. Руководство к практическим занятиям по микробиологии / Под ред. Егорова Н.С. 2-е изд. М.: Изд-во МГУ, 1983. 210 с.

  8. Смирнова Т.А., Миненкова И.Б., Шамшина Т.Н., Константинова Т.Е., Кузнецова Н.И., Кузин А.И., Николаенко М., Клицунова Н., Ганушкина Л., Шагов Е., Азизбекян P.P. Характеристика природных штаммов Bacillus thuringiensis // Биотехнология. 1993. № 11(12). С. 12–16.

  9. Ходырев В.П., Копжасаров Б.К., Сагитов О.А., Глупов В.В. Бактериоз американской белой бабочки (Hyphantria cunea Drury) на юго-востоке Казахстана, вызванный Bacillus thuringiensis kurstaki // Евразиат. энтомол. журн. 2008. № 7 (2). С. 91–96.

  10. Bravo A., Likitvivatanavong S., Gill S.S., Soberón M. Bacillus thuringiensis: A story of a successful bioinsecticide // Insect. Biochem. Mol. Biol. 2011. V. 41. Iss. 7. P. 423–431. https://doi.org/10.1016/j.ibmb.2011.02.006

  11. Brownbridge M., Margalit J. New Bacillus thuringiensis strains isolated in Israel are highly toxicto mosquito larvae // J. Invertebr. Pathol. 1986. V. 48. P. 216–222.

  12. De Barjac H., Bonnefoi A. Essai de classification biochimique et sérologique de 24 souchesde Bacillus de type B. thuringiensis // Entomophaga. 1962. V. 1. P. 5–31.

  13. De Barjac H., Bonnefoi A. Mise au point sur la classification des Bacillus thuringiensis // Entomophaga. 1973. V. 18. P. 5–17.

  14. Debro L., Fitz-James P.C., Aronson A. Two different parasporal inclusions are produced by Bacillus thuringiensis subsp. finitimus // J. Bacteriol. 1986. V. 165. P. 258–268.

  15. De Lucca A.J., Simonson J.G., Larson A.D. Bacillus thuringiensis distribution in soils of the United States // Can. J. Microbiol. 1981. V. 27. P. 865–870.

  16. Dubovskiy I.M., Grizanova E.V., Whitten M.M.A., Mukherjee K., Greig C., Alikina T., Kabilov M., Vilcinskas A., Glupov V.V., Butt T.M. Immuno-physiological adaptations confer wax moth Galleria mellonella resistance to Bacillus thuringiensi // Virulence. 2016. V. 30. P. 1–11. https://doi.org/10.1016/j.jip.2016.08.008

  17. Egorov N.S., Yudina T.G. The antibiotic activity of parasporal crystal solutions from Bacillus thuringiensis // Proc. 4 Etir. Congr. Biotechnol. Amsterdam. 1987. V. 3. P. 550–552.

  18. Feitelson J.S., Payle J., Kim L. Bacillus thuringiensis insect and Beyond // Biotechnology. 1990. V. 10. P. 271–274.

  19. Helgason E., Dominique A., Caugant D.A., Olsen I., Kolsto A.B. Genetic structure of population of Bacillus cereus and B. thuringiensis isolates associated with periodontitis and other human infections // J. Clin. Microbiol. 2000. V. 38. P. 1615–1622.

  20. Kamoun F., Zoouari N., Jaous S. Improvement of Bacillus thuringiensis bacteriocin production through culture conditions optimization // Biochem. Biotechnol. 2009. V. 39. P. 400–412.

  21. Krieg A., Huger A.M., Langenbruch G.A., Schnetter W. Bacillus thuringiensis var. tenebrionis, a new pathotype effective against larvae of Coleoptera // Z. Angeman. Entomol. 1983. V. 96. P. 500–508.

  22. Laemeli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage // Nature. 1970. V. 227. P. 680–685.

  23. Martinez-Cardeñas J.A., de la Fuente- Salcido N.M., Salcedo-Hernández R., Bideshi D.K., Barboza-Corona J.E. Effects of physical culture parameters on bacteriocin production by Mexican strains of Bacillus thuringiensis after cellular induction // J. Ind Microbiol. Biotechnol. 2012. V. 39. P. 183–189.

  24. McFall-Ngai M., Hadfield M.G., Bosch T.C., Carey H.V., Domazet-Lošo T., Douglas A.E., Dubilier N., Eberl G., Fukami T., Gilbert S.F., Hentschel U., King N., Kjelleberg S., Knoll A.H., Kremer N., Mazmanian S.K., Metcalf J.L., Nealson K., Pierce N.E., Rawls J.F., Reid A., Ruby E.G., Rumpho M., Sanders J.G., Tautz D., Wernegreen J.J. Animals in a bacterial world, a new imperative for the life sciences // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2013. V. 110. P. 3229–3236.

  25. Meadows M.P., Ellis D.J., Butt J., Jarrett P., Burges H.D. Disrtibution, frequens, and diversity of Bacillus thuringiensis in an animal feed mill // Appl. Environ. Microbiol. 1992. P. 1344–1350.

  26. Ohba M., Aratake Y. Comparative study of the frequency and flagellar serotype flora of Bacillus thuringiensis in soils and silkworm-breeding environments // J. Appl. Microbiol. 1994. V. 76. P. 203–209.

  27. Palma L., Muñoz D., Berry C., ús Murillo J., Caballero P. Bacillus thuringiensis Toxins: an overview of their biocidal activity // Toxins. 2014. V. 6. P. 3296–325.

  28. Prasad S.S., Shethna Y.I. Antitumot immunity agai Yoshida ascites carcoma after treatment with the proteinaceous crystal of Bacillus thuringiensis var. thuringiensis // Indian J. Exp. Biol. 1976. V. 14. P. 285–288.

  29. Smith R.A., Couche G.A. The Phylloplane as a Source of Bacillus thuringiensis Variants // Appl. Environ. Microbiol. 1991. V. 57. P. 311–315.

  30. Somerville H.J., Tanada Y., Omi E.M. Lethal effect of purified spore and crystalline endotoxin preparations of Bacillus thuringiensis on several lepidopterous insects // J. Invertebr. Pathol. 1970. V. 16. P. 241–248.

  31. Travers R.S., Martin P.A., Reichelderfer C.F. Selective process for efficient isolation of soil Bacillus spp. // Appl. Environ. Microbiol. 1987. V. 53. Iss. 6. P. 1263–1266.

  32. Zimina M.I., Sukhih S.A., Babich O.O., Noskova S.Yu., Abrashina A.A., Prosekov A.Yu. Investigating antibiotic activity of the genus Bacillus strains and properties of their bacteriocins in order to develop next-generation pgarmaceuticals // Foods Raw Mather. 2016. V. 4. P. 92–100.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Известия РАН. Серия биологическая

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал