Нейрохимия, 2019, T. 36, № 1, стр. 24-32

Участие пресинаптических никотиновых холинорецепторов aльфа7-типа в торможении выброса ацетилхолина при продолжительной активности моторных синапсов мыши

А. Е. Гайдуков 1, П. О. Богачева 1, О. П. Балезина 1

1 Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
Москва, Россия

Поступила в редакцию 22.02.2018
После доработки 09.04.2018
Принята к публикации 02.04.2018

Полный текст (PDF)

Аннотация

В моторных синапсах диафрагмы мыши регистрировали миниатюрные и вызванные стимуляцией диафрагмального нерва многоквантовые потенциалы концевой пластинки (МПКП и ПКП соответственно). В ответ на продолжительную непрерывную ритмическую стимуляцию (50 Гц в течение 40 с) наблюдали депрессию синаптической передачи в виде постепенного двухфазного уменьшения квантового состава ПКП по ходу залпа. Вслед за быстрым снижением квантового состава ПКП до 50% от значения для первого ПКП в залпе (ПКП1) в первые 10 с активности, далее происходил более медленный спад квантового состава ПКП до 35–40% от значения для ПКП1 к 40-й с стимуляции. Блокирование никотиновых холинорецепторов α7-типа метилликаконитином (20 нМ), как и рианодиновых рецепторов рианодином (3 мкМ) или кальций-активируемых калиевых каналов низкой проводимости SK-типа апамином (1 мкМ), существенно ослабляло развитие депрессии, так что к концу 10-й с стимуляции квантовый состав ПКП уменьшался не более чем до 65–70% от значения для ПКП1 и удерживался на этом уровне в течение следующих 30 с стимуляции. Сделано заключение, что в холинергических моторных синапсах мыши механизм кратковременной депрессии передачи может заключаться в аутоингибировании квантовой секреции ацетилхолина со стороны эндогенных ацетилхолина/холина, активирующих α7 никотиновые холинорецепторы и запускающих сигнальный каскад с участием пресинаптических рианодиновых рецепторов и SK-каналов.

Ключевые слова: ацетилхолин, никотиновые холинорецепторы α7-типа, квантовый состав, рианодиновые рецепторы, кальций-активируемые K+-каналы SK-типа

ВВЕДЕНИЕ

Никотиновые холинорецепторы α7-типа (α7-нХР) – это гомопентамерные ионотропные ацетилхолиновые рецепторы, способные функционировать также в метаботропном режиме [1]. Эти рецепторы способны активироваться в ответ на действие не только ацетилхолина (АХ), но и холина как их избирательного агониста [24]. Кроме того, их отличительной чертой является относительно высокая проводимость для ионов Ca2+ [57]. Пресинаптические α7-нХР выявлены в разных по химизму синапсах центральной нервной системы, где они участвуют в регуляции секреции АХ и других медиаторов [8, 9]. В периферических моторных синапсах мы также выявили активацию пресинаптических α7-нХР при аппликации экзогенного холина, что приводит к уменьшению квантовой секреции АХ. Были установлены возможные механизмы этого торможения с участием пресинаптических α7-нХР, последующей активацией рианодиновых рецепторов (РиР) и Са2+-активируемых K+-каналов SK-типа нервных терминалей [10, 11]. Однако способность эндогенного ацетилхолина или холина активировать пресинаптические α7-нХР и вызывать аутоингибирование квантовой секреции АХ оставалось не изученной. В предыдущих исследованиях мы показали, что короткая залповая ритмическая активность моторных синапсов (при стимуляции нерва с частотой 50 Гц в течение 1 с) не приводит к активации пресинаптических α7-нХР, поскольку их блокаторы – метилликаконитин (MLA) и α-кобратоксин – в этих условиях не изменяют уровень секреции АХ и рисунок ритмически генерируемых потенциалов концевой пластинки по ходу коротких залпов [10]. Было сделано предположение о необходимости более продолжительной синаптической активности для накопления эндогенных АХ/холина в синаптической щели и активации пресинаптических α7-нХР как регуляторов выброса медиатора. Для проверки этой гипотезы в данной работе проводили длительную (в течение 40 с) непрерывную высокочастотную (50 Гц) стимуляцию моторных синапсов и исследовали возможность активации в этих условиях α7-нХР и запуска реакций, приводящих к снижению выброса АХ и развитию депрессии синаптической передачи.

МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

На изолированных “рассеченных” нервно-мышечных препаратах диафрагмальной мышцы (m. diaphragma–n. phrenicus) взрослых мышей обоих полов (линия 129/Sv) проводили исследования спонтанной и вызванной секреции ацетилхолина. Содержание мышей осуществлялось в соответствии с директивой 86/609/EEC по обращению человека с лабораторными животными, протокол экспериментов был одобрен комиссией по биоэтике биологического факультета МГУ. Мыши умерщвлялись посредством быстрого обезглавливания.

Эксперименты проводили при температуре 20–22°С. Нервно-мышечный препарат левой половины диафрагмы с диафрагмальным нервом помещали в камеру объемом 3 мл и перфузировали оксигенированным (5% CO2, 95% O2) раствором Лайли для теплокровных животных [10]. Использовали стандартный протокол процедуры рассечения мышечных волокон на их концах [12], обеспечивающей возможность одновременной регистрации спонтанных миниатюрных потенциалов концевой пластинки (МПКП) и нередуцированных потенциалов концевой пластинки (ПКП) c помощью внутриклеточных стеклянных микроэлектродов, заполненных 2.5 М KCl (сопротивление кончика 10–15 МОм). При анализе изменений ПКП в ходе ритмической активности синапсов диафрагмальный нерв стимулировали в течение 40 с сверхпороговыми импульсами длительностью 0.1 мс с частотой 50 Гц (2000 стимулов). Перерывы между стимуляциями составляли не менее 10 мин во избежание утомления синапса, и развитием снижения амплитуды и квантового состава ПКП по этой причине. В каждом синапсе регистрировали МПКП в течение 60 с непосредственно перед стимуляцией нерва (среднее значение амплитуд МПКП, зарегистрированных в этот период, использовали для вычисления квантового состава ПКП). Спонтанные и вызванные потенциалы концевой пластинки регистрировались с использованием усилителя Axoclamp-2B (Molecular Devices, США) и записывались при помощи аналого-цифрового преобразователя L-Card Е-154 с интерфейсом PowerGraph (L-Card, Россия) на жесткий диск компьютера. Полученные данные обрабатывали в программе MiniAnalysis (Synaptosoft, США). В контроле регистрировали МПКП и ПКП от не менее пяти разных синапсов, после чего в перфузирующий раствор добавляли исследуемые вещества и проводили регистрацию синаптической активности от разных синапсов в течение 60–90 мин. Проводился мониторинг значения мембранного потенциала на всем протяжении регистрации сигналов в каждом отдельном синапсе, при его снижении более чем на 5 мВ регистрация прекращалась и сигналы от данного синапса не включались в выборку для дальнейшего анализа. В каждой серии экспериментов использовали не менее трех нервно-мышечных препаратов.

Оценивали мембранный потенциал мышечных волокон, амплитуду и временной ход МПКП и ПКП. Для нивелирования изменения движущей силы сдвига потенциала при изменениях мембранного потенциала проводили стандартизацию амплитуд МПКП и ПКП к мембранному потенциалу –50 мВ. Квантовый состав ПКП рассчитывали как отношение средней стандартизованной и скорректированной на нелинейную суммацию амплитуды ПКП [13] к средней стандартизованной амплитуде МПКП. Нормальность распределения значений параметров оценивали с использованием теста Д’Агостино–Пирсона. Значения мембранного потенциала, амплитуды МПКП, показателей временного хода постсинаптических потенциалов в случае нормально-распределенных величин оценивали с помощью t-критерия Стьюдента или однофакторного дисперсионного анализа, в случае распределения отличающегося от нормального использовали критерии Манна-Уитни и Краскела–Уоллеса. Для анализа амплитуды и квантового состава ПКП применяли двухфакторный дисперсионный анализ (с последующим применением апостериорных критериев Бонферрони и Тьюки). Уровень значимости отличий между двумя выборками составлял 0.05 (n – количество исследованных синапсов).

В работе использовали: блокатор α7-нХР – МLA ([1α,4(S),6β,14α,16β]-20-Этил-1,6,14,16-тетраметокси-4-[[[2-(3-метил-2,5-диоксо-1-пирролидинил)бензоил]окси]метил]аконитан-7,8-диолцитрат)); блокатор рианодиновых рецепторов – рианодин; блокатор SK-типа кальций-активируемых калиевых каналов – апамин. Все реактивы – Tocris, США.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Во всех сериях экспериментов использовали длительную непрерывную залповую стимуляцию моторных синапсов в течение 40 с с частотой 50 Гц. Это приводит к развитию депрессии синаптической передачи и постепенному уменьшению амплитуды ПКП (рис. 1). Анализ средней амплитуды МПКП до залпа ПКП и после его окончания не выявил достоверных изменений – до залпа амплитуда МПКП составляла 1.01 ± ± 0.08 мВ, а после залпа – 0.97 ± 0.08 мВ (n = 17, p > 0.05). Расчет квантового состава ПКП на разных этапах по ходу залпа и развивающейся депрессии синаптической передачи показал, что уменьшение амплитуды ПКП имеет пресинаптическую природу и однозначно связано со снижением квантового состава ПКП на всем протяжении длительного высокочастотного залпа ПКП.

Рис. 1.

Пример оригинальных записей ПКП в условиях длительной (40 с) высокочастотной (50 Гц) стимуляции диафрагмального нерва: в начале залпа (вверху), на 10-й с залпа (в середине) и в 40-й с залпа (внизу). Пунктирной линией показана амплитуда первого ПКП в залпе (ПКП1), стрелками показаны включение и выключение стимуляции.

В течение первой секунды стимуляции изменения амплитуды и квантового ПКП выглядят как кратковременный прирост значений этих параметров у второго-четвертого ПКП в залпе, с последующей незначительной и кратковременной депрессией в виде снижения амплитуды и квантового состава на 15–20%, и стабилизацией амплитуды и квантового состава ПКП на уровне 80–85% от ПКП1 в конце первой секунды залпа (рис. 1, 2). В случае продолжения непрерывной тетанической активности синапсов наблюдается неравномерный по динамике спад амплитуды и квантового состава ПКП, включающий, как минимум, две разные фазы. В течение первых 10 с тетанического залпа наблюдается быстрый спад квантового состава ПКП, в среднем, до 50% по сравнению с ПКП1 в залпе. По ходу дальнейшей активности – в период от 10-й по 40-ю с стимуляции – спад квантового состава ПКП замедляется и происходит с более медленной динамикой. В результате, к 40-й с непрерывной тетанической стимуляции синапсов квантовый состав ПКП в контроле составляет порядка 35–40% от значений для ПКП1 (рис. 2–4). Избирательный блокатор α7-нХР – MLA (20 нМ) по сравнению с контролем не вызывал достоверных изменений мембранного потенциала мышечных волокон (–35.65 ± 1.20 мВ (n = 17) в контроле и –36.76 ± 0.93 мВ (n = 20, p > > 0.05) на фоне MLA), амплитуды МПКП и квантового состава ПКП1 (31.84 ± 2.60 в контроле и 30.61 ± 2.66 на фоне MLA). При заблокированных α7-нХР сохраняется неизменным квантовый состав ПКП и рисунок залповой активности в течение первой секунды стимуляции (рис. 2). Далее, в присутствии MLA в период со 2-й по 10-ю с залповой активности синапсов, снижение квантового состава ПКП хотя и присутствовало, но постепенно становилось значительно менее выраженным, чем в контроле, и составилo к концу 10-й секунды стимуляции 72.1 ± 3.2% по сравнению с ПКП1 (при том, что в контроле за этот же период квантовый состав ПКП период снижался до 54.4 ± ± 3.1% от значения для ПКП1 (p < 0.05)). Далее, с 10-й до 40-й с стимуляции значения квантового состава ПКП в залпе на фоне блокатора α7-нХР уже достоверно не снижались (рис. 2). В результате, выявилось существенного ослабления – на 18–20% – первой фазы депрессии (снижения амплитуды и квантового состава ПКП в течение первых 10 с залповой активности моторных синапсов) и практически полное предотвращение дальнейшей (второй) фазы падения квантового состава ПКП при продолжающейся стимуляции синапсов (10–40 с стимуляции). Таким образом, блокирование α7-нХР оказалось способно существенно сдерживать падение амплитуды и квантового состава ПКП по ходу залпа и удерживать их на уровне около 65% от значений для ПКП1 к 40-й с стимуляции, в отличие от снижения значений этих параметров для соответствующих ПКП до 40–35% в контроле (рис. 2).

Рис. 2.

Эффекты блокирования α7-нХР при помощи метилликаконитина (MLA) на нервно-мышечную передачу в условиях длительной тетанической активности синапсов (50 Гц, 40 с): вверху – изменение квантового состава ПКП по ходу 10 с длительного ритмического залпа в контроле (n = 17) (⚫) и на фоне 20 нМ MLA (n = 20) (⚪), на врезке – квантовый состав ПКП в течение первой секунды длительного залпа ПКП; внизу – снижение квантового состава ПКП, нормализованного к ПКП1 (принят за 100%), по ходу длительного непрерывного залпа в контроле и на фоне MLA. * p < 0.05 по сравнению с контролем.

Рис. 3.

Блокирование РиР при помощи 3 мкМ рианодина (MLA) снижает развитие депрессии передачи при длительной тетанической активности моторных синапсов (50 Гц, 40 с): вверху – изменение квантового состава ПКП по ходу 10 с длительного ритмического залпа в контроле (n = 18) (⚫) и на фоне рианодина (n = 17) (◇), на врезке – квантовый состав ПКП в течение первой секунды длительного залпа ПКП; внизу – снижение квантового состава ПКП, нормализованного к ПКП1 (принят за 100%), по ходу длительного непрерывного залпа в контроле и в присутствии рианодина. * p < 0.05 по сравнению с контролем.

Рис. 4.

Блокирование кальций-активируемых калиевых каналов SK-типа апамином (1 мкМ) в значительной степени уменьшает развитие синаптической депрессии при длительной тетанической активности моторных синапсов (50 Гц, 40 с): вверху – изменение квантового состава ПКП по ходу 10 с длительного ритмического залпа в контроле (n = 19) (⚫) и при действии апамина (n = 19) (⬜), на врезке – квантовый состав ПКП в течение первой секунды длительного залпа ПКП; внизу – снижение квантового состава ПКП, нормализованного к ПКП1 (принят за 100%), по ходу длительного непрерывного залпа в контроле и в присутствии апамина. * p < 0.05 по сравнению с контролем.

Полученные данные позволяют предположить, что в моторных синапсах мыши имеет место режим продолжительной активности, при котором происходит активация α7-нХР посредством эндогенных агонистов (АХ или образующегося из него холина) и которые осуществляют ауторегуляторное подавление секреции АХ из нервных терминалей по механизму отрицательной обратной связи.

Далее было исследовано возможное участие РиР и Ca2+-активируемых K+-каналов низкой проводимости (SK-каналов) в реализации запускаемого при активации α7-нХр подавления выброса АХ при длительных залпах ПКП.

Введение рианодина в перфузирующий раствор в концентрации 3 мкМ, вызывающей блокирование РиР [10, 14], не приводило к изменениям мембранного потенциала мышечных волокон и амплитудно-временных характеристик МПКП. Ранее мы неоднократно наблюдали, что по ходу коротких (50 Гц, 1 с) ритмических залпов ПКП в присутствии блокирующего РиР рианодина возможно снижение начального кратковременного облегчения, однако кратковременная депрессия и снижение значений квантового состава ПКП по ходу такого короткого залпа на 15–25% по сравнению с ПКП1 – сохраняется неизменным [10]. В течение первой секунды длительной тетанической стимуляции наблюдали аналогичную картину (рис. 3). Вместе с тем, к концу 10-й с ритмической синаптической активности в присутствии 3 мкМ рианодина снижение квантового состава ПКП становится достоверно менее выраженным (69–72% от ПКП1) по сравнению с контролем (50–52% от ПКП1, p < 0.05) (рис. 3). В последние 30 с тетанического залпа, с 10-й по 40-ю секунды, наблюдали стойкое удерживание амплитуды и квантового состава ПКП без значительного спада по сравнению с ПКП на 10-й с залпа. В результате, в присутствии рианодина величины квантового состава ПКП к концу залпа удерживались на уровне 60–65% от ПКП1 (тогда как в контроле составляли 35–40% от ПКП1). Такое протекторное действие рианодина, сдерживающее депрессию синаптической передачи и падение уровня вызванной квантовой секреции АХ в длинном залпе, было фактически не отличимо от вышеописанного действия блокатора α7-нХР. Это позволяет предполагать наличие функционального сопряжения между активностью α7-нХР и пресинаптических РиР, и их совместного участия в механизме торможении выброса АХ и депрессии передачи в моторных синапсах.

Блокатор SK-каналов апамин (1 мкМ) не вызывал достоверных изменений мембранного потенциала мышечных волокон, амплитудно-временных параметров МПКП (так, амплитуда МПКП составляла 0.92 ± 0.07 мВ (n = 19) в контроле и 0.96 ± ± 0.07 мВ (n = 19, p > 0.05) на фоне апамина) и амплитуды и квантового состава ПКП1. Значения квантового состава ПКП по ходу залпа в течение первой секунды тетанической стимуляции нерва не претерпевали достоверных изменений в присутствии апамина (рис. 4). Однако апамин сдерживал развитие депрессии синаптической передачи в условиях продолжительной тетанической активности синапсов на протяжении 40 с (рис. 4). При этом апамин, подобно блокаторам α7-нХР и РиР, не только практически полностью предотвращал медленную фазу снижения квантового состава ПКП на протяжении последних 30 с длинного залпа, но и существенно препятствовал снижению амплитуды и квантового состава ПКП на первой фазе депрессии (в интервале 2–10 с непрерывной тетанической активности синапсов). В присутствии апамина квантовый состав ПКП к 10-й с стимуляции снижался до 66–69% по сравнению с ПКП1, в отличие от спада до 49–52% в контроле (p < 0.05). Дальнейшее развитие депрессии в виде снижения квантового состава ПКП фактически останавливалось на фоне действия апамина и составило не более чем 57–60% от ПКП1 в отличие от спада значения этого параметра до 35–37% в контроле (рис. 4).

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

Проведенные исследования показали, что ярко выраженная депрессия передачи в условиях продолжительной (в течение десятков секунд) высокочастотной стимуляции моторных синапсов мыши может быть в значительной степени предотвращена избирательной блокадой α7-нХР, SK-каналов или РиР.

Тетаническая депрессия синаптической передачи как в центральных, так и периферических синапсах, считается одним из проявлением их кратковременной пластичности [15]. В качестве наиболее вероятной, но не единственной ее причины, называют постепенное истощение пула готовых к выбросу везикул [1618], а также возможность постепенной инактивации мест экзоцитоза везикул в активных зонах [19, 20] или снижение входа пресинаптического Ca2+ в районе активных зон из-за развивающейся инактивации быстрых потенциал-зависимых Ca2+-каналов, работа которых необходима для запуска экзоцитоза [2126]. Механизмы, обеспечивающие аутоингибирование секреции медиатора с помощью пресинаптических рецепторов – широко распространенный феномен, описанный в самых разных по химизму синапсах ЦНС [27, 28]. Аналогичный феномен, то есть срабатывание отрицательной обратной связи в холинергической передаче с участием АХ и его рецепторов отмечен и в периферических синапсах, где эту роль приписывают пресинаптическим метаботропным мускариновым холинорецепторам 2 типа [29]. Возможный вклад и других, например, ионотропных нХР в механизм аутоингибирования выброса АХ также обсуждается [3032]. Однако, возможное участие α7-нХР в механизме аутоингибирования выброса АХ до сих пор оставалось не исследованным. Мы впервые показали, что пресинаптические α7-нХР могут, активируясь холином либо АХ, осуществлять ингибирование АХ, но для этого требуются специальные условия. В частности, при кратковременной работе синапсов пресинаптические α7-нХР, хотя и присутствуют на терминалях, но не участвуют в регуляции передачи. Однако они могут включаться в торможение выброса АХ в коротких залпах в ответ на аппликацию экзогенного холина [10, 11]. В данной работе мы впервые показали, что не только у экзогенного холина, но и у эндогенных холина/АХ есть такая же физиологическая функция, но реализуется она только в результате накопления АХ/холина в синаптической щели в условиях длительного высокочастотного залпа. Оказалось, что аутоингибирование выброса АХ с участием α7-нХР предполагает запуск в нервных терминалях каскада реакций с участием пресинаптических РиР и кальций-активируемых K+-каналов SK-типа. Эндогенный холин обычно присутствует в синаптической зоне в диапазоне концентраций 1–10 мкМ, что недостаточно для активации α7-нХР в отсутствие аллостерических модуляторов [33, 34]. Однако при длительной синаптической активности, вследствие продолжающегося гидролиза АХ, может, по-видимому, происходить накопление холина в околосинаптическом пространстве вплоть до концентраций в сотни мкМ, достаточных для активации α7-нХР [35]. В центральных синапсах вовлечение пресинаптических α7-нХР и вход ионов Ca2+ по ним, может, активируя РиР и выброс депонированного кальция в терминалях, приводить к облегчению секреции медиатора [1, 35, 36]. Однако в периферических синапсах, как мы показали, активность эндогенного холина, напротив, может приводить к торможению синхронной многоквантовой секреции АХ, причем, с участием пресинаптических РиР и калиевых каналов SK-типа. Это согласуется с описанными нами ранее механизмами подавления вызванного выброса АХ в моторных синапсах при действии на них экзогенного холина, которые также включает, наряду с активацией α7-нХР, и активацию РиР и SK-каналов [10]. В литературе известны и другие примеры, когда активация α7-нХР в нервных терминалях, способствуя входу ионов кальция по каналам α7-нХР, приводит к активации РиР и далее – SK-каналов. Такой сигнальный каскад, в конечном итоге, вызывает гиперполяризацию мембраны и торможение секреции медиатора [37].

Хорошо известно, что, в отличие от центральных синапсов, для одиночных концевых пластинок млекопитающих характерна высокая вероятность выброса медиатора в ответ на одиночный нервный импульс [17, 18, 38]. Это обеспечивает высокий фактор надежности передачи, но, вместе с тем, неизбежно приводит к избыточным тратам АХ и везикулярного пула в ходе длительной работы. Аутоингибирование выброса АХ с участием эндогенного холина и α7-нХР по принципу отрицательной обратной связи может служить адаптивным механизмом, оптимизирующим баланс между необходимым уровнем выброса АХ и его излишними расходами, что может продлевать адекватную работоспособность одиночной концевой пластинки в условиях ее продолжительной работы.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Впервые обнаруженные в нашей работе механизмы депрессии холинергической передачи с участием α7-нХР и возможность ее предотвращения в значительной степени с помощью блокады α7-нХР, РиР или SK-каналов представляют интерес как в теоретическом плане, так и в качестве возможной мишени для коррекции “утомления” передачи в моторных синапсах при их длительной работе.

Список литературы

  1. Kabbani N., Nichols R.A. // Trends Pharmacol. Sci. 2018. V. 39. P. 354–366.

  2. Alkondon M., Pereira E.F., Cortes W.S., Maelicke A., Albuquerque E.X. // Eur. J. Neurosci. 1997. V. 9. P. 2734–2742.

  3. Papke R.L., Porter Papke J.K. // Br. J. Pharmacol. 2002. V. 137. P. 49–61.

  4. Uteshev V. V., Meyer E.M., Papke R.L. // J. Neurophysiol. 2003. V. 89. P. 1797–1806.

  5. Shen J., Yakel J.L. // Acta Pharmacol. Sin. 2009. V. 30. P. 673–680.

  6. Uteshev V. V. In: Advances in Experimental Medicine and Biology, 2012. P. 603–638.

  7. Papke R.L. // Biochem. Pharmacol. 2014. V. 89. P. 1–11.

  8. Dani J.A., Bertrand D. // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 2007. V. 47. P. 699–729.

  9. Koukouli F., Maskos U. // Biochem. Pharmacol. 2015. V. 97. P. 378–387.

  10. Gaydukov A.E., Bogacheva P.O., Tarasova E.O., Balezina O.P. // Acta Naturae. 2014. V. 6. P. 110–115.

  11. Gaydukov A.E., Balezina O.P. // Acta Naturae. V. 9. P. 110–113.

  12. Tarasova E.O., Miteva A.S., Gaidukov A.E., Balezina O.P. // Biochem. Suppl. Ser. A Membr. Cell Biol. 2015. V. 9. P. 318–328.

  13. McLachlan E.M., Martin A.R. // J. Physiol. 1981. V. 311. P. 307–324.

  14. Gerasimova E., Lebedeva J., Yakovlev A., Zefirov A., Giniatullin R., Sitdikova G. // Neuroscience. 2015. V. 303. P. 577–585.

  15. Regehr W.G. // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2012. V. 4. P. a005702.

  16. Fioravante D., Regehr W.G. // Curr. Opin. Neurobiol. 2011. V. 21. P. 269–274.

  17. Ruiz R., Cano R., Casanas J.J., Gaffield M.A., Betz W.J., Tabares L. // J. Neurosci. 2011. V. 31. P. 2000–2008.

  18. Cano R., Ruiz R., Shen C., Tabares L., Betz W.J. // Cell Calcium. 2012. V. 52. P. 321–326.

  19. Hosoi N., Holt M., Sakaba T. // Neuron. 2009. V. 63. P. 216–229.

  20. Neher E. // Front. Synaptic Neurosci. 2010. V. 2. P. 144.

  21. Forsythe I.D., Tsujimoto T., Barnes-Davies M., Cuttle M.F., Takahashi T. // Neuron. 1998. V. 20. P. 797–807.

  22. Neher E., Sakaba T. // Neuron. 2008. V. 59. P. 861–872.

  23. Mochida S., Few A.P., Scheuer T., Catterall W.A. // Neuron. 2008. V. 57. P. 210–216.

  24. Catterall W.A., Few A.P. // Neuron. 2008. V. 59. P. 882–901.

  25. Nanou E., Yan J., Whitehead N.P., Kim M.J., Froehner S.C., Scheuer T., Catterall W.A. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2016. V. 113. P. 1068–1073.

  26. Mochida S. // Proc. Japan Acad. Ser. B. 2017. V. 93. P. 802–820.

  27. Castillo P.E. // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2012. V. 4. P. a005728.

  28. Atwood B.K., Lovinger D.M., Mathur B.N. // Trends Neurosci. 2014. V. 37. P. 663–673.

  29. Tomàs J., Santafé M.M., Garcia N., Lanuza M.A., Tomàs M., Besalduch N., Obis T., Priego M., Hurtado E. // J. Neurosci. Res. 2014. V. 92. P. 543–554.

  30. Prior C., Singh S. // Br. J. Pharmacol. 2000. V. 129. P. 1067–1074.

  31. Oliveira L., Timóteo M.A., Correia-de-Sá P. // Eur. J. Neurosci. 2002. V. 15. P. 1728–1736.

  32. Khaziev E., Samigullin D., Zhilyakov N., Fatikhov N., Bukharaeva E., Verkhratsky A., Nikolsky E. // Front. Physiol. 2016. V. 7. P. 621.

  33. Parikh V., Sarter M. // J. Neurochem. 2006. V. 97. P. 488–503.

  34. Gusev A.G., Uteshev V. V. // J. Pharmacol. Exp. Ther. 2010. V. 332. P. 588–598.

  35. Corradi J., Bouzat C. // Mol. Pharmacol. 2016. V. 90. P. 288–299.

  36. Sharma G., Vijayaraghavan S. // Neuron. 2003. V. 38. P. 929–939.

  37. Griguoli M., Scuri R., Ragozzino D., Cherubini E. // Eur. J. Neurosci. 2009. V. 30. P. 1011–1022.

  38. Davis G.W., Müller M. // Annu. Rev. Physiol. 2015. V. 77. P. 251–270.

Дополнительные материалы отсутствуют.