Нейрохимия, 2019, T. 36, № 2, стр. 155-163

Эффект атипичных антипсихотических препаратов на экспрессию генов нейротрофических факторов в МРТР-индуцированной модели болезни Паркинсона

А. С. Цыбко 12, Т. В. Ильчибаева 1, Н. В. Хоцкин 1, А. И. Коветская 1, В. С. Науменко 1, Н. К. Попова 1

1 Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики СО РАН
Новосибирск, Россия

2 Новосибирский национальный исследовательский государственный университет
Новосибирск, Россия

Поступила в редакцию 26.09.2018
После доработки 11.10.2018
Принята к публикации 18.10.2018

Полный текст (PDF)

Аннотация

Атипичные антипсихотические препараты (ААП) используются в терапии болезни Паркинсона для устранения психотических симптомов. Поскольку нейротрофический фактор мозга (brain-derived neurotrophic factor (BDNF)), глиальный нейротрофический фактор (glial cell line-derived neurotrophic factor (GDNF)) и дофаминовый нейротрофический фактор мозга (cerebral dopamine neurotrophic factor (CDNF)) играют значительную роль в лечении паркинсонизма, целью данного исследования стало изучение эффектов длительного введения широко используемых ААП, клозапина и кветиапина, на двигательную активность и экспрессию генов, кодирующих BDNF, GDNF и CDNF в мозге мышей линии C57Bl/6 с болезнью Паркинсона, индуцированной 1-метил-4-фенил-1,2,3,6-тетрагидропиридином (1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine (MPTP)). Введение клозапина и кветиапина (1 мг/кг в. б.) было осуществлено через 48 ч после последней инъекции МРТР и продолжалось в течение последующих 16 дней. После этого оценивалась двигательная активность животных в тестах “открытое поле” и “рота-род”. По завершении тестов животных усыпляли, извлекали черную субстанцию, стриатум и гиппокамп для проведения ОТ-ПЦР в реальном времени и вестерн-блот анализа уровня тирозин гидроксилазы (ТН). Введение МРТР привело к 50% снижению уровня ТН в стриатуме животных. Также МРТР вызвал снижение уровня мРНК BDNF и GDNF в гиппокампе и стриатуме соответственно. В то же время было выявлено усиление экспрессии GDNF в черной субстанции мышей из группы МРТР + клозапин. МРТР вызвал значительное снижение уровня мРНК CDNF в черной субстанции с одновременным повышением в стриатуме. Как клозапин, так и кветиапин снизили уровень мРНК CDNF в стриатуме до нормального уровня. Таким образом впервые был показан эффект АПП клозапина и кветиапина на экспрессию генов GDNF и CDNF в фармакологической модели болезни Паркинсона.

Ключевые слова: атипичные антипсихотики, клозапин, кветиапин, BDNF, GDNF, CDNF, болезнь Паркинсона, МРТР модель

ВВЕДЕНИЕ

Болезнь Паркинсона является тяжелым прогрессирующим нейродегенеративным заболеванием, приводящим к инвалидизации и потере трудоспособности. Среди не моторных симптомов болезни Паркинсона – психоз, наблюдаемый в 20–40% случаев, чаще всего связан с ухудшением состояния и качества жизни пациентов [1]. Психотические симптомы при паркинсонизме могут быть вызваны различными факторами, такими как дофамин-замещающая терапия, нейрохимические и структурные нарушения, генетические факторы, нарушения сна, недостаток визуальной обработки стимулов и глубокая стимуляция мозга [2]. Атипичные антипсихотические препараты (ААП), особенно клозапин и кветиапин, хорошо себя зарекомендовали в различных клинических испытания [3, 4] и были одобрены для эффективного лечения психоза без ухудшения двигательных функций у пациентов с болезнью Паркинсона.

Известно, что нейротрофический фактор мозга (brain-derived neurotrophic factor (BDNF)) и глиальный нейротрофический фактор (glial cell line-derived neurotrophic factor (GDNF)) важны для выживания дофаминергичексих (ДА) нейронов [57]. Многие статьи, основанные на животных моделях болезни Паркинсона, сообщают о положительных эффектах лечения данными нейротрофическими факторами поврежденных нигростриальных нейронов (см. обзоры Nagahara and Tuszynski, [8] и d’Anglemont de Tassigny et al., [9]). Кроме того, растет число свидетельств, указывающих на то, что недавно открытый дофаминовый нейротрофический фактор мозга (cerebral dopamine neurotrophic factor (CDNF)) также может защищать и восстанавливать ДА нейроны in vivo [10]. Хотя механизм нейропротекторного действия CDNF по большей части остается неизвестен, эксперименты на животных моделях болезни Паркинсона многообещающие [10, 11]. В то же время, поскольку экзогенный GDNF не показал значительного и воспроизводимого эффекта в клинических испытаниях [9], важно исследовать фармакологические подходы к усилению продукции эндогенных нейротрофических факторов.

Существует ряд исследований, демонстрирующий эффект ААП на экспрессию нейротрофических факторов in vitro и in vivo. Кветиапин эффективно устраняет вызванное иммобилизационным стрессом снижение экспрессии BDNF в гиппокампе и фронтальной коре крыс [12]. Показано, что клозапин увеличивает уровень мРНК BDNF в гиппокампе [13] или фронтальной коре [14] интактных крыс. Во всех случаях как кветиапин, так и клозапин продемонстрировали эффект на экспрессию BDNF только когда вводились хронически. Кроме того, в мета-аналитическом исследовании Fernandes и др., [15], основанном на анализе 41 исследования, показано, что уровень периферического BDNF существенно повышается после лечения ААП (включая клозапин и кветиапин), вне зависимости от ответа пациентов на лечение шизофрении. В отношении GDNF накоплено намного меньше данных. В одном исследовании было показано, что клозапин и кветиапин усиливают секрецию GDNF из клеток глиомы С6 в среду время- и дозозависимым образом [16]. В другом исследовании [17] на культуре клеток глиомы С6 также был показан сходный эффект кветиапина и норкветиапина (основного метаболита кветиапина). Хотя CDNF становится важной мишенью в терапии болезни Паркинсона, эффект ААП на экспрессию CDNF остается неизвестен. Более того, эффект ААП на экспрессию генов BDNF и GDNF в контексте болезни Паркинсона также не был исследован прежде.

Таким образом, целью данного исследования стало изучение эффектов длительного введения широко используемых ААП, клозапина и кветиапина, на двигательную активность и экспрессию генов, кодирующих BDNF, GDNF и CDNF в мозге мышей с болезнью Паркинсона, индуцированной 1-метил-4-фенил-1,2,3,6-тетрагидропиридином (MPTP).

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Животные и препараты. В эксперименте использовали взрослых самцов мышей линии C57Bl/6 (The Jackson Laboratory, возраст 10–11 нед., вес 23–26 г). Содержание экспериментальных животных и все процедуры соответствовали Международным правилам обращения с животными в нейробиологических исследованиях (the Guidelines for the Use of Animals in Neuroscience Research (2010)) и были одобрены комиссией по биоэтике Института цитологии и генетики СО РАН (разрешение № 27 от 12 мая 2015 г.). Были предприняты все попытки минимизировать число использованных животных и их страдания. Исследование проводилось на базе ЦКП “SPF виварий” ИЦиГ СО РАН (RFMEFI62117X0015).

Причина, по которой нами был использован МРТР, заключается в том, что данный препарат остается одним из наиболее используемых средств создания токсической модели болезни Паркинсона и позволяет сымитировать многие аспекты заболевания, предоставляя модельную платформу для проверки нейропротекторных препаратов [18]. MPTP (Sigma Aldrich) вводили в дозе 17 мг/кг в. б., четырежды с двухчасовым интервалом в соответствии с протоколом Jackson-Lewis и Przedborski [19]. Данная доза была выбрана по причине высокой смертности животных получавших более высокую дозу (24 мг/кг) в предварительном эксперименте. Мы использовали 4 группы животных: NaCl (в качестве контроля), MPTP + NaCl, МРТР + + клозапин и МРТР + кветиапин. Клозапин и кветиапин (Sigma Aldrich) в дозе 1 мг/кг в. б., начинали вводиться через 48 ч после последней инъекции МРТР.

Оценка двигательной активности. Двигательную активность животных исследовали на 16-й и 17-й дни введения ААП (рис. 1). Тест открытого поля проводили с использованием открытой арены (40 см в диаметре) сделанной из белого пластика и подсвеченной через полупрозрачный пол двумя галогеновыми лампами по 12 Вт каждая, размещенных в 40 см под полом арены [20]. Каждое животное помещали поблизости от стенки арены и тестировали в течение 5 мин. Видеопоток с цифровой камеры (Sony, Japan) анализировался с использованием программного пакета EthoStudio [20]. Горизонтальную двигательную активность (пройденный путь) и время в центре определяли автоматически. Число и тип вертикальных стоек (с опорой или без опоры на стенку арены) измеряли вручную. В тесте рота-род каждую мышь помещали в отдельный отсек установки (Ugo Basile, Italy) на поворачивающийся цилиндр диаметром 5 см. Вначале мышей помещали на цилиндр на 30 с без ротации для привыкания. После начала цилиндр медленно раскручивался и достигал скорости 5 об./мин. Выполнение теста фиксировали в четырех последовательных повторах с 5 мин периодом отдыха между каждым подходом и измеряли как среднее латентное время падения с цилиндра (до 300 с).

Рис. 1.

Дизайн эксперимента.

ОТ-ПЦР. Для подготовки образцов мозга, мыши были декапитированы; гиппокамп, стриатум и черная субстанция были извлечены, заморожены в жидком азоте и хранились при температуре –80°C до процедуры выделения РНК. Суммарную РНК выделяли с помощью TRIzol Reagent (Life Тechnologies, США) в соответствии с инструкцией производителя. Общую РНК обрабатывали ДНКазой без РНКазной активности (RQ1RNase-Free DNase, Promega Corporation, США) в соответствии с протоколами производителей. Присутствие примесей геномной ДНК в препаратах РНК определяли в соответствии с протоколом, описанным ранее [21]. РНК разводили водой до концентрации 0.125 мкг/мкл и хранили при –80°С. Один микрограмм суммарной РНК в смеси с рандомными гексануклеотидами был взят для синтеза кДНК [21, 22]. Число копий кДНК генов Bdnf, Gdnf, Cdnf а также ДНК-зависимой РНК полимеразы II (rPol II) определяли с помощью количественного ПЦР в реальном времени с использованием интеркалирующего красителя SYBR Green I, специфических праймеров (табл. 1) и 50, 100, 200, 400, 800, 1600, 3200 и 6400 копий геномной ДНК в качестве внешнего стандарта для всех исследованных генов. Калибровочная кривая была построена автоматически программным обеспечением LightCycler 480 (Roche Applied Science). Экспрессию генов представляли как отношение количества копий кДНК анализируемого гена к 100 копиям гена rPol II, выполняющего функцию внутреннего стандарта [21, 22].

Таблица 1.  

Нуклеотидные последовательности праймеров и их характеристики

Ген/область Последовательность Температура отжига, °C Длина ПЦР продукта, п.н.
Bdnf F5'-tagcaaaaagagaattggctg-3' 59 255
R5'-tttcaggtcatggatatgtcc-3'
Gdnf F5'-tttgaagacgccagggaaatg-3' 62 242
R5'-tgtccagaatcaaccaccaag-3'
Cdnf F5'-cttgggctcagggatttggt-3' 60 207
R5'-ttggggaaactgtgaggtgg-3'
rPol II F5'-gttgtcgggcagcagaatgtag-3' 63 188
R5'-tcaatgagaccttctcgtcctcc-3'

Вестерн-блот анализ. Цитозольный белок выделяли, гомогенизируя образцы стриатума в буфере, содержащем 10 мМ Трис HCl, рН 7.2, 1 мМ EDTA, 5 мМ β-меркаптоэтанол и ингибиторы протеаз (GE Healthcare, США). Центрифугировали на 2000 об./мин 15 мин при 4°С, отбирали супернатант и центрифугировали на 14 000 об./мин при 4°С в течение часа.

Концентрацию общего белка оценивали с помощью BCA метода, используя коммерческий набор Pierce BCA Protein Assay Kit (Thermo Fisher Scientific Inc., USA) и спектрофотометр Eppendorf (BioPhotometer plus, Eppendorf, США). В дальнейшем образцы приводили к равной концентрации (1 мг/мл) с помощью 4-кратного Лемли буфера, содержащего 62 мМ Трис-HCl, pH 6.8, 10% сахарозы, 2% SDS, 5% β-меркаптоэтанол и денатурировали с помощью нагрева в течение 10 минут при 95°C. Образцы (10 мкг на дорожку) разделяли с помощью 10%-го SDS-PAGE гель-электрофореза и переносили на нитроцеллюлозную мембрану (Bio-Rad Laboratories, Inc., США), используя полусухой электроблоттинг, в течение ночи при силе тока 50 мА. Для переноса использовали буфер, содержащий 190 мМ глицина, 25 мМ Трис-HCl pH 8.3 и 20% метанола. В качестве маркера использовали смесь Precision Plus Protein Kaleidoscope Standards (Bio-Rad Laboratories, Inc., США).

Для иммунодетекции белка мембрану блокировали с 5%-ным сухим обезжиренным молоком Blotting-Grade Blocker (Bio-Rad Laboratories, Inc., США), разведенном в TBS-T буфере (Tris Bufferd Saline, Bio-Rad Laboratories, Inc., США) с добавлением 0.05% Tween 20), в течение часа при комнатной температуре и инкубировали с первичными антителами при 4°C в течение ночи. Были использованы первичные поликлональные антитела кролика к тирозингидроксилазе (TH; 1 : 200, ab112, Abcam, UK). В качестве внутреннего контроля были использованы поликлональные антитела кролика к GAPDH, конъюгированные с пероксидазой хрена (1 : 500; Santa Cruz Biotechnology Inc., США). Отмывали мембрану 5 × 5 мин буфером TBS-T, добавляли вторичные поликлональные антитела козы, направленные против иммуноглобулинов кролика, конъюгированные с пероксидазой хрена (1 : 10 000, sc-2004, Santa Cruz Biotechnology Inc., США), и инкубировали в течение часа при комнатной температуре. Повторяли отмывку мембраны. Все связанные антитела визуализировали с помощью Super Signal TM West Femto Maximum Sensitivity Substrate (ThermoFisher Scientifc Inc., США) в соответствии с инструкцией производителя и гельдокументирующей системы Fusion FX7-820 System (Vilber Lourmat, Франция). Полученное изображение денситометрировали, и количественно оценивали содержание белка при помощи программы Scion Image (Scion Corporation, www.scioncorp.com). Экспрессию белка выражали в относительных единицах и нормировали на экспрессию GAPDH, которая конститутивна для клеток мозга.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Двигательная активность животных, получавших только NaCl, как и тех, кто получил МРТР, не была изменена во всех повторах в тесте рота-род (латентное время падения с цилиндра во всех случаях равно 300 с). МРТР также не вызвал значительного ухудшения двигательной активности в тесте открытого поля. Более того, у животных получивших МРТР значительно возросла пройденная дистанция (рис. 2а). Напротив, ААП снизили пройденную дистанцию до уровня животных из контрольной группы. Время, проведенное в центре арены, было значительно ниже в группе МРТР + NaCl по сравнению с контрольной группой (рис. 2б). Введение МРТР в комбинации с кветиапином вызвало значительное снижение вертикальной активности (рис. 2в), в то время как число вертикальных стоек с опорой на стенку арены (рис. 3а) или без опоры (рис. 3б) не изменялось во всех группах животных.

Рис. 2.

Двигательная активность в тесте открытого поля после МРТР, хронического введения ААП или NaCl. Введение МРТР увеличило общую пройденную дистанцию (a). Только МРТР + NaCl вызвал значительное снижение времени пребывания в центре арены (б). МРТР + кветиапин, но не клозапин и NaCl, снизил вертикальную активность (в). n ≥ 6, * p < 0.05; ** p < 0.01; *** p < 0.001 – по сравнению с контролем; #p < 0.05 – по сравнению с группой MPTP + + NaCl и MPTP + клозапин; ### p < 0.001 – по сравнению с группой MPTP + клозапин и MPTP + кветиапин.

