1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Молекулярная биология
  4. T. 57, № 3, 2023

Молекулярная биология, 2023, T. 57, № 3, стр. 460-470

Дифференциальная экспрессия чужеродного гена в митохондриях арабидопсиса в системе in organello

В. И. Тарасенко a, Т. А. Тарасенко a, *, И. В. Горбенко a, Ю. М. Константинов a, М. В. Кулинченко a, b

a Сибирский институт физиологии и биохимии растений Сибирского отделения Российской академии наук
664033 Иркутск, Россия

b Казанский институт биохимии и биофизики Казанского научного центра Российской академии наук
420111 Казань, Россия

* E-mail: bolotova_t.a@mail.ru

Поступила в редакцию 04.08.2022
После доработки 16.09.2022
Принята к публикации 30.09.2022

Аннотация

Генетическая трансформация митохондрий высших эукариот in vivo – одна из нерешенных и практически важных задач. Для эффективной экспрессии чужеродного генетического материала в митохондриях необходим подбор регуляторных элементов, обеспечивающих высокий уровень транскрипции и стабильность образующихся транскриптов. С использованием явления природной компетентности митохондрий растений нами изучена эффективность регуляторных элементов митохондриальных генов, фланкирующих экзогенную ДНК. С этой целью в изолированные митохондрии арабидопсиса импортировали генетические конструкции, несущие ген GFP под контролем промоторных областей генов RRN26 или COX1 и одной из двух 3′-нетранслируемых областей (3′-НТО) митохондриальных генов, с последующей транскрипцией in organello. Показано, что уровень экспрессии GFP под контролем промоторов генов RRN26 или COX1 in organello коррелирует с уровнем транскрипции этих генов, наблюдаемым in vivo. При этом присутствие последовательности, кодирующей тРНКТрп, в 3′-НТО приводит к более высокому уровню транскрипта GFP, чем сайта связывания белка MTSF1 из 3′-НТО гена NAD4. Полученные результаты открывают перспективы для создания системы эффективной трансформации митохондриального генома.

Ключевые слова: регуляция экспрессии генов, импорт ДНК, GFP, промоторная область, нетранслируемая область, RPOTmp, митохондрии, Arabidopsis thaliana, in organellо

Список литературы

  1. Larosa V., Remacle C. (2013) Transformation of the mitochondrial genome. Int. J. Dev. Biol. 57, 659–665. https://doi.org/10.1387/ijdb.130230cr

  2. Remacle C., Larosa V., Salinas T., Hamel P., Subrahmanian N., Bonnefoy N., Kempken F. (2012) Transformation and nucleic acid delivery to mitochondria. In: Genomics of Chloroplasts and Mitochondria. Advances in Photosynthesis and Respiration. 35. Eds Bock R., Knoop V. Dordrecht: Springer, https://doi.org/10.1007/978-94-007-2920-9_19

  3. Hammani K., Giegé P. (2014) RNA metabolism in plant mitochondria. Trends Plant Sci. 19, 380‒389. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2013.12.008

  4. Константинов Ю.М., Дитриш А., Вебер-Лотфи Ф., Ибрагим Н., Клименко Е.С., Тарасенко В.И., Болотова Т.А., Кулинченко М.В. (2016) Импорт ДНК в митохондрии. Биохимия. 81, 1307–1321.

  5. Koulintchenko M., Temperley R.J., Mason P.A., Dietrich A., Lightowlers R.N. (2006) Natural competence of mammalian mitochondria allows the molecular investigation of mitochondrial gene expression. Hum. Mol. Genet. 15, 143–154.https://doi.org/10.1093/hmg/ddi435

  6. Tarasenko T.A., Klimenko E.S., Tarasenko V.I., Koulintchenko M.V., Dietrich A., Weber-Lotfi F., Konstantinov Y.M. (2021) Plant mitochondria import DNA via alternative membrane complexes involving various VDAC isoforms. Mitochondrion. 60, 43‒58. https://doi.org/10.1016/j.mito.2021.07.006

  7. Kühn K., Weihe A., Börner T. (2005) Multiple promoters are a common feature of mitochondrial genes in Arabidopsis. Nucl. Acids Res. 33, 337–346. https://doi.org/10.1093/nar/gki179

  8. Kühn K., Richter U., Meyer E., Delannoy E., de Longevialle A.F., O’Toole N., Börner T., Millar A., Small I., Whelan J. (2009) Phage-type RNA polymerase RPOTmp performs gene-specific transcription in mitochondria of Arabidopsis thaliana. Plant Cell. 21, 2762–2779. https://doi.org/10.1105/tpc.109.068536

