1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Химическая физика
  4. T. 39, № 2, 2020

Химическая физика, 2020, T. 39, № 2, стр. 50-57

Химико-токсикологический анализ территорий, подверженных радиационно-химическому загрязнению. III. Перекисное окисление липидов и эффекты токсичности природных вод (in vivo)

Ю. И. Скурлатов 1, Е. В. Штамм 1, *, Л. Н. Шишкина 2, А. В. Рощин 1, В. О. Швыдкий 2, Л. В. Семеняк 3

1 Федеральный исследовательский центр химической физики им. Н.Н. Семёнова Российской академии наук
Москва, Россия

2 Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля Российской академии наук
Москва, Россия

3 Всероссийский институт рыбного хозяйства и океанографии
Москва, Россия

* E-mail: Ekochem@yandex.ru

Поступила в редакцию 05.06.2019
После доработки 05.06.2019
Принята к публикации 20.06.2019

Полный текст (PDF)

Аннотация

С применением методов биотестирования, основанных на анализе совокупного влияния присутствующих в анализируемой пробе воды токсических веществ на процессы перекисного окисления липидов (ПОЛ), проведено исследование токсических свойств речных и подземных вод Жиздринского и Ульяновского районов Калужской области, в наибольшей степени подвергшихся загрязнению долгоживущими радиоизотопами в результате аварии на Чернобыльской АЭС. В опытах in vivo при однократном потреблении per os гексан-эфирных экстрактов из питьевой воды опытными животными определяли содержание продуктов ПОЛ и внеклеточной ДНК в плазме крови мышей, частоту хромосомных аберраций в клетках костного мозга мышей, антиоксидантный статус тканей мышей и суммарное количество нарушений в структуре молекул ДНК лимфоцитов крови мышей, оцениваемое по величине относительной константы скорости щелочной элюции. В опытах in vitro с использованием модельной тест-системы ПОЛ липосом, полученных из лецитина – фосфолипида куриного желтка, определяли содержание продуктов ПОЛ в нативных пробах воды. Совокупность полученных данных свидетельствует о наличии взаимосвязи между параметрами системы регуляции ПОЛ и повреждением структуры ДНК и позволяет предложить метод инициированного окисления липосом, сформированных из лецитина, для первичной оценки интенсивности ПОЛ в водной среде.

Ключевые слова: нативные пробы воды, питьевая вода, гексан-эфирные экстракты, перекисное окисление липидов, повреждения ДНК, модельные тест-системы.

ВВЕДЕНИЕ

Важнейшей задачей системы экологического контроля действующих или планируемых к введению в действие потенциально опасных объектов (ПОО) является обеспечение их экологической безопасности. Нередко ПОО расположены в районах, подверженных химическому загрязнению от действующих антропогенных источников эмиссии загрязняющих веществ (ЗВ), либо радиоактивному загрязнению в результате проводимых в 50-е годы испытаний ядерного оружия, аварий в Челябинской области и на Чернобыльской АЭС.

Действующие системы контроля и наблюдения за эмиссией “приоритетных” ЗВ ограничиваются, как правило, измерением их содержания в объектах окружающей среды, элементах пищевой цепочки человека и животных в сравнении с нормативными требованиями. При нормальной работе содержание контролируемых ЗВ в выбросах и/или сбросах ПОО обычно не превышает допустимых нормативов. Значительное превышение концентраций, при которых возможна острая реакция биологических объектов, возможно только в случае крупных аварий. В то же время существующие нормативные требования не отражают опасность для здоровья людей, которые длительное время проживают на территориях, подвергающихся воздействию большого числа ЗВ, концентрация которых в окружающей среде может и не превышать нормативных требований. В этой связи необходимо не только контролировать уровни содержания в природных средах отдельных ЗВ, но и оценивать близкие и отдаленные последствия воздействия всей совокупности техногенных и неблагоприятных природных факторов на человека и окружающую среду в районе размещения ПОО с учетом возможного массопереноса ЗВ в атмосфере.

Для населения, проживающего в зоне воздействия ПОО, наиболее существенные последствия могут быть связаны с эффектами генотоксичности – изменениями в структуре и функции ДНК, сопровождающимися генетическими нарушениями и злокачественными образованиями. Считается [1], что ключевую роль в возникновении генотоксических эффектов играют первичные повреждения молекулы ДНК, приводящие к потере, увеличению или замене ее оснований. На анализе генотоксичности проб воды и почвенных вытяжек основаны методы биотестирования in vitro с использованием в качестве тест-объектов клеточных культур млекопитающих [2]. При этом критерием генотоксичности тестируемой среды является возникновение в клетке хромосомных перестроек, генных мутаций или повреждений ДНК.

Для прогнозирования токсических свойств воды, наряду с цитогенетическими методами, перспективными также являются методы биотестирования (in vitro и in vivo). Они основаны на определении параметров процессов перекисного окисления липидов (ПОЛ), протекающих при окислении жирных кислот, содержащихся в клеточных мембранах (in vivo) [3] или в модельной тест-системе, содержащей липосомы яичного желтка (in vitro) [4].

Процессы ПОЛ, протекающие во всех типах клеточных мембран, играют определяющую роль в регуляции клеточного метаболизма в норме и при действии различных повреждающих факторов. Состояние клеточных мембран оказывает влияние на интенсивность и полноту репарации ДНК, на биосинтез ДНК и функциональную активность генома.

Поскольку инициаторами ПОЛ в тканях животных являются активные формы кислорода, участвующие в повреждении компонентов клеток, в том числе мембран и ДНК [5–7], можно предположить существование взаимосвязи между интенсивностью ПОЛ и повреждением генетических структур при совокупном воздействии на организм содержащихся в водной среде токсикантов.

В опытах in vivo тест-реакция на основе ПОЛ включает в себя измерение содержания продуктов ПОЛ и внеклеточной ДНК в плазме крови мышей либо суммарного количества нарушений в структуре молекул ДНК лимфоцитов крови мышей, оцениваемого по константе скорости щелочной элюции. В опытах in vitro модельная система ПОЛ липосом является одной из наиболее чувствительных и экспрессных тест-систем для оценки токсического воздействия природных и сточных вод [8].

В предыдущих публикациях данной серии были рассмотрены уровни химического загрязнения водных объектов территорий Калужской области, в наибольшей степени подвергшихся радиационному загрязнению после чернобыльской аварии [9] и проведена оценка токсичности проб речной и питьевой воды методами биотестирования, включая тесты мутагенной активности [10].

Цель данной работы – провести сравнительный анализ влияния тех же проб речной и питьевой воды на интенсивность ПОЛ липосом и уровень хромосомных аберраций в клетках костного мозга мышей, а также на состояние процессов ПОЛ и ДНК в компонентах крови мышей при введении им экстрактов питьевой воды с разным соотношением бенз(а)пирена (БП) и полихлорбифенилов (ПХБ) в широком диапазоне их концентраций.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

В качестве базового теста на мутагенную активность in vivo был выбран метод учета частоты хромосомных аберраций, которые возникают в клетках костного мозга самок мышей линии SHK массой 20–28 г при введении им гексан-эфирных экстрактов питьевой воды. Сухие остатки экстрактов растворяли в оливковом масле и полученную смесь вводили мышам однократно перорально зондом в количестве 0.2 см3 на 20 г массы тела в дозе 1.0 мг/кг. Контрольной группе мышей по этой же схеме вводили оливковое масло. Для цитогенетического анализа отбирались метафазы с 38–40 хромосомами. Учитывали одиночные и парные фрагменты, обмены хроматидного и хромосомного типов. Ахроматические повреждения (пробелы) не регистрировали. Критерием отличия фрагмента от пробела служило смещение положения фрагмента по отношению к оси хроматиды или по ее длине. Для каждого животного анализировалось по 100 метафаз.

Препараты метафаз костного мозга готовили по методике из работы [11]. Отбор метафазных пластинок и учет аберраций хромосом проводили в соответствии с Методическими рекомендациями [12].

Тест-система ПОЛ in vitro

Для инициирования процессов ПОЛ липосом в качестве прооксиданта используется каталитическая система, состоящая из 10–3 М аскорбиновой кислоты и 10–4 М двухвалентного железа (сернокислого 7-водного). Данная система является источником активных промежуточных частиц – ОН-радикалов и комплексов железа в сверхокисленном состоянии [13].

Продуктом реакции ПОЛ является малоновый диальдегид (МДА). Метод анализа МДА основан на образовании окрашенного триметинового комплекса (ε532 = 1.56 ∙ 105 М–1 ∙ см–1), содержащего одну молекулу МДА и две молекулы тиобарбитуровой кислоты (ТБК) [14].

Показателем тест-реакции ПОЛ служит индекс токсичности – количество МДА (СМДА), образовавшегося в анализируемой пробе воды, выраженное в % по отношению к контролю:

${{С}_{{{\text{МДА}}}}} = \left[ {{{{{С}_{{{\text{МДА}}}}}\left( {{\text{в}}\,\,{\text{опыте}}} \right)} \mathord{\left/ {\vphantom {{{{С}_{{{\text{МДА}}}}}\left( {{\text{в}}\,\,{\text{опыте}}} \right)} {{{С}_{{{\text{МДА}}}}}\left( {{\text{в}}\,\,{\text{контроле}}} \right)}}} \right. \kern-0em} {{{С}_{{{\text{МДА}}}}}\left( {{\text{в}}\,\,{\text{контроле}}} \right)}}} \right] \cdot 100\% .$

Степень токсичности воды считается допустимой при 80 ≤ СМДА ≤ 120%; при 40 < СМДА < 80% или СМДА > 120% вода умеренно токсична; при СМДА < 40% анализируемая вода высокотоксична [15, 16].

Тест-системы ПОЛ in vivo

С целью оценки влияния загрязнения окружающей среды на нарушение структуры и количественные показатели ДНК, связанные с протеканием процессов ПОЛ в живых организмах [17], в данной работе использовали анализ ТБК-активных продуктов (ТБКАП) ПОЛ в плазме крови мышей; определение показателей антиоксидантного статуса липидов; анализ содержания внеклеточной ДНК в плазме крови; использование константы скорости щелочной элюции как интегрального показателя суммарного количества повреждений в ДНК. Определение тбкап в плазме крови подопытных мышей проводили по методу, изложенному в работе [14].

Опыты выполнены на 240 самках мышей массой 21–28 г. Однократное введение мышам per os масляных экстрактов питьевой воды осуществляли в следующих дозах: 5.3, 0.053 и 5.3 ∙ 10–5 мг/кг. Забой мышей проводили через 7, 14 и 31 сут после начала эксперимента. Одновременно проводили забой контрольных мышей. В качестве контроля служили мыши, которым однократно per os вводили оливковое масло. Кровь от мышей в группе объединяли от 3–4 особей и собирали в пробирки, обработанные 5%-ным раствором цитрата натрия. Плазму крови отделяли центрифугированием в градиенте плотности фиколл-верографина (плотность – 1.077 г/см3). Липиды из эритроцитов крови выделяли по методу Блая и Дайера в модификации Кейтса [18].

Величину антиокислительной активности (АОА) липидов определяли на метилолеатной окислительной модели [19]. Содержание белка с помощью микробиуретового метода [20].

Структурные повреждения ДНК лимфоцитов периферической крови определяли методом щелочной элюции [21]. Содержание внеклеточной ДНК в плазме крови определяли по спектрам возбуждения и флуоресценции комплекса ДНК с дихлоргидратом 4',6-диамидино-2-фенилиндолона [22]. Метод позволяет проводить количественное определение ДНК при концентрациях 5 ∙ 10–10 г/см3.

Экспериментальные данные по влиянию органических экстрактов из проб питьевой воды на процессы ПОЛ в тканях и содержание ДНК в плазме крови обрабатывали общепринятыми методами вариационной статистики и с помощью компьютерного пакета программ KINS [23].

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

В табл. 1 представлены данные по содержанию продуктов ПОЛ в пробах воды Ульяновского и Жиздринского районов Калужской области. Значения показателя ПОЛ слабо коррелируют с содержанием в тех же анализируемых пробах воды ионов тяжелых металлов [9, табл. 3 ] и с увеличением индекса суммарного загрязнения [9, табл. 6 ] в результате превышения ПДК по содержанию тяжелых металлов в питьевой воде.

Таблица 1.  

Содержание продуктов ПОЛ липосом (in vitro) в нативных пробах воды Ульяновского и Жиздринского районов Калужской области (весна 2000 г.)

Ульяновский район Жиздринский район
место отбора ПОЛ, % место отбора ПОЛ, %
Ульяново 68 Судимир 114
Заречье 143 Жиздра 100
Дудоровский 41 Мужитино 60
Кцынь 68 Зикеево 74
Река Вытебеть 145 Река Жиздра 69
Река Рессета 72

Следующим этапом работы был сравнительный анализ результатов тест-системы ПОЛ с влиянием опытных проб воды на частоту хромосомных аберраций в клетках костного мозга мышей. В табл. 2 приведены результаты метафазного анализа хромосомных аберраций в костном мозге мышей в опыте in vivo при действии гексан-эфирных экстрактов. Из сравнения данных, приведенных в табл. 2, с результатами анализа генотоксичности экстрактов питьевой воды в опытах in vitro [10, табл. 5 ] можно заключить, что даже на фоне относительно слабых эффектов мутагенной активности наблюдается качественная корреляция при использовании теста in vitro без метаболической активации и теста in vivo. Это согласуется и с полученными данными о наибольшей повторяемости случаев с высоким числом структурных нарушений хромосом в опытах in vivo под воздействием экстрактов из воды поселка Судимир, содержащими наиболее высокую концентрацию БП. Кроме того, этот результат согласуется с предположением [2], что при сверхнизких концентрациях (ниже предела растворимости в воде) в тестируемой среде последний проявляет цитогенетическое воздействие, находясь в водорастворимой форме.

Таблица 2.  

Частота метафаз с аберрациями хромосом в костном мозге мышей под действием анализируемых экстрактов воды (in vivo)

Место отбора проб Число клеток с аберрациями, % Количество аберраций хромосом на 100 метафаз Типы аберраций на 100 метафаз
одиночные фрагменты обмены хроматидного типа парные фрагменты
Контроль (масло) 1.17 ± 0.40 1.17 ± 0.40 0.83 ± 0.31 0.17 ± 0.17 0.17 ± 0.17
Судимир 1.33 ± 0.56 1.33 ± 0.56 1.17 ± 0.48 0 0.17 ± 0.17
Зикеево 0.67 ± 0.21 0.67 ± 0.21 0.67 ± 0.21 0 0
Мужитино 1.50 ± 0.34 1.50 ± 0.34 1.33 ± 0.33 0 0.17 ± 0.17
Коллективизатор 2.0 ± 0.24 2.0 ± 0.24 1.67 ± 0.21 0.17 ± 0.17 0.17 ± 0.17

На рис. 1 представлены результаты тестирования сухих остатков гексан-эфирных экстрактов питьевой воды в опытах in vivo с помощью метафазного анализа хромосомных аберраций в костном мозге мышей в зависимости от содержания в нативных пробах воды продуктов ПОЛ липосом, определяемых тест-системой ПОЛ in vitro (см. табл. 1).

Рис. 1.

Результаты тестирования сухих остатков гексан-эфирных экстрактов питьевой воды в опытах in vivo с помощью метафазного анализа хромосомных аберраций в костном мозге мышей в зависимости от содержания в тех же пробах воды продуктов ПОЛ липосом (in vitro): 1 – общее количество аберраций хроматидного типа, 2 – количество фрагментов, 3 – количество обменов [1, 12].

Из сравнения результатов анализа генотоксичности экстрактов питьевой воды в опытах in vitro и in vivo можно заключить, что даже на фоне относительно слабых эффектов мутагенной активности наблюдается качественная корреляция при использовании теста in vitro без метаболической активации и теста in vivo. Это означает, что даже незначительные по интенсивности эффекты генотоксичности, которые удается достоверно регистрировать в опытах in vitro, имеют вероятность проявить себя и на организменном уровне. Данный факт имеет большое значение, поскольку онкологические заболевания относятся к числу вероятностных событий.

Другим значащим фактом является то, что результаты биотестирования с помощью тест-реакции ПОЛ качественно коррелируют с частотой обменов в спектре хромосомных аберраций, индуцируемых нативными пробами воды в клетках китайского хомячка (КХ) [7] (рис. 2). Стационарность процессов ПОЛ в норме обеспечивается физико-химической системой регуляции окислительных реакций в липидах, параметрами которой являются АОА и состав липидов, способность их к окислению, структурные переходы в компонентах мембран. Влияние однократного введения per os масляных растворов исследуемых экстрактов на величины АОА и исходный уровень пероксидов в липидах эритроцитов крови мышей было изучено через 7 и 31 сут после начала эксперимента (рис. 3).

Рис. 2.

Динамика изменения содержания продуктов ПОЛ в плазме крови мышей после однократного введения экстрактов из проб питьевой воды поселков Мужитино (а) и Зикеево (б) разных концентраций относительно контроля: 1 – 10–5, 2 – 10–2, 3 – 1.0 мг.

Рис. 3.

Величины АОА липидов эритроцитов крови контрольных мышей SHK (K) через 7 (1) и 31 сут (2) после введения гексан-эфирных экстрактов из проб воды поселков Зикеево и Мужитино.

Анализ данных, представленных на рис. 3, показывает, что липиды эритроцитов крови контрольных мышей после однократного введения per os оливкового масла, как и лабораторных грызунов других видов [24], обладают прооксидантными свойствами, величина которых достоверно не изменяется в течение месяца после воздействия. Между величинами АОА липидов эритроцитов крови в опытных группах мышей и концентрацией экстракта и его состава отсутствует линейная зависимость. В пробах воды из пос. Зикеево через 31 сут после начала эксперимента установлено достоверное уменьшение в 2.8 раза прооксидазных свойств липидов эритроцитов крови в группе мышей, которым вводили экстракт в самой низкой дозе: 5.3 ∙ 10–5 мг/кг. Во всех остальных опытных группах величины АОА липидов практически не зависели от концентрации экстракта и его состава.

Аналогичные особенности обнаружены и для динамики изменения начального количества пероксидов в липидах эритроцитов крови. Эти показатели системы регуляции ПОЛ закономерно тесно связаны между собой, однако корреляционные зависимости между величинами АОА липидов и содержанием в них пероксидов спустя месяц после воздействия различаются [25].

Высокая чувствительность проницаемости мембран к окислительному повреждению [26] и повреждение оснований ДНК инициаторами ПОЛ [27, 28] обуславливают наличие взаимосвязи между константами скорости щелочной элюции ДНК лимфоцитов крови и/или содержанием внеклеточной ДНК в плазме крови мышей и интенсивностью процессов ПОЛ в плазме крови интактных мышей разных линий [17, 29]. Ранее было установлено существенное изменение масштаба и характера этих взаимосвязей при действии на организм слабых повреждающих факторов разной природы [17, 29, 30]. Изменение содержания внеклеточной ДНК в плазме крови относительно нормы и контроль этого показателя в динамике рассматриваются в качестве перспективного теста для оценки функционирования иммунных систем организма [30] и диагностического показателя при многих патологических состояниях [31].

На рис. 4 представлено влияние экстрактов на коэффициенты корреляции и линейной регрессии между интенсивностью ПОЛ и содержанием внеклеточной ДНК в плазме крови, а также на относительные константы скорости щелочной элюции ДНК лимфоцитов крови мышей, отражающей суммарное повреждение оснований в молекуле ДНК, после однократного введения per os проб воды из поселков Мужитино и Зикеево. Обнаружена прямая корреляционная взаимосвязь между содержанием ДНК и количеством продуктов ПОЛ в плазме крови контрольных мышей с коэффициентом корреляции R = 0.93 ± 0.035 (n = 15) и коэффициентом линейной регрессии b = 0.47 ± ± 0.036 (рис. 4а, б). Между содержанием внеклеточной ДНК и интенсивностью ПОЛ четкая корреляция отсутствует. Константа скорости щелочной элюции ДНК лимфоцитов крови (рис. 4в) наиболее значительно увеличивается в группах мышей, которым вводили экстракт из проб воды с повышенным содержанием БП.

Рис. 4.

Влияние концентрации экстрактов на величины: а – коэффициентов корреляции (R); б – коэффициентов линейной регрессии взаимосвязи между содержанием внеклеточной ДНК и количеством ТБК-АП в плазме крови; в – относительной константы скорости щелочной элюции ДНК (kэл) лимфоцитов крови мышей линии SHK (самки) через месяц после однократного введения per os проб воды из поселка Мужитино (1) и Зикеево (2); K – доверительный интервал контрольных величин.

На рис. 5 приведены значения коэффициентов токсичности, полученные при тестировании экстрактов с помощью краткосрочного метода in vitro по частоте индуцированных аберраций хромосом в клетках КХ в отсутствие (–S) и в присутствии (+S) системы метаболической активации, результаты анализа частоты хромосомных аберраций (ХА) в клетках костного мозга подопытных животных, а также данные по воздействию экстрактов на показатели системы регуляции ПОЛ и содержание внеклеточной ДНК в плазме крови мышей в опытах in vivo. Видно, что методы биотестирования обладают высокой чувствительностью, что позволяет использовать их при оценке потенциальной опасности радиационно-химического загрязнения окружающей среды.