Рис. 3.

MPTP, а также APP, не повлияли на число вертикальных стоек с опорой на стенку арены (а) или без таковой (б). n ≥ 6.

Не смотря на отсутствие значительных изменений в двигательной активности, мы обнаружили 50% снижение уровня белка TH в стриатуме мышей, получивших МРТР (рис. 4). Ни клозапин, ни кветиапин достоверно не увеличили уровень белка ТН у животных, которым вводился МРТР.

Рис. 4.

Уровень белка тирозин гидроксилазы в стриатуме мышей, получивших МРТР или МРТР + ААП. (a) Количественная оценка интенсивности хемилюминесцентного сигнала; (б) результат иммуноблота на мембране. Уровень белка TH представлен в относительных единицах, нормализованных на соответствующий уровень GAPDH. n ≥ 6, *** p < 0.001 – по сравнению с контролем.

В гиппокампе выявлено значительное (p < 0.001) снижение уровня мРНК Bdnf после введения МРТР (рис. 5а). Введение клозапина и кветиапина не оказало влияния на уровень мРНК Bdnf. МРТР вызвал значительное снижение уровня мРНК Gdnf в стриатуме (p < 0.001; рис. 5б). В стриатуме также был обнаружен сниженный уровень (p < 0.001) мРНК Gdnf в группах МРТР + клозапин и МРТР + кветиапин. В черной субстанции, напротив, введение кветиапина привело к повышению мРНК Gdnf (p < 0.05). Значительное снижение уровня мРНК Cdnf было обнаружено в черной субстанции мышей из групп МРТР + NaCl, МРТР + клозапин и МРТР + кветиапин (p < 0.001; рис. 5в). В то же время, в стриатуме уровень мРНК Cdnf был повышен после введения МРТР (p < 0.001), тогда как хроническое введение клозапина и кветиапина снизило уровень мРНК до уровня контрольной группы (p < 0.01).

Рис. 5.

Экспрессия генов, кодирующих BDNF (a), GDNF (б) и CDNF (в) после введения МРТР или в комбинации с ААП или NaCl. Экспрессия генов представлена как число копий кДНК гена, отнесенное на 100 копий кДНК rPol II. n ≥ 6, * p < 0.05; *** p < < 0.001 – по сравнению с контролем; ##p < 0.01 – по сравнению с группой MPTP + NaCl.

ОБСУЖДЕНИЕ

Как ААП, так и МРТР не вызвали существенных изменений в двигательной активности мышей. Данный результат не является неожиданным, так как спонтанное восстановление двигательных функций после МРТР – это часто наблюдаемое явление [23, 24]. В этом отношении, выявленное нами снижение уровня ТН в стриатуме животных получивших МРТР, является более надежным свидетельством эффекта МРТР. Увеличение длины пройденного пути и снижение времени нахождения в центре арены в тесте “открытое поле” в группе МРТР + NaCl указывает на анксиогенный эффект МРТР. Этот эффект согласуется с литературными данными [23]. Введение ААП подавило вызванную МРТР гиперлокомоцию. Известно, что дефицит ДА в стриатуме компенсируется усилением серотонинергической активности [25], которая может повышать двигательную активность. Таким образом, ААП могут действовать как антагонисты серотониновых рецепторов [26] и снижать уровень серотонина, что приводит к отмене гиперлокомоции.

Мы выявили значительное снижение экспрессии BDNF в гиппокампе животных, получивших МРТР. Хорошо известно, что BDNF может усиливать дифференцировку и созревание [27, 28] ДА нейронов и регулировать секрецию ДА в стриатуме [29, 30]. BDNF широко экспрессируется и хранится в мезенцефалических нейронах и считается важнейшим фактором в модуляции потока информации в черной субстанции в нормальном состоянии и при повреждении дофаминергических нейрональных путей [31]. В то время как в ряде работ сообщается о повышении экспрессии BDNF после 6-ОНДА [31], данные об эффекте МРТР противоречивы. Cunha и соавт. [32] сообщили о повышении уровня стриатального BDNF после МРТР, хотя подобный эффект не был обнаружен в черной субстанции [33] и гиппокампе [34]. По-видимому, расхождения между различными исследованиями может быть объяснено различными дозами, временем и режимом введения МРТР.

Ни один из использованных ААП не вызвал изменений в экспрессии мРНК BDNF. Стоит отметить, что в большинстве исследований [13, 14, 3539] были использованы дозы АПП соответствующие тем, что применяются для лечения шизофрении (10 мг/кг/день или больше). Это эквивалентно дозировке, применяемой для лечения шизофрении у человека (300–900 мг/день), в то время как терапия психоза при болезни Паркинсона подразумевает более низкие дозы (25–35 мг/день или ниже [1, 4]). Таким образом, использованная нами дозировка (1 мг/кг/день) более соответствует той, что применяется при лечении психоза, ассоциированного с паркинсонизмом. Вероятно, при такой дозировке ААП не способны модулировать экспрессию BDNF.

Значительное снижение экспрессии GDNF в стриатуме мышей получивших МРТР указывает на значительное повреждение стриатальных нейронов (что подтверждается и низким уровнем белка ТН в данной структуре). Однако существует ряд противоречивых данных, показывающих, что токсическое поражение может и усиливать, и ослаблять экспрессию GDNF в нигростриальных нейронах [40]. В основе противоречащих результатов могут лежать чисто методические различия (например выбор 6-ОНДА или МРТР в качестве токсической модели). Следует отметить, что усиление экспрессии GDNF, часто сообщаемое как результат активации астроцитов при нигростриальном повреждении, может зависеть от тяжести поражения ДА нейронов. В соответствии с этим, обширное повреждение не может индуцировать усиление экспрессии GDNF [41].

Мы показали, что только клозапин вызвал значительное повышение продукции GDNF в черной субстанции мышей получивших МРТР. Shao и соавт. [16] и Di Benedetto и соавт. [17] сообщают об индуцированном клозапином повышении секреции, но не содержания GDNF в клетках глиомы С6. Таким образом, мы впервые сообщили об усилении экспрессии гена, кодирующего GDNF in vivo после хронического введения клозапина. Стоит также помнить, что индуцированная клозапином секреция GDNF в значительной степени дозозависимая [16, 17] и в меньшей дозировке клозапин менее эффективен. Для того чтобы определить точное отношение между дозировкой и эффектом клозапина в различных структурах мозга требуются дополнительные исследования.

CDNF имеет уникальный принцип действия, поскольку он не оказывает эффекта на нативные, здоровые клетки и нейроны, но активизируется при наличии какого-либо повреждения [10]. Известно, что CDNF это ЭПР-резидентный белок, который может секретироваться при определенных условиях, например поражении. Кроме того, важно, что CDNF оказывает селективный эффект на нигростриальные ДА нейроны, которые являются мишенью для его действия [10, 11]. Хотя ожидаемо, что экспрессия CDNF может усилиться после токсического поражения вызванного МРТР, такой эффект ранее не был показан in vivo. Нами наблюдалось повышение экспрессии CDNF в стриатуме животных получивших МРТР. В то же время, МРТР вызвал значительное снижение экспрессии CDNF в черной субстанции. Интересно, что в черной субстанции CDNF обнаружен только в солитарных клетках, но не ДА нейронах [42]. Тот факт, что CDNF эффективно транспортируется ретроградно из стриатума в черную субстанцию [43], указывает на черную субстанцию как на мишень для CDNF, производимого в стриатуме. Это подтверждается значительным восстановлением нейронов черной субстанции, когда CDNF вводился интрастриатально в 6-ОНДА и МРТР моделях [10]. Возможно, стриатальный CDNF может быть вовлечен в выживание нейронов черной субстанции, что не требует усиления в ней экспрессии CDNF. Интересно отметить, что оба примененных ААП снизили экспрессию CDNF в стриатуме и вернули ее к уровню контрольных животных.

Таким образом, нами впервые показан эффект ААП клозапина и кветиапина на экспрессию генов, кодирующих GDNF и CDNF в МРТР модели болезни Паркинсона. Низкие дозы ААП не вызвали изменений в экспрессии BDNF и ограниченно повлияли на экспрессию GDNF. В то же время был показан супрессивный эффект ААП на экспрессию CDNF.

БЛАГОДАРНОСТИ

Работа поддержана Российским научным фондом (грант № 17-15-01021). Содержание лабораторных животных поддержано бюджетным проектом (№ 0324-2019-0041).

Список литературы

  1. Friedman J.H. // Behav. Neurol. 2013. V. 27. P. 469–477.

  2. Zahodne L.B., Fernandez H.H. // Drugs Aging. 2008. V. 25. P. 665–682.

  3. Seppi K., Weintraub D., Coelho M., Perez-Lloret S., Fox S.H., Katzenschlager R., Hametner E.M., Poewe W., Rascol O., Goetz C.G., Sampaio C. // Mov. Disord. 2011. V. 26. P. 42–80.

  4. Hack N., Fayad S.M., Monari E.H., Akbar U., Hardwick A., Rodriguez R.L., Malaty I.A., Romrell J., Shukla A.A., McFarland N., Ward H.E., Okun M.S. // PLoS One. 2014. V. 9. e91545. https://doi.org/https://doi.org/10.1371/journal.pone.0091545.

  5. Bustos G., Abarca J., Campusano J., Bustos V., Noriega V., Aliaga E. // Brain Res. Brain Res. Rev. 2004. V. 47. P. 126–144.

  6. Guillin O., Demily C., Thibaut F. // Int. Rev. Neurobiol. 2007. V. 78. P. 377–395.

  7. Pascual A., Hidalgo-Figueroa M., Gómez-Díaz R., López-Barneo J. // J. Mol. Endocrinol. 2011. V. 46. P. 83–92.

  8. Nagahara A.H., Tuszynski M.H. // Nat. Rev. Drug. Discov. 2011. V. 10. P. 209–219.

  9. d'Anglemont de Tassigny X., Pascual A., López-Barneo J. // Front. Neuroanat. 2015. V. 9. https://doi.org/https://doi.org/10.3389/ fnana.2015.00010.

  10. Voutilainen M.H., Arumäe U., Airavaara M., Saarma M. // FEBS Lett. 2015. V. 589. P. 3739–3748.

  11. Tang T., Li Y., Jiao Q., Du X., Jiang H. // Neurosci. Bull. 2017. V. 33. P. 568–575.

  12. Miranda A.S., Moreira F.A., Teixeira A.L. // Expert Opin. Drug Discov. 2017. V. 12. P. 525–535.

  13. Bai O., Chlan-Fourney J., Bowen R., Keegan D., Li X.M. // J. Neurosci. Res. 2003. V. 71. P. 127–131.

  14. Balu D.T., Hoshaw B.A., Malberg J.E., Rosenzweig-Lipson S., Schechter L.E., Lucki I. // Brain Res. 2008. V. 1211. P. 37–43.

  15. Fernandes B.S., Steiner J., Berk M., Molendijk M.L., Gonzalez-Pinto A., Turck C.W., Nardin P., Gonçalves C.A. // Mol. Psychiatry. 2015. V. 20. P. 1108–1119.

  16. Shao Z., Dyck L.E., Wang H., Li X.M. // J. Psychiatry Neurosci. 2006. V. 31. P. 32–37.

  17. Di Benedetto B., Kühn R., Nothdurfter C., Rein T., Wurst W., Rupprecht R. // Neuropharmacology. 2012. V. 62. P. 209–216.

  18. Blesa J., S. Przedborski S. // Front. Neuroanat. 2014. V. 8. https://doi.org/https://doi.org/10.3389/fnana.2014.00155.

  19. Jackson-Lewis V., Przedborski S. // Nat. Protoc. 2007. V. 2. P. 141–151.

  20. Kulikov A.V., Tikhonova M.A., Kulikov V.A. // J. Neurosci. Methods. 2008. V. 170. P. 345–351.

  21. Kulikov A.V., Naumenko V.S., Voronova I.P., Tikhonova M.A., Popova N.K. // J. Neurosci. Methods. 2005. V. 141. P. 97–101.

  22. Naumenko V.S., Osipova D.V., Kostina E.V., Kulikov A.V. // J. Neurosci. Methods. 2008. V. 170. P. 197–203.

  23. Sedelis M., Schwarting R.K., Huston J.P. // Behav. Brain. Res. 2001. V. 125. P. 109–125.

  24. Hutter-Saunders J.A., Gendelman H.E., Mosley R.L. // J. Neuroimmune Pharmacol. 2012. V. 7. P. 279–288.

  25. Chia L.G., Ni D.R., Cheng F.C., Ho Y.P., Kuo J.S. // Neurochem. Res. 1999. V. 24. P. 719–722.

  26. Amato D. // Behav. Brain. Res. 2015. V. 277. P. 125–135.

  27. Zhou J., Bradford H.F., Stern G.M. // Brain Res. Dev. Brain Res. 1997. V. 100. P. 43–51.

  28. Riaz S.S., Jauniaux E., Stern G.M., Bradford H.F. // Brain Res. Dev. Brain Res. 2002. V. 136. P. 27–34.

  29. Narita M., Aoki K., Takagi M., Yajima Y., Suzuki T. // Neuroscience. 2003. V. 119. P. 767–775.

  30. Goggi J., Pullar I.A., Carney S.L., Bradford H.F. // Brain Res. 2003. V. 968. P. 156–161.

  31. Bustos G., Abarca J., Campusano J., Bustos V., Noriega V., Aliaga E. // Brain Res. Brain Res. Rev. 2004. V. 47. P. 126–144.

  32. Cunha M.P., Pazini F.L., Lieberknecht V., Budni J., Oliveira Á., Rosa J.M., Mancini G., Mazzardo L., Colla A.R., Leite M.C., Santos A.R.S., Martins D.F., de Bem A.F., Gonçalves C.A.S., Farina M., Rodrigues A.L.S. // Mol. Neurobiol. 2017. V. 54. P. 6356–6377.

  33. Mocchetti I., Bachis A., Nosheny R.L., Tanda G. // Neurotox. Res. 2007. V. 12. P. 135–143.

  34. Lesemann A., Reinel C., Hühnchen P., Pilhatsch M., Hellweg R., Klaissle P., Winter C., Steiner B. // Brain Res. 2012. V. 1457. P. 51–69.

  35. Fumagalli F., Molteni R., Bedogni F., Gennarelli M., Perez J., Racagni G., Riva M.A. // Neuroreport. 2004. V. 15. P. 2109–2112.

  36. Xu H., Chen Z., He J., Haimanot S., Li X., Dyck L., Li X.M. // Hippocampus. 2006. V. 16. P. 551–559.

  37. Park S.W., Lee S.K., Kim J.M., Yoon J.S., Kim Y.H. // Neurosci. Lett. 2006. V. 402. P. 25–29.

  38. Kim H.W., Cheon Y., Modi H.R., Rapoport S.I., Rao J.S. // Psychopharmacology (Berl.). 2012. V. 222. P. 663–674.

  39. Rizig M.A., McQuillin A., Ng A., Robinson M., Harrison A., Zvelebil M., Hunt S.P., Gurling H.M. // J. Psychopharmacol. 2012. V. 26. P. 1218–1230.

  40. Saavedra A., Baltazar G., Duarte E.P. // Prog. Neurobiol. 2008. V. 86. P. 186–215.

  41. Saavedra A., Baltazar G., Santos P., Carvalho C.M., Duarte E.P. // Neurobiol. Dis. 2006. V. 23. P. 533–542.

  42. Lindholm P., Voutilainen M.H., Laurén J., Peränen J., Leppänen V.M., Andressoo J.O., Lindahl M., Janhunen S., Kalkkinen N., Timmusk T., Tuominen R.K., Saarma M. // Nature. 2007. V. 448. P. 73–77.

  43. Voutilainen M.H., Bäck S., Peränen J., Lindholm P., Raasmaja A., Männistö P.T., Saarma M., Tuominen R.K. // Exp. Neurol. 2011. V. 228. P. 99–108.

Дополнительные материалы отсутствуют.