  9. Moller I.M., Rasmusson A.G., Van Aken O. (2021) Plant mitochondria – past, present and future. Plant J. 108, 912–959. https://doi.org/10.1111/tpj.15495

  10. Holec S., Lange H., Kuhn K., Alioua M., Borner T., Gagliardi D. (2006) Relaxed transcription in Arabidopsis mitochondria is counterbalanced by RNA stability control mediated by polyadenylation and polynucleotide phosphorylase. Mol. Cell. Biol. 26, 2869–2876, https://doi.org/10.1128/MCB.26.7.2869-2876.2006

  11. Perrin R., Meyer E.H., Zaepfel M., Kim Y.J., Mache R., Grienenberger J.M., Gualberto J.M., Gagliardi D. (2004) Two exoribonucleases act sequentially to process mature 3′-ends of atp9 mRNAs in Arabidopsis mitochondria. J. Biol. Chem. 279, 25440–25446. https://doi.org/10.1074/jbc.M401182200

  12. Haïli N., Arnal N., Quadrado M., Amiar S., Tcherkez G., Dahan J., Briozzo P., Colas des Francs-Small C., Vrielynck N., Mireau H. (2013) The pentatricopeptide repeat MTSF1 protein stabilizes the nad4 mRNA in Arabidopsis mitochondria. Nucl. Acids Res. 41, 6650–6663. https://doi.org/10.1093/nar/gkt337

  13. Ruwe H., Wang G., Gusewski S., Schmitz-Linneweber C. (2016) Systematic analysis of plant mitochondrial and chloroplast small RNAs suggests organelle-specific mRNA stabilization mechanisms. Nucl. Acids Res. 44, 7406–7417. https://doi.org/10.1093/nar/gkw466

  14. Forner J., Weber B., Thuss S., Wildum S., Binder S. (2007) Mapping of mitochondrial mRNA termini in Arabidopsis thaliana: T-elements contribute to 5′ and 3′‑end formation. Nucl. Acids Res. 35, 3676–3692. https://doi.org/10.1093/nar/gkm270

  15. MacIntosh G.C., Castandet B. (2020) Organellar and secretory ribonucleases: major players in plant RNA homeostasis. Plant Physiol. 183, 1438–1452. https://doi.org/10.1104/pp.20.00076

  16. Dombrowski S., Brennicke A., Binder S. (1997) 3′-Inverted repeats in plant mitochondrial mRNAs are processing signals rather than transcription terminators. EMBO J. 16, 5069–5076. https://doi.org/10.1093/emboj/16.16.5069

  17. Kuhn J., Tengler U., Binder S. (2001) Transcript lifetime is balanced between stabilizing stem-loop structures and degradation promoting polyadenylation in plant mitochondria. Mol. Cell. Biol. 21, 731–742. https://doi.org/10.1128/MCB.21.3.731-742.2001

  18. Wang C., Aubé F., Planchard N., Quadrado M., Dargel-Graffin C., Nogué F., Mireau H. (2017) The pentatricopeptide repeat protein MTSF2 stabilizes a nad1 precursor transcript and defines the 3′ end of its 5′-half intron. Nucl. Acids Res. 45, 6119‒6134. https://doi.org/10.1093/nar/gkx162

  19. Wang C., Blondel L., Quadrado M., Dargel-Graffin C., Mireau H. (2022) Pentatricopeptide repeat protein M-ITOCHONDRIAL STABILITY FACTOR 3 ensures mitochondrial RNA stability and embryogenesis. Plant Physiol. 190, 669‒681. https://doi.org/10.1093/plphys/kiac309

  20. Koulintchenko M., Konstantinov Y., Dietrich A. (2003) Plant mitochondria actively import DNA via the permeability transition pore complex. EMBO J. 22, 1245–1254.https://doi.org/10.1093/emboj/cdg128

  21. Sweetlove L.J., Taylor N.L., Leaver C.J. (2007) Isolation of intact, functional mitochondria from the model plant Arabidopsis thaliana. Meth. Mol. Biol. 372, 125–136.https://doi.org/10.1007/978-1-59745-365-3_9

  22. Bradford M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72, 248–254.https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3

  23. Douce R., Neuburger M. (1989) The uniqueness of plant mitochondria. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 40, 371–414.https://doi.org/10.1146/annurev.pp.40.060189.002103

  24. Tarasenko T.A., Subota I.Yu., Tarasenko V. I., Konstantinov Y.M., Koulintchenko M.V. (2020) Plant mitochondrial subfractions have different ability to import DNA. Theor. Exp. Plant Physiol. 32, 5–18. https://doi.org/10.1007/s40626-020-00167-w

  25. Тарасенко Т.А., Тарасенко В.И., Кулинченко М.В., Клименко Е.С., Константинов Ю.М. (2019) Импорт ДНК в митохондрии растений: комплексный подход для изучения in organello и in vivo. Биохимия. 84, 1036–1048. https://doi.org/10.1134/S032097251907011X

  26. Farré J.C., Araya A. (2001) Gene expression in isolated plant mitochondria: high fidelity of transcription, splicing and editing of a transgene product in electroporated organelles Nucl. Acids Res. 29, 2484–2491. https://doi.org/10.1093/nar/29.12.2484

  27. Tarasenko V.I., Katyshev A.I., Yakovleva T.V., Garnik E.Y., Chernikova V.V., Konstantinov Y.M., Koulintchenko M.V. (2016) RPOTmp, an Arabidopsis RNA polymerase with dual targeting, plays an important role in mitochondria, but not in chloroplasts. J. Exp. Botany. 67, 5657–5669. https://doi.org/10.1093/jxb/erw327

  28. Kühn K., Bohne A.V., Liere K., Weihe A., Börner T. (2007) Arabidopsis phage-type RNA polymerases: accurate in vitro transcription of organellar genes. Plant Cell. 19, 959–971. https://doi.org/10.1105/tpc.106.046839

  29. Binder S., Hatzack F., Brennicke A. (1995) A novel pea mitochondrial in vitro transcription system recognizes homologous and heterologous mRNA and tRNA promoters. J. Biol. Chem. 270, 22182‒2218. https://doi.org/10.1074/jbc.270.38.22182

  30. Rovira A.G., Smith A.G. (2019) PPR proteins ‒ orchestrators of organelle RNA metabolism. Physiol. Plant. 166, 451‒459. https://doi.org/10.1111/ppl.12950

  31. Hanic-Joyce P.J., Gray M.W. (1991) Accurate transcription of a plant mitochondrial gene in vitro. Mol. Cell Biol. 11, 2035‒2039. https://doi.org/10.1128/mcb.11.4.2035-2039.1991

  32. Attardi G., Chomyn A., King M.P., Kruse B., Polosa P.L., Murdter N.N. (1990) Regulation of mitochondrial gene expression in mammalian cells. Biochem. Soc. Trans. 18, 509‒513. https://doi.org/10.1042/bst0180509

  33. Micol V., Fernández-Silva P., Attardi G. (1997) Functional analysis of in vivo and in organello footprinting of HeLa cell mitochondrial DNA in relationship to ATP and ethidium bromide effects on transcription. J. Biol. Chem. 272, 18896‒18904. https://doi.org/10.1074/jbc.272.30.18896

  34. Kotrys A.V., Szczesny R.J. (2019) Mitochondrial gene expression and beyond-novel aspects of cellular physiology. Cells. 9, 17. https://doi.org/10.3390/cells9010017

  35. Newton K.J., Winberg B., Yamato K., Lupold S., Stern D.B. (1995) Evidence for a novel mitochondrial promoter preceding the cox2 gene of perennial teosintes. EMBO J. 14, 585‒593. https://doi.org/10.1002/j.1460-2075.1995.tb07034.x

  36. Xiao S., Zang J., Pei Y., Liu J., Liu J., Song W., Shi Z., Su A., Zhao J., Chen H. (2020) Activation of mitochondrial orf355 gene expression by a nuclear-encoded DREB transcription factor causes cytoplasmic male sterility in maize. Mol. Plant. 13, 1270‒1283. https://doi.org/10.1016/j.molp.2020.07.002

  37. Тарасенко В.И., Субота И.Ю., Кобзев В.Ф., Константинов Ю.М. (2005) Выделение митохондриальных белков, специфично связывающихся с промоторной областью гена cox1 кукурузы. Мол. биология. 39(3), 394‒402.

  38. Rapp W.D., Stern D.B. (1992) A conserved 11 nucleotide sequence contains an essential promoter element of the maize mitochondrial atp1 gene. EMBO J. 11, 1065‒1073. https://doi.org/10.1002/j.1460-2075.1992.tb05145.x

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Молекулярная биология

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал