Российские нанотехнологии, 2024, T. 19, № 3, стр. 405-412

ВВЕДЕНИЕ

Рецептор-1 фактора роста эндотелия сосудов (VEGFR-1) представляет собой тирозинкиназный рецептор (ТКР), который связывается с членами семейства VEGF – VEGF-A, VEGF-B и фактором роста плаценты (PlGF) [1, 2]. VEGF-A также взаимодействует с VEGFR-2, TKР, ответственным за активацию путей передачи сигнала, которые опосредуют большинство биологических эффектов VEGF-A [3, 4].

VEGFR-1 экспрессируется в эндотелиальных клетках, во время формирования и ремоделирования сосудов, макрофагах и миоэпителиальных клетках, способствуя миграции и выживанию клеток [5–8]. Более того, он участвует в мобилизации миелоидных клеток костного мозга, генерирующих опухоль-ассоциированные макрофаги [1]. VEGFR-1 часто экспрессируется на поверхности опухолевых клеток при различных видах рака человека, его повышенная экспрессия является маркером плохого прогноза и высокой вероятности рецидива заболевания [1, 5]. В опухолевых клетках передача сигналов VEGFR-1 ингибирует апоптоз и индуцирует химиорезистентность [1, 9–11]. Помимо трансмембранной формы VEGFR-1 клетки продуцируют растворимую форму рецептора (sVEGFR-1), которая возникает в результате альтернативного сплайсинга того же транскрипта гена [12, 13] и включает в себя первые шесть Ig-подобных доменов мембранного VEGFR-1 плюс специфическую последовательность из 31 аминокислоты в С-концевом домене. Растворимый VEGFR-1 включает в себя область связывания фактора роста мембранного VEGFR-1 (остатки 1–656) и таким образом предотвращает взаимодействие VEGF-A и PlGF с их трансмембранными TKР [14, 15].

VEGFR-1 играет критическую роль в опухоль-ассоциированном ангиогенезе, но не в физиологическом ангиогенезе в отличие от VEGFR-2 [16, 17]. Помимо экспрессии в опухолевом эндотелии VEGFR-1 обнаруживается на поверхности самих опухолевых клеток и других клеток опухолевого микроокружения. Блокирование данного рецептора приводит к подавлению пролиферации и усилению апоптоза опухолевых клеток, уменьшению васкуляризации опухолевого узла, ингибированию выработки иммуносупрессивных цитокинов опухоль-ассоциированными макрофагами, подавлению инвазии и метастазирования опухоли.

Блокада VEGFR-1 оказывает противоопухолевую активность за счет трех различных механизмов: ингибирования опухоль-ассоциированного ангиогенеза путем затруднения активации эндотелия в ответ на ангиогенные факторы, высвобождаемые опухолевыми клетками (т.е. VEGF-A и PlGF); снижения мобилизации гемопоэтических предшественников из костного мозга и инфильтрации опухоли миеломоноцитарными клетками, секретирующих цитокины и проангиогенные факторы, которые в свою очередь могут способствовать агрессивности опухоли и устойчивости к терапии анти-VEGF-A; прямого воздействия на VEGFR-1-положительные опухолевые клетки путем ингибирования их инвазивности и пролиферации [18, 19].

Антиангиогенная терапия, которая до сих пор использовалась для лечения различных солидных опухолей, препятствует передаче сигналов VEGF-A, опосредованных как VEGFR-2, так и VEGFR-1 или исключительно VEGFR-2 [17, 18]. Гуманизированное моноклональное антитело (мАТ) бевацизумаб (торговые наименования: Авастин, Авегра, Б-Маб) нацелено на VEGF-A, тем самым предотвращает активацию обоих VEGFR; низкомолекулярные ингибиторы тирозинкиназ (например, акситиниб, кабозантиниб, ленватиниб, пазопаниб, регорафениб, сорафениб, сунитиниб, вандетаниб) взаимодействуют с каталитическим доменом нескольких TKР, включая VEGFR; а полностью гуманизированное мАТ рамуцирумаб направлено против VEGFR-2 [18, 20–22]. К сожалению, терапевтическое использование молекул, мешающих передаче сигналов VEGF-A/VEGFR-2, приводит к серьезным побочным эффектам (например, кровотечениям, задержке заживления ран, перфорациям желудочно-кишечного тракта, гипертонии, тромбоэмболическим осложнениям, протеинурии) из-за ингибирования физиологического ангиогенеза [17, 23, 24]. Ожидается, что молекулы, избирательно нацеленные на VEGFR-1, будут вызывать менее токсические эффекты, чем молекулы, направленные против VEGFR-2 или VEGF-A, поскольку PlGF способен передавать свои собственные сигналы посредством фосфорилирования остатков тирозина, отличных от тех, которые фосфорилируются при стимуляция VEGFR-1 с помощью VEGF-A [25], а VEGFR-1 не играет значимой роли в физиологическом ангиогенезе у взрослых [18].

Экспериментальные подходы, предпринимаемые до сих пор для селективного ингибирования VEGFR-1, включают в себя таргетные конъюгаты полимер-лекарственных средств, антагонистические пептиды VEGFR-1 или пептидомиметики и мАТ, блокирующие связывание лиганда с рецептором [4, 26–28]. Известно одно терапевтическое антитело против VEGFR-1, которое показало противоопухолевую активность в ряде исследований и в настоящее время проходит клинические испытания: икрукумаб (IMC-18F1) – рекомбинантное полностью гуманизированное мАТ изотипа IgG1, которое специфично и с высокой аффинностью связывается с рецептором VEGFR-1 и блокирует связывание активирующих его лигандов семейства факторов роста эндотелия сосудов: VEGF-A, VEGF-B и PlGF [18, 19]. Для создания оригинального тераностического радиофармацевтического препарата для диагностики и лечения злокачественных новообразований в настоящем исследовании выбрана стратегия разработки таргетных молекул на основе антител, связывающихся с VEGFR-1. Получены мАТ (3В12 и 4С1) против коммерчески доступного рекомбинантного белка VEGFR-1 человека. При характеризации полученных антител, в частности, изучен терапевтический потенциал блокады VEGFR-1 на моделях раков молочной железы и кишечника. Полученные мАТ имеют сродство к рецептору VEGFR-1 на поверхности клеток ряда линий, эффективно ингибируют пролиферацию опухолевых клеток рака молочной железы или кишечника in vitro, уменьшают темп роста опухолевого узла in vivo и продлевают выживаемость мышей с перевитыми опухолями.

МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Гибридомы, секретирующие мАТ к VEGFR-1, получали по методу Мильштейна–Келлера. Balb/c мыши иммунизировали препаратом рекомбинантного VEGFR1 человека (RPB818Hu01, Cloud-Clone Corp.), который представляет собой фрагмент Ser27~Ile328 внеклеточного домена VEGFR1. После второй иммунизации проводили гибридизацию лимфоцитов паховых и брюшных лимфоузлов с миеломой мыши SP2/0. После гибридизации гибридные клоны, продуцирующие мАТ к VEGFR1, отбирали и клонировали для получения моноклонов. Полученные одиночные клоны скринировали посредством иммуноферментного анализа (ИФА), подращивали и криоконсервировали.

Наработку моноклональных антител в асцитах осуществляли в организме мышей линии BALB/c, которым внутрибрюшинно прививали клетки гибридом. Асцитическую жидкость объемом 3–5 мл, содержащую мАТ, отбирали и определяли в ней титр антител методом ИФА. Продукция мАТ в асцитических жидкостях мышей варьировала от 1 до 2 мг/мл.

Выделение и очистка моноклональных антител. Полученную асцитическую жидкость осветляли центрифугированием, после чего антитела выделяли из супернатанта осаждением с помощью сульфата аммония. Очистку мАТ проводили с помощью аффинной хроматографии с использованием сорбента с белком А. Полученный раствор мАТ концентрировали ультрафильтрацией и растворяли в Na-фосфатном буфере. Концентрацию антител определяли с помощью спектрофотометрии. Чистоту и гомогенность полученного продукта оценивали с помощью электрофореза в полиакриламидном геле.

Тестирование моноклональных антител. Изотип тяжелых цепей полученных мАТ исследовали методом непрямого твердофазного ИФА с использованием набора реактивов Mouse Monoclonal Antibody Isotyping Reagents (SigmaAldrich, категория № ISO2-1KT). Специфичность полученных мАТ к VEGFR1 ортолога мыши исследовали с помощью ИФА с использованием рекомбинантного антигена мыши VEGFR1 (Mus musculus, Ser27~Val329, Cloud-Clone Corp. RPB818Mu01). Анализ конкуренции связывания с VEGFR1 полученных мАТ и контрольного рекомбинантного антитела – икрукумаб проводили с помощью конкурентного ИФА.

Культуры клеток. В работе использовали панель культур клеток рака молочной железы (РМЖ) – MCF-7, MDA-MB-231 и кишечника (РК) – Hutu-80, SW-480, LoVo человека, а также линии клеток РМЖ – ЕМТ-6 и РК – СТ-26 мыши. Линии клеток культивировали в полной среде DMEM-F12 (Биолот, Россия), содержащей 10% эмбриональной телячьей сыворотки (HiMedia, Индия) и 0.5% гентамицина при 37°С в атмосфере 5%-ного СО₂.

Выделение тотальной РНК и ОТ-ПЦР в реальном времени. Монослой клеток заливали реагентом ЛИРА (LRU-100-50, Biolabmix, Россия), инкубировали 10 мин. Далее тотальную РНК выделяли согласно инструкции производителя. Концентрацию тотальной РНК в образцах изменяли с помощью спектрофотометра NanoDrop One (Thermo FS, США). Для деградации геномной ДНК тотальную РНК обрабатывали ДНКазой I (Thermo FS, США), 4 единицы на 40 мкл реакционной смеси при 37°C в течение 40 мин. Экспрессию генов VEGF-A и VEGFR-1 оценивали с помощью ОТ-ПЦР. Для реакции использовали набор Genta Single-tube RT-PCR-мастер-микс (RT-M-003 GenTerra, Россия). Реакционная смесь (25 мкл) содержала однократную мастер-микс, 375 нМ прямого, обратного праймера и зонда (табл. 1) и 0.5 мкг тотальной РНК. Реакцию проводили на амплификаторе CFX96 Touch™ (BioRad, США): 30 мин при 50°С (обратная транскрипция), 15 мин при 95°С (активация полимеразы) и 45 циклов: денатурация фрагмента ДНК (95°С, 15 с), отжиг праймеров и зонда (58°С, 30 с) элонгация (72°С, 60 с). Относительную экспрессию генов определяли по значениям пороговых циклов и нормировали на экспрессию гена Actin.

Проточная цитометрия. Клетки опухолевых линий человека MCF-7, MDA-MB-231, Hutu-80, SW-480, LoVo, а также клетки линий мыши ЕМТ-6 и СТ-26 фиксировали 4%-ным формальдегидом. Часть клеток дополнительно обрабатывали 0.5%-ным раствором тритона для пермеабилизации мембраны. Инкубировали с мАТ 4С1 или 3B12 (0.1 мкг/мл) 16 ч, 4°С. Окрашивали вторичными антителами anti-mouse-Alexa488 (17с01220, Hansa BioMedLife Science, Эстония, 1 нг/мл) 1 ч при 4°С и визуализировали на проточном цитометре CytoFlex (Beckman Coulter, США) при длине волны лазера 480 нм, накапливая 20 000 событий.

Анализ клеточной пролиферации в режиме реального времени. Все эксперименты проводили с использованием инструмента xCELLigence DP (ACEA Biosciences, США). Клетки (20 000 клеток/лунку) высевали в Е-планшеты 16 (ACEA Biosciences, США) и помещали в прибор xCELLigence DP (ACEA Biosciences, США) для непрерывной регистрации сопротивления на электродах. Через 24 ч среду заменяли на новую с антителами к рецептору VEGFR-1 (клоны 4С1, 3В12) или авастином в концентрациях 1 мг/мл или их комбинацией в концентрации по 0.5 мг/мл каждого. Электрическое сопротивление регистрировали каждые 15 мин в течение 10 дней.

Эксперименты in vivo. Для оценки роста опухолевого узла и выживаемости на фоне введения мАТ к рецептору VEGFR-1 (3В12) на животных моделях использовали мышей-самцов линии DBA/BALB. Исследование выполнено в соответствии с правилами проведения манипуляций с лабораторными животными и с соблюдением биоэтики. Соответствующие протоколы экспериментов одобрены комитетом по биоэтике Отделения молекулярной и радиационной биофизики НИЦ “Курчатовский институт” – ПИЯФ. Каждой мыши подкожно вводили 2 × 10⁵ клеток CT-26. Через три дня после прививки опухоли проводили внутривенное введение: PBS (контроль), мАТ (180 мг/кг), мАТ (50 мг/кг), препарата Авастин (180 мг/кг), препарата Авастин (50 мг/кг). Введения проводили 5 раз каждые трое суток. Каждая группа состояла из пяти особей. Рост узла на фоне введения мАТ к рецептору VEGFR-1 (3В12) анализировали при помощи прямых замеров опухолевых образований. Кроме размеров узла во всех группах оценивали продолжительность жизни после прививки опухолевых клеток. Временные параметры выживания мышей из экспериментальных групп сравнили с соответствующими характеристиками контрольных животных, не получавших лечения.

