Химическая физика, 2020, T. 39, № 6, стр. 52-58

Система регуляции перекисного окисления липидов как основа экологического тестирования

Л. Н. Шишкина 1*, М. В. Козлов 1, Л. И. Мазалецкая 1, А. Ю. Повх 1, В. О. Швыдкий 1, Н. И. Шелудченко 1

1 Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля Российской академии наук
Москва, Россия

* E-mail: shishkina@sky.chph.ras.ru

Поступила в редакцию 23.10.2019
После доработки 23.10.2019
Принята к публикации 20.11.2019

Полный текст (PDF)

Аннотация

На основе ранее полученных экспериментальных данных предложены модельные системы, позволяющие изучить механизм участия липидов, выделенных из природных объектов, препаратов и различных компонентов водной среды, в регуляции окислительных процессов. К таким моделям можно отнести низкотемпературное окисление метилолеата в тонком слое как модельная система процессов перекисного окисления липидов в биологических мембранах; использование компьютерных программ для выявления участия липидов и биологически активных веществ на разных стадиях процесса автоокисления; модель спонтанного автоокисления водного раствора лецитина, используемая для оценки способности компонентов водной среды участвовать в регуляции окислительных процессов в биологических системах.

Ключевые слова: перекисное окисление, липиды, регуляция, лецитин, автоокисление, компьютерное моделирование.

DOI: 10.31857/S0207401X20060102

Изучение процессов окисления липидов в биологических системах было начато более 60-ти лет назад под руководством проф. Б.Н. Тарусова в Московском государственном университете им. М.В. Ломоносова и акад. Н.М. Эмануэля в Институте химической физики АН ССР. Бурное развитие мембранологии с начала 70-х годов XIX века позволило обосновать биологическую важность роли свободнорадикальных процессов, протекающих в разных компартментах клетки, в регуляции клеточного метаболизма [15]. Именно разработанный Н.М. Эмануэлем с сотр. механизм жидкофазного окисления органических соединений [6] рассматривается как основной в процессах перекисного окисления липидов (ПОЛ) в сложных биологических системах [13, 5, 7]. Несмотря на то, что положение о необходимости и существенной роли ПОЛ для нормального функционирования биологических систем было обосновано еще в работах [2, 8], в мировой литературе важность свободнорадикальных исследований для медицинской биофизики была отмечена лишь относительно недавно [9].

В норме стационарность процессов ПОЛ поддерживается физико-химической системой регуляции, функционирование которой осуществляется как на мембранном [10], так и на клеточном и органном уровнях [11]. Среди характеристик этой системы регуляции на органном уровне – антиокислительная активность (АОА) и состав липидов, степень их окисленности (количество пероксидов в липидах), их способность разлагать пероксиды (антипероксидная активность), структурное состояние мембранной системы, способность липидов к окислению. Исходные значения параметров и их взаимосвязи обуславливают функционирование биологических мембран в норме и ответ биологической системы на внешние воздействия факторов разной природы. Выявленная ранее однотипность функционирования физико-химической системы регуляции ПОЛ на разных уровнях организации биологических объектов (липосомы, клетки, органы животных) [12] позволяет предложить использование модельных систем разной сложности для изучения механизма участия биологически активных веществ (БАВ), химических токсикантов и экологических факторов в регуляции окислительных процессов в биологических объектах.

МОДЕЛЬ НИЗКОТЕМПЕРАТУРНОГО АВТООКИСЛЕНИЯ МЕТИЛОЛЕАТА В ТОНКОМ СЛОЕ – АДЕКВАТНАЯ МОДЕЛЬ ПОЛ В БИОЛОГИЧЕСКИХ МЕМБРАНАХ

Биологическая активность любых соединений при поступлении в организм обусловлена их способностью влиять на АОА липидов и структурное состояние клеточных мембран [2, 10], поэтому первой необходимой задачей является определение способности соединений модифицировать процессы окисления. Для оценки антиоксидантных свойств многокомпонентных систем часто используют различные варианты хемилюминесцентных и фотохемилюминесцентных методов и модельные системы с использованием инициаторов [2, 1315]. Однако измеряемая этими методами суммарная антирадикальная активность изучаемых БАВ или компонентов сложных систем, как правило, не пропорциональна их АОА [2]. Важные результаты относительно роли малотоксичных синтетических антиоксидантов (АО) в регуляции процессов ПОЛ в норме и проявления их радиозащитных и противоопухолевых свойств были получены при использовании модели термического автоокисления метилолеата при физиологических (37.0 ± 0.1 °С) температурах [2, 1618]. Однако в данной модельной системе автоокисление протекает в кинетической области, в то время как в биологических системах процессы ПОЛ преимущественно протекают в режиме автоокисления, но в условиях простой диффузии кислорода через липидный бислой, т.е. в диффузионной области. Это позволяет рассматривать низкотемпературное автоокисление модельного субстрата (метилолеата) в тонком слое при свободном доступе воздуха, протекающее в диффузионной области, в качестве более адекватной модели процесса ПОЛ в биологических системах.

Зависимость скорости окисления от концентрации кислорода влияет и на эффективность ингибирующего действия АО. Так, при сравнительном изучении эффективности ингибирующего действия кверцетина (Q) и дигидрокверцентина (QH2) в зависимости от условий окисления обнаружено, что при инициированном окислении эффективность Q в 2.2 раза выше, чем QH2, тогда как согласно модели автоокисления метилолеата в тонком слое (температура 50 °C) эта величина уменьшается до 1.6 раза [19]. В свою очередь, антирадикальная активность зависит от природы окисляющегося субстрата. Так, на основе модели инициированного окисления метилолеата обнаружено, что константа скорости взаимодействия Q с пероксильными радикалами на порядок ниже [19], чем аналогичная величина при инициированном окислении дифенилметана в кинетической области [20].

Зависимость реакционной способности АО от условий окисления выявлена и на примере полусинтетических терпенофенолов, в молекуле которых присутствует изоборнильный заместитель. Ингибирующую эффективность 2-изоборнилоксифенола (I) и 2,4-диметил-6-изоборнилфенола (II), структурные формулы которых представлены на рис. 1, исследовали на модели инициированного окисления этилбензола при 333 K и автоокислении метилолеата в тонком слое при 323 K. Методические подробности изложены в работах [19, 21]. На рис. 2 приведены кинетические кривые поглощения кислорода при инициированном окислении этилбензола в присутствии добавок изученных АО. Видно, что АО I менее эффективно тормозит окисление этилбензола по сравнению с АО II, что обусловлено образованием внутримолекулярной H-связи в молекуле АО I [21]. Коэффициенты ингибирования fk7, где f – стехиометрический коэффициент, а k7 – константа скорости взаимодействия АО с пероксильными радикалами, оказались равными (14.7 ± ± 0.3) ⋅ 104 и (0.8 ± 0.05) ⋅ 104 л ⋅ моль–1 ⋅ с–1 для АО II и I соответственно. Следовательно, в реакциях инициированного окисления эффективность ингибирующего действия АО II более чем в 18 раз выше, чем АО I. Согласно модели автоокисления метилолеата в тонком слое АО II также более эффективно тормозит накопление гидропероксидов по сравнению с АО I, однако их эффективность различается уже не столь значительно. Это четко видно из данных, представленных на рис. 3, и соответствует литературным данным о росте ингибирующей эффективности АО I в полярных химических и биологических системах [22, 23].

Рис. 1.

Структурные формулы изоборнилфенолов.

Рис. 2.

Кинетические кривые поглощения кислорода при инициированном окислении этилбензола без добавок (1) и в присутствии антиоксидантов в следующих концентрациях (моль/л): 2 – 1.0 ⋅ 10–4 АО I; 3 – 0.6 ⋅ 10–4 АО II; 4 – 1.0 ⋅ 10–4 АО II. Температура – 333 K, Wi = 5 ⋅ 10–8 моль/(л ⋅ с).

Рис. 3.

Зависимость периода индукции (τ) автоокисления метилолеата при 323 K в тонком слое от концентрации антиоксидантов: 1 – АО I, 2 – АО II.

АНАЛИЗ УЧАСТИЯ ЛИПИДОВ В РЕАКЦИЯХ АВТООКИСЛЕНИЯ НА РАЗНЫХ СТАДИЯХ ПРОЦЕССА

Автоокисление, будучи цепной реакцией с вырожденным разветвлением, представляет собой автоинициированный процесс с положительной обратной связью, которая осуществляется через гидропероксид. Использование компьютерных программ для обработки кинетических кривых накопления гидропероксидов в окислительной модели метилолеата существенно расширяет возможности последней, позволяя оценить участие компонентов биологических систем или различных БАВ в регуляции окислительных процессов. Детальный анализ кинетики низкотемпературного термического автоокисления метилолеата (37 °C) и его растворов с липидами, выделенными из тканей разных видов и линий лабораторных грызунов, с помощью пакета компьютерных программ KINS [24] показал, что во всех случаях (общее количество проанализированных кривых – более 1300) накопление гидропероксидов описывается экспоненциальной зависимостью [ROOH] = a exp(kt) с коэффициентами корреляции R = 0.95–1.0. Это свидетельствует о бимолекулярном характере реакции вырожденного разветвления при окислении как самого метилолеата, так и его растворов с липидами. При этом на начальных стадиях реакции, когда расходованием субстрата можно пренебречь, между величиной предэкспоненциального множителя a и скоростью зарождения радикалов в системе, W0, вывялена прямая корреляция, а величина показателя экспоненты k преимущественно зависит от общей скорости окисления [25]. Было показано, что липиды из тканей животных даже в концентрации менее 3% участвуют в реакциях окисления на стадиях зарождения радикалов и продолжения цепи, а масштаб их участия зависит от скорости зарождения радикалов в системе и физико-химических свойств липидов [25].

Для проверки способности участия липидов, выделенных из других природных объектов, в регуляции процессов окисления, был проведен анализ кинетических кривых накопления пероксидов в присутствии липидов, выделенных из мицелия ксилотрофных базидиомицетов в конце фазы замедления роста разных культур грибов белой и бурой гнили (максимальное накопление биомассы). Ранее нами было доказано существование у ксилотрофных базидиомицетов физико-химической системы регуляции, поддерживающей протекание процессов ПОЛ на стационарном уровне как в мицелии грибов разных видов, так и в процессе их роста в глубинной культуре [26]. Было выявлено, что липиды мицелия грибов белой гнили, более активно разлагающих лигнин, обладают прооксидантными свойствами, в то время как грибы бурой гнили разных видов, преимущественно разлагающих целлюлозу, могут характеризоваться как антиоксидантной, так и прооксидантной активностью [27].

Накопление пероксидов при автоокислении метилолеата в присутствии липидов мицелия базидиомицетов, как и липидов из тканей лабораторных грызунов, хорошо описывается экспоненциальной зависимостью (R > 0.95), что позволило оценить вклад физико-химических характеристик этих липидов в регуляцию процессов ПОЛ на разных стадиях процесса окисления. Так, для липидов мицелия грибов белой гнили разных видов обнаружено, что увеличение их прооксидантных свойств сопровождается ростом в них концентрации пероксидов (R = = −0.91 ± 0.05, количество измерений n = 12). Это обуславливает рост общей скорости окисления за счет участия липидов на стадии продолжения цепи окисления, очевидно, вследствие более высокой окисляемости липидов мицелия грибов белой гнили по сравнению с окисляемостью метилолеата. Уменьшение значения параметра a кинетической зависимости накопления пероксидов при окислении растворов липидов в метилолеате относительно аналогичной величины для самого метилолеата связано с ростом АОА липидов мицелия для базидиомицетов разных физиологических групп (рис. 4). Это свидетельствует об участии липидов мицелия дереворазрушающих грибов в регуляции ПОЛ на стадиях зарождения радикалов, обусловленное, очевидно, преобладанием в составе фосфолипидов (ФЛ) дереворазрушающих базидиомицетов таких более легкоокисляемых фракций, как фосфатидилэтаноламин, кардиолипин и фосфатидная кислота [28].

Рис. 4.

Зависимость относительного значения параметра a от величины АОА липидов мицелия ксилотрофных базидиомицетов разных видов: ◼ – Serpulla sclerotiorum 18; ⚫ – Panus tigrinus ИБК-131, Ganoderma lucidium М148, Fomes fomentarius М71; ▲ – Piptoporus betulinus М60; × – Gloecophillum separium BKM 708 F, Laetiporus sulfureus M131.

СПОНТАННОЕ АВТООКИСЛЕНИЕ ЛЕЦИТИНА В ВОДНОЙ СРЕДЕ – МОДЕЛЬ ДЛЯ ОЦЕНКИ ВЛИЯНИЯ КОМПОНЕНТОВ СРЕДЫ НА ПРОЦЕССЫ ПОЛ В БИОЛОГИЧЕСКИХ СИСТЕМАХ

Оценка как ранних, так и отдаленных биологических последствий воздействия на организм загрязнения окружающей среды химическими токсикантами в малых дозах становится все более актуальной фундаментальной и практической проблемой. Это обуславливает необходимость разработки различных модельных систем и поиска информативных тестов как для оценки последствий неблагоприятных экологических факторов на биологические объекты, так и для первичного отбора наиболее перспективных соединений для практического использования. Предполагается, что интоксикация природной водной среды есть следствие разбалансировки внутриводоемных окислительно-восстановительных и свободнорадикальных процессов [29]. Кроме того, биологическая активность любых соединений обусловлена их способностью модифицировать интенсивность ПОЛ при введении этих соединений в организм и влиять на структурное состояние клеточных мембран за счет взаимодействия с основными компонентами последних – фосфолипидами [2, 11, 17]. Именно высокая чувствительность параметров системы регуляции ПОЛ в тканях млекопитающих к действию особенно слабых повреждающих факторов на организм [11, 30, 31] позволяет предложить модель спонтанного низкотемпературного автоокисления лецитина в водной среде для оценки способности компонентов среды участвовать в регуляции ПОЛ. Выбор лецитина обусловлен следующими факторами. Во-первых, он является смесью природных липидов, среди которых не менее 50% составляют ФЛ, при этом на долю одного из основных фосфолипидов мембран млекопитающих – фосфатидилхолина – приходится более 70%. Во-вторых, в полярной среде лецитин образует достаточно устойчивые агрегаты [32], что позволяет рассматривать наноразмерные структуры лецитина в водной среде в качестве моделей биологических мембран. Это соответствует и активно развиваемым в последнее десятилетие представлениям о возможности влиять на механизм химических процессов благодаря способности полярных органических соединений образовывать нано- и мезоразмерные структуры в водных растворах [3335].

Препараты лецитина, как и любого природного объекта, характеризуются различным количественным соотношением фракций ФЛ и содержанием последних в составе общих липидов. Это обуславливает необходимость определения состава липидов в каждой из использованных в работе партий лецитина. Качественный и количественный состав ФЛ определяли методом тонкослойной хроматографии, (подробности методики приведены в работах [11, 28]). Об интенсивности процессов ПОЛ в биологических системах обычно судят по содержанию продуктов окисления, реагирующих с 2-тиобарбитуровой кислотой (ТБК-активные продукты (ТБКАП)), анализ которых осуществляли по методу, описанному в работе [36]. Содержание ТБКАП в пробе относили к 1 мг лецитина. Спонтанное автоокисление лецитина в дистиллированной воде проводили при 20 °С, анализ количества ТБКАП в каждой пробе повторяли по три раза. Статистическую обработку результатов проводили стандартными методами вариационной статистики и с помощью пакета компьютерных программ KINS [24]. Результаты представлены в табл. 1 и на рисунках в виде средних арифметических значений с указанием их среднеквадратичных ошибок (M ± m). Количественный состав ФЛ использованных в работе партий соевого лецитина (Харьков, Украина) также приведен в табл. 1.

Таблица 1.

Состав фосфолипидов использованных в работе партий лецитина

Фракция (%P) Номер партии лицитина
1 2 3
Лизоформы ФЛ 3.66 ± 0.04 4.50 ± 0.26 3.26 ± 0.29
Сфингомиелин 4.47 ± 0.36 5.05 ± 0.60 2.44 ± 0.12
Фосфатидилхолин 80.90 ± 0.85 73.0 ± 1.5 87.25 ± 1.05
Фосфатилинозит + фосфатидилсерин 4.36 ± 0.07 4.87 ± 0.36 1.91 ± 0.47
Фосфатидилэтаноламин 3.90 ± 0.36 2.6 ± 1.0 3.57 ± 0.63
Кардиолипин + фосфатидная кислота 2.72 ± 0.06 10.0 ± 0.9 1.57 ± 0.12

Примечание: количество параллельных хроматографических дорожек равно пяти для каждой партии.

Необходимо отметить, что партии лецитина существенно различались не только по соотношению фракций ФЛ, но и по исходному содержанию продуктов окисления и количеству ФЛ в составе общих липидов. Поскольку спонтанное окисление лецитина представляет собой автоускоренный процесс, то указанные различия оказывают существенное влияние на скорость окисления. Начальную скорость окисления W0 определяли по тангенсу угла наклона кинетических кривых накопления ТБК-активных продуктов к начальному моменту окисления (t = 0 мин). Обнаружено, что зависимость W0 от исходного содержания ТБКАП является прямолинейной, но для каждой партии лецитина имеет разный масштаб (рис. 5). Неудивительно, что высокая доля ФЛ в составе общих липидов в партии 1 (64.1 ± 2.7%) обуславливает существенно большую начальную скорость окисления (рис. 5, прямая 1) в зависимости от начальной концентрации ТБКАП по сравнению с аналогичной взаимосвязью для партии 2 лецитина (рис. 5, прямая 2), характеризующейся низким содержанием ФЛ ([ФЛ] = 39.1 ± 0.7%). Это соответствует предположению, что именно ФЛ являются основными субстратами окисления в биологических мембранах.

Рис. 5.

Зависимость начальной скорости (W0) окисления партий лецитина 1 (1) и 2 (2) в дистиллированной воде от исходной концентрации ТБК-активных продуктов; T = 20 °C, [лецитин] = 3.88 ⋅ 10–5 моль/л.

В сложных биологических системах эффект воздействия различных факторов в малых дозах существенно зависит от исходного состояния параметров системы регуляции ПОЛ [30, 31]. Поэтому было изучено влияние компонентов водной среды, участвующих в формировании в ней баланса окислительно-восстановительных процессов, на их способность участвовать в спонтанном автоокислении лецитина в зависимости от исходного состояния параметров его липидов. Доля ФЛ в составе общих липидов партии 3 лецитина составляла 47.1 ± 3.0%. Исходное содержание ТБКАП в партиях 1, 2 и 3 было равно 7.7, 2.85 и 2.85 нмоль/мг лецитина соответственно. Выбор тиофосфата натрия в качестве модельного объекта обусловлен следующими обстоятельствами. Он обладает выраженными восстановительными свойствами и способен образовывать комплексы с ионами металлов переменной валентности [37], присутствующими в природных водных объектах наряду с серо- и фосфорсодержащими соединениями. Анализ данных, представленных на рис. 6, позволяет заключить, что масштаб и направленность влияния компонентов водной среды на интенсивность окисления лецитина обусловлены как содержанием продуктов окисления в лецитине, так и составом его липидов. Так, ионы Fe2+ в полтора раза увеличивают интенсивность окисления партии 1 лецитина, характеризующейся высоким уровнем окисленности и наибольшим содержанием ФЛ в составе общих липидов. Их присутствие практически не оказывает влияния на интенсивность окисления партии 3 лецитина, ФЛ которой содержат наибольшую долю фосфатидилхолина и самую низкую долю более легкоокисляемых фракций ФЛ. При спонтанном автоокислении партии 2 лецитина при равном с партией 3 исходном уровне окисленности липидов и самой низкой долей ФЛ в составе общих липидов добавление ионов Fe2+ вызывает снижение концентрации продуктов окисления лецитина в 2 раза (рис. 6, табл. 1). Участие тиофосфата натрия и его комплекса с ионами Fe2+ в процессе автоокисления лецитина преимущественно зависит от интенсивности окисления лецитина. При высокой степени окисленности лецитина наблюдается рост интенсивности его окисления в 1.5 и 2 раза в присутствии тиофосфата натрия и его комплекса с ионами Fe2+ соответственно. При низком исходном уровне интенсивности окисления лецитина обнаружены уменьшение концентрации ТБКАП в 2 раза в присутствии тиофосфата натрия и отсутствие эффекта при наличии в системе комплекса [Fe2+ + тиофосфат натрия]. Следовательно, способность компонентов водной среды участвовать в процессе спонтанного автоокисления лецитина, как и при введении в организм различных БАВ, обусловлена исходным состоянием параметров ПОЛ в системе.

Рис. 6.

Влияние ионов Fe2+ (1), тиофосфата натрия (2) и их комплекса (3) на содержание ТБК-активных продуктов при спонтанном автоокислении разных партий лецитина в дистиллированной воде спустя несколько минут после начала реакции относительно исходного значения в соответствующей партии лецитина; T = 20 °C, концентрации всех реагентов равны 3.87 ⋅ 10–5 моль/л.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Таким образом, анализ представленных данных свидетельствует о том, что физико-химическая система регуляции ПОЛ может быть основой экологического мониторинга как для анализа способности клеточных компонентов и БАВ принимать участие в регуляции окислительных процессов на разных стадиях окисления, так и для оценки последствий воздействия компонентов среды, в том числе в малых дозах, на биологические объекты. Для выявления эффективности ингибирующего действия БАВ при введении их в организм может быть использована модель автоокисления метилолеата в тонком слое как наиболее адекватная модель ПОЛ в тканях и органах млекопитающих. Использование компьютерных методов анализа кинетических кривых накопления продуктов окисления в присутствии липидов, выделенных из биологических объектов, или различных БАВ позволяет оценить их вклад в регуляцию процессов ПОЛ в зависимости от стадии окисления. Способность компонентов водной среды принимать участие в регуляции ПОЛ при попадании их в организм может быть оценена при использовании модельной системы спонтанного низкотемпературного автоокисления лецитина. Зависимость масштаба и направленности эффекта от исходной степени окисленности лецитина и его состава может служить основой для прогнозирования последствий воздействия компонентов водной среды на организмы с разным исходным антиоксидантным статусом.

Авторы выражают искреннюю благодарность сотрудникам ФИЦ Институт химии Коми НЦ УрО РАН чл.-корр. РАН А.В. Кучину, д. х. н. И.Ю. Чукичевой и к. х. н. И.В. Федоровой за любезно предоставленные изоборнилфенолы для исследований.

Работа выполнена в рамках госзадания 44.4 (№ темы 0084-2019-0014).

Список литературы

  1. Владимиров Ю.А., Арчаков А.И. Перекисное окисление липидов в биологических мембранах. М.: Наука, 1972.

  2. Бурлакова Е.Б., Алесенко А.В., Молочкина Е.М. и др. Биоантиоксиданты в лучевом поражении и злокачественном росте. М.: Наука, 1975.

  3. Frankel E.N. // Prog. Lipid Res. 1980. V. 19. P. 1.

  4. Oxidative Stress / Ed. Sies H. L.: Acad. Press, 1980.

  5. Membrane Lipid Oxidation / Ed. Vigo-Pelfrey C. V. III. Boston: CRC Press, 1991.

  6. Emanuel N.M., Zaikov G.E., Maizus Z.K. Oxidation of organic compounds. Effect of medium. Oxford: Pergamon Press, 1984.

  7. Frankel E.N. // Chem. and Phys. Lipids. 1987. V. 44. № 2–4. P. 73.

  8. Бурлакова ЕБ., Храпова Н.Г. // Успехи химии. 1985. Т. 54. Вып. 9. С. 1540.

  9. Hensley K., Robinson K.A., Gabbita P. et al. // Free Radic. Biol. & Med. 2000. V. 28. № 10. P. 1454.

  10. Burlakova Ye.B., Pal’mina N.P., Mal’tseva Ye.L. // Membrane Lipid Oxidation / Ed. Vigo-Pelfrey C. V. III. Boston: CRC Press, 1991. P. 209.

  11. Шишкина Л.Н., Кушнирева Е.В., Смотряева М.А. // Радиац. биология. Радиоэкология. 2004. Т. 44. № 3. С. 289.

  12. Shishkina L.N., Klimovich M.A., Kozlov M.V. // Pharmaceutical and Medical Biotechnology. New Perspectives / Eds. Orlicki R., Cienciala C., Krylova L., Pielichowski J., Zaikov G.E. New York: Nova Sci. Publ., 2013. P. 151.

  13. Эмануэль Н.М., Гал Д. Окисление этилбензола (модельная реакция) / Под. ред. Березина И.В. М.: Наука, 1984.

  14. Сапежинский И.И. Биополимеры: кинетика радиационных и фотохимических превращений. М.: Наука, 1988.

  15. Popov I.N., Lewin G. // Free Radic. Biol. & Med. 1994. V. 17. P. 267.

  16. Шишкина Л.Н., Бурлакова Е.Б. // Хим. физика. 1996. Т. 15. № 1. С. 43.

  17. Бурлакова Е.Б. // Панорама современной химии России. Химическая и биологическая кинетика. Новые горизонты. Т. 2. Биологическая кинетика. М.: Химия, 2005. С. 10.

  18. Шишкина Л.Н. // Радиац. биология. Радиоэкология. 2013. Т. 53. № 5. С. 536.

  19. Mazaletskaya L.I., Sheludchenko N.I., Shishkina L.N. // Chemical Reactions in Gas, Liquid and Solid Phases Synthesis, Properties and Application / Eds. Zaikov G.E., Kozilowsky R.M. New York: Nova Sci. Publ., 2012. P. 11.

  20. Belyakov V.A., Roginsky V.A., Bors W. // J. Chem. Soc. Perkin Trans. 1995. V. II. № 12. P. 2319.

  21. Мазалецкая Л.И., Шелудченко Н.И. Шишкина Л.Н. и др. // Нефтехимия. 2011. Т. 51. № 5. С. 354.

  22. Мазалецкая Л.И., Шелудченко Н.И., Луканина Ю.К., Шишкина Л.Н. // Хим. физика. 2013. Т. 32. С. 31.

  23. Шевченко О.Г., Плюснина С.Н., Шишкина Л.Н. и др. // Биол. мембраны. 2013. Т. 30. № 1. С. 40.

  24. Брин Э.Ф., Травин С.О. // Хим. физика. 1991 Т. 10. № 6. С. 830.

  25. Шишкина Л.Н., Хрустова Н.В. // Биофизика. 2006. Т. 51. Вып. 2. С. 340.

  26. Капич А.Н., Шишкина Л.Н. // Микробиология. 1995. Т. 64. № 3. С. 320.

  27. Капич А.Н., Шишкина Л.Н. // Микология и фитопатология. 1992. Т. 26. Вып. 6. С. 486.

  28. Капич А.Н., Шишкина Л.Н. // Микология и фитопатология. 1993. Т. 27. Вып. 3. С. 32.

  29. Швыдкий В.О., Штамм Е.В., Скурлатов Ю.И. и др. // Хим. физика. 2017. Т. 36. № 8. С. 23.

  30. Бурлакова Е.Б., Конрадов А.А., Мальцева Е.Л. // Хим. физика. 2003. Т. 22. № 1. С. 21.

  31. Шишкина Л.Н., Климович М.А., Козлов М.В. // Биофизика. 2014. Т. 59. Вып. 2. С. 380.

  32. Парамонов Д.В., Трофимов В.И. // Химия высоких энергий. 2003. Т. 37. № 2. С. 115.

  33. Li Zh., Cheng H., Li J. et al. // J. Phys. Chem. B. 2011. V. 115. P. 7887.

  34. Kononov L.O. // RSC Adv. 2015. Issue 58. P. 46718.

  35. Бункин Н.Ф., Ляхов Г.А., Шкирин А.В. и др. // Тр. ИОФАН. 2017. Т. 73. С. 75.

  36. Asakawa T., Matsushita S. // Lipids. 1980. V. 15. № 3. P. 1137.

  37. Швыдкий В.О., Штамм Е.В., Байкова И.С., Скурлатов Ю.И. // Биоантиоксидант. Тр. IX Междунар. конф. М.: РУДН, 2015. С. 96.

Дополнительные материалы отсутствуют.