Микробиология, 2021, T. 90, № 2, стр. 191-203

Влияние сверхэкспрессии гена rosR на образование биопленок бактериями Rhizobium leguminosarum

З. Р. Вершинина a*, О. В. Чубукова a, Ю. М. Никоноров a, Л. Р. Хакимова a, А. М. Лавина a, Л. Р. Каримова a, Ан. Х. Баймиев a, Ал. Х. Баймиев a

a Институт биохимии и генетики – обособленное структурное подразделение Федерального государственного бюджетного научного учреждения Уфимского федерального исследовательского центра Российской академии наук
450098 Уфа, Россия

* E-mail: zilyaver@mail.ru

Поступила в редакцию 02.09.2020
После доработки 20.11.2020
Принята к публикации 30.11.2020

Аннотация

Кодируемый геном rosR регуляторный белок участвует в процессах, связанных с адаптацией клубеньковых бактерий Rhizobium leguminosarum к изменяющимся условиям окружающей среды. Он влияет на экспрессию многих генов, связанных с синтезом экзополисахаридов, которые играют критическую роль в формировании биопленок бактериями на различных поверхностях. Целью данной работы являлось изучение влияния сверхэкспрессии гена rosR у ризобий R. leguminosarum на образование биопленок на инертных поверхностях и корнях гетерологичных растений-макросимбионтов путем получения рекомбинантных вариантов штаммов с дополнительной копией гена rosR под управлением промотора Pm. Проведенный анализ рекомбинантных штаммов показал, что дополнительные экспрессируемые копии гена rosR позволяли ризобиям преодолевать ингибирующее воздействие на биопленкообразование низких концентраций кальция в среде, воздействие протеаз, детергентов и более эффективно формировать биопленки на поверхности корней томата и клевера. Полученные результаты открывают перспективы для использования rosR в качестве инструмента как для повышения эффективности эндосимбиоза ризобий с бобовыми растениями, так и для формирования устойчивых ассоциативных взаимодействий с другими сельскохозяйственными культурами.

Ключевые слова: Rhizobium leguminosarum, ген rosR, доза гена, биопленка, растительно-микробное взаимодействие, клевер, томат

DOI: 10.31857/S0026365621020154

Список литературы

  1. Баймиев Ан.Х., Ямиданов Р.С., Матниязов Р.Т., Благова Д.К., Баймиев Ал.Х., Чемерис А.В. Получение флуоресцентно меченых штаммов клубеньковых бактерий дикорастущих бобовых для их детекции in vivo и in vitro // Мол. биология. 2011. Т. 45. С. 984–991.

  2. Baymiev A.K., Yamidanov R.S., Matniyazov R.T., Blagova D.K., Chemeris A.V. Preparation of fluorescent labeled nodule bacteria strains of wild legumes for their detection in vivo and in vitro // Mol. Biol. (Moscow). 2011. V. 45. C. 904–910.

  3. Вершинина З.Р., Благова Д.К., Нигматуллина Л.Р., Лавина А.М., Баймиев Ал.Х., Чемерис А.В. Ассоциативный симбиоз трансгенных томатов с ризобиями повышает устойчивость растений к Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici // Биотехнология. 2015. Т. 31. № 3. С. 42–53.

  4. Вершинина З.Р., Хакимова Л.Р., Лавина А.М., Каримова Л.Р., Федяев В.В., Баймиев Ан.Х., Баймиев Ал.Х. Взаимодействие томатов (Solanum lycopersicum L.), трансформированных rapAl, с бактериями Pseudomonas sp. 102, устойчивыми к высоким концентрациям кадмия, как основа эффективной симбиотической системы для фиторемедиации // Биотехнология. 2019. Т. 35. № 2. С. 38–48.

  5. Вершинина З.Р., Лавина А.M., Чубукова О.B. Экзополисахариды Rhizobium leguminosarum – краткий обзор // Биомика. 2020. Т. 12. С. 27–49.

  6. Bittinger M.A., Milner J.L., Saville B.J., Handelsman J. RosR, a determinant of nodulation competitiveness in Rhizobium etli // Mol. Plant-Microbe Interact. 1997. V. 10. P. 180–186.

  7. Blatny J.M., Brautaset T., Winther-Larsen H.C., Karunakaran P., Valla S. Improved broad-host-range RK2 vectors useful for high and low regulated gene expression levels in gram-negative bacteria // Plasmid. 1997. V. 38. P. 35–51.

  8. Chou A.Y., Archdeacon J., Kado C.I. Agrobacterium transcriptional regulator Ros is a prokaryotic zinc finger protein that regulates the plant oncogene ipt // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 5293–5298.

  9. D’Souza-Ault M.R., Cooley M.B., Kado C.I. Analysis of the Ros repressor of Agrobacterium virC and virD operons: molecular intercommunication between plasmid and chromosomal genes // J. Bacteriol. 1993. V. 175. P. 3486–3490.

  10. Flemming H.C., Wingender J., Griegbe T., Mayer C. Physico-chemical properties of biofilms // Biofilms: Recent Advances in Their Study and Control / Ed. Evans L.V. Amsterdam: Harwood Academic Publishers, 2000. P. 19–34.

  11. Fujishige N.A., Kapadia N.N., DeHoff P.L., Hirsch A.M. Investigations of Rhizobium biofilm formation // FEMS Microbiol. Ecol. 2006. V. 56. P. 195–206.

  12. González V., Santamaría R.I., Bustos P., Hernández-Gonzalez I., Medrano-Soto A., Moreno-Hagelsieb G., Chandra Janga S., Ramírez M.A., Jiménez-Jacinto V., Collado-Vides J., Dávila G. The partitioned Rhizobium etli genome: genetic and metabolic redundancy in seven interacting replicons // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V. 103. P. 3834–3839.

  13. Janczarek M., Krol J., Skorupska A. The pssB gene product of Rhizobium leguminosarum bv. trifolii is homologous to a family of inositol monophosphatases // FEMS Microbiol. Lett. 1999. V. 173. P. 319–325.

  14. Janczarek M., Skorupska A. The Rhizobium leguminosarum bv. trifolii RosR: transcriptional regulator involved in exopolysaccharide production // Mol. Plant-Microbe Interact. 2007. V. 20. P. 867–881.

  15. Janczarek M., Jaroszuk-Ściseł J., Skorupska A. Multiple copies of rosR and pssA genes enhance exopolysaccharide production, symbiotic competitiveness and clover nodulation in Rhizobium leguminosarum bv. trifolii // Antonie van Leeuwenhoek. 2009. V. 96. P. 471–486.

  16. Janczarek M., Kutkowska J., Piersiak T., Skorupska A. Rhizobium leguminosarum bv. trifolii rosR is required for interaction with clover, biofilm formation and adaptation to the environment // BMC Microbiol. 2010. V. 10. P. 284.

  17. Janczarek M., Skorupska A. Modulation of rosR expression and exopolysaccharide production in Rhizobium leguminosarum bv. Trifolii by phosphate and clover root exudates // Int. J. Mol. Sci. 2011. V. 12. P. 4132–4155.

  18. Jaszek M., Janczarek M., Kuczyński K., Piersiak T., Grzywnowicz K. The response of the Rhizobium leguminosarum bv. trifolii wild-type and exopolysaccharide-deficient mutants to oxidative stress // Plant and Soil. 2014. V. 376. P. 75–94.

  19. Keller M., Roxlau A., Weng W.M., Schmidt M., Quandt J., Niehaus K., Jording D., Arnold W., Pühler A. Molecular analysis of the Rhizobium meliloti mucR gene regulating the biosynthesis of the exopolysaccharides succinoglycan and galactoglucan // Mol. Plant-Microbe Interact. 1995. V. 8. P. 267–277.

  20. Kopycińska M., Lipa P., Cieś la J., Kozieł M., Janczarek M. Extracellular polysaccharide protects Rhizobium leguminosarum cells against zinc stress in vitro and during symbiosis with clover // Environ. Microbiol. Rep. 2018. V. 10. P. 355–368.

  21. Livak K.J., Schmittgen T.D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2–ΔΔCT method // Methods. 2001. V. 25. P. 402–408.

  22. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures // Physiol. Plant. 1962. V. 15. P. 473–497.

  23. O’Toole G.A., Kolter R. Initiation of biofilm formation in Pseudomonas fluorescens WCS365 proceeds via multiple, convergent signalling pathways: a genetic analysis // Mol. Microbiol. 1998. V. 28. P. 449–461.

  24. Rachwał K., Matczyńska E., Janczarek M. Transcriptome profiling of a Rhizobium leguminosarum bv. trifolii rosR mutant reveals the role of the transcriptional regulator RosR in motility, synthesis of cell-surface components, and other cellular processes // BMC Genomics. 2015. V. 16. Art. 1111. https://doi.org/10.1186/s12864-015-2332-4

  25. Rachwał K., Boguszewska A., Kopcińska J., Karaś M., Tchórzewski M., Janczarek M. The regulatory protein RosR affects Rhizobium leguminosarum bv. trifolii protein profiles, cell surface properties, and symbiosis with clover // Front. Microbiol. 2016. V. 7. Art. 1302. P. 1–21.

  26. Rachwał K., Lipa P., Wojda I., Vinardell J.M., Janczarek M. Regulatory elements located in the upstream region of the Rhizobium leguminosarum rosR global regulator are essential for its transcription and mRNA stability // Genes. 2017. V. 8. Art. 388.

  27. Reeve W.G., Dilworth M.J., Tiwari R.P., Glenn A.R. Regulation of exopolysaccharide production in Rhizobium leguminosarum biovar viciae WSM710 involves exoR // Microbiology (SGM). 1996. V. 143. P 1951–1958.

  28. Rinaudi L., Fujishige N.A., Hirsch A.M., Banchio E., Zorreguieta A., Giordano W. Effects of nutritional and environmental conditions on Sinorhizobium meliloti biofilm formation // Res. Microbiol. 2006. V. 157. P. 867–875.

  29. Rinaudi L.V., Gonzalez J.E. The low-molecular-weight fraction of exopolysaccharide II from Sinorhizobium meliloti is a crucial determinant of biofilm formation // J. Bacteriol. 2009. V. 191. P. 7216–7224.

  30. Sambrook J., Fritsch E., Maniatis T. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. N.Y.: Cold Spring Harbor Lab. Press, 1989. 1626 p.

  31. Santos R., Herouart D., Sigaud S., Touati D., Puppo A. Oxidative burst in alfalfa-Sinorhizobium meliloti symbiotic interaction // Mol. Plant-Microbe Interact. 2001. V. 14. P. 86–89.

  32. Smith R.J. Calcium and bacteria // Adv. Microb. Physiol. 1995. V. 37. P. 83–133.

  33. Vincent J.M. A manual for practical study of root nodule bacteria. IBP Handbook No. 15. Oxford: Blackwell Scientific Publishers, 1970. 164 p.

  34. Wimpenny J.W.T., Colasanti R.A. A unifying hypothesis for the structure of microbial films based on cellular automation models // FEMS Microbiol. Ecol. 1997. V. 22. P. 1–16.

Дополнительные материалы отсутствуют.