Известия РАН. Серия географическая, 2022, T. 86, № 6, стр. 985-1001
Структура и функционирование планктонных сообществ фототрофных и миксотрофных протистов в прибрежной лагуне “озеро Кисло-Сладкое” (Белое море, Карельский берег)
А. О. Плотников a, *, Е. А. Селиванова a, Ю. А. Хлопко a, Д. А. Воронов b, Д. Н. Маторин c, Д. А. Тодоренко c, Е. Д. Краснова c
a Институт клеточного и внутриклеточного симбиоза УрО РАН
Оренбург, Россия
b Институт проблем передачи информации им. А.А. Харкевича РАН
Москва, Россия
c Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
Москва, Россия
* E-mail: protoz@mail.ru
Поступила в редакцию 11.04.2022
После доработки 31.07.2022
Принята к публикации 18.08.2022
- EDN: KLMBNQ
- DOI: 10.31857/S2587556622060127
Аннотация
В меромиктическом водоеме российского побережья Арктики на примере лагуны “озеро Кисло-Сладкое” впервые методом ДНК метабаркодинга определены таксономический состав и вертикальная структура сообществ фототрофных протистов (ФП). На разных глубинах измерены температура, соленость, концентрация кислорода, pH, Eh, освещенность и функциональные параметры флуоресценции хлорофилла. Выявлено 140 операционных таксономических единиц ФП, относящихся к макротаксонам Dinoflagellata, Chlorophyta, Cryptophyta, Haptophyta, Ochrophyta, Cercozoa. ФП преобладали над гетеротрофными протистами на глубинах 0–1.0 и 2.5–3.5 м, достигая максимума в хемоклине, особенно в горизонте 3.0 м, над редокс-переходом. Таксономический состав ФП в разных слоях различался согласно гидрологической и гидрохимической стратификации. Кроме абиотических факторов на состав и распределение ФП влияли хищные протисты: церкозойный жгутиконосец Ebria tripartita и динофлагеллята Oxyrrhis marina, которые при массовом размножении значительно снижали обилие ФП. Выявлено 5 слоев, характеризующихся разными доминирующими комплексами ФП. Поверхностный слой опресненной воды 0–0.5 м характеризовался доминированием криптофитовых Teleaulax sp. и Hemiselmis cryptochromatica. Активность фотосинтеза фитопланктона здесь была ниже по сравнению с нижележащими слоями, что, по-видимому, определялось фотоингибированием. В слое морской воды 1.0–2.0 м ниже пикноклина доминировали Chlorophyta, типичные для пикопланктона северных морей, а также представители криптофитовых, гаптофитовых, пединеллид, диатомовых. Сообщество ФП на нижней границе оксиклина (2.5 м) имело специфическую структуру с массовым развитием миксотрофной динофлагелляты Heterocapsa rotundata, для которой здесь формировались наиболее благоприятные условия, способствующие переходу с фотосинтеза на фаготрофное потребление бактерий. В хемоклине зарегистрирован максимум хлорофилла, образованный криптофитовыми Rhodomonas sp., демонстрирующий высокие показатели эффективности фотосинтеза, несмотря на присутствие сероводорода и низкую освещенность. В более глубокой анаэробной зоне, по-видимому, сохранялись цисты и ДНК отмерших протистов, останки которых осели в придонные слои.
ВВЕДЕНИЕ
На побережье Кандалакшского залива Белого моря обнаружено более двух десятков прибрежных водоемов, в разной степени изолированных от моря, общей чертой которых является устойчивая вертикальная стратификация, обусловленная взаимодействием морских вод и пресного стока (Краснова, 2021; Краснова и др., 2016; Шапоренко и др., 2005). Некоторые из них могут быть отнесены к меромиктическим, поскольку плотностная стратификация в них сохраняется многие годы (Краснова и др., 2016; Лосюк и др., 2021; Lunina et al., 2016). По общепринятой классификации (Lewis, 1983) они соответствуют эктогенным водоемам прибрежного морского типа (Ib). В районах, испытывающих поднятие берега, к каковым относится беломорское побережье (Романенко, Шилова, 2012), меромиксия – закономерная стадия эволюции водоемов, отделившихся от моря (Hakala, 2004). Меромиктические водоемы представляют собой интересный для науки и пока недостаточно изученный феномен. В пределах одного водного объекта одновременно есть несколько различающихся экологических сообществ, расположенных одно над другим, и связанных потоками вещества и энергии. В верхнем слое, именуемом миксолимнионом и подверженном перемешиванию, присутствует сообщество живых организмов, аналогичное таковым в других водоемах той же климатической зоны. Нижний, не охваченный циркуляцией слой, монимолимнион, в силу изоляции от атмосферы и накопления органических веществ автохтонного и аллохтонного происхождения лишен кислорода, там формируется сообщество анаэробных организмов с главенствующей ролью бактерий, осуществляющих разнообразные, преимущественно диссимиляционные, биогеохимические циклы. Между ними располагается градиентная зона, на которую приходится максимум первичной продукции за счет массового развития аноксигенных фототрофных бактерий (Саввичев и др., 2014; Gorlenko et al., 1978). Продуцируемое ими органическое вещество потребляется преимущественно гетеротрофными бактериями и протистами, а также миксотрофными протистами, способными переключаться с фотосинтеза на усвоение готовых органических веществ, в том числе путем эндоцитоза бактерий (Krasnova et al., 2018).
В экосистеме меромиктических водоемов определяющую роль играют микроорганизмы. Для изучения биоразнообразия и оценки таксономического состава их сообществ хорошо зарекомендовал себя метагеномный анализ, основанный на секвенировании тотальной ДНК, выделенной из природного биотопа. ДНК метабаркодинг, являющийся разновидностью метагеномного анализа, основан на определении таксономического состава микроорганизмов по коротким фрагментам ДНК, получаемым путем амплификации вариабельного таксон-специфичного участка гена (как правило, малой субъединицы рРНК), с последующим высокопроизводительным секвенированием. Целевое секвенирование вариабельного участка ДНК позволяет дифференцировать таксоны разного уровня (от филы до рода, иногда даже до вида). В отличие от других генов, последовательности гена малой субъединицы рРНК наиболее популярны для ДНК метабаркодинга микробных сообществ, поскольку определены у широкого круга разных таксонов про- и эукариот и депонированы в международных базах данных EMBL-EBI, GenBank и др. Метагеномный анализ, включая ДНК метабаркодинг, все чаще используют для оценки разнообразия бактерий в меромиктических водоемах (Casamayor et al., 2000; Lauro et al., 2010; Inceoglu et al., 2015, Baatar et al., 2016; Salmaso, 2019 и мн. др.), однако в нашей стране такие работы пока единичны (Savvichev et al., 2018, 2020). Этот метод перспективен для изучения состава фитопланктона (Abad et al., 2016; Dzhembekova et al., 2018; Trefault et al., 2021), особенно самой мелкой его фракции – пикофитопланктона (Белевич, Милютина, 2022), а также для других протистов (Gran-Stadniczeñko et al., 2018).
Что же касается водоемов c четкой вертикальной стратификацией, то метагеномные исследования сообществ эукариот в них пока единичны (Jeunen et al., 2019). В данной статье мы впервые приводим результаты оценки методом ДНК метабаркодинга таксономического состава фотосинтезирующих протистов (одноклеточных эукариот) в разных слоях одной из беломорских прибрежных стратифицированных лагун под названием “озеро Кисло-Сладкое”.
В водоемах с вертикальной стратификацией условия обитания для микроорганизмов существенно различаются в разных слоях. Массовое развитие отдельных представителей фитопланктона возле редокс-границы происходит в условиях значительного затенения и при диффузии сероводорода снизу (Krasnova et al., 2018). В связи с этим встают вопросы о физиологическом состоянии микроводорослей в этой зоне, а также о ее роли как источника первичной продукции для экосистемы в целом. Определение параметров флуоресценции хлорофилла служит удобным методом оценки обилия фитопланктона и его фотосинтетической активности (Маторин, Рубин, 2012; Suggett et al., 2011). Комбинация современных методов ДНК метабаркодинга с оценкой функциональных характеристик фотосинтеза методами флуориметрии позволила получить комплексную объективную оценку таксономической структуры и функционирования фототрофных протистов на разных горизонтах стратифицированного водоема.
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
Описание лагуны “озеро Кисло-Сладкое”
В окрестностях Беломорской биологической станции им. Н.А. Перцова МГУ имени М.В. Ломоносова (ББС МГУ) оз. Кисло-Сладкое (66°32.87′ с.ш.; 33°08.14′ в.д.) было первым исследованным водоемом из числа отделяющихся от Белого моря (Шапоренко и др., 2005). Озеро Кисло-Сладкое представляет собой лагуну с площадью водного зеркала 1.78 га, которая сообщается с морем через каменистый порог, высота которого на 40 см выше уровня среднего прилива (Краснова и др., 2016). Поэтому большую часть времени течение на пороге направлено из озера к морю. Морская вода поступает в озеро только во время сизигийных приливов, небольшими порциями. Зимой водоем может оказываться в полной изоляции от моря из-за ледового барьера.