Рис. 5.

Сравнение результатов тестирования различными методами (in vitro – КХ и in vivo) органических экстрактов питьевой воды из поселков Зикеево (1) и Мужитино (2).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Таким образом, совокупность полученных данных свидетельствует о потенциальной опасности для здоровья населения, проживающего на территориях Калужской области, наиболее подвергшихся радиационно-химическому загрязнению. Показано, что нарушение регуляции окислительных процессов взаимосвязано с возникновением мутаций, повреждением структуры ДНК при повышенном содержании БП в составе токсикантов и ростом содержания внеклеточной ДНК в плазме крови опытных мышей при повышенном содержании ПХБ. Однако отсутствие линейной зависимости уровня токсического воздействия от концентрации приоритетных токсикантов, в частности БП и ПХБ, обнаруженное на всех этапах работы, обуславливает необходимость использования биологических тест-систем для оценки состояния регуляторных клеточных процессов и влияния на метаболизм действия совокупности ЗВ, содержащихся в анализируемых пробах воды. Результаты цитотоксикологических исследований с использованием тестов in vitro и in vivo объективно отражают потенциальную мутагенную опасность состояния окружающей среды в населенных пунктах Калужской области, подверженных радиационному загрязнению долгоживущими радионуклидами после аварии на Чернобыльской АЭС в 1986 году.

Проведенный цикл исследований по использованию различных подходов к оценке последствий для населения долгосрочного воздействия химических и радиационных факторов низкой интенсивности показывает бесперспективность использования традиционных методов гидрохимического контроля (мониторинга) для оценки качества воды как источника питьевого водоснабжения и как среды обитания водных организмов. Высокая чувствительность интенсивности процессов ПОЛ in vivo к воздействию неблагоприятных экологических факторов разной природы в малых дозах позволяет предложить использовать содержание ТБКАП в плазме крови мышей в качестве информативного теста для интегральной оценки токсического воздействия окружающей среды на организм млекопитающих.

Высокую эффективность показали тесты in vitro с использованием как модельной тест-системы ПОЛ липосом, так и клеточных культур млекопитающих. Информативны также традиционные методы биотестирования, позволяющие охарактеризовать текущее состояние токсичности водной среды в отношении водных организмов и выявить источник (либо причину) токсического воздействия. В качестве экспресс-метода наиболее перспективным является краткосрочный метод ПОЛ in vitro.

Важнейшим результатом проведенных исследований, по мнению авторов, является вывод о том, что в действующей системе контроля качества водной среды и безопасности водных объектов, являющихся источниками питьевого водоснабжения, не учитывается вклад в токсичность, вносимый водорастворимыми веществами, обладающими выраженными восстановительными либо, напротив, окислительными свойствами. В первом случае “жертвами” становятся водные организмы с интенсивным водообменом с внешней средой, в частности личинки рыб на ранних стадиях развития, во втором – взрослые рыбы, жабродышащие водные животные и млекопитающие. В целом, при нарушении внутриводоемных окислительно-восстановительных процессов происходит деградация всей водной экосистемы, сопровождающаяся появлением в воде неизвестных ранее токсических факторов.

Работа выполнена в рамках Программы фундаментальных исследований ИХФ РАН № 46.15 государственного задания № 0082-2014-0005 (номер государственной регистрации ЦИТИС: АААА-А17-117091220076-4).

Список литературы

  1. Руководство по краткосрочным тестам для выявления мутагенных и канцерогенных химических веществ. Сер. “Гигиенические критерии состояния окружающей среды”. Вып. 51. Женева: ВОЗ, 1989.

  2. Скурлатов Ю.И., Штамм Е.В., Рощин А.В. и др. // Хим. физика. 2019. Т. 39. № 11. С. 16.

  3. Панорама современной химии России. Химическая и биологическая кинетика. Новые горизонты. Т. 2. Биологическая кинетика. М.: Химия, 2005.

  4. Семенова И.В., Эрнестова Л.С., Конев В.В., Рябченко Н.И. // Гигиена и санитария. 1997. № 1. С. 51.

  5. Sies H. Oxidative Stress. London: Academic Press, 1985.

  6. Burlakova Ye.B., Pal’mina N.P., Mal’tseva Ye.L. // Membrane Lipid Oxidation / Ed. Vigo-Pelfrey C. V.III. Boston: CRC Press, 1991. P. 209.

