Химическая физика, 2021, T. 40, № 4, стр. 76-84
Фемтохимия родопсинов
М. А. Островский 1, *, В. А. Надточенко 2
1 Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля Российской академии наук
Москва, Россия
2 Федеральный исследовательский центр химической физики им. Н.Н. Семёнова
Российской академии наук
Москва, Россия
* E-mail: ostrovsky3535@mail.ru
Поступила в редакцию 01.10.2020
После доработки 01.10.2020
Принята к публикации 20.10.2020
Аннотация
Дан обзор спектрально-кинетических данных, полученных нами методом фемтосекундной абсорбционной лазерной спектроскопии, для фотохромной реакции изомеризации ретиналя в родопсине животных (II типа) – зрительном родопсине быка, и в микробиальных родопсинах (I типа) – родопсине Exiguobacterium sibiricum и бактериородопсине Halobacterium salinarum. Показано, что элементарный акт фотореакции изомеризации ретиналя в родопсинах I и II типов можно интерпретировать как переход через коническое пересечение с сохранением когерентности колебательных волновых пакетов, образующихся при возбуждении. Когерентный характер реакции наиболее выражен в зрительном родопсине как следствие безбарьерного движения по возбужденной поверхности потенциальной энергии, что также приводит к крайне высокой скорости изомеризации ретиналя по сравнению с микробиальными родопсинами. Различия в динамике фотохимических реакций родопсинов I и II типов могут быть связаны как с различиями исходных изомерных форм их хромофоров (полностью-транс- и 11-цис-ретиналь, соответственно), а также с влиянием белкового окружения на хромофор. Несмотря на практически одинаковые значения квантовых выходов прямой фотореакции зрительного родопсина и бактериородопсина, обратная фотореакция зрительного родопсина гораздо менее эффективна (φ = 0.15), чем в случае бактериородопсина (φ = 0.81). Можно предположить, что фотобиологический механизм преобразования света в информационный процесс в эволюционно более “молодых” зрительных родопсинах (родопсины II типа) должен быть надежнее, нежели механизм преобразования света в фотоэнергетический процесс в эволюционно более “древних” микробиальных родопсинах (родопсины I типа). Низкое значение квантового выхода обратной реакции зрительного родопсина можно рассматривать как повышение надежности прямой реакции, запускающий процесс фототрансдукции.
ВВЕДЕНИЕ
Светочувствительные белки родопсины представлены во всех царствах живых организмов. Они делятся на микробиальные родопсины (I типа) и родопсины животных (II типа). Большинство представителей родопсинов I типа функционируют как ионные насосы, выполняя фотоэнергетическую функцию (простейший фотосинтез); некоторые из них, функционируя как катионные или анионные каналы или связываясь с белком-переносчиком в ответ на световой сигнал, выполняют фотосенсорную функцию. Обширное семейство микробиальных родопсинов продолжает пополняться. Так, недавно обнаружено два новых семейства. К первому относятся так называемые гелиородопсины, биологическая функция которых пока не ясна [1]. Ко второму – родопсины, обладающие ферментативной активностью, обнаруженные у грибов, зеленых водорослей и одноклеточных воротничковых жгутиконосцев (хоанофлагеллят); см. обзор [2]. У этих “ферментативных” родопсинов имеются, в отличие от “классических” родопсинов, не семь альфа-спиральных трансмембранных “тяжей”, а восемь или даже девять. Так, например, у родопсиновой фосфодиэстеразы дополнительный восьмой “тяж” вместе с длинным N-концевым полипептидным фрагментом ответственен за ее ферментативную активность [3]. Структура консервативного хромофорного центра у всех микробиальных родопсинов имеет много общего. Что касается животных родопсинов II типа, то большинство из них функционируют как G-белок-связывающие рецепторы, обеспечивая фотоинформационные функции, основная из которых – зрительная.
Таким образом, в современном понимании термин “родопсин” распространяется на ретиналь-содержащие белки и микробиального, и животного происхождения. Все они, за исключением ферментативных микробиальных родопсинов, имеют одинаковую архитектуру семи альфа-спиралей, пересекающих биологическую мембрану. Но между микробиальными и животными родопсинами нет гомологии аминокислотной последовательности (см. обзор [4]).
Наиболее консервативный домен у каждого из типов родопсинов – это хромофорный центр, который у микробиальных и животных родопсинов несколько отличается. При этом даже незначительные изменения в структуре хромофорного центра в аминокислотном окружении ретиналя и в изомерной форме самого ретиналя самым существенным образом меняют спектральные, фотохимические и ряд других функционально важных свойств молекулы.
Фотохимической реакцией родопсинов является изомеризация их хромофорной группы – ретиналя. В случае зрительного родопсина это изомеризация из 11-цис- в полностью-транс-форму, в случае микробиальных родопсинов – из полностью-транс- в 13-цис-форму. Родопсины, как светочувствительные молекулы, представляют собой идеальную модель для исследования и понимания механизма фотохимической реакции изомеризации вообще.
После открытия Р. Хаббардом (R. Hubbard) и Дж. Уолдом (G. Wald) фотоизомеризации хромофорной группы зрительного родопсина – ретиналя из 11-цис- в полностью-транс-форму как первичной реакции зрения [5], механизм этой уникальной фотохимической реакции по сей день активно исследуется. В отношении зрения важно подчеркнуть, что поглощения всего одного кванта света одной из примерно 109 молекул родопсина в зрительной клетке сетчатки – палочке, достаточно, чтобы инициировать ферментативный каскад усиления и генерацию фоторецепторного, т.е. зрительного сигнала.
Основные вопросы, на которые предстояло дать ответ, были: “Каковы скорость и квантовый выход цис-транс-изомеризации, и каков механизм этой реакции?” Ответ на первый вопрос в настоящее время дан. Изомеризация совершается за фемтосекундные времена [6], ее эффективность весьма высока – квантовый выход равен 0.65 [7], при этом 58% поглощенной энергии запасается в молекуле. В последние годы достигнуты большие успехи в понимании механизма этой реакции. Коротко: изомеризация происходит через коническое пересечение (conical intersection (CI)) поверхностей потенциальной энергии (ППЭ), которое связывает возбужденное состояние ретиналя (S1) с первым продуктом реакции, фотородопсином (Фото), в основном состоянии (S0) [8, 9]. Показано, что цис-транс-переход в зрительном родопсине совершается за фантастически короткое время – 50–100 фс, и что это – когерентная реакция. Становится очевидным, что высочайшая скорость и эффективность этого перехода обеспечивается взаимодействием хромофорной группы с ее ближайшим белковым окружением в хромофорном центре молекулы родопсина. Механизм этого взаимодействия еще предстоит выяснить (см. обзоры [10, 11]). Действительно, от взаимодействия ретиналя с его ближайшим белковым окружением в тесном хромофорном центре прямо зависят такие фундаментальные характеристики молекулы родопсина, как положение максимума спектра поглощения, время жизни возбужденного состояния, квантовый выход изомеризации и колебательная когерентность, наблюдаемые в первом фотопродукте реакции.
В молекуле зрительного родопсина объем хромофорного центра составляет всего 660 Å3, а поверхность взаимодействия 11-цис-ретиналя с белковым окружением равна ~230 Å2 [12]. Это означает, что тесное белковое окружение 11-цис-ретиналя не только не препятствует, а наоборот, активно способствует сверхбыстрому и эффективному процессу фотоиндуцированного изменения геометрии хромофорной группы. Еще предстоит выяснить, каким именно образом столь тесное белковое окружение способствует ускорению и повышению эффективности этой фотохимической реакции.
Сравнение времен достижения CI родопсинов I и II типа показывает, что для зрительного родопсина – как бычьего [13–17], так и осьминога [18] – оно в несколько раз короче, чем для микробиального родопсина архебактерий бактериородопсина [19, 20]. Это различие может быть связано как с разными цис-транс- и транс-цис-переходами в зрительном и микробиальном родопсинах соответственно, так и с различной структурой их хромофорных центров. Первое предположение подтверждается тем, что в газовой фазе фотоизомеризация 11-цис-ретиналя в полностью-транс-форму совершается почти в восемь раз быстрее, чем фотоактивируемый переход из полностью-транс-ретиналя в цис-изомеры [21]. Белковое окружение ретиналя как в молекуле зрительного родопсина, так и бактериородопсина ускоряет эту реакцию в несколько раз. В любом случае бо́льшую скорость фотоизомеризации 11-цис-ретиналя в молекуле зрительного родопсина по сравнению с фотоизомеризацией транс-ретиналя в бактериальном родопсине можно рассматривать как свидетельство бо́льшего совершенства зрительного родопсина как эволюционно более “молодого” и предназначенного для фотоинформационного процесса.
С точки зрения эволюции ретиналь-содержащих белков представляет интерес сравнение параметров фотохимических реакций микробиальных (I типа) и зрительных (II типа) родопсинов. Складывается впечатление, что несмотря на внешнюю похожесть, происхождение родопсинов I и II типа неодинаково. Помимо различий в аминокислотной последовательности родопсинов, до сих пор не найдено промежуточных форм, указывающих на их родство. Иными словами, речь идет, судя по всему, о конвергентной эволюции этих двух типов родопсинов, связанной с их физиологическими функциями. Удивительно, что в ходе такой конвергентной (независимой) эволюции и топография, и структура хромофорного центра оказались похожими (подробнее см. [22]). Сравнение динамики фотоизомеризации ретиналевого хромофора в родопсинах животного и микробиального происхождения, в том числе сравнение их прямой и обратной фотореакций, с точки зрения молекулярной эволюции ретиналь-содержащих белков представляет существенный интерес.
СРАВНЕНИЕ МИКРОБИАЛЬНЫХ РОДОПСИНОВ (I ТИПА) И РОДОПСИНОВ ЖИВОТНЫХ (II ТИПА)
Нами было проведено сравнение спектральных характеристик, изомерного состава ретиналей, скоростей и квантовых выходов фотохимических реакций трех различных родопсинов [14–17, 20, 23–27]. Два из них – представители микробиальных родопсинов I типа – бактериородопсин галофильной архебактерии Halobaсterium salinarum (BR) и недавно открытый родопсин (ESR) почвенной психротрофной бактерии Exiguobacterium sibiricum, найденной в сибирской вечной мерзлоте, возраст которой около трех млн лет [28]. Третий родопсин – это классический зрительный родопсин II типа – родопсин палочек быка Bos taurus (Rh).
Фотохромные реакции родопсинов I типа (BR и ESR) и II типа (Rh), протекающие в фемто- и пикосекундном диапазонах времен, исследовались нами методом фемтосекундной поляризационной абсорбционной лазерной спектроскопии в схемах “возбуждение–зондирование” и “возбуждение–возбуждение–зондирование”. Подробный анализ временнóй эволюции дифференциальных спектров этих систем после импульса (импульсов) фемтосекундного возбуждения приведен в работах [14–17, 20, 23–27].
Фемтосекундная лазерная спектроскопия с временны́м разрешением 25 фс и зондированием в широком спектральном диапазоне (400–900 нм) позволила выявить спектры промежуточных состояний, образующихся в процессе первичных реакций исследуемых белков и имеющих много общего, и определить характерные времена переходов между этими состояниями. Рисунок 1 показывает типичные спектры (ΔA(λ)) и кинетические кривые (ΔA(t)) дифференциального фотоиндуцированного (ф/и) поглощения Rh, BR и ESR. Сигнал дифференциального поглощения (ΔA(λ, t)) состоит из трех компонент: сигнала поглощения с положительным знаком ΔA(λ, t) > 0, связанного с переходом из электронно-возбужденного состояния (ESA – excited state absorption) и/или из основного состояния продукта реакции (GSA – ground state absorption); отрицательного сигнала ΔA(λ, t) < 0 выцветания полосы поглощения основного состояния, обусловленного обеднением заселенности основного состояния после возбуждения (BL – bleach), и отрицательного сигнала ΔA(λ, t) < 0 вынужденного излучения из электронно-возбужденного состояния (SE – stimulated emission). Спектры, представленные на рис. 1а–в, содержат все три спектральные компоненты: ΔAESA, ΔABL и ΔASE.
Сигнал ΔAESA отражает Sn ← S1-поглощение, доминирующее в коротковолновой области спектра: 410–490 (Rh) и 400–510 нм (BR и ESR). Сигнал ΔASE проявляется в длинноволновой области спектра 610–710 (Rh) и 690–880 нм (BR и ESR). Эти сигналы происходят из возбужденного состояния (Rh* в случае Rh и интермедиата I в случаях BR и ESR), отличного от франк-кондоновского (ФК), образование которого связано с особой топологией S1-ППЭ 11-цис- и полностью-транс-ретиналя.
В спектральной области 550–650 нм для всех систем можно отметить долгоживущую полосу поглощения, которая возникает по мере исчезновения сигналов ΔAESA и ΔASE, вследствие чего эта полоса была приписана поглощению первых продуктов реакции фотоизомеризации ретиналя в основном состоянии (ΔAGSA). Эти продукты – фотородопсин и батородопсин (Бато) в случае Rh (λmax ~ 570 и 535 нм соответственно) и интермедиаты J и K в случаях BR (λmax ~ 625 и 590 нм соответственно) и ESR (λmax ~ 590 и 555 нм соответственно), последовательно сменяют друг друга. Переход Фото → Бато, как и переход J → K, связан с колебательной релаксацией ретиналя и завершением его изомеризации. В дифференциальных спектрах этот переход проявляется как коротковолновый сдвиг полосы поглощения продукта реакции, наблюдаемый в пикосекундном временнóм диапазоне (рис. 1а, кривые 4–6; рис. 1б и в, кривые 5, 6).
В области стационарного поглощения Rh, BR и ESR (λmax = 498, 568 и 528 нм соответственно) наблюдается сигнал ΔABL, который на ранних временах задержки перекрывается сигналом ΔAESA, затем по мере распада возбужденного состояния достигает максимальной интенсивности примерно к 100–200 фс и на более поздних временах уменьшается в результате появления сигнала ΔAGSA (рис. 1г, кривая 3; рис. 1д и е, кривые 3).
На качественном уровне из сравнения систем Rh, BR и ESR можно отметить, что релаксация возбужденного состояния и образование первичных продуктов изомеризации в Rh происходят быстрее, чем в BR и ESR, как это видно из сравнения кинетических кривых накопления продуктов изомеризации (рис. 2).
Построение модельных экспоненциальных кривых для экспериментальных кинетических кривых в широком диапазоне зондирования [14, 15, 17, 20, 26], а также применение программы CONTIN для анализа [27] позволили охарактеризовать времена наблюдаемых процессов и прояснить схемы первичных реакций исследованных белков. Приближенные схемы элементарного процесса изомеризации ретиналя в зрительном и микробиальных родопсинах, основанные на анализе фемтосекундных данных, представлены на рис. 3 и 4.
Как было сказано ранее, элементарный процесс изомеризации ретиналя во всех исследованных белках протекает в возбужденном состоянии путем перехода через CI S1/S0-ППЭ, который приводит к образованию первого короткоживущего продукта с изомеризованным ретиналем. Участие CI также подразумевает переход части возбужденных молекул в исходное состояние с неизомеризованным ретиналем (рис. 3 и 4). Этот процесс происходит в том же временнóм масштабе, что и образование основного продукта изомеризации.
Реакция фотоизомеризации ретиналя как в белке [14, 15, 17, 20, 29, 30], так и в растворе [31] протекает в когерентном режиме. При возбуждении фемтосекундный импульс формирует когерентные колебательные квантовые волновые пакеты (волновые пакеты) в ФК-состоянии, и когерентность сохраняется при переходе через CI. Наиболее ярко это видно в случае Rh. На кинетических кривых, отражающих образование продукта Фото и исходного состояния, можно выявить осцилляционные компоненты (рис. 1г, кривые 3 и 4; рис. 2, кривая 1), что, по-видимому, связано с безбарьерным переходом из электронно-возбужденного состояния ретиналя в продукты изомеризации (рис. 3а). В случае микробиальных родопсинов, в частности BR и ESR, структура полностью-транс-ретиналя и его взаимодействие с окружающими аминокислотными остатками определяют наличие на S1-ППЭ небольшого барьера, благодаря которому происходит задержка волнового пакета на пути к CI (рис. 3б). Продукты фотореакции BR и ESR образуются медленнее по сравнению с Rh и без ярко выраженных когерентных эффектов (рис. 2). Тем не менее применение коротких возбуждающих импульсов (~10 фс) при инициировании фотореакции BR позволяет наблюдать осцилляции с широким диапазоном частот как в сигналах из возбужденного состояния (интермедиата I), так и первого фотопродукта (интермедиата J) [32], что говорит о когерентном режиме фотореакции BR, как и в случае Rh.
При анализе времяразрешенных данных исследованных нами родопсинов были получены следующие времена наблюдаемых процессов. Время релаксации начального франк-кондоновского состояния оценивается в ~30–50 фс для всех систем. Время прохождения через CI для Rh оценивается по исчезновению сигнала ΔAESA в ~50 фс, после чего образуется первичный продукт изомеризации, Фото, содержащий полностью-транс-ретиналь с сильно скрученной и напряженной структурой и избытком колебательной энергии. Колебательная релаксация ретиналя протекает в два этапа с характерными временами 60 фс и 2.1 пс. Первый этап, вероятно, связан с перераспределением колебательной энергии внутри ретиналя, что проявляется в ф/и сигналах как коротковолновый сдвиг широкой полосы поглощения Фото к ~580 нм на временах задержки 100–200 фс (рис. 1а, кривые 3 и 4). Второй этап, вероятно, отражает передачу избытка колебательной энергии от ретиналя к белковому окружению и проявляется как дальнейший сдвиг полосы ΔAGSA(Фото) примерно на 10 нм при образовании следующего продукта Бато. На этом этапе завершается цис → транс-изомеризация ретиналя.
Время жизни возбужденного состояния в BR и ESR гораздо больше, чем в Rh. Динамика образования и распада интермедиата I разрешается во времени [27]. При образовании с характерным временем 40–50 фс он претерпевает колебательную релаксацию, время которой было оценено в 130 (BR) и 160 фс (ESR), после чего начинается изомеризация ретиналя, которая протекает заметно медленнее, чем в Rh. Так, характерное время образования первого продукта с изомеризованным 13-цис-ретиналем – интермедиата J, составляет 480 (BR) и 690 фс (ESR). Интермедиат K, также как в случае Rh, образуется в пикосекундном временнóм диапазоне за 1.8 (BR) и 6.3 пс (ESR).
Еще одной особенностью первичных реакций является наличие в случае микробиальных родопсинов гетерогенности возбужденного состояния, которую многие исследователи связывают с гетерогенностью начального состояния этих белков. Это приводит к фотоактивации нескольких параллельных процессов, некоторые из которых проходят через так называемые нереакционные возбужденные состояния, не ведущие к изомеризации ретиналя (рис. 4). Для BR и ESR было выявлено одно такое нереакционное состояние, время жизни и вклад которого в общий процесс распада были оценены в 2.4 пс/6% (BR) и 5 пс/19% (ESR) (рис. 4, реакции (2) и (3) соответственно). Для Rh также предполагают наличие нереакционного возбужденного состояния, судя по динамике исчезновения флуоресценции, которая характеризуется двумя временами в фемто- и пикосекундном диапазонах [33]. Время жизни и вклад этого состояния были оценены нами в 2.4 пс/4% (рис. 4, реакция (1)).
Соотношение процессов изомеризации и релаксации в исходное состояние определяет квантовый выход 11-цис → полностью-транс и полностью-транс- → 13-цис-фотоизомеризации ретиналя в Rh и микробиальных родопсинах соответственно. Квантовые выходы этой реакции довольно высоки и составляют φ(Rh → Бато) = 0.65 [7] и φ(BR → K) = 0.64 [34, 35].
Таким образом, несмотря на общую схему, которая может быть применена для описания фотореакции всех исследованных родопсинов (рис. 4), фотореакция Rh имеет значительное отличие от микробиальных родопсинов. Это – безбарьерный переход через CI, осуществляемый с высокой скоростью и высокой степенью когерентности реакционных колебательных мод.
Можно заключить, что динамика фотохимической реакции родопсинов I и II типа напрямую связана с изомерной формой их хромофоров. Так, фотореакция 11-цис-ретиналя в газовой фазе, когда нет влияния окружения, протекает безбарьерно в фемтосекундном диапазоне времени (400 фс), в то время как фотореакция полностью-транс-ретиналя из-за небольшого барьера на S1-ППЭ – в пикосекундном диапазоне времени (3 пс) [21]. В хромофорном центре белковой части молекулы взаимодействие ретиналя с ближайшими аминокислотными остатками существенно ускоряет реакцию фотоизомеризации и исключает образование альтернативных продуктов. Также белковое окружение ретиналя меняет структуру CI, намного увеличивая вероятность перехода родопсина в продукт фотореакции, по сравнению с возвращением в исходное состояние, как это было показано методами QM/MM на примере Rh [36].
Как видно из рис. 3, представление элементарного акта процесса изомеризации как прохождение через CI предполагает возможность обратных фотореакций с изомеризацией ретиналя: полностью-транс (Бато) → 11-цис (Rh) и 13-цис (интермедиат K) → полностью-транс (BR). Нами была показана возможность таких переходов, инициированных в раннем пикосекундном диапазоне времени, а также оценен их квантовый выход [17, 20, 23]. С этой целью были проведены эксперименты методом трехимпульсной фемтосекундной абсорбционной лазерной спектроскопии. Первый импульс действия (actinic) с длиной волны поглощения ретиналя в соответствующем родопсине запускал реакцию изомеризации. После образования продукта изомеризации (Бато в случае Rh и интермедиата K в случае BR) подавался второй импульс накачки, спектрально настроенный на длину волны поглощения этого состояния. Этот второй импульс инициировал обратную фотореакцию. Третий, спектрально широкий импульс белого континуума позволял измерить количество перешедшего в исходное состояние ретиналя и, таким образом, оценить квантовые выходы в Rh и BR: в случае зрительного родопсина φ(Бато → Rh) = 0.15 [17, 20], и в случае бактериородопсина – φ(K → → BR) = 0.81 [20].
Как можно объяснить значительно меньшую эффективность обратной фотореакции зрительного родопсина по сравнению с бактериальным, при том, что квантовые выходы прямой фотореакции у них практически совпадают, несмотря на различия в S1-ППЭ возбужденного состояния этих белков? Одно из возможных объяснений состоит в том, что изомеризация полностью-транс-ретиналя в 11-цис-форму затруднена по сравнению с изомеризацией 11-цис- → полностью-транс-ретиналь. Причем квантовый выход перехода полностью-транс- → 13-цис-ретиналь выше, чем полностью-транс- → 11-цис-ретиналь, как это показано в работе [37]. Но в Rh образование 13-цис-ретиналя в результате обратной фотореакции маловероятно, поскольку хромофорный центр Rh способен “воспринять” в качестве хромофорной группы именно 11-цис-ретиналь. Иными словами, эффективность обратной фотохимической реакции Rh и BR также связана как с характеристиками полностью-транс- и 13-цис-ретиналей, соответственно, так и с влиянием белкового окружения. Ме́ньшая эффективность обратной фотореакции Rh, повышающая таким образом надежность прямой фотореакции, может рассматриваться как один из аргументов в пользу отбора в ходе конвергентной эволюции 11-цис-изомера в качестве хромофорной группы всех зрительных пигментов беспозвоночных и позвоночных животных.
Еще одним преимуществом 11-цис изомерной формы ретиналя в качестве хромофорной группы животных родопсинов как G-белок-связывающих рецепторов является то, что 11-цис-ретиналь является мощным лигандом-антагонистом. Благодаря этому, будучи в 11-цис-форме, он препятствует темновой активации молекулы. А это – принципиально важное условие – поддерживать низкий тепловой “темновой шум” фоторецепторной клетки, что необходимо для ее работы в условиях низких освещенностей. В то же время фотоизомеризованный полностью-транс-ретиналь действует в долгоживущем продукте фотолиза родопсина – метародопсине II, как мощный агонист, способствующий запуску процесса фототрансдукции. Представляется очевидным, что фотобиологический механизм преобразования света в информационный процесс в эволюционно более “молодых” зрительных родопсинах (родопсины II типа) должен быть надежнее, нежели механизм преобразования света в фотоэнергетический процесс в эволюционно более “древних” микробиальных родопсинах (родопсины I типа).
