Нейрохимия, 2020, T. 37, № 2, стр. 161-172

Влияние производных 3-оксипиридина и янтарной кислоты на активность моноаминоксидаз и содержание моноаминов в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом

И. А. Волчегорский 1, А. И. Синицкий 1, И. Ю. Мирошниченко 1, Л. М. Рассохина 1

1 ФГБОУ ВО “Южно-Уральский государственный медицинский университет” Министерства здравоохранения Российской Федерации
Челябинск, Россия

Поступила в редакцию 10.04.2019
После доработки 11.06.2019
Принята к публикации 22.07.2019

Полный текст (PDF)

Аннотация

Изучено влияние оригинальных отечественных производных 3-оксипиридина и янтарной кислоты (эмоксипина, реамберина, мексидола) на динамику активности моноаминоксидаз (МАО-А и МАО-Б) в сопоставлении с уровнем биогенных аминов (серотонина и дофамина) в гипоталамусе на протяжении первых двух недель аллоксанового диабета у крыс. В динамике первых 14-и дней аллоксанового диабета у крыс в их гипоталамусе снижается содержание серотонина и дофамина на фоне неизмененной активности МАО-Б. Активность МАО-А и содержания серотонина в гипоталамусе больных крыс не отличались от контрольных значений на начальном этапе эксперимента и после существенного транзиторного уменьшения вновь достигали нормального уровня. Содержание дофамина в гипоталамусе крыс с экспериментальным СД снижалось только к концу эксперимента. Курсовое применение изученных препаратов в дозах, эквивалентных терапевтическому диапазону для человека, корригировало преходящие сдвиги активности МАО-А и отсроченный дефицит моноаминов в гипоталамусе животных с аллоксановым диабетом. Семидневное введение изолированного производного 3-оксипиридина (эмоксипина) и изолированного производного янтарной кислоты (реамберина) предотвращало транзиторное снижение активности МАО-А, компенсировало сопутствующий дефицит серотонина и увеличивало содержание дофамина в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом. Мексидол, одновременно являющийся производным 3-оксипиридина и янтарной кислоты, предотвращал снижение гипоталамического содержания серотонина и дофамина у больных крыс в результате 7-и и 14-и кратного применения (соответственно). Коррекция гипоталамического дефицита серотонина под действием мексидола не сопровождалась изменениями активности МАО-А и МАО-Б. Уменьшение гипоталамического дефицита дофамина в результате двухнедельного введения мексидола сопровождалось снижением активности МАО-А. По выраженности изученных нейрохимических эффектов производные 3-оксипиридина и янтарной кислоты не уступали α-липоевой кислоте, использованной как препарат сравнения.

Ключевые слова: аллоксановый диабет, гипоталамус, моноаминоксидазы А и Б, серотонин, дофамин, производные 3-оксипиридина и янтарной кислоты

ВВЕДЕНИЕ

Гипоталамус является субвентрикулярной структурой промежуточного мозга, относящейся к образованиям лимбической системы и осуществляющей координированную регуляцию аффективных, вегетативных, эндокринно-метаболических и поведенческих реакций организма. Функциональное состояние гипоталамуса существенно зависит от процессов моноаминергической нейромедиации в его ядрах, которые содержат многочисленные аксональные терминали серотонинергических и дофаминергических нейронов [1]. Важно добавить, что в период от подросткового до старческого возраста (включительно) гипоталамус человека характеризуется наибольшей активностью моноаминоксидазы [МАО; амин: кислород оксидоредуктаза (дезаминирующая), (содержащая флавин); КФ 1.4.3.4], играющей ключевую роль в катаболизме моноаминов-нейротрансмиттеров [2, 3]. Это касается депренил-ингибируемой Б-формы фермента (МАО-Б), гипоталамическая активность которой существенно превышает соответствующий параметр в других структурах переднего мозга [3]. Независимо от разнообразия химической структуры своих субстратов, МАО-Б, так же, как хлоргилин-чувствительная А-форма фермента (МАО-А), в процессе окислительного дезаминирования генерирует H2O2 [4]. В диапазоне низких (физиологических) концентраций этот облигатный продукт МАО-реакции оказывает инсулиномиметическое действие за счет редокс-праймирования рецепторов инсулина [5, 6]. При накоплении в супероптимальных концентрациях H2O2 индуцирует оксидативный стресс (ОС) с сопутствующей инсулинорезистентностью [7]. Важно подчеркнуть, что инсулин участвует в сбалансированной регуляции дофаминергических процессов. Данный гормон препятствует чрезмерному катаболизму дофамина, ограничивая экспрессию генов МАО-А и МАО-Б [8], и одновременно снижает синаптическую доступность этого моноамина за счет интенсификации его обратного нейронального захвата [9]. Абсолютный или относительный дефицит инсулина при сахарном диабете 1- и 2-го типа (СД-1 и СД-2 соответственно) приводит к нарастанию активности обеих форм МАО и усилению биодеградации дофамина в церебральных структурах. Совокупность этих сдвигов подавляет дофаминергическую нейропередачу и вызывает ОС, усугубляющий церебральный дефицит инсулина [8]. Первоочередное поражение дофаминергических систем головного мозга (ГМ) при СД во многом связано с тем, что дофамин является субстратом обеих форм МАО [10]. С меньшей вероятностью аналогичные СД-ассоциированные нарушения в отдельных церебральных компартментах могут вызывать снижение уровня серотонина, являющегося специфическим субстратом МАО-А [10, 11]. Следует заметить, что дефицит серотонина и дофамина в структурах лимбической системы считается важнейшей причиной развития тревоги и депрессии [5]. Данные нарушения аффективного статуса при СД связаны с эскалацией церебрального ОС и прогрессируют в динамике формирования диабетической энцефалопатии [12].

Перспективными лекарственными средствами (ЛС) для коррекции упомянутых нарушений можно считать оригинальные отечественные производные 3-оксипиридина и янтарной кислоты (эмоксипин, реамберин и мексидол). Эти ЛС обладают широким спектром мультитаргетных нейропсихотропных действий и высокой эффективностью в коррекции разнородных поражений нервной системы [1315]. В частности, эмоксипин, реамберин и мексидол снижают проявления тревоги и вызывают антидепрессивный эффект как у людей, больных СД [16], так и у животных с экспериментальным СД [17]. Соответствующие препараты проявляют инсулинпотенцирующую и антиглюкокортикоидную активность в экспериментах in vivo [18, 19], а также обладают МАО-модулирующим действием in vitro [20]. Важно подчеркнуть, что направленность МАО-модулирующего действия отдельных производных 3-оксипиридина и янтарной кислоты определяет характер их влияния на ОС in vitro [20]. До настоящего времени остается неизученным влияние эмоксипина, реамберина и мексидола на диэнцефальную активность МАО-А и МАО-Б при экспериментальном СД.

Представленная статья посвящена изучению лияния производных 3-оксипиридина и янтарной кислоты на динамику МАО-активности гипоталамуса крыс с аллоксановым диабетом. Полученные данные были сопоставлены с изменениями гипоталамического содержания серотонина и дофамина. Дополнительно были исследованы соответствующие эффекты α-липоевой кислоты (α-ЛК), которая ранее использовалась как препарат сравнения при изучении антидепрессивного и церебропротекторного действия производных 3-оксипиридина и янтарной кислоты у крыс с аллоксановым диабетом [2123].

МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Исследование было проведено на 956 половозрелых беспородных крысах обоего пола, массой 180–250 г. Организация работы соответствовала отечественным и международным этическим нормам, регламентирующим эксперименты на животных [24]. СД моделировали путем внутрибрюшинного введения аллоксана моногидрата (“ДИАЭМ”, Россия) в дозе 163 мг/кг. Животные группы “интактный контроль” получали эквиобъемное количество 0.9% раствора NaCl.

Через 72 ч после индукции СД крыс, получивших инъекцию аллоксана, равномерно распределяли на подгруппы экспериментальной терапии и контроля (“аллоксановый диабет – контроль”). Выбор данного срока для начала экспериментальной терапии обусловлен 4-фазным характером токсикодинамики аллоксана, вызывающего некротическую деструкцию β-эндокриноцитов и абсолютный дефицит инсулина в пределах 12–48 ч после введения [25]. Для надежного воспроизведения аллоксанового диабета период, предшествующий введению изученных ЛС, пролонгировали на сутки от максимальной латентности развития абсолютного дефицита инсулина. Изученные ЛС применяли в рамках трех схем введения: однократное введение без заместительной инсулинотерапии, 7-и и 14-и кратное введение на фоне заместительной инсулинотерапии. Первая инъекция ЛС всегда выполнялась через 3-е сут после введения аллоксана. Во всех случаях изучаемые препараты вводили внутрибрюшинно, один раз в сутки. Каждое ЛС применяли в 3-х дозах, экстраполированных из разовых дозировок терапевтического диапазона для человека с учетом различий в величинах относительной площади поверхности тела [26]. Во всех случаях минимальной дозой изучаемого диапазона являлась 1/2 от расчетного эквивалента средней терапевтической дозы (ЭСТД). В качестве максимальной дозировки использовался удвоенный ЭСТД. Эмоксипин (2-этил-6-метил-3-оксипиридина гидрохлорид, Московский эндокринный завод) использовали в дозах 6.25, 12.5 и 25 мг/кг. Мексидол (2-этил-6-метил-3-оксипиридина сукцинат, ООО “НПК “Фармасофт”, Россия) применяли в дозах 12.5, 25 и 50 мг/кг. Исследованные дозы 1.5% раствора реамберина (N-(1-дезокси-D-глюцитол-1-ил)-N-метиламмония натрия сукцинат, ООО “НТФФ “ПОЛИСАН”, Санкт-Петербург) составили 12.5, 25 и 50 мл/кг. α-ЛК (берлитион, Berlin-Chemie, Германия) вводили в дозах 25, 50 и 100 мг/кг. Все дозировки изучаемых ЛС вводили в конечном объеме 50 мл/кг (при необходимости препараты разводили в 0.9% растворе NaCl). Животные контрольных подгрупп (“интактный контроль” и “аллоксановый диабет – контроль”) получали изотонический раствор NaCl в том же объеме. При 7-и и 14-и кратном применении изученных препаратов всем крысам с экспериментальным СД проводили базисную инсулинотерапию, начиная с 4 дня после инъекции аллоксана. С этой целью животным раз в сутки подкожно вводили 3 ЕД/кг инсулина аспарта двухфазного (НовоМикс 30 Пенфилл, Novo nordisk, Дания). В экспериментах с курсовым (7-и и 14-и дневным) введением изученных препаратов крысы подгруппы “интактный контроль” вместо инсулина получали 0.9% раствор NaCl в соответствующем объеме (2.5 мл/кг). В экспериментах с однократным применением изученных ЛС заместительную инсулинотерапию не проводили.

Сроки получения биологического материала соответствовали дизайну ранее выполненного исследования, в котором последовательно оценивались психотропные эффекты изучаемых препаратов и их влияние на клеточный состав церебральных структур при аллоксановом диабете у крыс [27]. Через 48 ч после заключительной инъекции изучаемых препаратов животных наркотизировали диэтиловым эфиром, декапитировали и быстро извлекали ГМ. Образцы ГМ отмывали в охлажденном 100 мМ калий-фосфатном буфере (рН 7.6), осушали фильтровальной бумагой и помещали на охлажденные льдом чашки Петри. Все манипуляции с образцами нервной ткани проводили при температуре 0–4°С. Гипоталамус выделяли по технологии, описанной J. Glowinski, L.L. Iversen [28], взвешивали и гомогенизировали в буфере вышеприведенного состава (соотношение 1 : 30 – вес/объем). Полученный гомогенат разделяли на три порции, одна из которых предназначалась для определения активности МАО, а две другие – для регистрации содержания дофамина и серотонина.

Аликвоту первой порции гомогената (0.9 мл) при тщательном перемешивании разбавляли в 1.5 раза 0.9 М раствором сахарозы, приготовленным на 100 мМ калий-фосфатном буфере (рН 7.6), с целью обеспечения концентрации сахарозы (0.3 М), требующейся для дальнейших этапов работы [29]. Полученные образцы замораживали и хранили в герметично закрытых пластиковых пробирках при –80°С (морозильная камера Thermo Forma 905, Thermo Fisher Scientific, США). После размораживания из гомогенатов выделяли МАО-содержащую фракцию субмитохондриальных частиц [29]. На первом этапе этого процесса гомогенаты центрифугировали при 1824 g в течение 10 мин. Затем полученные супернатанты центрифугировали при 12 768 g в течение 35 минут (центрифуга Hitachi Himac CT 15RE с ротором T15A62, Япония). Осадок ресуспендировали в 250 мкл раствора 0.3М сахарозы, наслаивали на 2.0 мл 1.2 М раствора сахарозы, приготовленной на 100 мМ калий-фосфатном буфере (рН 7.6) и вновь центрифугировали при 12 768 g в течение 40 мин. После однократной промывки в буфере вышеуказанного состава очищенные МАО-содержащие белковые преципитаты суспендировали в 1.0 мл того же буферного раствора, замораживали и хранили при –80°С вплоть до определения МАО-активности. После заключительного размораживания пробы разделяли на две порции, в одной из которых определяли активность МАО-А (с серотонина-гидрохлоридом [H9523, Sigma – Aldrich] в качестве субстрата), а в другой регистрировали активность МАО-Б (с солянокислым бензиламином [B5136, Sigma-Aldrich] как субстратом). В обоих случаях регистрацию МАО-активности проводили спектрофотометрическим методом, основанном на дериватизации альдегидных продуктов МАО-реакции 2,4-динитрофенилгидразином (2,4-ДНФГ) [29]. Этап дериватизации 5-гидроксииндолуксусного альдегида и бензальдегида выполнялся с минимальными модификациями, которые касались снижения концентрации 2,4-ДНФГ до 0.1 М в реактиве для фиксации альдегидов и уменьшения содержания тритона Х-100 до 3 г/л в реактиве для повышения хромогенности 2,4-ДНФГ-производных. Оптическую плотность регистрировали на спектрофотометре СФ-56 (ОКБ “Спектр”, Россия). Активность ферментов выражали в единицах прироста оптической плотности 2,4-ДНФГ-дериватов альдегидных продуктов МАО-реакции за 1 мин инкубации в расчете на 1 г нервной ткани (ед. о. п./мин г ткани). Расчет ферментной активности на вес ткани (а не на количество белка в пробе) обусловлен ранее установленными существенными изменениями содержания белка в субмитохондриальной фракции нервной ткани крыс с аллоксановым диабетом.

Вторую и третью порции исходного гомогената депротеинировали равными объемами 0.8 М хлорной кислоты, содержащей 0.2% ЭДТА (для определения дофамина) и 20% трихлоруксусной кислоты (для определения серотонина), тщательно перемешивали в течение 10 мин и центрифугировали при 800 g в течение 20 мин при 4°С. Полученные супернатанты использовались для определения содержания изучаемых моноаминов. Уровень дофамина регистрировали флуориметрически после его предварительной адсорбции из депротеинатов на окиси алюминия с последующим элюированием уксусной кислотой и окислением йодом [30, 31]. Содержание серотонина определяли модифицированным экстракционно-флуориметрическим методом по реакции с о-фталевым альдегидом [30]. Флуоресценцию полученных образцов оценивали с помощью анализатора ФЛЮОРАТ-02-АБЛФ-Т (ГК “Люмэкс”, Россия). Показатели содержания моноаминов выражали в размерности микрограмм на 1 г нервной ткани.

Учитывая известную роль нарушений углеводного обмена в развитии диабетической энцефалопатии [12], в параллельной серии экспериментов оценивали влияние исследуемых препаратов на выраженность гипергликемии у крыс с аллоксановым диабетом (набор реагентов “Новоглюк–К, М (500)”, ЗАО “Вектор-Бест”, Россия). Уровень гликемии регистрировали на фоне предшествующей депривации пищи в течение 24 ч при сохранении свободного доступа к воде. По своему дизайну дополнительная серия экспериментов соответствовала основной серии, в которой изучалось влияние препаратов на активность МАО и содержание моноаминов в гипоталамусе крыс с экспериментальным сахарным диабетом.

Статистический анализ выполнен с использованием пакета прикладных компьютерных программ SPSS-17.0. Данные обработаны методами дескриптивной статистики и представлены в виде медианы (Me) и диапазона между “нижним” (LQ, 25 процентиль) и “верхним” (UQ, 75 процентиль) квартилями. О достоверности межгрупповых различий судили по U-критерию Манна–Уитни. Проверка статистических гипотез выполнялась при критическом уровне значимости Р = 0.05.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

В результате проведенного исследования было установлено, что изученный период экспериментального СД характеризуется двухфазной динамикой МАО-активности гипоталамуса. Это касается только МАО-А, активность которой через 5 дней после введения аллоксана не отличалась от “интактного контроля”, через 11 дней снижалась на 54% и через 17 сут возвращалась к контрольному уровню (табл. 1, 2). По-видимому, на раннем сроке исследования продолжительность инсулин-дефицитного периода оказалась недостаточной для существенного усиления экспрессии генов МАО в изучаемой диэнцефальной структуре. Последующая заместительная инсулинотерапия, скорее всего, компенсировала дефицит эндогенного гормона до уровня, подавляющего экспрессию МАО-А в клеточных популяциях гипоталамуса. При этом важно заметить, что заместительная инсулинотерапия в период с 4-го по 17-ый день после инъекции аллоксана оказалась недостаточной для коррекции гипергликемии (табл. 3). Не исключено, что экспрессия МАО-А в гипоталамусе более чувствительна к инсулину, чем концентрация глюкозы в крови.

Таблица 1.  

Влияние производных 3-оксипиридина и янтарной кислоты на активность моноаминоксидаз в гипоталамусе у крыс с аллоксановым диабетом [Me (LQ–UQ)]

Группа Активность моноаминоксидаз, ед. о. п./г ткани × мин
МАО-А МАО-Б
Кратность введения ЛС 1-кратное 7-кратное 14-кратное 1-кратное 7-кратное 14-кратное
Интактный контроль 0.35
(0.22–0.52) (n = 10)
0.41
(0.33–0.47) (n = 10)
0.36
(0.29–0.44) (n = 10)
0.32
(0.21–0.81) (n = 10)
0.35
(0.28–0.69) (n = 10)
0.32
(0.27–0.47) (n = 10)
Аллоксановый диабет – контроль 0.36
(0.32–0.45) (n = 10)
0.19*
(0.15–0.28) (n = 10)
0.42
(0.28–0.49) (n = 11)
0.61
(0.38–1.14) (n = 10)
0.26
(0.19–0.42) (n = 10)
0.54
(0.36–0.63) (n = 11)
Эмоксипин
1/2ЭСТД
(6.25 мг/кг)
0.37
(0.33–0.42) (n = 10)
0.36
(0.10–0.49) (n = 10)
0.16**
(0.14–0.31) (n = 10)
0.34**
(0.25–0.74) (n = 10)
0.32
(0.24–0.42) (n = 10)
0.29
(0.22–0.54) (n = 10)
ЭСТД
(12.5 мг/кг)
0.32
(0.10–0.63) (n = 10)
0.37
(0.25–0.42) (n = 10)
0.22
(0.19–0.37) (n = 10)
0.36
(0.26–0.59) (n = 10)
0.46
(0.31–0.53) (n = 10)
0.29**
(0.12–0.48)
(n = 10)
2ЭСТД
(25 мг/кг)
0.37
(0.28–0.54) (n = 10)
0.31**
(0.24–0.47)
(n = 10)
0.45
(0.16–0.63) (n = 10)
0.19**
(0.06–0.47)
(n = 10)
0.37
(0.25–0.48) (n = 10)
0.34**
(0.30–0.40)
(n = 10)
Реамберин
1/2ЭСТД
(12.5 мг/кг)
0.42
(0.23–0.58) (n = 10)
0.25
(0.11–0.44) (n = 10)
0.63
(0.19–0.70) (n = 10)
0.39**
(0.27–0.55)
(n = 10)
0.29
(0.24–0.33) (n = 10)
0.28
(0.21–0.56) (n = 10)
ЭСТД
(25 мг/кг)
0.36
(0.26–0.43) (n = 10)
0.50**
(0.24–0.58)
(n = 10)
0.34
(0.16–0.69) (n = 10)
0.39**
(0.27–0.55)
(n = 10)
0.43
(0.19–0.54) (n = 10)
0.28**
(0.16–0.47)
(n = 10)
2ЭСТД
(50 мг/кг)
0.33
(0.20–0.49) (n = 10)
0.51**
(0.28–0.56)
(n = 10)
0.16**
(0.11–0.21)
(n = 10)
0.65
(0.28–0.96) (n = 10)
0.43
(0.32–0.49) (n = 10)
0.39**
(0.28–0.46)
(n = 10)
Мексидол
1/2ЭСТД
(12.5 мг/кг)
0.37
(0.24–0.50) (n = 10)
0.25
(0.13–0.41) (n = 10)
0.29
(0.20–0.45) (n = 10)
0.53
(0.32–0.75) (n = 10)
0.46
(0.11–0.70) (n = 10)
0.05 **
(0.01–0.08)
(n = 10)
ЭСТД
(25 мг/кг)
0.39
(0.21–0.51) (n = 10)
0.20
(0.19–0.31) (n = 10)
0.14**
(0.07–0.23)
(n = 10)
0.42
(0.26–0.57) (n = 10)
0.15
(0.13–0.45) (n = 10)
0.36**
(0.16–0.44)
(n = 10)
2ЭСТД
(50 мг/кг)
0.44
(0.37–0.51) (n = 10)
0.24
(0.21–0.31) (n = 10)
0.22**
(0.18–0.27)
(n = 10)
0.32**
(0.28–0.38)
(n = 10)
0.40
(0.32–0.58) (n = 10)
0.25
(0.13–0.68) (n = 10)
α-Липоевая кислота
1/2ЭСТД
(25 мг/кг)
0.31
(0.22–0.53) (n = 10)
0.44**
(0.38–0.57)
(n = 11)
0.33
(0.26–0.49) (n = 10)
0.49
(0.29–0.73) (n = 10)
0.43
(0.29–0.50) (n = 11)
0.38
(0.17–0.59) (n = 10)
ЭСТД
(50 мг/кг)
0.46
(0.32–0.54) (n = 10)
0.38**
(0.18–0.45)
(n = 10)
0.26
(0.14–0.75) (n = 10)
0.33**
(0.18–0.43)
(n = 10)
0.25
(0.18–0.38) (n = 10)
0.60
(0.20–0.83) (n = 10)
2ЭСТД
(100 мг/кг)
0.33
(0.18–0.55) (n = 11)
0.29
(0.16–0.34) (n = 10)
0.23**
(0.08–0.39)
(n = 10)
0.49
(0.04–0.98) (n = 11)
0.60**
(0.27–0.73)
(n = 10)
0.46
(0.22–0.62) (n = 10)
Таблица 2.

Влияние производных 3-оксипиридина и янтарной кислоты на содержание серотонина и дофамина в гипоталамусе у крыс с аллоксановым диабетом [Me (LQ–UQ)]

Группа Содержание моноаминов, мкг/г ткани
Серотонин Дофамин
Кратность введения ЛС 1-кратное 7-кратное 14-кратное 1-кратное 7-кратное 14-кратное
Интактный контроль 2.63
(1.55–3.30)
(n = 10)
2.05
(0.86–2.31) (n = 10)
2.07
(0.96–2.84) (n = 10)
3.11
(2.73–3.44) (n = 10)
1.90
(0.91–3.04)
(n = 10)
3.47
(2.23–3.89) (n = 10)
Аллоксановый диабет – контроль 3.37
(1.95–4.00) (n = 10)
0.57*
(0.48–1.30) (n = 10)
0.62
(0.49–2.70) (n = 11)
3.90
(2.68–4.51) (n = 10)
1.43
(0.55–2.07) (n = 10)
2.35*
(2.06–2.78) (n = 11)
Эмоксипин
1/2ЭСТД
(6.25 мг/кг)
2.53
(1.07–3.28) (n = 10)
1.52
(1.24–2.52) (n = 10)
1.81
(1.26–2.07) (n = 10)
4.36
(1.73–5.05) (n = 10)
2.78
(0.87–3.63) (n = 10)
2.59
(2.15–3.15)
(n = 10)
ЭСТД
(12.5 мг/кг)
1.47**
(1.00–1.85) (n = 10)
1.22
(0.69–2.45) (n = 10)
2.11
(0.28–2.67) (n = 10)
1.60**
(0.96–2.27) (n = 10)
2.26**
(1.77–3.85) (n = 10)
2.80
(1.75–3.52)
(n = 10)
2ЭСТД
(25 мг/кг)
1.20**
(1.16–1.36) (n = 10)
2.48**
(1.07–2.60) (n = 10)
0.92
(0.85–1.28) (n = 10)
1.96**
(1.34–2.20) (n = 10)
2.44
(1.08–2.64) (n = 10)
3.47
(2.36–3.85)
(n = 10)
Реамберин
1/2ЭСТД
(12.5 мг/кг)
1.03**
(0.40–1.22) (n = 10)
2.07**
(1.75–2.22) (n = 10)
1.08
(0.80–2.26) (n = 10)
2.31**
(1.22–2.72) (n = 10)
2.10**
(1.88–2.29) (n = 10)
2.81
(2.17–3.19)
(n = 10)
ЭСТД
(25 мг/кг)
2.28**
(0.83–2.53) (n = 10)
0.93
(0.48–2.38) (n = 10)
1.84
(1.45–2.14) (n = 10)
2.97
(2.27–3.19) (n = 10)
2.10
(1.55–3.10) (n = 10)
2.17
(1.75–2.71) (n = 10)
2ЭСТД
(50 мг/кг)
2.09
(0.80–3.08) (n = 10)
1.65**
(1.10–2.63) (n = 10)
0.94
(0.71–1.14) (n = 10)
3.01
(1.86–3.60) (n = 10)
2.16
(1.24–3.53) (n = 10)
1.66
(0.58–2.90) (n = 10)
Мексидол
1/2ЭСТД
(12.5 мг/кг)
2.76
(2.26–3.25) (n = 10)
2.11**
(1.14–2.48) (n = 10)
1.66
(1.60–2.19) (n = 10)
3.40
(2.75–3.63) (n = 10)
2.02
(1.21–2.48) (n = 10)
3.02
(1.65–3.52) (n = 10)
ЭСТД
(25 мг/кг)
1.75**
(1.08–2.43) (n = 10)
1.00
(0.67–1.25) (n = 10)
2.37
(1.95–3.32) (n = 10)
2.11**
(1.70–3.07)
(n = 10)
1.05
(0.85–3.80) (n = 10)
2.34
(1.96–3.02) (n = 10)
2ЭСТД
(50 мг/кг)
2.29
(1.22–3.44) (n = 10)
1.18**
(0.99–2.12) (n = 10)
2.67
(0.65–2.80) (n = 10)
3.47
(2.49–4.17) (n = 10)
2.29
(1.14–3.01) (n = 10)
2.99**
(2.61–3.20) (n = 10)
α-Липоевая кислота
1/2ЭСТД
(25 мг/кг)
2.30**
(1.59–2.59)
(n = 10)
0.99
(0.19–2.94) (n = 11)
1.72
(1.35–2.06) (n = 10)
2.53
(2.16–3.55) (n = 10)
2.39
(0.19–2.55) (n = 10)
2.85**
(2.63–3.21)
(n = 10)
ЭСТД
(50 мг/кг)
1.69**
(1.36–2.78) (n = 10)
0.64
(0.21–1.42) (n = 10)
2.45
(0.52–4.10) (n = 10)
1.46 **
(1.04–2.40) (n = 10)
1.80
(0.98–2.66) (n = 10)
3.36
(0.34–4.16) (n = 10)
2ЭСТД
(100 мг/кг)
2.44
(0.85–3.84) (n = 11)
1.15
(0.91–1.43) (n = 10)
1.95
(1.32–2.17) (n = 10)
2.35
(1.88–2.95) (n = 11)
1.67
(1.03–2.83) (n = 10)
2.05
(1.85–2.55) (n = 10)
Таблица 3.

Влияние производных 3-оксипиридина и янтарной кислоты на гликемию (ммоль/л) у крыс с аллоксановым диабетом [Me (LQ-UQ)]

Группа, доза Лекарственный препарат
Эмоксипин Реамберин Мексидол α-Липоевая
кислота
1-кратное введение ЛС
Интактный контроль 4.3
(4.0–5.8)
(n = 11)
4.5
(3.5–5.6)
(n = 10)
4.1
(3.1–5.9)
(n = 13)
4.1
(3.1–5.9)
(n = 13)
Аллоксановый диабет – контроль 19.9*
(12.0–25.2)
(n = 11)
20.1*
(4.8–22.6)
(n = 10)
12.3*
(3.2–14.1)
(n = 11)
12.3*
(3.2–14.1)
(n = 11)
1/2ЭСТД 12.2
(6.5–27.1)
(n = 11)
4.1
(2.2–10.1)
(n = 10)
17.9
(3.8–21.8)
(n = 11)
10.1
(4.9–23.4)
(n = 12)
ЭСТД 4.8
(3.8–21.4)
(n = 11)
5.9
(3.3–9.5)
(n = 10)
6.2
(4.6–9.9)
(n = 11)
9.2
(5.1–16.6)
(n = 11)
2ЭСТД 4.8
(3.1–24.3)
(n = 11)
10.0
(3.6–18.9)
(n = 10)
8.2
(4.9–16.1)
(n = 11)
7.2
(4.1–24.1)
(n = 10)
7-кратное введение ЛС
Интактный контроль 4.8
(4.1–5.1)
(n = 10)
4.8
(3.6–5.7)
(n = 10)
4.8
(4.1–5.1)
(n = 10)
4.8
(3.6–5.7)
(n = 10)
Аллоксановый диабет – контроль 14.3*
(7.7–15.9)
(n = 11)
15.3*
(5.0–24.3)
(n = 11)
14.3*
(7.7–15.9)
(n = 11)
15.3*
(5.0–24.3)
(n = 11)
1/2ЭСТД 6.5**
(4.8–7.6)
(n = 12)
5.9
(5.3–7.7)
(n = 11)
7.2**
(5.6–8.0)
(n = 11)
7.0
(5.7–9.2)
(n = 13)
ЭСТД 6.2**
(5.7–8.0)
(n = 10)
11.9
(5.1–18.1)
(n = 13)
6.2**
(5.3–7.1)
(n = 10)
7.3
(4.0–12.9)
(n = 11)
2ЭСТД 6.0**
(3.6–7.8)
(n = 12)
5.3
(4.5–17.6)
(n = 11)
6.8**
(5.3–8.8)
(n = 10)
12.1
(6.0–19.2)
(n = 12)
14-кратное введение ЛС
Интактный контроль 5.9
(4.6–6.4)
(n = 11)
5.6
(5.4–6.1)
(n = 10)
5.9
(4.6–6.4)
(n = 11)
5.6
(5.4–6.1)
(n = 10)
Аллоксановый диабет – контроль 15.6*
(11.5–17.2)
(n = 10)
15.5*
(13.9–16.9)
(n = 11)
15.6*
(11.5–17.2)
(n = 10)
15.5*
(13.9–16.9)
(n = 11)
1/2ЭСТД 7.0**
(6.0–12.8)
(n = 10)
5.7
(4.9–7.2)
(n = 10)
5.3**
(4.9–6.7)
(n = 10)
7.4**
(6.4–8.4)
(n = 10)
ЭСТД 5.7**
(5.0–6.9)
(n = 10)
7.6
(5.2–8.0)
(n = 10)
6.8**
(5.2–9.1)
(n = 10)
6.7**
(6.3–7.0)
(n = 10)
2ЭСТД 5.8**
(4.5–6.6)
(n = 10)
7.1
(6.3–8.2)
(n = 10)
6.5**
(5.9–6.8)
(n = 10)
6.7**
(5.7–7.5)
(n = 11)

Полученные данные не позволяют исключить, что двухфазные изменения активности МАО-А в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом обусловлены динамикой клеточного состава этого отдела мозга. Такая возможность иллюстрируется синхронной однонаправленностью сдвигов гипоталамической активности МАО-А и числа нейронов паравентрикулярного ядра (ПВЯ). В ранее выполненном исследовании было установлено, что через 5 сут после инъекции аллоксана количество нейронов ПВЯ не отличалось от “интактного контроля”, через 11 сут снижалось на 28%, а через 17 дней было меньше контрольных значений только на 3% [21, 32].

Вполне возможно, что снижение гипоталамической активности МАО-А в период с 4-го по 11-й день после инъекции аллоксана связано с потерей диэнцефальных катехоламинергических нейронов, экспрессирующих данную форму исследуемого фермента [33]. Последующая активация нейрогенеза в течение заключительной недели эксперимента резко снижает дефицит МАО-А-содержащих нейронов гипоталамуса и способствует нормализации соответствующей ферментативной активности. Правомерность данного предположения иллюстрируется преимущественной локализацией стволовых нервных клеток в паравентрикулярных структурах ГМ, к числу которых относится гипоталамус [34]. Содержание моноаминов в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом изменялось параллельно с активностью МАО-А. Прежде всего, это касается уровня серотонина, динамика которого полностью совпадала с изменениями активности МАО-А по срокам и направленности.