  7. Valko M., Leibfritz D., Moncol J. et al. // Intern. J. Biochem. Cell Biol. 2007. V. 39. P. 44; https://doi.org/10.1016/j.biocel.2006.07.001

  8. Штамм Е.В., Шишкина Л.Н. Козлова Н.Б и др. // Водоснабжение и санит. техника. 1997. Т. 16. № 10. С. 18.

  9. Скурлатов Ю.И., Штамм Е.В., Рощин А.В. и др. // Хим. физика. 2019. Т. 38. № 11. С. 65.

  10. Штамм Е.В., Скурлатов Ю.И., Рощин А.В. и др. // Хим. физика. 2020. Т. 39. № 2.

  11. Ford C.E., Hamerton J.L. // Stain Technol. 1956. V. 31. № 6. P. 247; https://doi.org/10.3109/10520295609113814

  12. Методические рекомендации “Метод учета хромосомных аберраций как биологический индикатор влияния факторов внешней среды на человека”. М.: Институт медицинской генетики АМН СССР, 1974.

  13. Сычев А.Я., Травин С.О., Дука Г.Г., Скурлатов Ю.И. Каталитические реакции и охрана окружающей среды. Кишинев: Штиинца, 1983.

  14. Стальная И.Д., Гаришвили Т.Г. // Современные методы в биохимии / Под ред. Ореховича В.Н. М.: Наука, 1977. С. 63.

  15. РД 52.18. Методические указания. Методика определения биологической полноценности природных и сточных вод по реакции перекисного окисления липидов. М., 1991.

  16. РД 52.18.682-2006. Методические указания. Определение токсичности вод и донных отложений. Методика выполнения измерений индекса токсичности методом биотестирования по реакции перекисного окисления липидов липосом. Н. Новгород: Вектор Тис, 2007.

  17. Шишкина Л.Н., Смотряева М.А. // Биофизика. 2000. Т. 45. Вып. 5. С. 844.

  18. Кейтс М. Техника липидологии. М.: Мир, 1975.

  19. Бурлакова Е.Б., Алесенко А.В., Молочкина Е.М. и др. Биоантиоксиданты в лучевом поражении и злокачественном росте. М.: Наука, 1975.

  20. Itzhaki R., Gill D.M. // Anal. Biochem. 1964. V. 9. P. 401; https://doi.org/10.1016/0003-2697(64)90200-3

  21. Блюхтерова Н.В., Смотряева М.А., Круглякова К.Е. // Изв. РАН. Сер. биол. 1996. № 3. С. 276.

  22. Kapuściński J., Skoczylas B. // Anal. Biochem. 1977. V. 83. № 1. P. 252; https://doi.org/10.1016/0003-2697(77)90533-4

  23. Брин Э.Ф., Травин С.О. // Хим. физика. 1991. Т. 10. № 6. С. 830.

  24. Урнышева В.В., Шишкина Л.Н. // Биофизика. 2003. Т. 48. Вып. 4. С. 747.

  25. Шишкина Л.Н., Хрустова Н.В. // Биофизика. 2006. Т. 51. Вып. 2. С. 340.

  26. Niki E., Yamamato Y., Takahashi M. et al. // J. Nutr. Sci. Vitaminol. 1988. V. 34. P. 507; https://doi.org/10.3177/jnsv.34.507

  27. Auroma O.I., Halliwell B., Gajewski E., Dizdaroglu M. // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. № 34. P. 20509.

  28. Floyd R.A., Schneider J.E. // Membrane Lipid Oxidation / Ed. Vigo-Pelfrey C. V.III. Boston: CRC Press, 1991. P. 69.

  29. Shishkina L.N., Klimovich M.A., Kozlov M.V., Smotryaeva M.A. // Chemical and Biochemical Kinetics. New Perspectives / Ed. Zaikov G. N.Y.: Nova Sci. Publ., 2011. P. 157.

  30. Балева Л.С., Сипягина А.Е., Смотряева М.А. и др. // Изв. РАН. Сер. биол. 1995. № 6. С. 657.

  31. Grill S., Rusterholz C., Zanetti-Dallenbach R. et al. // Reprod. Biol. Endocrinol. 2009. V. 7. P. 70; https://doi.org/10.1186/1477-7827-7-70

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Химическая физика

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал