Микробиология, 2021, T. 90, № 4, стр. 471-479

Функциональная специфичность продукта гена nifA в пределах группы клубеньковых бактерий

А. А. Владимирова a*, Р. С. Гуменко a, Е. С. Акимова a, Ал. Х. Баймиев a, Ан. Х. Баймиев a

a Институт биохимии и генетики Российской академии наук
450054 Уфа, Россия

* E-mail: vladimirovaw@bk.ru

Поступила в редакцию 22.01.2021
После доработки 04.03.2021
Принята к публикации 10.03.2021

Аннотация

Проведен анализ функциональной активности разных филогенетических вариантов белка-регулятора транскрипции генов нитрогеназного комплекса NifA в клетках клубеньковых бактерий (ризобий) разных таксонов. Для этого были созданы рекомбинантные штаммы ризобий родов Mesorhizobium, Ensifer (Sinorhizobium) и Rhizobium с генно-инженерными конструкциями на основе плазмиды pJN105, содержащие разные филогенетические варианты гена nifA, характерные для бактерий родов Mesorhizobium, Ensifer и Rhizobium под управлением бактериального промотора ParaBAD. Показано, что у свободноживущих рекомбинантных клеток всех трех родов бактерий привнесение в их геном дополнительной экспрессирующейся копии гена nifA приводит к появлению детектируемой нитрогеназной активности. При этом уровень нитрогеназной активности не имеет прямой связи с филогенией привнесенного гена nifA, что, скорее всего, объясняется универсальностью продукта исследуемого гена внутри проанализированной группы бактерий. Полученные данные указывают на возможность комбинаторных процессов в эволюции генов азотфиксации.

Ключевые слова: клубеньковые бактерии, азотфиксация, нитрогеназа, nif-гены

DOI: 10.31857/S0026365621040194

Список литературы

  1. Баймиев Ан.Х., Гуменко Р.С., Владимирова А.А., Акимова Е.С., Вершинина З.Р., Баймиев Ал.Х. Искусственная активация экспрессии nif-генов у клубеньковых бактерий ex planta // Экологическая генетика. 2019. Т. 17. № 2. С. 35–42. https://doi.org/10.17816/ecogen17235-42

  2. Baymiev An.K., Gumenko R.S., Vladimirova A.A., Akimova E.S., Vershinina Z.R., Baymiev Al.K. Artificial activation of nif gene expression in nodule bacteria ex planta // Ecological Genetics. 2019. V. 17. № 2. P. 35–42.

  3. Баймиев Ан.Х., Птицын К.Г., Мулдашев А.А., Баймиев Ал.Х. Генетическая характеристика клубеньковых бактерий бобовых рода Lathyrus, произрастающих на территории Республики Башкортостан // Экологическая генетика. 2011. Т. 9. № 2. С. 3–8.

  4. Умаров М.М. Ассоциативная азотфиксация. М: Изд-во МГУ, 1989. 136 с.

  5. An Q., Dong Y., Wang W., Li Y., Li J. Constitutive expression of the nifA gene activates associative nitrogen fixation of Enterobacter gergoviae 57-7, an opportunistic endophytic diazotroph // J. Appl. Microbiol. 2007. V. 103. P. 613–620. https://doi.org/10.1111/j.1365-2672.2007.03289.x

  6. Buchanan-Wollaston V., Cannon M.C., Beynon J.L., Cannon F.C. Role of the nifA gene product in the regulation of nif expression in Klebsiella pneumonia // Nature. 1981. V. 294. P. 776–778. https://doi.org/10.1038/294776a0

  7. Bush M., Dixon R. The role of bacterial enhancer binding proteins as specialized activators of σ54-dependent transcription // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2012. V. 76. P. 497–529. https://doi.org/10.1128/MMBR.00006-12

  8. Dai Z., Guo X., Yin H., Liang Y., Cong J., Liu X. Identification of nitrogen-fixing genes and gene clusters from metagenomic library of acid mine drainage // PLoS One. 2014. V. 9. P. e87976. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0087976

  9. Dixon R., Kahn D. Genetic regulation of biological nitrogen fixation // Nat. Rev. Microbiol. 2004. V. 2. P. 621–631. https://doi.org/10.1038/nrmicro954

  10. Dixon R.A., Postgate J.R. Genetic transfer of nitrogen fixation from Klebsiella pneumoniae to Escherichia coli // Nature. 1972. V. 237. P. 102–103.

  11. Fischer H.M. Environmental regulation of rhizobial symbiotic nitrogen fixation genes // Trends Microbiol. 1996. V. 4. P. 317–320. https://doi.org/10.1016/0966-842x(96)10049-4

  12. Han Y., Lu N., Chen Q., Zhan Y., Liu W., Lu W., Yan Y. Interspecies transfer and regulation of Pseudomonas stutzeri A1501 nitrogen fixation island in Escherichia coli // J. Microbiol. Biotechnol. 2015. V. 25. P. 1339–1348. https://doi.org/10.4014/jmb.1502.02027

  13. Kennedy C., Robson R.L. Activation of nif gene expression in Azotobacter by the nifA gene product of Klebsiella pneumonia // Nature. 1983. V. 301. P. 626–628. https://doi.org/10.1038/301626a0

  14. Laranjo M., Alexandre A., Oliveira S. Legume growth-promoting rhizobia: an overview on the Mesorhizobium genus // Microbiol. Res. 2014. V. 169. P. 2–17. https://doi.org/10.1016/j.micres.2013.09.012

  15. Li X.X., Liu Q., Liu X.M., Shi H.W., Chen S.F. Using synthetic biology to increase nitrogenase activity // Microbial Cell Factor. 2016. V. 15. № 43. P. 1–11. https://doi.org/10.1186/s12934-016-0442-6

  16. Mongiardini E.J., Ausmees N., Pérez-Giménez J., Julia Althabegoiti M., Ignacio Quelas J., López-García S.L., Lodeiro A.R. The rhizobial adhesion protein RapA1 is involved in adsorption of rhizobia to plant roots but not in nodulation // FEMS Microbiol. Ecol. 2008. V. 65. P. 279–288. https://doi.org/10.1111/j.1574-6941.2008.00467.x

  17. Newman J.R., FuquaC. Broad-host-range expression vectors that carry the L-arabinose-inducible Escherichia coli araBAD promoter and the araC regulator // Gene. 1999. V. 227. P. 197–203. https://doi.org/10.1016/s0378-1119(98)00601-5

  18. Norel F., Elmerich C. Nucleotide sequence and functional analysis of the two nifH copies of Rhizobium ORS571 // Microbiology (SGM). 1987. V. 133. P. 1563–1576. https://doi.org/10.1099/00221287-133-6-1563

  19. Sambrook J., Russell D.W. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. 3rd ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2001. 2100 p.

  20. Setten L., Soto G., Mozzicafreddo M., Fox A.R., Lisi C., Cuccioloni M., Ayub N.D. Engineering Pseudomonas protegens Pf-5 for nitrogen fixation and its application to improve plant growth under nitrogen-deficient conditions // PLoS One. 2013. V. 8. P. e63666. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0063666

  21. Smanski M.J., Bhatia S., Zhao D., Park Y., Woodruff L.B., Giannoukos G., Ciulla D., Busby M., Calderon J., Nicol R., Gordon D.B., Densmore D., Voigt C.A. Functional optimization of gene clusters by combinatorial design and assembly // Nature Biotechnol. 2014. V. 32. P. 1241–1249. https://doi.org/10.1038/nbt.3063

  22. Sullivan J.T., Brown S.D., Ronson C.W. The NifA-RpoN regulon of Mesorhizobium loti strain R7A and its symbiotic activation by a novel LacI/GalR-family regulator // PLoS One. 2013. V. 8. P. e53762. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0053762

  23. Towbin H., Staehelin T., Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. V. 76. P. 4350–4354. https://doi.org/10.1073/pnas.76.9.4350

  24. Wang L., Zhang L., Liu Z., Zhao D., Liu X., Zhang B., Dixon R. A minimal nitrogen fixation gene cluster from Paenibacillus sp. WLY78 enables expression of active nitrogenase in Escherichia coli // PLoS Genet. 2013. V. 9. P. e1003865. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1003865

  25. Wongdee J., Boonkerd N., Teaumroong N., Tittabutr P., Giraud E. Regulation of nitrogen fixation in Bradyrhizobium sp. strain DOA9 involves two distinct NifA regulatory proteins that are functionally redundant during symbiosis but not during free-living growth // Front. Microbiol. 2018. V. 9. P. 1644.https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.01644

  26. Xu H., Gu B., Nixon B.T., Hoover T.R. Purification and characterization of the AAA+ domain of Sinorhizobium meliloti DctD, a σ54-dependent transcriptional activator // J. Bacteriol. 2004. V. 186. P. 3499–3507. https://doi.org/10.1128/JB.186.11.3499-3507.2004

  27. Yang J., Xie X., Wang X., Dixon R., Wang Y.P. Reconstruction and minimal gene requirements for the alternative iron-only nitrogenase in Escherichia coli // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2014. V. 111. P. 3718–3725. https://doi.org/10.1073/pnas.1411185111

Дополнительные материалы отсутствуют.