Статистическая обработка результатов. Эксперименты по анализу экспрессии VEGFR-1, а также пролиферации клеток проводили минимум в трех повторах. Визуализацию и анализ данных осуществляли при помощи программного обеспечения GraphPad Prism. Обработку данных проточной цитометрии и их визуализацию осуществляли при помощи плагина со свободным доступом Floreada.io. Результаты на гистограммах представлены как среднее ± SD. Данные сравнивали при помощи однофакторного дисперсионного анализа ANOVA c использованием теста Тьюки для поправок на множественные сравнения. Различия считали статистически значимыми при р < 0.05.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Специфичность и связывающая активность мАТ против VEGFR-1. Моноклональные антитела, связывающие VEGFR-1 человека, получали от мыши, иммунизированной рекомбинантным белком VEGFR-1 человека. Специфичность и эффективность связывания мАТ к VEGFR-1 человека проверяли с помощью ИФА, используя в качестве антигенов рекомбинантные белки VEGFR-1 человека и мыши. Анализ связывания показал, что оба отобранных мАТ (4С1 и 3В12) против VEGFR-1 человека обладают сильной связывающей активностью с VEGFR-1 человека (k_m = 0.05 и 0.4 мкМ соответственно), при этом мАТ 3В12 демонстрировало связывающую активность и с VEGFR-1 мыши (k_m = 2.0 мкМ) (рис. 1).

Рис. 1.

Иммуноферментный анализ моноклональных антител 3B12 и 4С1 к антигену-мишени VEGFR-1 человека (а) и мыши (б).

Экспрессия VEGF-A и VEGFR-1 в клеточных линиях карциномы молочной железы и рака кишечника. Экспрессию VEGF-A и VEGFR-1 анализировали с помощью ОТ-ПЦР в реальном времени на линиях клеток РМЖ – MCF-7, MDA-MB-231 и РК – Hutu-80, SW-480, LoVo человека, а также на линиях клеток РМЖ – ЕМТ-6 и РК – СТ-26 мыши. VEGF-A экспрессировался на уровне мРНК во всех протестированных клеточных линиях человека и не детектировался в линиях клеток мыши (рис. 2). Транскрипты VEGFR-1 были обнаружены во всех клеточных линиях, за исключением клеток линии LoVo (рис. 2), что, возможно, объясняется наличием мутации или делеции в этих клетках в выбранной системе праймеров для ОТ-ПЦР. В целом полученные результаты показывают, что VEGFR-1 и его лиганд VEGF-A широко ко-экспрессируются в клеточных линиях карциномы молочной железы и рака кишечника.

Рис. 2.

Относительный уровень мРНК VEGFR-1 (а) и VEGF-A (б) в культурах клеток рака молочной железы (РМЖ) и рака кишечника (РК) человека и мыши. Данные ОТ-ПЦР представлены как среднее значение соотношения мРНК целевого гена/мРНК Actin ± SD.

Все клеточные линии были положительными в отношении экспрессии на клеточной поверхности VEGFR-1, что было проверено с помощью проточной цитометрии (рис. 3). Экспрессия VEGFR-1 на поверхности клеток линии Hutu-80 показана на рис. 3в в качестве примера репрезентативного результата. Цитометрическую визуализацию рецептора осуществляли с помощью полученных мАТ к VEGFR-1 человека 4С1 и 3В12. Результаты демонстрируют более эффективное связывание мАТ клона 4С1 к эпитопу VEGFR-1 на поверхности клеток человека по сравнению с мАТ клона 3В12 (рис. 3). При этом эффективность связывания мАТ клона 3В12 к поверхностному эпитопу VEGFR-1 клеток мыши выше по сравнению с мАТ клона 4С1, что согласуется с данными ИФА, демонстрирующими перекрестную афинность мАТ 3В12 к рекомбинантному антигену VEGFR-1 мыши (рис. 1б).

Рис. 3.

Иммунофлюоресцентный анализ экспрессии поверхностного VEGFR-1 клеточными линиями Hutu-80, LoVo, SW480, MDA-MB-231, MCF-7, EMT6-HER2 и СТ-26. Данные проточной цитометрии при визуализации VEGFR-1 мАТ 4С1 (а) и 3B12 (б). Пример результатов проточной цитометрии для клеток линии Hutu-80 (в).

мАТ к VEGFR-1 человека ингибируют пролиферацию клеток рака молочной железы и кишечника in vitro. Чтобы оценить рост клеток РМЖ или РК при блокировании VEGFR-1 моноклональными антителами, пролиферация всех клеточных линий была проанализирована с использованием инструмента xCELLigence DP, позволяющего детектировать клеточный индекс в режиме реального времени. Использование антител 4С1 и 3В12 не значительно влияло на пролиферацию клеток линий MCF-7 и SW-480 и значительно подавляло рост клеток линий MDA-MB-231, ЕМТ-6, Hutu-80, LoVo и СТ-26 (рис. 4а), что, очевидно, связано со значительным наличием антигена VEGFR-1 на поверхности этих клеток (рис. 3а, 3б).

Рис. 4.

Анализ пролиферативной активности клеток линий РМЖ и РК при инкубации в присутствии мАТ к VEGFR-1 человека 4С1 и 3В12 (а), препарата Авастин, связывающего VЕGF-A, и их комбинации (б). Пример анализа пролиферации клеток линии Hutu-80 при соинкубации с: 1 – PBS (контроль), 2 – мАТ 3В12 (1 мг/мл), 3 – препаратом Авастин (1 мг/мл), 4 – комбинации Авастина (0.5 мг/мл) с мАТ 4С1 (0.5 мг/мл), 5 – мАТ 4С1 (1 мг/мл) (в).

На всех клеточных линиях была также протестирована иммунотерапевтическая схема лечения с использованием лекарственного препарата Авастин, представляющего собой гуманизированные антитела, связывающие VЕGF-A, и комбинации мАТ 4С1 к рецептору VEGFR-1 с препаратом Авастин. Авастин не влиял на рост клеток SW-480, в которых уровень экспрессии как VEGFR-1, так и VЕGF-A регистрировался как минимальный среди всех проанализированных линий; не значительно замедлял рост культуры MCF-7; значительно подавлял пролиферацию клеток линий Hutu-80, LoVo, MDA-MB-231 и СТ-26 (рис. 4б). При инкубировании клеток в присутствии комбинации половинной дозы как препарата Авастин, так и мАТ 4С1 наблюдали синергетический эффект по сравнению с применением Авастина в монорежиме для клеток линий Hutu-80, LoVo и СТ-26 (рис. 4б, 4в).

Ингибирование VEGFR-1 специфическим мАТ 3B12 подавляет in vivo рост карциномы кишечника мыши СТ-26. Чтобы оценить in vivo, предотвращает ли блокада VEGFR-1 рост опухолей кишечника, клетки линии СТ-26 трансплантировали мышам породы DBA/BALB и через три дня после прививки опухоли проводили внутривенное введение: PBS (контроль), мАТ 3B12 (1 мг/мышь), мАТ 3B12 (3.5 мг/мышь), препарата Авастин (1 мг/мышь), препарата Авастин (3.5 мг/мышь). Системное введение мАт 3B12 в дозе 1 мг/мышь и 3.5 мг/мышь каждые 3 дня приводило к статистически значимому (р < 0.05) подавлению роста опухолевых трансплантатов СТ-26 (рис. 5а).

Рис. 5.

Ингибирование VEGFR-1 моноклональными антителами замедляет рост опухолевого узла in vivo (а) и увеличивает продолжительность жизни животных с перевитыми опухолями СТ-26 (б).

Средняя продолжительность жизни после прививки опухолевых клеток составила: в группе контроля, не получавшей лечения, – 23 дня; в группах, получавших системное введение мАТ 3B12 в объеме 1 и 3.5 мг/мышь, – 37 и 32 дня соответственно, препарата Авастин в объеме 1 и 3.5 мг/мышь, – 28 и 39 дней соответственно (рис. 5б). При этом значимое (р < 0.5) увеличение продолжительности жизни животных по сравнению с контролем детектировали для групп, получавших введение мАТ 3B12 (1 мг/мышь) или препарата Авастин (3.5 мг/мышь) (рис. 5б). Таким образом, полученные в данном исследовании мАТ 3B12 к рецептору VEGFR-1, а также мАТ, входящие в состав препарата Авастин и связывающие VEGF-А, уменьшают темп роста опухолевого узла in vivo и продлевают выживаемость мышей с перевитыми клетками карциномы кишечника СТ-26.

Участие VEGFR-1 в индукции ангиогенного переключения при патологических состояниях, мобилизации стволовых клеток-предшественников из костного мозга, а также в росте и миграции опухолей подтверждает гипотезу о терапевтической эффективности воздействия на этот рецептор [4, 8, 16, 18, 29]. Помимо активации в различных опухолях VEGFR-1 экспрессируется в моноцитах/макрофагах и участвует в их рекрутировании в опухолевые участки, где они секретируют про-ангиогенные факторы, которые дополнительно стимулируют рост опухоли и способствуют устойчивости к анти-VEGF-А-терапии [30]. Селективное ингибирование VEGFR-1 мАТ может усиливать эффекты антиангиогенной терапии VEGF-A и противодействовать развитию резистентности к этому виду препаратов [29]. Механизмы устойчивости опухоли к бевацизумабу включают в себя повышенную экспрессию VEGFR-1 (в опухолевых, эндотелиальных клетках и моноцитах/макрофагах) и передачу сигнала и/или активацию специфического лиганда VEGFR-1 – PlGF [1, 6]. Таким образом, снижение модуляции пути PlGF/VEGFR-1 может задерживать или предотвращать резистентность к агентам против VEGF-A. Устойчивость к терапии анти-VEGF-A также может быть связана с образованием кровеносных сосудов с помощью механизмов, альтернативных ангиогенезу, например инвагинации, васкулогенной мимикрии [29].

В представленной работе описаны новые мАТ 4С1 и 3В12, распознающие VEGFR-1 и препятствующие его активации лигандами VEGF-A или PlGF. Полученные мАТ 4С1 и 3В12 направлены против пептида, аминокислотная последовательность которого включена во внеклеточный домен рецептора, что подтверждается данными проточной цитометрии, регистрирующей наличие нативного VEGFR-1 на поверхности ряда опухолевых линий. Полученные мАТ 4С1 и 3В12, вероятно, ингибируют клеточный ответ, который следует за связыванием лигандов VEGF-A и/или PlGF с рецептором, тем самым замедляя темп пролиферации ряда опухолевых клеток in vitro. Кроме того, мАТ 3В12 распознает VEGFR-1 как человека, так и мыши, что было показано с помощью ИФА. Таким образом, появилась возможность проанализировать влияние лечения мАТ 3В12 на опухолевый трансплантат. мАТ 3В12 оказывало противоопухолевую активность in vivo. Фактически эффективность пяти доз 3В12 по 180 мг/кг была сопоставима с эффективностью пяти доз бевацизумаба (препарат Авастин) в той же дозировке.

Несмотря на участие в опухолевом ангиогенезе, VEGFR-1 не играет значимой роли в физиологическом ангиогенезе у взрослых [16, 18]. Поэтому антиангиогенная терапия, избирательно воздействующая на этот рецептор, может демонстрировать более низкую системную токсичность по сравнению с терапией, нацеленной на VEGF-A и/или VEGFR-2 [18, 29]. Действительно, введение мАТ 3В12 в высокой концентрации 180 мг/кг на модели мыши переносилось очень хорошо. Кроме того, в in vitro-экспериментах комбинированное воздействие мАТ 4С1 к рецептору VEGFR-1 и препарата Авастин, представляющего собой гуманизированные антитела, связывающие VЕGF-A, демонстрировало синергетический эффект по сравнению с применением Авастина в монорежиме для клеток некоторых линий. На этом основании одновременное воздействие на VEGFR-1 с помощью мАТ и блокада VEGF-A, вероятно, приведут к повышению терапевтической эффективности, не вызывая аддитивной токсичности.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Полученные в исследовании новые моноклональные антитела имеют сродство к рецептору VEGFR-1 и эффективно ингибируют рост опухолевых клеток рака молочной железы или кишечника in vitro и in vivo.

Работа выполнена при поддержке Министерства науки и высшего образования РФ (проект № 075-15-2021-1360) и в рамках государственного задания (регистрационный номер № 121060200125-2).