Микробиология, 2020, T. 89, № 4, стр. 410-418

Комбинированное действие различных стрессорных факторов на состав мембранных липидов и осмолитов Aspergillus niger

Е. А. Януцевич a*, О. А. Данилова a, В. М. Терёшина a

a Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского, ФИЦ “Фундаментальные основы биотехнологии” РАН
119071 Москва, Россия

* E-mail: e.a.ianutsevich@gmail.com

Поступила в редакцию 12.03.2020
После доработки 17.03.2020
Принята к публикации 27.03.2020

Полный текст (PDF)

Аннотация

Исследован адаптивный ответ (изменение состава осмолитов и мембранных липидов) мицелиального гриба Aspergillus niger на комбинированное действие окислительного и теплового (или осмотического) шоков. Установлено, что окислительный шок не вызывал значительных изменений в составе осмолитов. Впервые показано, что комбинация окислительного шока с другими стрессорами подавляет характерные для них защитные реакции, такие как накопление трегалозы (при тепловом шоке) и полиолов (при осмотическом шоке). В составе мембранных липидов была обнаружена общая закономерность для всех изученных стрессорных факторов – повышение доли небислойных фосфатидных кислот, более выраженное для комбинированных стрессорных воздействий. При этом не происходило существенного изменения степени ненасыщенности мембранных фосфолипидов. Таким образом, изученные комбинированные шоки не приводили к аддитивному ответу и снижали количество осмолитов по сравнению с индивидуальными стрессорами, что ослабляло защитные реакции гриба.

Ключевые слова: Aspergillus niger, тепловой шок, осмотический шок, окислительный шок, осмолиты, трегалоза, фосфатидные кислоты

В природных условиях в динамично меняющейся среде организмы подвергаются действию различных стрессорных факторов и их комбинаций. Так, алкалофильный микромицет Sodiomyces tronii выделен из почвы литорали содового озера Магади в Кении, где он периодически подвергается комбинированному воздействию осмотического фактора, высокого рН, инсоляции и повышенной температуры (Grum-Grzhimaylo, 2015). Патогенный гриб Candida albicans в организме человека подвергается комбинированному воздействию ионного и окислительного шока в почках, а при фагоцитозе – воздействию окислительного шока, активных форм кислорода и азота (Brown et al., 2014). Подробное изучение ответов грибов на отдельные стрессоры позволило подойти к исследованию ответа на комбинированные стрессорные воздействия, что важно как с теоретической точки зрения, так и для разработки способов борьбы с патогенными грибами. Для разработки лекарственных средств особое значение имеют данные о том, что комбинация окислительного шока с тепловым или осмотическим обладает киллерным эффектом в отношении C. albicans (Kaloriti et al., 2012; Brown et al., 2014). Выявлена взаимосвязь между толерантностью грибов к совокупности стрессоров и их потенциальной патогенностью (Gostinčar et al., 2018). Исследование комбинированных воздействий важно и при разработке биотехнологий, так как грибы-продуценты в процессе ферментации могут подвергаться действию различных стрессоров и их комбинаций (Vries de et al., 2017; Orosz et al., 2018).

Ключевым звеном адаптации является защита мембран и макромолекул клетки от стрессорных воздействий, включающая как синтез протекторных осмолитов, так и изменение состава мембранных липидов. Осмолиты представляют собой низкомолекулярные органические соединения, защищающие клетки от воздействия неблагоприятных факторов. Ранее полагали, что осмолиты являются только совместимыми соединениями (compatible solutes), не нарушающими метаболические процессы даже в высоких концентрациях (Brown, Simpson, 1972). По современным представлениям, осмолиты являются не только совместимыми, но и цитопротекторными и нейтрализующими соединениями (Yancey, 2005; Yancey, Siebenaller, 2015). У грибов осмолиты представлены различными полиолами и трегалозой, иногда также аминокислотой пролином (Jennings, 1985), но их функции недостаточно изучены.

Представления об участии мембранных липидов в ответе на стрессорные воздействия были существенно расширены за последнее время. Жидкостно-мозаичная модель строения мембран была значительно усовершенствована и дополнена (Singer, Nicolson, 1972; Nicolson, 2014). Получены новые данные о роли мембранных липидов в восприятии внешних сигналов, регуляции активности ферментов и экспрессии генов, внутриклеточном транспорте белков, эндо- и экзоцитозе, вирулентности (Kooijman et al., 2003; McMahon, Gallop, 2005; Rella et al., 2016; Ernst et al., 2016; Welte, Gould, 2017). Показана гетерогенная структура мембран, включающая разнообразные микродомены: рафты, кавеолы, эйзосомы, участки небислойных липидов, устойчивые к обработке детергентами (Vigh et al., 2005; Douglas, Konopka, 2014; Carquin et al., 2016).

Ранее нами были изучены ответы на индивидуальные стрессорные воздействия: тепловой шок (ТШ), холодовой шок (ХШ), осмотический шок (ОШ) и окислительный шок (ОкШ) (Терёшина и соавт., 2010; Януцевич и соавт., 2016), а также комбинацию ТШ и ОШ у мезофильного мицелиального гриба A. niger (Ianutsevich, Tereshina, 2019). Изменения осмолитного состава были различными в зависимости от вида стрессора – при ТШ происходило накопление трегалозы, при ОШ – глицерина, ОкШ не вызывал заметных изменений в составе осмолитов, а комбинация ТШ и ОШ вызывала новый эффект – накопление маннита. При этом в составе мембранных липидов наблюдалась универсальная реакция – повышение доли фосфатидных кислот; а степень ненасыщенности мембранных фосфолипидов при этом менялась незначительно. Исследование ответов на индивидуальные стрессоры сделало возможным изучение ответа на комбинированные воздействия шоков.

Цель работы – изучить изменения состава осмолитов и мембранных липидов A. niger в условиях комбинированного действия ОкШ и ТШ, а также ОкШ и ОШ.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Объект исследования. В работе использовали аскомицетный гриб Aspergillus niger van Tieghem 1867 BKM F-34 (Aspergillaceae, Eurotiomycetes, Ascomycota).

Условия культивирования. Гриб выращивали при оптимальной температуре (29–30°С) в течение 5–6 сут на скошенном сусло-агаре 7°Б. Хранили при комнатной температуре и пересевали один раз в месяц. Для посева в жидкую среду использовали споровую суспензию, которую вносили до конечной концентрации 5 × 105–106 спор/мл среды. Выращивание гриба в глубинной культуре проводили в колбах емкостью 250 мл с 50 мл среды Блюменталя–Роземана (Blumenthal, Roseman, 1957) на электромагнитной термостатированной качалке КЭ-12-250Т со скоростью вращения 150 об/мин при оптимальной температуре 29–30°С в течение 24 ч (трофофаза). Для создания теплового шока часть колб переносили, сохраняя те же условия аэрации, в условия с температурой 40–41°С и продолжали культивировать в течение 3 ч. Для создания окислительного шока вносили H2O2 (“Sigma”, США) до конечной концентрации в среде 50 мМ и инкубировали 3 ч. Для создания осмотического шока в среду вносили NaCl до конечной концентрации 0.75 М и продолжали инкубирование в течение 3 ч. Контрольные варианты выращивали такое же время при оптимальных условиях. При исследовании комбинированных шоков в качестве вариантов сравнения использовали контроль и отдельные ТШ, ОкШ, ОШ. Комбинированное действие ОкШ и ТШ изучали в варианте (H2O2 50 мМ и ТШ), а комбинированное действие ОкШ и ОШ в варианте (H2O2 50 мМ и NaCl 0.75 М); инкубирование продолжали также в течение 3 ч.

Анализ мембранных липидов и углеводов цитозоля проводили, как описано ранее (Януцевич и соавт., 2016).

Статистическая обработка. Опыты проводили в трехкратной повторности, на графиках отображены средние значения ± SEM (стандартная ошибка среднего).

РЕЗУЛЬТАТЫ

Исследование состава растворимых углеводов и полиолов цитозоля показало, что в контрольном варианте, выращенном при оптимальных условиях, количество углеводов достигало 9% от сухой массы, маннит был доминирующим компонентом, составляя около 70% от суммы сахаров, доля глицерина достигала 20%, при этом трегалоза и полиолы (эритрит, арабит) присутствовали в минорных количествах (рис. 1). По сравнению с контрольным вариантом, в результате воздействия ОкШ состав углеводов и полиолов практически не изменялся. В результате воздействия ТШ в полтора раза возрастало количество углеводов и полиолов за счет роста уровня трегалозы до 10% от сухой массы, в результате чего она становилась преобладающим компонентом, достигая 70% от суммы сахаров. При этом количество маннита оставалось практически неизменным, а уровень всех полиолов снижался до следовых количеств. ОШ, вызванный 0.75 М NaCl, по сравнению с контрольным вариантом, приводил к увеличению общего количества полиолов мицелия за счет роста уровня глицерина с 1.5 до 4% от сухой массы и арабита, при этом содержание маннита и эритрита оставалось практически неизменным. Глицерин становился доминирующим компонентом, наряду с маннитом; их доли составляли, соответственно, 40 и 50% от суммы.

Рис. 1.

Состав основных растворимых углеводов и полиолов цитозоля мезофильного гриба A. niger в условиях действия окислительного, теплового и осмотического шоков, а также их комбинаций в течение 3 ч. К – контроль, ТШ – тепловой шок. (1) глицерин; (2) эритрит; (3) арабит; (4) маннит; (5) трегалоза.

Комбинированное действие ОкШ и ТШ, по сравнению с контрольным вариантом, вызывало небольшое снижение уровня маннита, которое не отмечалось в случае отдельно действующих шоков (рис. 1). При этом наблюдался в полтора раза меньший уровень трегалозы, по сравнению с ТШ, а содержание глицерина и эритрита падало до следовых количеств, как при ТШ. Таким образом, комбинация ОкШ и ТШ вызывала ответную реакцию, более характерную для отдельно действующего ТШ, но при этом менее выраженную.

Комбинированное воздействие ОкШ и ОШ, по сравнению с контрольным вариантом, приводило к уменьшению суммарного количества полиолов за счет снижения уровня маннита с 6 до 4% от сухой массы (рис. 1). Количество трегалозы оставалось низким. Однако комбинация ОкШ и ОШ, по сравнению с ОШ, не приводила к росту уровня глицерина. Таким образом, ответ на комбинацию ОкШ и ОШ аналогичен контрольному варианту со сниженным уровнем маннита.

Для исследования роли мембранных липидов в адаптивном ответе гриба на комбинированные воздействия был изучен их состав. При оптимальных условиях мембранные липиды A. niger были представлены, в основном, фосфолипидами (до 88% от суммы) и стеринами (Ст) (около 10–11%), тогда как сфинголипиды (СЛ) можно отнести к минорным соединениям (1–2%). В составе мембранных липидов доминировали фосфатидилэтаноламины (ФЭ), фосфатидилхолины (ФХ) и фосфатидные кислоты (ФК), в небольшом количестве присутствовали также кардиолипины (КЛ), а в минорном количестве – фосфатидилсерины (ФС), фосфатидилинозиты (ФИ), лизофосфатидилэтаноламины (ЛФЭ) и лизофосфатидилхолины (ЛФХ) (рис. 2).

Рис. 2.

Состав мембранных липидов мезофильного гриба A. niger в условиях действия окислительного, теплового и осмотического шоков, а также их комбинаций в течение 3 ч. ФЭ – фосфатидилэтаноламины; ФХ – фосфатидилхолины; КЛ – кардиолипины; ФК – фосфатидные кислоты; ФС – фосфатидилсерины; ФИ – фосфатидилинозиты; ЛФЭ – лизофосфатидилэтаноламины; ЛФХ – лизофосфатидилхолины; СЛ – сфинголипиды; Ст – стерины. (1) – контрольный вариант; (2) – H2O2, 50 мМ; (3) – ТШ; (4) – H2O2, 50 мМ + ТШ; (5) – NaCl 0.75 М; (6) – H2O2 50 мМ + NaCl 0.75 М.

В изменении состава мембранных липидов под влиянием стрессоров наблюдалась общая закономерность: во всех вариантах опыта происходило увеличение доли фосфатидных кислот (рис. 2). При этом в вариантах ТШ и комбинации ОкШ и ТШ снижались доли фосфатидилэтаноламинов и фосфатидилхолинов, а в вариантах ОШ, ОкШ и комбинации ОкШ и ОШ снижения долей ФЭ и ФХ не наблюдалось. Относительное содержание сфинголипидов и стеринов оставалось практически неизменным во всех вариантах опыта.

Для исследования степени ненасыщенности мембранных липидов была препаративно выделена фракция полярных липидов и изучен ее жирнокислотный состав. Доминирующими жирными кислотами во всех фосфолипидах были пальмитиновая (C16:0), олеиновая (C18:1n9c) и линолевая (C18:2n6c). Во всех вариантах опыта не было обнаружено значимого изменения степени ненасыщенности мембранных фосфолипидов, по сравнению с контрольным вариантом (табл. 1).

Таблица 1.

Степень ненасыщенности полярных липидов A. niger при различных шоковых воздействиях и их комбинациях

Варианты опыта Степень ненасыщенности
К-3 1.29 ± 0.07
H2O2 50 мМ 1.33 ± 0.04
ТШ 1.21 ± 0.03
H2O2 50 мМ, ТШ 1.22 ± 0.01
NaCl 0.75 М 1.27 ± 0.05
H2O2 50 мМ, NaCl 0.75 М 1.29 ± 0.06

ОБСУЖДЕНИЕ

Ответ грибов на любое стрессорное воздействие является комплексным и приводит к глубокой перестройке метаболизма. Тепловой шок сопровождается синтезом белков теплового шока и ферментов антиоксидантной защиты, аккумуляцией протекторного осмолита трегалозы, изменениями в составе мембранных липидов и состоянии воды, в результате чего организм приобретает термоустойчивость (Piper, 1993; Richter et al., 2010). Трегалоза является не только резервным источником углерода, но и многофункциональным цитопротектором, в особенности при тепловом шоке. Накопление трегалозы в условиях ТШ было показано для мезофильных грибов и дрожжей (Hottiger et al., 1994; Терёшина и соавт., 2010), а термофильные грибы содержат большое количество трегалозы в мицелии при оптимальной для них температуре роста (Yanutsevich et al., 2014; I-anutsevich et al., 2016). Трегалоза стабилизирует мембрану, образуя многочисленные водородные связи головками фосфолипидов бислоя, предотвращает агрегацию денатурировавших в результате ТШ белков, т.е. обладает шапероноподобными свойствами (Singer, Lindquist, 1998; Sum et al., 2003). Предполагается, что накопление трегалозы в условиях ТШ может быть связано как с пониженной активностью трегалазы, так и с частичной деградацией маннита до глюкозо-6-фосфата (Liu et al., 2009).

Интенсивное изучение механизмов осмоадаптации проводилось в основном на примере дрожжей Saccharomyces cerevisiae (Hohmann et al., 2007). Воздействие NaCl вызывало как катионный, так и осмотический стресс у грибов и приводило к быстрой потере воды, уменьшению размеров клеток и снижению тургорного давления (Brown et al., 2014). Адаптация грибов к ОШ опосредована активацией HOG-пути, включающего фосфорилирование митоген активируемой протеинкиназы HOG1, которая вызывает экспрессию генов, кодирующих ферменты синтеза и обмена глицерина, при этом происходит переключение пути гликолиза с роста биомассы на синтез глицерина (Nikolaou et al., 2009; Petelenz-Kurdziel et al., 2013). В оптимальных условиях роста глицерин участвует в поддержании редокс-баланса, при этом его избыток выводится через канал в цитоплазматической мембране, образуемый белками акваглицеропоринами и осуществляющий контроль за транспортом воды и глицерина (Liu et al., 2016). В условиях ОШ у галофильных дрожжей Hortaea werneckii и Wallemia ichthyophaga, а также у полиэкстремофильных дрожжей Aureobasidium pullulans и Aureobasidium subglaciale в цитозоле накапливается глицерин (Kogej et al., 2007; Zajc et al., 2014; Turk, Gostinčar, 2018), а у галотолерантного мицелиального гриба Fusarium sp. – арабит (Смолянюк и соавт., 2013). Было показано, что как у термофильного мицелиального гриба Chaetomium thermophilum var. coprophilum (Jepsen, Jensen, 2004), так и у дрожжей S. cerevisiae (Hounsa et al., 1998) наблюдается накопление трегалозы при осмотическом стрессе.

Действие окислительного шока сопровождается экспрессией генов компонентов антиоксидантной защиты, обеспечивающих детоксикацию (каталаза, супероксиддисмутаза, глутатионпероксидаза, глутатионтрансфераза), окислительно-вос-становительный гомеостаз и репарацию (глутатионредуктаза и тиоредоксин) (Alvarez-Peral et al., 2002; Morano et al., 2012; Brown et al., 2014; Nishimoto et al., 2016; Gostimskaya, Grant, 2016). Обнаружено, что маннит при ОкШ выполняет антиоксидантную функцию (Patel, Williamson, 2016), его цикл служит источником восстановительных эквивалентов НАДФН в клетке (Hult, Gatenbeck, 1978). Получены данные о том, что HOG1 MAPK путь также участвует в приобретении устойчивости к перекиси водорода (Brown et al., 2014). Проведенные ранее исследования влияния перекиси водорода (10–20 мМ) не показали изменений в составе растворимых углеводов цитозоля у A. niger, тогда как добавление 50 мМ H2O2 приводило к небольшому снижению общего содержания углеводов и полиолов, не изменяя при этом их соотношения (Януцевич и соавт., 2016).

В настоящем исследовании наше внимание было сфокусировано на таких компонентах защиты мембран и макромолекул, как осмолитная система и изменения состава мембранных липидов. Проведенные ранее исследования ответа мезофильного гриба A. niger на отдельные стрессорные воздействия (ТШ, ОШ, ОкШ) (Терёшина и соавт., 2010; Януцевич и соавт., 2016), позволили поставить новую задачу – изучить ответ A. niger на комбинированное (одновременное) действие ОкШ и ТШ, а также ОкШ и ОШ. Ответные реакции на отдельные стрессоры были специфичны по изменению состава растворимых углеводов и полиолов цитозоля: при ТШ накапливалась трегалоза, при ОШ – глицерин, а ОкШ практически не менял состав углеводов и полиолов. Можно было предположить, что комбинированные воздействия ОкШ с ТШ или ОШ приведут либо к простому аддитивному ответу, либо к возникновению какого-либо нового эффекта.

Было установлено, что комбинированное действие ОкШ и ТШ вызывало ответную реакцию, более характерную для ТШ, а именно, накопление трегалозы в мицелии гриба, при этом количества глицерина и эритрита снижались до следов. Однако уровень трегалозы при этом был в полтора раза ниже, чем при индивидуальном ТШ. Хотя по отдельности ОкШ и ТШ не влияли не уровень маннита, их совместное действие приводило к небольшому снижению количества этого полиола по сравнению с контрольным вариантом.

Комбинированное действие ОкШ и ОШ подавляло характерное для ОШ накопление глицерина и арабита. Несмотря на то, что индивидуальные ОкШ и ОШ не приводили к снижению уровня маннита, их комбинация вызывала уменьшение его количества по сравнению с контрольным вариантом. Уровень трегалозы при этом оставался низким. Таким образом, оба варианта комбинированных шоков приводили к общему эффекту – снижению количества протекторных соединений. В литературе не обнаружено данных о том, как окислительный шок воздействует на синтез углеводов и полиолов, однако известно, что HOG1 MAPK участвует в приобретении резистентности к перекиси водорода (Brown et al., 2014), что позволяет предположить негативное влияние конкуренции регуляторных механизмов. Полученные данные также позволяют предположить, что одной из причин гибели клеток C. albicans под действием комбинации окислительного и теплового или осмотического шоков (Kaloriti et al., 2012) может быть снижение уровня протекторных соединений, что может приводить к ослаблению защитных реакций и негативному влиянию на рост гриба.

В ранее проведенных исследованиях было показано, что под действием отдельных видов стрессорных воздействий на A. niger наблюдалась общая закономерность, а именно увеличение доли фосфатидных кислот на фоне снижения долей ФХ и ФЭ (Терёшина и соавт., 2010, 2011; Януцевич и соавт., 2016). В настоящем исследовании в составе мембранных липидов наблюдалась такая же общая закономерность во всех вариантах опыта: в ответ на отдельные ОкШ, ТШ и ОШ, а также их комбинации, происходило повышение доли небислойных ФК, по сравнению с контрольным вариантом, на фоне снижения долей других фосфолипидов. При этом снижение доли бислойных ФХ было выражено сильнее, чем небислойных ФЭ при ОкШ и комбинации ОкШ и ТШ. Увеличение доли небислойных липидов приводит к формированию участков мембран в гексагональной фазе (Lε), при этом некоторые ацильные цепи фосфолипидов становятся направленными “внутрь” клетки, что облегчает связывание с ними G-белков, фосфолипаз и др. (Vigh et al., 2005).

От состава ацильных цепей зависит степень “бислойности” липидной молекулы, ее форма. Так, например, в отсутствие бислойного ФХ, в клетках дрожжей происходила перестройка молекул ФЭ, в результате чего диеновые жирные кислоты (ЖК) замещались на моноеновые, а также снижалась средняя длина цепи ЖК, что придавало молекуле ФЭ более “бислойную” структуру (Boumann et al., 2006).

Изменение соотношения бислойных и небислойных липидов меняет профиль латерального давления в мембране, влияя на структуру и стабильность мембранных белков, их конформацию и/или функции (Renne, de Kroon, 2018). Было выдвинуто предположение о роли небислойных липидов в связывании периферических мембранных белков и влиянии на стабильность трансмембранных белковых комплексов путем изменения профиля латерального давления (van den Brink-van der Laan et al., 2004). Интересно, что у термофильных грибов при оптимальных условиях сохраняется высокий уровень небислойных ФК на протяжении всего времени роста (Ianutsevich et al., 2016). С одной стороны, ФК являются центральным метаболитом синтеза липидов, а увеличение их количества указывает на деградацию фосфолипидов в условиях ТШ в результате активизации фосфолипазы D (Rudge et al., 1998). С другой стороны, ФК являются биологически активными соединениями с сигнальной и регуляторной функцией (Wang et al., 2006; Shin, Loewen, 2011; Jang et al., 2012; Putta et al., 2016). Однако тот факт, что ФК становятся доминирующими фосфолипидами в условиях действия как индивидуальных, так и комбинаций стрессоров, а также их преобладание в составе мембранных липидов у термофильных грибов указывает на их структурную функцию. Накопление ФК может быть связано с особой ролью этого “небислойного” фосфолипида в условиях шоков, например, с образованием везикул (Cazzolli et al., 2006) или участием в процессах эндо- и экзоцитоза, что обусловлено способностью ФК образовывать микродомены и изгибы мембран (Kooijman et al., 2003; McMahon, Gallop, 2005; Kooijman, Burger, 2009).

Еще одним способом стабилизации мембран в условиях воздействия стрессоров является изменения в составе ацильных цепей жирных кислот мембранных фосфолипидов, что влияет на вязкость липидного бислоя. В наших предыдущих работах было показано, что ТШ, ОШ, а также их комбинации не приводили к снижению степени ненасыщенности основных мембранных фосфолипидов (Терёшина и соавт., 2011; Януцевич и соавт., 2016; Ianutsevich, Tereshina, 2019). Аналогичные результаты были получены и в настоящем исследовании – ни в одном из вариантов опыта не наблюдалось значительных изменений степени ненасыщенности полярных липидов. Эти данные позволяют предположить, что данный защитный механизм не участвует в адаптации к изученным стрессорным воздействиям.

Таким образом, проведенное исследование показало, что при комбинированных воздействиях окислительного и теплового, а также окислительного и осмотического шоков, в составе осмолитов происходят изменения, характерные для ответов на отдельные ТШ и ОШ соответственно. Отмеченные эффекты являются менее выраженными, чем при отдельных шоковых воздействиях, т.е. окислительный шок оказывает негативное воздействие на адаптационные реакции. В составе мембранных липидов во всех вариантах опыта обнаружена общая закономерность – увеличение доли небислойных фосфатидных кислот. Полученные данные свидетельствуют о неаддитивности ответа на комбинированные воздействия, что указывает на интерференцию путей регуляции.

Список литературы

  1. Смолянюк Е.В., Биланенко Е.Н., Терёшина В.М., Качалкин А.В., Камзолкина О.В. Влияние концентрации хлористого натрия в среде на состав мембранных липидов и углеводов цитозоля гриба Fusarium sp. // Микробиология. 2013. V. 82. P. 595–604. https://doi.org/10.7868/S0026365613050121

  2. Smolyanyuk E.V., Bilanenko E.N., Tereshina V.M., Kachalkin A.V., Kamzolkina O.V. Effect of sodium chloride concentration in the medium on the composition of the membrane lipids and carbohydrates in the cytosol of the fungus Fusarium sp. // Microbiology (Moscow). 2013. V. 82. P. 600–608. https://doi.org/10.1134/S0026261713050111

  3. Терёшина В.М., Меморская А.С., Котлова Е.Р., Феофилова Е.П. Состав мембранных липидов и углеводов цитозоля в условиях теплового шока у Aspergillus niger // Микробиология. 2010. Т. 79. С. 45–51.

  4. Tereshina V.M., Memorskaya A.S., Kotlova E.R., Feofilova E.P. Membrane lipid and cytosol carbohydrate composition in Aspergillus niger under heat shock // Microbiology (Moscow). 2010. V. 79. P. 40–46. https://doi.org/10.1134/S0026261710010066

  5. Терёшина В.М., Меморская А.С., Котлова Е.Р. Влияние различных тепловых воздействий на состав мембранных липидов и углеводов цитозоля у мицелиальных грибов // Микробиология. 2011. V. 80. P. 447–453.

  6. Tereshina V.M., Memorskaya A.S., Kotlova E.R. The effect of different heat influences on composition of membrane lipids and cytosol carbohydrates in mycelial fungi // Microbiology (Moscow). 2011. V. 80. P. 455–460. https://doi.org/10.1134/S0026261711040199

  7. Януцевич Е.А., Данилова О.А., Гроза Н.В., Терёшина В.М. Мембранные липиды и углеводы цитозоля у Aspergillus niger в условиях осмотического, окислительного и холодового воздействий // Микробиология. 2016. Т. 85. С. 283–292. https://doi.org/10.7868/S0026365616030174

  8. Ianutsevich E.A., Danilova O.A., Groza N.V., Tereshina V.M. Membrane lipids and cytosol carbohydrates in Aspergillus niger under osmotic, oxidative, and cold impact // Microbiology (Moscow). 2016. V. 85. P. 302–310. https://doi.org/10.1134/S0026261716030152

  9. Alvarez-Peral F.J., Argüelles J.-C., Zaragoza O., Pedreno Y. Protective role of trehalose during severe oxidative stress caused by hydrogen peroxide and the adaptive oxidative stress response in Candida albicans // Microbiology (UK). 2002. V. 148. P. 2599–2606. https://doi.org/10.1099/00221287-148-8-2599

  10. Blumenthal H.J., Roseman S. Quantitative estimation of chitin in fungi // J. Bacteriol. 1957. V. 74. P. 222–224.

  11. Boumann H.A., Gubbens J., Koorengevel M.C., Oh C.-S., Martin C.E., Heck A.J.R., Patton-Vogt J., Henry S.A., de Kruijff B., de Kroon A.I.P.M. Depletion of phosphatidylcholine in yeast induces shortening and increased saturation of the lipid acyl chains: evidence for regulation of intrinsic membrane curvature in a eukaryote // Mol. Biol. Cell. 2006. V. 17. P. 1006–1017. https://doi.org/10.1091/mbc.e05-04-0344

  12. van den Brink-van der Laan E., Killian J.A., de Kruijff B. Nonbilayer lipids affect peripheral and integral membrane proteins via changes in the lateral pressure profile // Biochim. Biophys. Acta – Biomembr. 2004. V. 1666. P. 275–288. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2004.06.010

  13. Brown A.D., Simpson J.R. Water relations of sugar-tolerant yeasts: the role of intracellular polyols // J. Gen. Microbiol. 1972. V. 72. P. 589–591.https://doi.org/10.1099/00221287-72-3-589

  14. Brown A.J.P., Budge S., Kaloriti D., Tillmann A., Jacobsen M.D., Yin Z., Ene I.V., Bohovych I., Sandai D., Kastora S., Potrykus J., Ballou E.R., Childers D.S., Shahana S., Leach M.D. Stress adaptation in a pathogenic fungus // J. Exp. Biol. 2014. V. 217. P. 144–155. https://doi.org/10.1242/jeb.088930

  15. Carquin M., D’Auria L., Pollet H., Bongarzone E.R., Tyteca D. Recent progress on lipid lateral heterogeneity in plasma membranes: From rafts to submicrometric domains // Prog. Lipid Res. 2016. V. 62. P. 1–24. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2015.12.004

  16. Cazzolli R., Shemon A.N., Fang M.Q., Hughes W.E. Phospholipid signalling through phospholipase D and phosphatidic acid // IUBMB Life. 2006. V. 58. P. 457–461. https://doi.org/10.1080/15216540600871142

  17. Douglas L.M., Konopka J.B. Fungal membrane organization: The eisosome concept // Annu. Rev. Microbiol. 2014. V. 68. P. 377–393. https://doi.org/10.1146/annurev-micro-091313-103507

  18. Ernst R., Ejsing C.S., Antonny B. Homeoviscous adaptation and the regulation of membrane lipids // J. Mol. Biol. 2016. V. 428. P. 4776–4791. https://doi.org/10.1016/j.jmb.2016.08.013

  19. Gostimskaya I., Grant C.M. Yeast mitochondrial glutathione is an essential antioxidant with mitochondrial thioredoxin providing a back-up system // Free Radic. Biol. Med. 2016. V. 94. P. 55–65. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2016.02.015

  20. Gostinčar C., Zajc J., Lenassi M., Plemenitaš A., de Hoog S., Al-Hatmi A.M.S., Gunde-Cimerman N. Fungi between extremotolerance and opportunistic pathogenicity on humans // Fungal Divers. 2018. V. 93. P. 195–213. https://doi.org/10.1007/s13225-018-0414-8

  21. Grum-Grzhimaylo A.A. On the biology and evolution of fungi from soda soils // PhD Thesis. 2015. https://edepot.wur.nl/354152.

  22. Hohmann S., Krantz M., Nordlander B. Yeast osmoregulation // Methods Enzymol. 2007. V. 428. P. 29–45. https://doi.org/10.1016/S0076-6879(07)28002-4

  23. Hottiger T., De Virgilio C., Hall M.N., Boller T., Wiemken A. The role of trehalose synthesis for the acquisition of thermotolerance in yeast. II. Physiological concentrations of trehalose increase the thermal stability of proteins in vitro // Eur. J. Biochem. 1994. V. 219. P. 187–193. https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1994.tb19929.x

  24. Hounsa C.-G., Brandt E.V., Thevelein J., Hohmann S., Prior B.A. Role of trehalose in survival of Saccharomyces cerevisiae under osmotic stress // Microbiology (UK). 1998. V. 144. P. 671–680. https://doi.org/10.1099/00221287-144-3-671

  25. Hult K., Gatenbeck S. Production of NADPH in the manni-tol cycle and its relation to polyketide formation in Alternaria alternata // Eur. J. Biochem. 1978. V. 88. P. 607–612. https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1978.tb12487.x

  26. Ianutsevich E.A., Danilova O.A., Groza N.V., Kotlova E.R., Tereshina V.M. Heat shock response of thermophilic fungi: membrane lipids and soluble carbohydrates under elevated temperatures // Microbiology (UK). 2016. V. 162. P. 989–999. https://doi.org/10.1099/mic.0.000279

  27. Ianutsevich E.A., Tereshina V.M. Combinatorial impact of osmotic and heat shocks on the composition of membrane lipids and osmolytes in Aspergillus niger // Microbiology (UK). 2019. V. 165. P. 554–562. https://doi.org/10.1099/mic.0.000796

  28. Jang J.H., Lee C.S., Hwang D., Ryu S.H. Understanding of the roles of phospholipase D and phosphatidic acid through their binding partners // Prog. Lipid Res. 2012. V. 51. P. 71–81. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2011.12.003

  29. Jennings D.H. Polyol metabolism in fungi // Advances in Microbial Physiology / Eds. Rose A.H., Tempest D.W. London: Academic Press, 1985. P. 149–193. https://doi.org/10.1016/s0065-2911(08)60292-1

  30. Jepsen H.F., Jensen B. Accumulation of trehalose in the thermophilic fungus Chaetomium thermophilum var. coprophilum in response to heat or salt stress // Soil Biol. Biochem. 2004. V. 36. P. 1669–1674. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2004.07.010

  31. Kaloriti D., Tillmann A., Cook E., Jacobsen M., You T., Lenardon M., Ames L., Barahona M., Chandrasekaran K., Coghill G., Goodman D., Gow N.A.R., Grebogi C., Ho H.-L., Ingram P., McDonagh A., de Moura A.P.S., Wei Pang, Puttnam M., Radmaneshfar E., Romano M.C., Silk D., Stark J., Stumpf M., Thiel M., Thorne T., Usher J., Zhikang Yin, Haynes K. Combinatorial stresses kill pathogenic Candida species // Med. Mycol. 2012. V. 50. P. 699–709. https://doi.org/10.3109/13693786.2012.672770

  32. Kogej T., Stein M., Volkmann M., Gorbushina A.A., Galinski E.A., Gunde-Cimerman N. Osmotic adaptation of the halophilic fungus Hortaea werneckii: role of osmolytes and melanization // Microbiology (UK). 2007. V. 153. P. 4261–4273. https://doi.org/10.1099/mic.0.2007/010751-0

  33. Kooijman E.E., Chupin V., de Kruijff B., Burger K.N.J. Modulation of membrane curvature by phosphatidic acid and lysophosphatidic acid // Traffic. 2003. V. 4. P. 162–174. https://doi.org/10.1034/j.1600-0854.2003.00086.x

  34. Kooijman E.E., Burger K.N.J. Biophysics and function of phosphatidic acid: A molecular perspective // Biochim. Biophys. Acta – Mol. Cell Biol. Lipids. 2009. V. 1791. P. 881–888. https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2009.04.001

  35. Liu K., Tsujimoto H., Huang Y., Rasgon J.L., Agre P. Aquaglyceroporin function in the malaria mosquito Anopheles gambiae // Biol. Cell. 2016. V. 108. P. 294–305. https://doi.org/10.1111/boc.201600030

  36. Liu Q., Ying S.H., Feng M.G., Jiang X.H. Physiological implication of intracellular trehalose and mannitol changes in response of entomopathogenic fungus Beauveria bassiana to thermal stress // Antonie van Leeuwenhoek. Int. J. Gen. Mol. Microbiol. 2009. V. 95. P. 65–75. https://doi.org/10.1007/s10482-008-9288-1

  37. McMahon H.T., Gallop J.L. Membrane curvature and mechanisms of dynamic cell membrane remodelling // Nature. 2005. V. 438. P. 590–596. https://doi.org/10.1038/nature04396

  38. Morano K.A., Grant C.M., Moye-Rowley W.S. The response to heat shock and oxidative stress in Saccharomyces cerevi-siae // Genetics. 2012. V. 190. P. 1157–1195. https://doi.org/10.1534/genetics.111.128033

  39. Nicolson G.L. The fluid-mosaic model of membrane structure: still relevant to understanding the structure, function and dynamics of biological membranes after more than 40 years // Biochim. Biophys. Acta – Biomembr. 2014. V. 1838. P. 1451–1466. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2013.10.019

  40. Nikolaou E., Agriafioti I., Stumpf M., Quinn J., Stansfield I., Brown A.J. Phylogenetic diversity of stress signaling pathways in fungi // BMC Evol. Biol. 2009. V. 9. P. 44. https://doi.org/10.1186/1471-2148-9-44

  41. Nishimoto T., Watanabe T., Furuta M., Kataoka M., Kishida M. Roles of catalase and trehalose in the protection from hydrogen peroxide toxicity in Saccharomyces cerevisiae // Biocontrol Sci. 2016. V. 21. P. 179–182. https://doi.org/10.4265/bio.21.179

  42. Orosz E., Van De Wiele N., Emri T., Zhou M., Robert V., De Vries R.P., Pócsi I. Fungal Stress Database (FSD) – A repository of fungal stress physiological data // Database. 2018. V. 2018. P. 1–6. https://doi.org/10.1093/database/bay009

  43. Patel T.K., Williamson J.D. Mannitol in plants, fungi, and plant–fungal interactions // Trends Plant Sci. 2016. V. 21. P. 486–497. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2016.01.006

  44. Petelenz-Kurdziel E., Kuehn C., Nordlander B., Klein D., Hong K.-K., Jacobson T., Dahl P., Schaber J., Nielsen J., Hohmann S., Klipp E. Quantitative analysis of glycerol accumulation, glycolysis and growth under hyper osmotic stress // PLoS Comput. Biol. 2013. V. 9. P. e1003084. https://doi.org/10.1371/journal.pcbi.1003084

  45. Piper P.W. Molecular events associated with acquisition of heat tolerance by the yeast Saccharomyces cerevisiae // FEMS Microbiol. Rev. 1993. V. 11. P. 339–355. https://doi.org/10.1111/j.1574-6976.1993.tb00005.x

  46. Putta P., Rankenberg J., Korver R.A., van Wijk R., Munnik T., Testerink C., Kooijman E.E. Phosphatidic acid binding proteins display differential binding as a function of membrane curvature stress and chemical properties // Biochim. Biophys. Acta – Biomembr. 2016. V. 1858. P. 2709–2716. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2016.07.014

  47. Rella A., Farnoud A.M., Del Poeta M. Plasma membrane lipids and their role in fungal virulence // Prog. Lipid Res. 2016. V. 61. P. 63–72. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2015.11.003

  48. Renne M.F., de Kroon A.I.P.M. The role of phospholipid molecular species in determining the physical properties of yeast membranes // FEBS Lett. 2018. V. 592. P. 1330–1345. https://doi.org/10.1002/1873-3468.12944

  49. Richter K., Haslbeck M., Buchner J. The heat shock response: life on the verge of death // Mol. Cell. 2010. V. 40. P. 253–266. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2010.10.006

  50. Rudge S.A., Morris A.J., Engebrecht J. Relocalization of phospholipase d activity mediates membrane formation during meiosis // J. Cell Biol. 1998. V. 140. P. 81–90. https://doi.org/10.1083/jcb.140.1.81

  51. Shin J.J., Loewen C.J. Putting the pH into phosphatidic acid signaling // BMC Biol. 2011. V. 9. P. 85. https://doi.org/10.1186/1741-7007-9-85

  52. Singer M.A., Lindquist S. Multiple effects of trehalose on protein folding in vitro and in vivo // Mol. Cell. 1998. V. 1. P. 639–648. https://doi.org/10.1016/S1097-2765(00)80064-7

  53. Singer S.J., Nicolson G.L. The fluid mosaic model of the structure of cell membranes // Science. 1972. V. 175. P. 720–731. https://doi.org/10.1126/science.175.4023.720

  54. Sum A.K., Faller R., de Pablo J.J. Molecular simulation study of phospholipid bilayers and insights of the interactions with disaccharides // Biophys. J. 2003. V. 85. P. 2830–2844. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(03)74706-7

  55. Turk M., Gostinčar C. Glycerol metabolism genes in Aureobasidium pullulans and Aureobasidium subglaciale // Fungal Biol. 2018. V. 122. P. 63–73. https://doi.org/10.1016/j.funbio.2017.10.005

  56. Vigh L., Escribá P.V., Sonnleitner A., Sonnleitner M., Piotto S., Maresca B., Horváth I., Harwood J.L. The significance of lipid composition for membrane activity: new concepts and ways of assessing function // Prog. Lipid Res. 2005. V. 44. P. 303–344. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2005.08.001

  57. de Vries R.P., Riley R., Wiebenga A., Aguilar-Osorio G., Amillis S., Uchima C.A., Anderluh G., Asadollahi M., Askin M., Barry K., Battaglia E., Bayram Ö., Benocci T., Braus-Stromeyer S.A., Caldana C. et al. Comparative genomics reveals high biological diversity and specific adaptations in the industrially and medically important fungal genus Aspergillus // Genome Biol. 2017. V. 18. Art. 28. P. 1–45. https://doi.org/10.1186/s13059-017-1151-0

  58. Wang X., Devaiah S.P., Zhang W., Welti R. Signaling functions of phosphatidic acid // Prog. Lipid Res. 2006. V. 45. P. 250–278. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2006.01.005

  59. Welte M.A., Gould A.P. Lipid droplet functions beyond energy storage // Biochim. Biophys. Acta – Mol. Cell Biol. Lipids. 2017. V. 1862. P. 1260–1272. https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2017.07.006

  60. Yancey P.H. Organic osmolytes as compatible, metabolic and counteracting cytoprotectants in high osmolarity and other stresses // J. Exp. Biol. 2005. V. 208. P. 2819–2830. https://doi.org/10.1242/jeb.01730

  61. Yancey P.H., Siebenaller J.F. Co-evolution of proteins and solutions: protein adaptation versus cytoprotective micromolecules and their roles in marine organisms // J. Exp. Bi-ol. 2015. V. 218. P. 1880–1896. https://doi.org/10.1242/jeb.114355

  62. Yanutsevich E.A., Memorskaya A.S., Groza N.V., Kochkina G.A., Tereshina V.M. Heat shock response in the thermophilic fungus Rhizomucor miehei // Microbiology (Moscow). 2014. V. 83. P. 498–504. https://doi.org/10.1134/S0026261714050282

  63. Zajc J., Kogej T., Galinski E.A., Ramos J., Gunde-Cimerman N. Osmoadaptation strategy of the most halophilic fungus, Wallemia ichthyophaga, growing optimally at salinities above 15% NaCl // Appl. Environ. Microbiol. 2014. V. 80. P. 247–256. https://doi.org/10.1128/AEM.02702-13

Дополнительные материалы отсутствуют.