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Фемтосекундная лазерная спектроскопия позволяет в определенной мере понять роль белка в контроле фотоизомеризации хромофора родопсина – ретиналя. Асимметричное окружение ретиналя в реакционном состоянии опсина способствует быстрому достижению области CI и прохождению этой области в когерентном режиме с образованием первичного продукта изомеризации. Напротив, в газовой фазе этот процесс происходит значительно медленнее и с меньшим квантовым выходом [21, 36]. На особую роль белкового окружения ретиналя в протекании первичных реакций указывает гетерогенность динамики возбужденного состояния в случае микробиальных родопсинов, которая выявляется методами фемтосекундной спектроскопии. Такая гетерогенность обусловлена, по-видимому, гетерогенностью начального состояния белка, определяемой аминокислотным окружением ретиналя. Это, вероятно, является причиной нескольких параллельных, фотоактивируемых процессов, некоторые из которых проходят через так называемые нереакционные возбужденные состояния, не ведущие к изомеризации ретиналя. Различия же в динамике первичных фотохимических реакций родопсинов I и II типов можно объяснить разными исходными изомерными формами их хромофоров (полностью-транс- и 11-цис-ретиналь соответственно), а также влиянием белкового окружения на хромофор, которое может быть гетерогенным.
Эволюционное происхождение родопсинов I и II типов остается предметом дискуссий. Считается, что родопсины I типа (например, BR) появились одновременно с возникновением биосферы Земли около 3 млрд лет назад, а родопсины II типа – G-белок-связывающие рецепторы – около 1 млрд лет назад (подробнее см. [22]). Скорее всего, они могли возникнуть независимо, в результате конвергентной эволюции. В ходе такой независимой эволюции несколько различными стали хромофорные центры, внутримолекулярный механизм взаимодействия ретиналя с ближайшим белковым окружением и изомерная форма хромофорной группы. В зрительном родопсине это проявляется в более быстром переходе ретиналя из электронно-возбужденного состояния в продукты фотоизомеризации и в меньшей вероятности – в обратной фотореакции. Для зрительных родопсинов как фотоинформационных белков, по сравнению с микробиальными как в основном фотоэнергетическими, такого рода различия могут иметь функциональный смысл, повышая надежность и эффективность прямой реакции изомеризации 11-цис-ретиналя, запускающей процесс фототрансдукции.
Исследование выполнено при финансовой поддержке Министерством науки и высшего образования Российской Федерации (Соглашение № 075-15-2020-795, внутренний номер 13.1902.21.0027).
Список литературы
Tahara S., Singh M., Kuramochi H. et al. // J. Phys. Chem. B. 2019. V. 123. № 11. P. 2507; https://doi.org/10.1021/acs.jpcb.9b00887
Mukherjee S., Hegemann P., Broser M. // Curr. Opin. Struct. Biol. 2019. V. 57. P. 118; https://doi.org/10.1016/j.sbi.2019.02.003
Ikuta T., Shihoya W., Sugiura M.E. et al. // BioRxiv preprint. 2020; https://doi.org/10.1101/2020.04.14.04064
Ernst O.P., Lodowski D.T., Elstner M. et al. // Chem. Rev. 2014. V. 114. P. 126; https://doi.org/10.1021/cr4003769
Hubbard R., Wald G. // J. Gen. Physiol. 1952. V. 36. P. 269; https://doi.org/10.1085/jgp.36.2.269
Schoenlein R.W., Peteanu L.A., Mathies R.A. et al. // Science. New Series. 1991. V. 254. P. 412; https://doi.org/10.1126/science.1925597
Kim J.E., Tauber M.J., Mathies R.A. // Biochemistry. 2001. V. 40. № 46. P. 13774; https://doi.org/10.1021/bi0116137
Garavelli M., Vreven T., Celani P. et al. // J. Amer. Chem. Soc. 1998. V. 120. P. 1285; https://doi.org/10.1021/ja972695i
Hahn S., Stock G. // J. Phys. Chem. B. 2000. V. 104. P. 1146; https://doi.org/10.1021/jp992939g
Островский М.А., Фельдман Т.Б. // Успехи химии. 2012. Т. 81. № 11. С. 1071.
Mathies R.A. // Nature Chem. 2015. V. 7. P. 945; https://doi.org/10.1038/nchem.2406
Li J., Edwards P.C., Burghammer M. // J. Mol. Biol. 2004. V. 343. № 5. P. 1409; https://doi.org/10.1016/j.jmb.2004.08.090
Polli D., Altoè P., Weingart O. et al. // Nature. 2010. V. 467. P. 440; https://doi.org/10.1038/nature09346
Смитиенко О.А., Шелаев И.В., Гостев Ф.Е. и др. // ДАН. 2008. Т. 421. № 2. С. 277.
Смитиенко О.А., Мозговая М.Н., Шелаев И.В. и др. // Биохимия. 2010. Т. 75. № 1. С. 34.
Надточенко В.А., Смитиенко О.А., Фельдман Т.Б. и др. // ДАН. 2012. Т. 446. № 4. С. 460.
Smitienko O., Nadtochenko V., Feldman T. et al. // Molecules. 2014. V. 19. P. 18351; https://doi.org/10.3390/molecules191118351
Yabushita A., Kobayashi T., Tsuda M. // J. Phys. Chem. B. 2012. V. 116. № 6. P. 1920; https://doi.org/10.1021/jp209356s
Kobayashi T., Saito T., Ohtani H. // Nature. 2001. V. 414. № 6863. P. 531; https://doi.org/10.1038/35107042
Feldman T.B., Smitienko O.A., Shelaev I.V. et al. // J. Photochem. Photobiol., B. 2016. V. 164. P. 296; https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2016.09.041
Kiefer H.V., Gruber E., Langeland J. et al. // Nat. Commun. 2019. V. 10. P. 1210; https://doi.org/10.1038/s41467-019-09225-7
Островский М.А. // Палеонтологический журн. 2017. Т. 51. № 5. С. 103.
Мозговая М.Н., Смитиенко О.А., Шелаев И.В. и др. // ДАН. 2010. Т. 435. № 2. С. 262.
Шелаев И.В., Мозговая М.Н., Смитиенко О.А. и др. // Хим. физика. 2014. Т. 33. № 7. С. 39.
Smitienko O., Nadtochenko V., Feldman T. et al. // MSSMBS-2014 and DSCMBS-2014 Intern. Workshops “Molecular Simulation Studies in Material and Biological Research”. N.Y.: Nova Science Publishers, Inc., 2015. P. 29.
Смитиенко О.А., Некрасова О.В., Кудрявцев А.В. и др. // Биохимия. 2017. Т. 82. № 4. С. 664.
Smitienko O.A., Feldman T.B., Petrovskaya L.E. et al. // J. Phys. Chem. B. 2020 (in press).
Rodrigues D.F., Ivanova N., He Z. et al. // BMC Genom. 2008. V. 9. P. 547; https://doi.org/10.1186/1471-2164-9-547
Wang Q., Shoenlein R.W., Peteanu L.A. et al. // Science. 1994. V. 266. № 5184. P. 422; https://doi.org/10.1126/science.7939680
Johnson P.J.M., Halpin A., Morizumi T. et al. // Nature Chem. 2015. V. 7. P. 980; https://doi.org/10.1038/NCHEM.2398
Hou B., Friedman N., Ottolenghi M. et al. // Chem. Phys. Lett. 2003. V. 381. P. 549; https://doi.org/10.1016/j.cplett.2003.10.038
Johnson P.J.M., Halpin A., Morizumi T. et al. // Phys. Chem. Chem. Phys. 2014. V. 16. P. 21310; https://doi.org/10.1039/C4CP01826E
Kandori H., Furutani Y., Nishimura S. et al. // Chem. Phys. Lett. 2001. V. 334. P. 271; https://doi.org/10.1016/S0009-2614(00)01457-3
Govindjee R., Balashov S.P., Ebrey T.G. // Biophys. J. 1990. V. 58. P. 597; https://doi.org/10.1016/s0006-3495(90)82403-6
Tittor J., Oesterhelt D. // FEBS Lett. 1990. V. 263. P. 269; https://doi.org/10.1016/0014-5793(90)81390-A
Coto P.B., Strambi A., Olivucci M. // Chem. Phys. 2008. V. 347. P. 483; https://doi.org/10.1016/j.chemphys.2008.03.035
Liu R.S.H., Hammond G.S. // Photochem. Photobiol. Sci. 2003. V. 2. P. 835; https://doi.org/10.1039/B304027E
Дополнительные материалы отсутствуют.
Инструменты
Химическая физика