Средняя глубина около 1 м, максимальная 4.5 м. В летнее время озеро стратифицировано. Поверхностный слой воды до глубины 1 м, которой ограничивается ветровое перемешивание, опреснен. Соленость в нем минимальна весной после таяния снега и льда (4–8‰) и постепенно возрастает к осени, приближаясь к солености воды на прилегающей морской акватории (22–25‰). Ниже располагается соленая вода, которая, в силу изоляции от атмосферы, практически не обменивается с ней теплом и газами. Из-за этого в летнее время в слое воды под термоклином образуется погруженный максимум температуры, а кислород, выработанный в ходе фотосинтеза фитопланктоном, может накапливаться, достигая концентраций, в 1.5–3 раза превышающих насыщение. В нижней части водоема, в силу стагнации, складываются анаэробные условия, активизируется бактериальная сульфатредукция (Саввичев и др., 2014) и накапливается сероводород, концентрация которого измеряется единицами и десятками мг/л, а иногда доходит до 100 мг/л (Лосюк и др., 2021).
Граница между аэробной и анаэробной зонами в разные годы может находиться на разной глубине. Летом 2018 г., когда отбирали пробы для данного исследования, она была на глубине 3.1–3.2 м. В зоне хемоклина (градиентной зоне между аэробной и анаэробной зонами) в течение нескольких предшествующих лет, а также летом 2018 г., существовала 10-сантиметровая прослойка воды красно-бурого цвета с массовым развитием криптофитовых жгутиконосцев Rhodomonas sp., генетически сходных с представителями этого рода из моря Бофорта (Краснова и др., 2014).
Отбор проб и измерение гидрологических характеристик
Полевые работы были выполнены летом и осенью 2018 г. Для исследования фитопланктона пробы были отобраны 6 июля; параметры фотосинтеза измеряли 1 сентября. Одновременно определяли основные гидрологические параметры. Температуру и соленость воды измеряли кондуктометром-зондом WTW Cond 3110 (Германия), концентрацию растворенного в воде кислорода регистрировали диффузионным оксиметром-зондом “MARK 302 E” (Россия). Реакцию среды (pH) и окислительно-восстановительный потенциал (Eh) определяли портативным определителем качества воды WaterLiner WMM-73 (Тайвань) с соответствующими электродами в пробах воды, отобранных на разной глубине с помощью погружного насоса Whale Premium Submersible Pump GP1352 (США) с размеченным кабелем, по вертикали через каждые 0.5 м, а в зоне хемоклина через 0.1 м. Освещенность на разной глубине in situ измеряли бытовым люксметром LuxLiner LMI-20 (Китай), модифицированным для погружения под воду. Все измерения и отбор проб производили над самой глубокой точкой водоема с использованием лодки.
Для ДНК метабаркодинга фитопланктона были отобраны пробы со следующих глубин: 0, 0.5, 1.0, 1.5, 2.0, 2.5, 3.0, 3.1, 3.5 и 4.0 м. На глубине 2.5 м вода имела коричневатый цвет и затхлый запах; проба с глубины 3.0 м имела более сильный запах и была окрашена в красно-бурый цвет, характерный для цветения Rhodomonas (Краснова и др., 2014). Глубина 3.0 м соответствовала верхней части хемоклина (с положительным Eh). На глубине 3.1 м Eh изменил знак на отрицательный, появился запах сероводорода, и вода стала бесцветной; этот горизонт соответствует нижней (анаэробной) части хемоклина. Глубины 3.5 и 4.0 м приходились на анаэробную зону. Таким образом были охвачены все экологические зоны, характерные для меромиктических водоемов с сульфидной аноксией.
Образцы воды отбирали в одноразовые пластиковые бутылки объемом 500 мл. В течение 6 часов после отбора образцы последовательно фильтровали через мембранные фильтры с диаметром пор 2.4–4.5 и 0.45 мкм, в лаборатории ББС МГУ. Фильтры помещали в стерильные пластиковые пробирки типа Эппендорф с 200 мкл раствора консерванта DNA/RNA Shield (Zymo Research, США) и транспортировали в Институт клеточного и внутриклеточного симбиоза Уральского отделения РАН (ИКВС УрО РАН) (г. Оренбург). Все последующие этапы работы с ДНК и анализ данных секвенирования выполняли в Центре коллективного пользования научным оборудованием “Персистенция микроорганизмов” Института клеточного и внутриклеточного симбиоза УрО РАН. Кроме того, сразу после отбора проб производилось их микроскопирование под микроскопом Leica DM2500 в режиме светлого поля, интерференционного контраста и флюоресценции с набором фильтров N2.1 (возбуждение/пропускание 515–560/580 нм).
Параметры флуоресценции хлорофилла регистрировали в пробах, отобранных погружным насосом, в день отбора с помощью флуориметра Water-PAM (Walz, Effelrich, Германия). Перед измерением пробы воды с фитопланктоном адаптировали в темноте в течение 15 мин. Регистрировали параметр флуоресценции Fо (постоянную флуоресценцию при слабом освещении) в условиях, когда все центры фотосинтеза открыты и флуоресценция минимальная. Использование короткой насыщающей вспышки света (в течение 0.8 сек с интенсивностью 3000 мкмоль квантов/м2 с) позволяло полностью закрывать реакционные центры фотосистемы II и выключать фотосинтез. В этих условиях флуоресценция достигает максимального уровня Fm. На основании измеренных уровней флуоресценции FM и FO рассчитывали FV/FМ = (FM – FO)/FM – максимальный квантовый выход разделения зарядов в фотосистеме II (ФС II) (Schreiber, 2004). Параметр флуоресценции FV/FM позволяет определить максимальную эффективность процессов фотосистемы II, связанную с разложением воды и выделением кислорода. Fv/Fm может варьировать от 0 (отсутствие активности) до 0.8 (максимальная активность в оптимальных условиях); у большинства клеток водорослей максимальное значение Fv/Fm составляет около 0.65–0.70 (Falkowski and Raven, 2007). Этот параметр применялся при исследованиях водорослей во многих работах (Falkowski and Raven, 2007; Schreiber, 2004; Suggett et al., 2011). Обозначения параметров флуоресценции приведены в соответствии с общепринятой номенклатурой (Маторин, Рубин, 2012; Schreiber, 2004).
В настоящее время флуоресценция хлорофилла используется во многих океанологических зондах для изучения распределения фитопланктона по акватории и по глубине (Маторин, Рубин, 2012; Falkowski and Raven, 2007). Интенсивность флуоресценции водорослей пропорциональна поглощению света, что определяется содержанием пигментов, главным образом хлорофилла а. Обилие фитопланктона можно оценивать по величине интенсивности начальной флуоресценции – Fо, которая пропорциональна суммарному свето-собирающему комплексу (ССК) фитопланктона, содержащегося в единице объема воды (Matorin et al., 2004). После калибровки интенсивность флуоресценции FO была использована для определения содержания хлорофилла а в пробах воды. Калибровка флуориметра в единицах концентрации хлорофилла а была проведена с помощью морских культур с разной плотностью – диатомовой водоросли Thalassiosira weissflogii ((Contricribra weissflogii (Grunow)) для поверхностных горизонтов и криптофитовой водоросли Rhinomonas reticulata (I.A.N.Lucas) G. Novarino для фитопланктона из слоя 3 м.
Выделение тотальной ДНК
Из фильтров тотальную ДНК выделяли комбинированным методом, включавшим механическую гомогенизацию в сочетании с методом ферментативного лизиса (Белькова, 2009). К образцам добавляли 400 мкл трис-солевого буфера (20 ммоль/л ЭДТА, 750 ммоль/л NaCl, 100 ммоль/л Трис-НСl, pH 8.0) и гомогенизировали с помощью гомогенизатора TissueLyser LT (“Qiagen”, Германия) с использованием лизирующего матрикса E (“MP Biomedicals”, США) в течение 1 мин при частоте 50 Гц. После этого добавляли 50 мкл трис-солевого буфера с лизоцимом (50 мг/мл) и инкубировали 30 мин при 37°С. Затем в смесь вносили 10% раствор додецилсульфата натрия до конечной концентрации 1% и 3 мкл раствора протеиназы К (10 мг/мл), инкубировали 30 мин при 37°С. После экстракции фенол-хлороформом (1 : 1) и хлороформ-изоамиловым спиртом (24 : 1) ДНК в водной фазе очищали на колонках набором NucleoSpin gDNA Clean-up XS (“Macherey-Nagel”, Германия), элюировали в 25 мкл деионизированной автоклавированной воды. Для исключения контаминации использовали отрицательный контрольный образец, содержащий 100 мкл деионизированной автоклавированной воды. Качество ДНК оценивали с помощью электрофореза в 1% агарозном геле и фотометра NanoDrop 8000 (“Thermo Fisher Scientific Inc.”, США). Концентрацию ДНК определяли флюориметрическим методом с использованием прибора Quantus (“Promega”, США) и реагентов Quanti Fluor dsDNA (“Promega”, США).
Приготовление ДНК-библиотек и высокопроизводительное секвенирование
ДНК-библиотеки синтезировали в соответствии с протоколом Illumina (http://support.illumina. com/documents/documentation/chemistry_documentation/16s/16s-metagenomic-library-prep-guide-15044223-b.pdf) с праймерами к вариабельному участку V4 гена 18S рРНК UNon-Met-PCR (18S--EUK581-F & 18S-EUK1134-R) (del Campo et al., 2019). Секвенирование проводили на платформе MiSeq (“Illumina”, США) с использованием набора реактивов MiSeq Reagent Kit V3 PE600 (“Illumina”, США).
Биоинформатическая обработка данных секвенирования
Оценку качества чтения ридов проводили с использованием программы FastQC v0.11.9. На следующем этапе объединяли парно-концевые риды в контиги, используя программу PEAR v0.9.10 (Zhang et al., 2014). С помощью программы USEARCH v9.0.1623_win32 (Edgar, 2010) осуществляли фильтрацию объединенных ридов по качеству и длине, используя команду fastq_filter с параметрами: -fastq_maxee 1.0 (максимально ожидаемая ошибка не превышает 1%); -fastq_minlen 280 (минимальная длина рида – 280 н.п.). Формирование операционных таксономических единиц (ОТЕ) проводили путем последовательной дерепликации и кластеризации на уровне 97%, используя алгоритм UPARSE (Edgar, 2013). В процессе кластеризации удалялись химерные последовательности. Для оценки количественной представленности полученных ОТЕ в образцах применяли глобальное выравнивание последовательностей ОТЕ на первоначальные объединенные риды с помощью команды -usearch_global. Из полученных данных исключали синглтоны и даблтоны (последовательности, встречающиеся однократно или дважды). Таксономическую идентификацию полученных ОТЕ определяли с помощью базы данных PR2, release 4.13 (Guillou et al., 2013). Полученная таксономическая принадлежность ОТЕ в дальнейшем использовалась для обозначения последних в тексте статьи. Дополнительно ОТЕ c низкой поддержкой выравнивали на базу данных nr/nt (NCBI). Для последующего анализа из библиотек были удалены ОТЕ, соответствующие ДНК прокариот, высших растений, животных, грибов и гетеротрофных протистов.
РЕЗУЛЬТАТЫ
Гидрологические параметры
В июле и в начале сентября в оз. Кисло-Сладкое наблюдалась характерная для этого водоема вертикальная стратификация (рис. 1 и 2). Соленость поверхностного слоя 0.5 м в июле составляла 12‰, к сентябрю увеличилась до 20‰ за счет постепенного стока опресненного слоя в море и подмешивания к нему нижележащей соленой воды.
Рис. 1.
Вертикальные профили основных гидрологических параметров в оз. Кисло-Сладкое в июле и сентябре 2018 г.: (а) температура, (б) соленость, (в) окислительно-восстановительный потенциал, (г) концентрация кислорода, (д) параметры флуоресценции хлорофилла а в сентябре 2018 г. Fo – интенсивность флуоресценции, отражающая обилие фитопланктона, Fv/Fm – квантовый выход флуоресценции, связанный с функциональным состоянием фотосинтетического аппарата.
Рис. 2.
Вертикальные профили гидрологических параметров в июле 2018 г.: (а) температура и соленость; (б) pH и концентрация растворенного кислорода; (в) окислительно-восстановительный потенциал; (г) доля ридов (%), принадлежащих фотосинтетическим таксонам (ФП) в сообществе протистов по данным ДНК метабаркодинга на разных глубинах оз. Кисло-Сладкое: сплошная линия – доля ридов ФП в 2.4–4.5 мкм фракции, прерывистая линия – то же в 0.45 мкм фракции.
На глубине 0.5‒1 м располагался пикноклин. Начиная с глубины 1 м толща воды была соленой с концентрацией солей более 20‰, а с 3 м и ниже вода была однородной по солености ‒ 22‰.
Температурная стратификация в июле соответствовала мезотермии, характерной для соленых стратифицированных водоемов в период интенсивной инсоляции (Yoshimura, 1937). Возле поверхности температура была 18.6°С, под пикноклином повышалась на 2 градуса, а возле дна достигала 6.1°С. К сентябрю профиль температуры выровнялся, верхняя половина озера охладилась по сравнению с июлем на 2 градуса, а нижняя прогрелась до 12‒14°С.
Граница аэробной и анаэробной зон проходила на глубине 3.0‒3.2 м. Различие в 20 см обусловлено сезонной изменчивостью уровня озера.
В июле наблюдалось характерное для соленых водоемов с вертикальной стратификацией накопление под пикноклином растворенного кислорода до концентрации, превышающей уровень насыщения. На глубине 1.0‒1.5 м его концентрация составляла 13.4‒14.1 мг/л (146‒158% насыщения). На глубине 2.0‒2.5 м формировался оксиклин, где концентрация кислорода резко снижалась почти в 10 раз, с 9.22 до 0.97 мг/л.
Застойные явления в нижней части водоема благоприятствовали постепенному закислению воды по направлению ко дну: если возле поверхности pH была слабощелочной (8.6), также, как на соседней морской акватории, то возле дна она была слабокислой (6.2‒6.5).
По измерениям освещенности под водой в начале июля до глубины 1 м доходило около 20% световой энергии, то есть большая часть энергии теряется уже возле поверхности. Лишь 10% проникало до глубины 1.7 м. Глубина, до которой доходит 1% солнечного света, и которую принято считать границей компенсационной зоны, где выработка кислорода фитопланктоном эквивалентна расходу на его дыхание, находилась на глубине 2.8 м. На глубине редокс-границы (3.1 м) освещенность составляла 21 лкс, что соответствовало 0.04% освещенности на поверхности воды. Начиная с глубины 3.5 м условия были афотическими даже при солнечной погоде.
В июле и в сентябре 2018 г. вертикальная зональность оз. Кисло-Сладкое была одинаковой. Выделяется три основные зоны и переходные слои между ними. Поверхностному опресненному слою (до глубины 0.5 м) свойственны наибольшие сезонные колебания температуры и солености. Под ним находится узкий пикноклин. В середине водной толщи между 1.0 и 2.5 м расположен защищенный от конвекции соленый слой, в июле перенасыщенный кислородом и с локальным погруженным максимумом температуры. Слой между 2.5 и 3.1‒3.2 м (3.1‒3.3 м в сентябре) представляет собой хемоклин, внутри которого проходит редокс-граница (3.0‒3.1 м в июле, 3.1‒3.3 м в сентябре 2018 г.). Анаэробная зона расположена ниже глубины 3.1‒3.3 м до дна.
Параметры флуоресценции хлорофилла
Вертикальное распределение параметров флуоресценции по глубине в оз. Кисло-Сладкое в сентябре 2018 г. (см. рис. 1) хорошо согласуется с вертикальной зональностью водоема.
Выделяется три горизонта с относительно низкими значениями Fo и слабой активностью фотосинтеза: 1) поверхностный опресненный слой воды. Концентрация хлорофилла а, рассчитанная по Fo, здесь составляет 0.73 мкг/л, такой его уровень характерен для поверхностных беломорских вод (Белевич, Ильяш, 2019; Ильяш и др., 2011); 2) узкая прослойка над хемоклином выше зоны цветения криптофитовых жгутиконосцев Rhodomonas sp. По данным микроскопии в сентябре 2018 г. там концентрировалось большое количество хищных динофлагеллят Oxyrrhis marina, которые питаются мелким фитопланктоном, в том числе клетками Rhodomonas sp.; 3) анаэробная зона, где квантовый выход флуоресценции падает почти до нуля: здесь живые фототрофы с хлорофиллом a представлены единичными клетками или цистами.
Более высокие значения Fo отмечены: 1) под пикноклином на глубине 1‒2 м, что свидетельствует об увеличении количества фитопланктона, 2) в красном слое воды на уровне 3 м, где зарегистрированы максимальные значения Fо (в пересчете на хлорофилл 1.8 мкг/л) и Fv/Fm (0.64) при крайне низкой освещенности и отрицательном Eh. Такие значения Fv/Fm характерны для водорослей, находящихся в благоприятных условиях культивирования (Falkowski and Raven, 2007).
Исследования предыдущих лет показали, что в 2014‒2019 гг. в летнее время наблюдалось сходное вертикальное распределение показателей флуоресценции фитопланктона (табл. 1). В поверхностном слое Fo и Fv/Fm всегда значительно ниже, по сравнению с хемоклином, что указывает на возможное фотоингибирование (Тодоренко, 2019). На верхнюю часть хемоклина всегда приходится максимум концентрации хлорофилла а и показателя Fv/Fm. Высокая эффективность первичных процессов фотосинтеза связана с благоприятными условиями для доминирующих в этом слое криптофитовых водорослей (Тодоренко и др., 2019; Чеканов, Краснова, 2019). Таким образом, данные многолетних исследований свидетельствуют о повторяемости закономерностей вертикального распределения фитопланктона и их фотосинтетической активности.
Таблица 1.
Параметры флуоресценции хлорофилла на разной глубине в оз. Кисло-Сладкое в разные годы
| Глубина | 28.08.2014 | 3.09.2015 | 25.08.2017 | 1.09.2018 | ||||
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| Fo | Fv/Fm | Fo | Fv/Fm | Fo | Fv/Fm | Fo | Fv/Fm | |
| 0.5 м | 916 ± 40 | 0.29 ± 0.01 | 994 ± 62 | 0.5 ± 0.03 | 500 ± 20 | 0.35 ± 0.03 | 734 ± 15 | 0.57 ± 0.03 |
| Над хемоклином | 25 261 ± 101 | 0.77 ± 0.02 | 1657 ± 28 | 0.7 ± 0.02 | 1500 ± 12 | 0.54 ± 0.03 | 1492 ± 32 | 0.63 ± 0.03 |
| Под хемоклином | 6990 ± 71 | 0.38 ± 0.02 | 122 ± 2 | 0.4 ± 0.02 | 1010 ± 11 | 0.3 ± 0.02 | 167 ± 10 | 0.37 ± 0.02 |
Таксономический состав и вертикальная структура сообществ ФП по данным ДНК метабаркодинга
Таксономический состав автотрофных и миксотрофных протистов оценивали на глубинах 0‒4.0 м по данным высокопроизводительного секвенирования ампликонов вариабельного фрагмента V4 гена 18S рРНК. Ампликоны получали из тотальной геномной ДНК клеток, полученных при фильтрации воды через мембранные фильтры с разным диаметром пор. При этом отдельно секвенировали фракции эукариот, которые оседали на фильтрах с диаметром пор 2.4‒4.5 и 0.45 мкм. Поскольку по данным секвенирования невозможно напрямую оценить концентрацию клеток фитопланктона, мы оценивали долю ридов (прочтений), принадлежащих автотрофным (Chlorophyta) и миксотрофным таксонам (Cryptophyta, Dinoflagellata, Haptophyta, Ochrophyta и Cercozoa) протистов среди всех ридов протистов в образце. Оказалось, что фототрофные протисты доминировали над гетеротрофными в поверхностных горизонтах от 0 до 1.0 м, и в соседствующих с хемоклином горизонтах 2.5‒3.5 м, достигая максимума над редокс-переходом на глубине 3 м (см. рис. 1). На этом горизонте, характеризовавшемся резким снижением освещенности (до 34 люкс) и концентрации кислорода (до 0), доля ридов, принадлежащих ФП, достигала максимума – 95.18 и 90.41% в 2.4‒4.5 и 0.45 мкм фракциях соответственно. Интересно, что на глубинах 0‒1.0 м доля ФП в 0.45 мкм фракции была выше, чем в 2.4‒4.5 мкм фракции, тогда как на глубинах 2.0‒3.0 м наблюдалось обратное соотношение. Указанные различия в количественных показателях фитопланктона по глубине могут свидетельствовать о том, что на разных глубинах доминируют разные таксоны фотосинтезирующих протистов.
Чтобы оценить различия в доминирующих комплексах ФП на разных глубинах, мы оценили долю ридов, принадлежащих каждому из шести обнаруженных макротаксонов, среди всех ридов ФП в секвенируемых образцах ДНК. Оказалось, что наибольшим относительным обилием, и соответственно долей сиквенсов, характеризовались зеленые водоросли Chlorophyta, а также миксотрофные протисты Cryptophyta и Dinoflagellata (рис. 3а, б). В частности, на долю Chlorophyta приходилось 82.39‒57.78% ридов в 0.45 мкм фракции на хорошо освещенных глубинах 1.0‒2.0 м (см. рис. 3б). Доля Cryptophyta составляла от 42.40 до 95.69% в 2.4‒4.5 мкм фракции на всех глубинах, за исключением 2.5 м, где они были слабо представлены (9.13%), по-видимому в результате интенсивного выедания хищными протистами Ebria tripartita (см. рис. 3а). В 0.45 мкм фракции Cryptophyta доминировали на глубинах 0.5, 2.0 и 3.0‒4.0 м, составляя 32.90, 34.84 и 95.11‒83.14% соответственно (см. рис. 3б). Dinoflagellata достигали массового развития на горизонтах 0, 0.5 и 2.5 м, где на их долю приходилось 21.88, 19.41 и 77.35% в 2.4‒4.5 мкм фракции (см. рис. 3а). В 0.45 мкм фракции на глубинах 0.5 и 2.5 м, их доля была еще выше, составляя 54.62 и 82.23% соответственно (см. рис. 3б). Морские одноклеточные водоросли Haptophyta в значительном количестве выявлялись в 2.4‒4.5 мкм фракции в поверхностных горизонтах 0‒2.0 м, составляя 1.75‒7.81% (см. рис. 3а). Миксотрофные протисты Ochrophyta, включающие Bacillariophyta, Raphidophyceae, Bolidophyceae, Chrysophyceae, Dictyochophyceae, занимали существенную долю в фитопланктоне на глубинах 0‒2.5 м, максимально достигая 26.34% на 0.5 м в 2.4‒4.5 мкм фракции и 10.47% на 1.0 м в 0.45 мкм фракции. Единственный фототрофный представитель Cercozoa – амебоидный протист рода Paulinella встречался крайне редко на глубинах 1.0‒2.0 м, где его доля не превышала 0.035%.
Рис. 3.
Относительное обилие макротаксонов фотосинтезирующих протистов по данным высокопроизводительного секвенирования на разных глубинах оз. Кисло-Сладкое: (а) в 2.4–4.5 мкм фракции; (б) в 0.45 мкм фракции.
Чтобы оценить, насколько сильно различались комплексы доминирующих ФП на различных глубинах и в разных размерных фракциях, мы отобрали ОТЕ, на долю которых приходилось не менее 1% ридов от всех ФП хотя бы в одной фракции одного образца. В итоге из 140 ОТЕ фототрофных протистов были выбраны 33 доминирующих, причем на их долю приходилось 97.09% ридов ФП во всех образцах и фракциях.
Среди различных макротаксонов фототрофных протистов Dinoflagellata доминировали на всех глубинах, кроме 2.0 м. При этом одни таксоны предпочитали поверхностные горизонты, в частности Prorocentrum triestinum, Prorocentrum sp. и Yihiella yeosuensis, которые в массе размножались на глубинах 0−2.0 м, и отстутствовали в более глубоких слоях (табл. 2). Напротив, Gymnodinium sp. и Heterocapsa rotundata достигали массового развития на глубинах 2.5‒3.1 м, причем H. rotundata достигала максимальных значений 73.81 и 79.25 на 2.5 м в 2.4‒4.5 и 0.45 мкм фракциях соответственно. Три неидентифицированных ОТЕ Dinophyceae sp. 1, 2 и 3 достигали наибольших концентраций в придонных анаэробных слоях на глубинах 3.1‒4.0 м.
Таблица 2.
Относительное обилие (%) доминирующих ОТЕ фототрофных протистов в оз. Кисло-Сладкое на различных глубинах
| Доминирующие ОТЕ | 2.4–4.5 мкм фракция | 0.45 мкм фракция | ||||||||||||||||
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| 0 | 0.5 | 1.0 | 1.5 | 2.0 | 2.5 | 3.0 | 3.1 | 3.5 | 4.0 | 0.5 | 1.0 | 1.5 | 2.0 | 2.5 | 3.0 | 3.1 | 4.0 | |
| Dinoflagellata | ||||||||||||||||||
| Gymnodinium sp. | 0 | 0 | 0 | 0.01 | 0 | 2.17 | 1.58 | 2.91 | 0.28 | 0.28 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1.51 | 1.34 | 1.64 | 0 |
| Heterocapsa rotundata | 0.06 | 0 | 0.04 | 0.08 | 0.19 | 73.81 | 2.24 | 3.17 | 0.38 | 0.53 | 0.02 | 0 | 0 | 0.09 | 79.25 | 2.75 | 2.24 | 0.08 |
| Prorocentrum sp. | 18.01 | 14.59 | 0.18 | 0.05 | 0 | 0.01 | 0 | 0 | 0 | 0 | 52.74 | 0.42 | 0.08 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Prorocentrum triestinum | 0 | 0 | 0.06 | 1.35 | 0.08 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.33 | 0.07 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Yihiella yeosuensis | 3.66 | 4.80 | 0.07 | 0.15 | 0.03 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1.67 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Dinophyceae sp.1 | 0 | 0 | 0.01 | 0 | 0.01 | 0.75 | 0.31 | 3.80 | 5.89 | 5.41 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.67 | 0.57 | 5.70 | 6.79 |
| Dinophyceae sp.2 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.01 | 0.13 | 0.05 | 0.73 | 1.25 | 1.04 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.10 | 0.07 | 1.34 | 1.36 |
| Dinophyceae sp.3 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 2.02 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1.58 |
| Chlorophyta | ||||||||||||||||||
| Bathycoccus prasinos | 0.05 | 0.15 | 5.85 | 3.35 | 0.49 | 0.01 | 0 | 0.01 | 0.01 | 0 | 0.39 | 66.57 | 67.46 | 43.57 | 0.63 | 0 | 0 | 0.02 |
| Mantoniella sp. | 1.90 | 4.50 | 6.82 | 2.04 | 0.65 | 0 | 0 | 0 | 0.01 | 0 | 4.14 | 11.70 | 5.93 | 10.11 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Prasinococcales sp. | 0.23 | 0.33 | 0.46 | 0.40 | 0.10 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.43 | 1.09 | 0.89 | 0.73 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Picochlorum sp. | 0.16 | 0.10 | 3.18 | 2.66 | 0.74 | 1.45 | 0 | 0.03 | 0.03 | 0 | 0.21 | 1.54 | 1.74 | 1.49 | 1.83 | 0.01 | 0.16 | 0.14 |
| Cryptophyta | ||||||||||||||||||
| Teleaulax sp. | 27.01 | 16.74 | 42.50 | 37.72 | 52.81 | 0.05 | 0 | 0 | 0 | 0 | 8.79 | 1.10 | 3.10 | 9.16 | 0 | 0 | 0.01 | 0.01 |
| Teleaulax sp. нуклеоморф | 2.10 | 1.19 | 1.53 | 1.32 | 1.38 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.44 | 0.55 | 0.46 | 4.53 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Rhodomonas sp. | 0.06 | 0.01 | 0.08 | 0.59 | 0.34 | 3.34 | 75.59 | 79.99 | 81.03 | 78.97 | 0.17 | 0.01 | 0.11 | 0.07 | 1.18 | 80.40 | 78.61 | 78.59 |
| Rhodomonas sp. нуклеоморф | 0.01 | 0 | 0 | 0.04 | 0.02 | 0.04 | 19.74 | 8.25 | 9.97 | 7.04 | 0.01 | 0 | 0 | 0 | 0.23 | 14.45 | 9.13 | 3.95 |
| Hemiselmis cryptochromatica | 19.60 | 17.29 | 17.47 | 19.42 | 21.40 | 5.25 | 0.02 | 0.22 | 0.04 | 0.14 | 21.08 | 3.12 | 8.47 | 15.32 | 8.38 | 0 | 0.34 | 0.19 |
| Hemiselmis cryptochromatica нуклеоморф |
2.78 | 3.91 | 0.95 | 1.21 | 0.69 | 0.26 | 0 | 0.01 | 0 | 0.03 | 1.30 | 1.12 | 0.92 | 4.29 | 1.73 | 0 | 0.03 | 0 |
| Haptophyta | ||||||||||||||||||
| Isochrysis sp. | 3.80 | 4.46 | 0.93 | 4.20 | 3.93 | 0.74 | 0.01 | 0.02 | 0.07 | 0.07 | 2.28 | 0.23 | 0.47 | 0.39 | 0.34 | 0 | 0.05 | 0.02 |
| Chrysochromulina sp. | 0.78 | 1.77 | 0.35 | 0.29 | 0.29 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.61 | 0.29 | 0.06 | 0.22 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Prymnesium sp. | 0.02 | 0 | 0.24 | 3.10 | 0.97 | 0.01 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.02 | 0 | 0.18 | 0.12 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Bacillariophyta | ||||||||||||||||||
| Chaetoceros throndsenii | 0.08 | 0.22 | 0 | 0 | 0.05 | 8.97 | 0.02 | 0.15 | 0.29 | 1.38 | 0.02 | 0 | 0 | 0 | 2.19 | 0.04 | 0.22 | 2.96 |
| Chaetoceros sp. | 0.01 | 0.06 | 0 | 0 | 0.01 | 1.45 | 0 | 0.02 | 0.04 | 0.32 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.47 | 0.01 | 0.03 | 0.54 |
| Cyclotella sp. | 5.33 | 5.39 | 7.68 | 3.30 | 1.30 | 0.48 | 0 | 0.04 | 0.06 | 0.06 | 1.47 | 0.63 | 0.43 | 0.21 | 0.23 | 0 | 0.06 | 0.23 |
| Minutocellus sp. | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.01 | 0.13 | 1.70 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.02 | 1.96 |
| Raphidophyceae | ||||||||||||||||||
| Chattonella sp. | 0.49 | 2.32 | 0.11 | 0.18 | 0.23 | 0.06 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.48 | 0.34 | 0.06 | 0.16 | 0.10 | 0 | 0 | 0 |
| Bolidophyceae | ||||||||||||||||||
| Parmales sp. | 0.01 | 0.14 | 0.07 | 0.06 | 0.04 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.06 | 0.58 | 0.21 | 1.57 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Chrysophyceae | ||||||||||||||||||
| Chrysophyceae sp.1 | 0 | 0 | 0.28 | 0.20 | 0.02 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.01 | 1.97 | 1.03 | 0.65 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Chrysophyceae sp.2 | 0.01 | 0 | 0.59 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.02 | 2.75 | 0.03 | 0.02 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Chrysophyceae sp.3 | 0.02 | 0.09 | 0.07 | 0.06 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.07 | 1.01 | 0.79 | 0.23 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Dictyochophyceae | ||||||||||||||||||
| Florenciella parvula | 0 | 0 | 0.74 | 3.14 | 0.01 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.07 | 1.21 | 0.02 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Helicopedinella sp. | 7.01 | 11.42 | 0.18 | 0.08 | 0.08 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1.04 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| Pedinellales sp. | 2.24 | 4.79 | 0.15 | 5.11 | 5.20 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0.36 | 0 | 0.54 | 1.21 | 0 | 0 | 0 | 0 |
Зеленые водоросли Chlorophyta достигали массового развития в хорошо освещенных слоях под пикноклином, от 1.0 до 2.5 м. Наибольших показателей относительного обилия достигали типичные представители морского пикопланктона, распространенные в северных морях России, такие как Bathycoccus prasinos, Mantoniella sp., Pi-cochlorum sp. (Белевич, Милютина, 2022) и неидентифицированный ФП порядка Prasinococcales.
Аналогично представителям Dinoflagellata миксотрофные протисты Cryptophyta входили в состав доминирующих комплексов на всех глубинах. При этом одни таксоны, в частности Teleaulax sp. и Hemiselmis cryptochromatica занимали горизонты 0‒2.5 м, достигая максимума на 2.0 м, тогда как Rhodomonas sp. концентрировались преимущественно в более глубоких слоях 3.0–4.0 м, составляя 81.03 и 80.40% в 2.4‒4.5 и 0.45 мкм фракциях соответственно. В июле 2018 г. концентрация клеток Rhodomonas sp. под редокс-границей на уровне 3.1‒3.3 м достигала максимальных величин, характерных для цветения, благодаря чему вода с этого горизонта была непрозрачной и имела нысыщенный красно-бурый цвет.
Распределение доминирующих таксонов диатомовых водорослей по вертикали было неоднозначным. В частности, диатомея Cyclotella sp. достигала массового развития в поверхностных слоях 0‒2.5 м. Представители рода Chaetoceros достигали максимальной доли в сообществе ФП лишь на глубине 2.5 м. Что интересно, на глубине 4.0 м доля Chaetoceros throndsenii также превысила 1%, а другая доминирующая на этой глубине диатомея Minutocellus sp. совсем не выявлена на горизонтах выше 3.1 м.
Рафидофитовая водоросль Chattonella sp. достигала массового развития в поверхностном слое 0.5 м, но встречалась и в более глубоких слоях в пределах до 2.5 м. Другие доминирующие ФП относились к типичным представителям пикопланктона северных морей (Белевич, Милютина, 2022), и принадлежали макротаксонам Dictyochophyceae (Florenciella parvula, Helicopedinella sp., Pedinellales sp.), Haptophyta (Chrysochromulina sp., Prymnesium sp.) Bolidophyceae (Parmales sp.), Chrysophyceae (Chrysophyceae spp.). Данные ФП выявлялись в оз. Кисло-Сладкое только в поверхностных горизонтах 0‒2.0 м, за исключением гаптофитовой водоросли Isochrysis sp., нижняя граница распространения которой достигала 2.5 м глубины.
ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
Благодаря данному исследованию оз. Кисло-Сладкое стало первым из прибрежных меромиктических водоемов российской Арктики, где методом ДНК метабаркодинга подробно изучены таксономический состав и пространственная структура сообществ ФП ‒ важных источников первичной продукции, с оценкой их фотосинтетической активности. Вертикальная зональность, которую определяют абиотические факторы, проявляется и в биотической стратификации. ФП в большом количестве присутствуют в водоеме по всей толще, но таксономический состав в разных гидрологических зонах различается. По таксономической структуре и параметрам фотосинтеза мы выявили пять типов сообществ ФП, последовательно расположенных друг под другом.
1. Миксолимнион ‒ поверхностный слой 0‒0.5 м, который характеризуется меньшей соленостью по сравнению с нижележащей водной массой и морем, широким диапазоном изменчивости термохалинных характеристик и максимальной инсоляцией. В этом слое доминируют криптофиты Teleaulax sp. и Hemiselmis cryptochromatica, составляющие в сумме 40–50% фототрофного сообщества, а также пединеллиды Helicopedinella sp. и Pedinellales sp., динофлагелляты Prorocentrum sp. и Yihiella yeosuensis, зеленая водоросль Mantoniella sp., гаптофитовые водоросли Isochrysis sp. и Chrysochromulina sp., рафидофитовая водоросль Chattonella sp., диатомея Cyclotella sp. Однако функциональные параметры ФП здесь ниже, чем в более глубоких слоях. Концентрация хлорофилла а, рассчитанная по его флуоресценции Fo, соответствует значениям, характерным для поверхностных беломорских вод в этот сезон, а пониженная активность фотосинтеза в этом слое, определенная по Fv/Fm, по всей вероятности, связана с фотоингибированием.
2. Слой морской воды от 1.0 до 2.0 м, находящийся ниже пикноклина и не участвующий в вертикальной циркуляции. В этом слое, как и в миксолимнионе, доминируют мелкие криптофитовые Teleaulax spp. и Hemiselmis cryptochromatica, в меньшем количестве развиваются гаптофитовые Isochrysis sp., пединеллида Pedinellales sp. и диатомея Cyclotella sp. Характерной особенностью данного слоя является массовое развитие мелкоклеточных представителей Chlorophyta, типичных для пикопланктона северных морей: Bathycoccus prasinos, Mantoniella sp., Prasinococcales sp., Picochlorum sp. Показателей относительного обилия более 1% достигают представители разнообразных таксонов ФП, отсутствующих или слабо представленных в других слоях: динофлагеллята Prorocentrum triestinum, Haptophyta Prymnesium sp., Bolidophyceae Parmales sp., Chrysophyceae spp., Dictyochophyceae Florenciella parvula. Фотосинтетическая деятельность всех указанных таксонов ФП обеспечивает высокую концентрацию растворенного кислорода, превышающую насыщение. На глубине 1.0–2.0 м заметно возрастает доля гетеротрофных таксонов среди всех протистов (см. рис. 2). По данным микроскопии в этом слое наблюдалось массовое развитие крупных морских жгутиконосцев, которые питаются мелкими клетками фитопланктона: в июле – морской церкозои Ebria tripartita, а в сентябре – гетеротрофной динофлагелляты Oxyrrhis marina. В июле клетки Ebria tripartita концентрировались на глубине 1.0‒2.5 м, в сентябре 2018 г. массовое развитие Oxyrrhis marina наблюдалось в слое 3.0‒3.1 м, где в этот момент был зарегистрирован минимум фотосинтетической активности ФП. Таким образом, как в июле, так и в сентябре 2018 г., важным лимитирующим фактором развития фитопланктона являлись хищные протисты.
3. Нижняя граница оксиклина на глубине 2.5 м, где концентрация кислорода снижается до значений менее 1 мг/л, характеризуется своеобразной структурой сообщества ФП, очень сильно отличающейся от выше- и нижележащих слоев. В этом горизонте формируется почти монокультура динофлагелляты Heterocapsa rotundata, на которую приходится 73.81 и 79.25% ридов в ДНК библиотеках 2.4‒4.5 и 0.45 мкм фракций соответственно. Цветению H. rotundata, как недавно установлено, способствуют условия низкой температуры и уменьшенной солнечной радиации, при которых эти миксотрофные динофлагелляты переключаются с фотосинтеза на потребление бактериальных клеток (Millette et al., 2017). Как раз такие условия формируются на глубине 2.5 м, а непосредственно под этим слоем начинается зона цветения аноксигенных фототрофных бактерий (Саввичев и др., 2014), которые могут обеспечивать пищевые потребности H. rotundata. В существенных количествах появляется другая динофлагеллята – Gymnodinium sp., которая в вышележащих слоях отсутствует. В сообществе исключительно этого слоя наблюдается значимая доля диатомей рода Ch-aetoceros – более 10% в 2.4‒4.5 мкм фракции, тогда как в вышележащих слоях они представлены в следовых количествах. Здесь находится нижняя граница массового развития таких ФП, как Picochlorum sp., Hemiselmis cryptochromatica, Isochrysis sp. и Cyclotella sp., а также верхняя граница слоя с массовым развитием Rhodomonas sp.
4. В зоне редокс-перехода на глубине 3.0‒3.1 м доминируют Cryptophyta с абсолютным преобладанием Rhodomonas sp., максимум обилия которых приходится на анаэробную часть хемоклина. Rhodomonas sp. благодаря особенностям пигментного состава, обеспечивающего очень высокую эффективность фотосинтеза, способен обитать при крайне низкой освещенности, что подтверждается высокими показателями флуоресценции хлорофилла а. Кроме того, Rhodomonas sp. ‒ миксотрофы, что расширяет возможности их выживания на пределе фотической зоны. Рассчитанная по Fo концентрация хлорофилла а в популяции Rhodomonas sp., который в зоне редокс-перехода образует практически монокультуру, превышает 1 мкг/л, что обычно не свойственно поверхностным беломорским водам (Нецветаева и др., 2018) и квалифицирует этот слой водоема как высокопродуктивный (эвтрофный) (Мордасова, 2014). В этом же слое достигают высоких концентраций динофлагелляты Gymnodinium sp., Heterocapsa rotundata, и неидентифицированные Dinophyceae.
5. В афотических придонных анаэробных слоях ниже 3.1 м в июле и 3.3 м в сентябре живые ФП, по-видимому, были представлены единичными клетками или цистами. Об этом свидетельствуют данные микроскопирования нативных проб, низкие значения параметра флуоресценции Fv/Fm, практически неизменное соотношение макротаксонов ФП на глубинах 3.0‒4.0 м, и постоянно высокие показатели относительного обилия Rhodomonas sp. Кроме того, находки трех неидентифицированных таксонов Dinophyceae, а также диатомей Minutocellus sp., на глубинах 3.1‒4.0 м, при их отсутствии в слоях, расположенных выше, свидетельствуют о сохранении на этой глубине отмерших клеток, цист, и/или ДНК протистов, которые массово размножались в предшествующий период и осели в придонные слои. Длительному сохранению ДНК способствует формирование в придонных слоях кислой анаэробной среды, насыщенной сульфидами, что хорошо подтверждается данными гидрохимической съемки.
Несмотря на четкую вертикальную зональность сообществ ФП в оз. Кисло-Сладкое отмечено, что в 0.45 мкм фракции наряду с представителями пикофитопланктона встречаются ОТЕ, принадлежащие ФП с крупными клетками, например Prorocentrum triestinum. В то же время представители пикопланктона Bathycoccus prasinos, Mantoniella sp., Picochlorum sp. также выявляются в 2.4‒4.5 мкм фракции. Полученные данные ДНК метабаркодинга свидетельствуют о том, что использованный метод мембранной фильтрации не позволяет полностью разделить на фракции представителей крупноклеточного и мелкоклеточного фитопланктона, что согласуется с ранее опубликованными данными. В частности, при исследовании сообщества протистов в меромиктическом фьорде Саанич Инлет (Ванкувер, Британская Колумбия, Канада) в образцах, прошедших фильтр с диаметром пор 2.7 мкм выявлена ДНК крупных инфузорий, клетки которых предположительно разрушились во время фильтрации (Orsi et al., 2012). При исследовании диатомовых водорослей солоноватой реки Большая Саморода (Приэльтонье, Россия) методом ДНК метабаркодинга выявлены представители таксонов, клетки которых не обнаружены при микроскопии концентрированных образцов, что авторы объясняют наличием свободной или “внеклеточной” ДНК (англ. free DNA или eDNA), высвобождаемой из погибших клеток и разносящейся течением (Selivanova et al., 2019).
ВЫВОДЫ
1. Озеро Кисло-Сладкое стало первым из беломорских прибрежных меромиктических водоемов, где методом ДНК метабаркодинга подробно изучены таксономический состав и вертикальная структура сообществ ФП. Выявлено 140 ОТЕ фототрофных протистов, относящихся к макротаксонам Chlorophyta, Cryptophyta, Dinoflagellata, Haptophyta, Ochrophyta и Cercozoa. На долю 33 доминирующих ОТЕ приходилось 97.09% ридов. Водоросли отдела Chlorophyta, а также миксотрофные протисты Cryptophyta и Dinoflagellata характеризовались наибольшей долей в исследуемых сообществах.
2. ФП в большом количестве присутствуют в оз. Кисло-Сладком по всей толще, но таксономический состав разных слоев различается и согласуется с гидрологической стратификацией. Кроме абиотических факторов на состав и распределение ФП большое влияние оказывают хищные протисты. В частности, в оз. Кисло-Сладком отмечено значительное снижение обилия ФП в зоне массового размножения церкозойного жгутиконосца Ebria tripartita и динофлагелляты Oxyrrhis marina.
3. Среди фототрофных Dinoflagellata выявлено две группы доминирующих таксонов: одна занимает глубины до 2 м (Prorocentrum triestinum, Prorocentrum sp. и Yihiella yeosuensis), а вторая – область хемоклина на глубинах 2.5‒3.1 м (Gymnodinium sp. и Heterocapsa rotundata).
4. Миксолимнион – поверхностный слой 0‒0.5 м, который характеризуется доминированием криптофитовых Teleaulax sp. и Hemiselmis cryptochromatica, составляющих в сумме 40‒50% фототрофного сообщества. При этом активность фотосинтеза здесь низкая, что может быть связано с фотоингибированием.
5. В хорошо освещенном слое морской воды ниже пикноклина, от 1.0 до 2.0 м, доминируют зеленые водоросли, типичные для пикопланктона северных морей, а также отдельные представители криптофитовых (Teleaulax spp. и Hemiselmis cryptochromatica), гаптофитовых (Isochrysis sp.), пединеллид (Pedinellales sp.) и диатомовых (Cyclotella sp.).
6. Нижняя граница оксиклина на глубине 2.5 м характеризуется специфической структурой сообщества ФП, где формируется почти монокультура динофлагелляты Heterocapsa rotundata, для которой здесь формируются наиболее благоприятные условия, способствующие переходу с фотосинтеза на фаготрофную миксотрофию.
7. В хемоклине оз. Кисло-Сладкого существует погруженный максимум хлорофилла, образованный криптофитовыми жгутиконосцами Rhodomonas sp., на долю которых приходится 87‒95% от общего количества последовательностей гена 18S рРНК в разных фракциях. Благодаря особенностям пигментного состава клеток Rhodomonas sp., в слое, характеризующемся цветением этого протиста, наблюдается очень высокая эффективность фотосинтеза, несмотря на присутствие сероводорода и низкую освещенность.
Список литературы
Белевич Т.А., Ильяш Л.В. Сезонная динамика первичной продукции пикофитопланктона в Кандалакшском заливе Белого моря // Тр. VII Междунар. науч.-практ. конф. “Морские исследования и образование (MARESEDU-2018)”. Тверь: ПолиПРЕСС, 2019. Т. IV. С. 193‒196.
Белевич Т.А., Милютина И.А. Видовое разнообразие фототрофного пикопланктона морей Карского и Лаптевых // Микробиология. 2022. Т. 1. № 1. С. 75‒85. https://doi.org/10.31857/S0026365622010025
Белькова Н.Л. Молекулярно-генетические методы анализа микробных сообществ // Разнообразие микробных сообществ внутренних водоемов России: Учеб.-методич. пособие. Ярославль: Принтхаус, 2009. С. 53‒63.
Ильяш Л.В., Радченко И.Г., Кузнецов Л.Л., Лисицын А.П., Мартынова Д.М., Новигатский А.Н., Чульцова А.Л. Пространственная вариабельность состава, обилия и продукционных характеристик фитопланктона Белого моря в конце лета // Океанология. 2011. Т. 51. № 1. С. 24–32.
Краснова Е.Д. Экология меромиктических озер России. 1. Прибрежные морские водоемы // Водные ресурсы. 2021. Т. 48. № 3. С. 322–333. https://doi.org/10.31857/S0321059621030093
Краснова Е.Д., Воронов Д.А., Демиденко Н.А., Кокрятская Н.М., Пантюлин А.Н., Рогатых Т.А., Самсонов Т.Е., Фролова Н.Л., Шапоренко С.И. К инвентаризации реликтовых водоемов, отделяющихся от Белого моря // Комплексные исследования Бабьего моря, полу-изолированной беломорской лагуны: геология, гидрология, биота – изменения на фоне трансгрессии берегов. Тр. Беломорской биостанции МГУ. М: Тов-во науч. изд. КМК, 2016. Т. 12. С. 211–241.
Краснова Е.Д., Пантюлин А.Н., Маторин Д.Н., Тодоренко Д.А., Белевич Т.А., Милютина И.А., Воронов Д.А. Цветение криптофитовой водоросли Rhodomonas sp. (Cryptophyta, Pyrenomonadaceae) в редокс-зоне водоемов, отделяющихся от Белого моря // Микробиология. 2014. Т. 83. № 3. С. 346–354. https://doi.org/10.7868/S0026365614030100
Лосюк Г.Н., Кокрятская Н.М., Краснова Е.Д. Сероводородное заражение прибрежных озер на разных стадиях изоляции от Белого моря // Океанология. 2021. Т. 61. № 3. С. 401–412. https://doi.org/10.31857/S003015742102012X
Маторин Д.Н., Рубин А.Б. Флуоресценция хлорофилла высших растений и водорослей. М.: Ижевск, 2012. 256 с.
Мордасова Н.В. Косвенная оценка продуктивности вод по содержанию хлорофилла // Тр. ВНИРО. 2014. Т. 152. С. 41‒56.
Нецветаева О.П., Македонская И.Ю., Коробов В.Б., Зметная М.И. Зависимость кислородонасыщения от содержания хлорофилла “а” в поверхностном слое вод Белого моря // Арктика: экология и экономика. 2018. № 3 (31). С. 31‒41. https://doi.org/10.25283/2223-4594-2018-3-31-41
Романенко Ф.А., Шилова О.С. Послеледниковое поднятие Карельского берега Белого моря по данным радиоуглеродного и диатомового анализов озерно-болотных отложений п-ова Киндо // ДАН. 2012. Т. 442. № 4. С. 544–548.
Саввичев А.С., Лунина О.Н., Русанов И.И., Захарова Е.Е., Веслополова Е.Ф., Иванов М.В. Микробиологические и изотопно-геохимические исследования озера Кисло-Сладкое − меромиктического водоема на побережье Кандалакшского залива Белого моря // Микробиология. 2014. Т. 83. № 2. С. 191−203. https://doi.org/10.7868/S002636561401011X
Тодоренко Д.А., Краснова Е.Д., Маторин Д.Н. Изучение функционального состояния фотосинтетического аппарата фитопланктона в отделяющихся водоемах на Беломорском побережье с помощью флуоресцентных методов // Тр. VII Междунар. науч.-практ. конф. “Морские исследования и образование (MARESEDU-2018)”. Тверь: ПолиПРЕСС, 2019. Т. IV. С. 227–229.
Чеканов К.А., Краснова Е.Д. Характеристики фотосинтетического аппарата криптофитовых жгутиконосцев Rhodomonas sp. из хемоклина стратифицированной лагуны на Зеленом мысе (Белое море, Кандалакшский залив) // Материалы XXII Междунар. науч. конф. (Школы) по морской геологии “Геология морей и океанов”. М.: ИО РАН, 2019. Т. 3. С. 232–234.
Шапоренко С.И., Корнеева Г.А., Пантюлин А.Н., Перцова Н.М. Особенности экосистем отшнуровывающихся водоемов Кандалакшского залива Белого моря // Водные ресурсы. 2005. Т. 32. № 5. С. 517‒532.
Abad D., Albaina A., Aguirre M., Laza-Martínez A., Uriarte I., Iriarte A., Villate F., Estonba A. Is metabarcoding suitable for estuarine plankton monitoring? A comparative study with microscopy // Marine Biol. 2016. Vol. 163. Iss. 7. Art. number 149. https://doi.org/10.1007/s00227-016-2920-0
Baatar B., Chiang P.-W., Rogozin D.Y., Wu Y.-T., Tseng C.-H., Yang C.-Y., Chiu H.-H., Oyuntsetseg B., Degermendzhy A.G., Tang S.-L. Bacterial Communities of Three Saline Meromictic Lakes in Central Asia // PLOS ONE. 2016. Vol. 11. № 3. e0150847. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0150847
Casamayor E.O., Schafer H., Baneras L., Pedros-Alio C., Muyzer G. Identification of and Spatio-Temporal Differences between Microbial Assemblages from Two Neighboring Sulfurous Lakes: Comparison by Microscopy and Denaturing Gradient Gel Electrophoresis // Appl. and Environ. Microbiol. 2000. Vol. 66. № 2. P. 499–508. https://doi.org/10.1128/aem.66.2.499-508.2000
Del Campo J., Pizzorno A., Djebali S., Bouley J., Haller M., Pérez-Vargas J., Lina B., Boivin G., Hamelin M.-E., Nicolas F., Le Vert F., Leverrier Y., Rosa-Calatrava M., Marvel J., Hill F. OVX836 a recombinant nucleoprotein vaccine inducing cellular responses and protective efficacy against multiple influenza A subtypes // NPJ Vaccines. 2019. Vol. 4. Iss. 4. https://doi.org/10.1038/s41541-019-0098-4
Dzhembekova N., Moncheva S., Ivanova P., Slabakova N., Nagai S. Biodiversity of phytoplankton cyst assemblages in surface sediments of the Black Sea based on metabarcoding // Biotechnol. & Biotechnol. Equipment. 2018. Vol. 32. № 6. P. 1507–1513. https://doi.org/10.1080/13102818.2018.1532816
Edgar R.C. Search and clustering orders of magnitude faster than BLAST // Bioinformatics. 2010. Vol. 26. Iss. 19. P. 2460–2461. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btq461
Edgar R.C. UPARSE: highly accurate OTU sequences from microbial amplicon reads // Nature Methods. 2013. Vol. 10. Iss. 10. P. 996–998. https://doi.org/10.1038/nmeth.2604
Falkowski P.G., Raven J.A. Aquatic photosynthesis. USA: Princeton Univ. Press, 2007. 488 p.
Gorlenko V.M., Vainstein M.B., Kachalkin V.I. Microbiological characteristic of lake Mogilnoye // Arch. Hydrobiol. 1978. Vol. 81. № 4. P. 475−492.
Gran-Stadniczeñko S., Egge E., Hostyeva V., Logares R., Eikrem W., Edvardsen B. Protist Diversity and Seasonal Dynamics in Skagerrak Plankton Communities as Revealed by Metabarcoding and Microscopy // J. of Eukaryotic Microbiol. 2018. Vol. 66. Iss. 3. P. 494−513. https://doi.org/10.1111/jeu.12700
Guillou L., Bachar D., Audic S. et al. The Protist Ribosomal Reference database (PR2): a catalog of unicellular eukaryote Small Sub-Unit rRNA sequences with curated taxonomy // Nucleic Acids Res. 2013. Vol. 41. Iss. D1. P. D597–D604. https://doi.org/10.1093/nar/gks1160
Hakala A. Meromixis as a part of lake evolution – observations and a revised classification of true meromictic lakes in Finland // Boreal Environ. Res. 2004. Vol. 9. P. 37–53.
İnceoğlu Ö., Llirós M., Crowe S. A., García-Armisen T., Morana C., Darchambeau F., Borges A.V., Descy J.-P., Servais P. Vertical Distribution of Functional Potential and Active Microbial Communities in Meromictic Lake Kivu // Microbial Ecol. 2015. Vol. 70. Iss. 3. P. 596–611. https://doi.org/10.1007/s00248-015-0612-9
Jeunen G., Lamare M.D., Knapp M., Spencer H.G., Taylor H.R., Stat M., Bunce M., Gemmell N.J. Water stratification in the marine biome restricts vertical environmental DNA (eDNA) signal dispersal // Environ. DNA. 2019. Vol. 2. Iss. 1. P. 99–111. https://doi.org/10.1002/edn3.49
Krasnova E., Matorin D., Belevich T., Efimova L., Kharcheva A., Kokryatskaya N., Losyuk G., Todorenko D., Voronov D., Patsaeva S. The characteristic pattern of multiple colored layers in coastal stratified lakes in the process of separation from the White Sea // Chinese J. of Oceanol. and Limnol. 2018. № 6. P. 1–16. https://doi.org/10.1007/s00343-018-7323-2
Lauro F.M., DeMaere M.Z., Yau S., Brown M.V., Ng C., Wilkins D., Raftery M.J., Gibson J.A., Andrews-Pfannkoch C., Lewis M., Hoffman J.M., Thomas T., Cavicchioli R. An integrative study of a meromictic lake ecosystem in Antarctica // The ISME J. 2010. № 5. P. 879–895. https://doi.org/10.1038/ismej.2010.185
Lewis W.M., Jr. A revised classification of lakes based on mixing // Canadian J. of Fisheries and Aquatic Sci. 1983. Vol. 40. № 10. P. 1779−1787. https://doi.org/10.1139/f83-207
Lunina O.N., Savvichev A.S., Krasnova E.D., Kokryatskaya N.M., Veslopolova E.F., Kuznetsov B.B., Gorlenko V.M. Succession processes in the anoxygenic phototrophic bacterial community in lake Kislo-Sladkoe (Kandalaksha Bay, White Sea) // Microbiology. 2016. Vol. 85. P. 531–544. https://doi.org/10.1134/S0026261716050118
Matorin D., Antal T., Ostrowska M., Rubin A., Ficek D., Majchrowski R. Chlorophyll fluorimetry as a method for studying light absorption by photosynthetic pigments in marine algae // Oceanol. 2004. Vol. 46. № 4. P. 519–531.
Millette N.C., Pierson J.J., Aceves A., Stoecker D.K. Mixotrophy in Heterocapsa rotundata: A mechanism for dominating the winter phytoplankton // Limnol. and Oceanogr. 2017. Vol. 62. Iss. 2. P. 836–845. https://doi.org/10.1002/lno.10470
Orsi W., Song Y.C., Hallam S., Edgcomb V. Effect of oxygen minimum zone formation on communities of marine protists // The ISME J. 2012. № 6. P. 1586–1601. https://doi.org/10.1038/ismej.2012.7
Salmaso N. Effects of Habitat Partitioning on the Distribution of Bacterioplankton in Deep Lakes // Frontiers in Microbiol. 2019. Vol. 10. 2257. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.02257
Savvichev A.S., Babenko V.V., Lunina O.N., Letarova M.A., Boldyreva D.I., Veslopolova E.F., Demidenko N.A., Kokryatskaya N.M., Krasnova E.D., Gaisin V.A., Kostryukova E.S., Gorlenko V.M., Letarov A.V. Sharp water column stratification with an extremely dense microbial population in a small meromictic lake, Trekhtzvetnoe // Environ. Microbiol. 2018. Vol. 20. Iss. 10. P. 3784−3797. https://doi.org/10.1111/1462-2920.14384
Savvichev A.S., Kadnikov V.V., Rusanov I.I. et al. Microbial processes and microbial communities in the water column of the polar meromictic lake Bol’shie Khruslomeny at the White Sea coast // Frontiers in Microbiol. 2020. Vol. 11. 1945. https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.01945
Schreiber U. Pulse-Amplitude-Modulation (PAM) Fluorymetry and Saturation Pulse Method: An Overview // Chlorophyll A Fluorescence: A Signature of Photosynthesis / G. Govindjee and G. Papageorgiou (Eds.). Dordrecht: Springer, 2004. P. 279–319. https://doi.org/10.1007/978-1-4020-3218-9
Selivanova E.A., Ignatenko M.E., Yatsenko-Stepanova T.N., Plotnikov A.O. Diatom assemblages of the brackish Bolshaya Samoroda River (Russia) studied via light microscopy and DNA metabarcoding // Protistology. 2019. Vol. 13. Iss. 4. P. 215–235. https://doi.org/10.21685/1680-0826-2019-13-4-5
Suggett D.J., Prašil O., Borowitzka M.A. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. Dordrecht: Springer, 2011. 326 p. https://doi.org/10.1007/978-90-481-9268-7
Trefault N., De la Iglesia R., Moreno-Pino M., dos Santos A.L., Ribeiro C.G., Parada-Pozo G., Cristi A., Marie D., Vaulot D. Annual phytoplankton dynamics in coastal waters from Fildes Bay, Western Antarctic Peninsula // Sci. Rep. 2021. Vol. 11. 1368. https://doi.org/10.1038/s41598-020-80568-8
Yoshimura S. Abnormal Thermal Stratifications of Inland Lakes // Proceedings of the Imperial Academy. 1937. Vol. 13. P. 316–319. https://doi.org/10.2183/pjab1912.13.316
Zhang J., Kobert K., Flouri T., Stamatakis A. PEAR: a fast and accurate Illumina Paired-End reAd mergeR // Bioinformatics. 2014. Vol. 30. Iss. 5. P. 614–620. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btt593
Дополнительные материалы отсутствуют.
Инструменты
Известия РАН. Серия географическая
Пн.-пт.: 10.00-19.00