Как видно (табл. 2), содержание серотонина в гипоталамусе животных с экспериментальным СД уменьшалось на 72% через 11 дней после введения аллоксана и статистически не отличалось от “интактного контроля” на начальном и заключительном этапах исследования. В основе такого совпадения может лежать обсуждавшаяся выше зависимость показателей нейромедиаторного обмена от двухфазной динамики гипоталамических нейронов. По-видимому, данная зависимость соблюдается не только для катехоламинергических нейроцитов, но и для аксональных терминалей серотонинергических нейронов стволовой локализации. Содержание дофамина в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом снижалось на 7 дней позже, чем уровень серотонина, и достигало 68% от “интактного контроля” к концу эксперимента. Полученные данные не позволяют рассматривать изменения содержания моноаминов в гипоталамусе крыс с экспериментальным СД как прямое следствие сдвигов МАО-активности в данном отделе ГМ. Не исключено, что изменения уровня серотонина и дофамина в изученной диэнцефальной структуре могут зависеть не только от динамики моноаминергических нейронов и/или их аксональных терминалей, но и от активности ключевых ферментов биосинтеза моноаминов и состояния транспортеров их обратного нейронального захвата [9].

Производные 3-оксипиридина и янтарной кислоты оказали существенное влияние на показатели МАО-активности и содержание моноаминов в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом (табл. 1, 2). Прежде всего, это касалось активности МАО-Б, показатели которой в группе “аллоксановый диабет – контроль” не отличались от “интактного контроля” на всех сроках эксперимента.

Изученные препараты снижали активность этой формы фермента по сравнению с группой “аллоксановый диабет – контроль” на 36–69% при однократном введении (до начала инсулинотерапии) и на 28–91% при двухнедельном применении (на фоне инсулинотерапии).

Изолированное производное 3-оксипиридина (эмоксипин) вызывало такой эффект при однократном использовании в минимальной и максимальной дозах (1/2ЭСТД и 2ЭСТД соответственно), а также при 14-дневном введении в относительно высоких дозах (ЭСТД и 2ЭСТД). Изолированное производное янтарной кислоты (реамберин) снижало активность гипоталамической МАО-Б в относительно низких дозах (1/2ЭСТД и ЭСТД) при однократном введении и в относительно высоких дозировках (ЭСТД и 2ЭСТД) при двухнедельном применении. Мексидол, одновременно являющийся производным 3‑оксипиридина и янтарной кислоты, подавлял гипоталамическую МАО-Б в максимальной дозе при однократном использовании и в относительно низких дозах при 14-и кратном введении. Важно заметить, что двухнедельное применение этого препарата в минимальной дозе привело к наиболее выраженному уменьшению гипоталамической активности МАО-Б (в 10.8 раз по сравнению с группой “аллоксановый диабет – контроль”). Препарат сравнения (α-ЛК) заметно отличался от производных 3-оксипиридина и янтарной кислоты по динамике влияния на активность МАО-Б гипоталамуса крыс с аллоксановым диабетом. Как видно (табл. 1), α-ЛК, в отличие от эмоксипина, реамберина и мексидола, при 7-и дневном введении в максимальной дозе вызывала более чем двукратный прирост гипоталамической активности МАО-Б и не влияла на данный показатель при 14-дневном применении.

Полученные результаты в сопоставлении с ранее опубликованными данными [21, 32] позволяют предполагать, что снижение гипоталамической активности МАО-Б под действием изученных ЛС способствует пролиферации диэнцефального пула стволовых нервных клеток и/или предотвращает гибель гипоталамических нейронов за счет ограничения ОС. Прежде всего, это касается однократного применения производных 3-оксипиридина, которые помимо подавления МАО-Б в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом (табл. 1) снижали процентное содержание липофусцин-позитивных нейронов в ПВЯ больных животных (группа “мексидол”) и увеличивали число нейронов в данном ядре гипоталамуса (группа “эмоксипин”). Эскалация подобных эффектов при курсовом введении изученных препаратов предотвращает потерю нейронов ПВЯ в динамике изученного периода аллоксанового диабета [21, 32]. Восполнение убыли нейронов ПВЯ особенно ярко прослеживаются при 7-и дневном введении изолированного производного 3-оксипиридина (эмоксипина), изолированного производного янтарной кислоты (реамберина) и препарата сравнения (α-ЛК) [32]. Те же препараты при идентичном режиме введения компенсировали двукратное снижение гипоталамической активности МАО-А, наблюдавшееся у крыс группы “аллоксановый диабет – контроль” на соответствующем сроке эксперимента (табл. 1). Данный эффект вышеперечисленных ЛС проявился нарастанием гипоталамической активности МАО-А на 63–168% в сравнении с группой “аллоксановый диабет – контроль”. Эмоксипин оказывал такое действие при 7-кратном применении в максимальной дозе, реамберин в относительно высоких дозах (ЭСТД и 2ЭСТД), а α-ЛК в относительно низких дозировках (1/2ЭСТД и ЭСТД). По-видимому, предотвращение транзиторного падения гипоталамической активности МАО-А под действием обсуждаемых ЛС при экспериментальном СД связано с сохранением и/или восполнением пула диэнцефальных катехоламинергических нейронов, экспрессирующих данную форму фермента.

Двухнедельное введение всех исследуемых ЛС, в отличие от их 7-дневного применения, снижало гипоталамическую активность МАО-А у животных с аллоксановым диабетом на 45–67% по сравнению с группой “аллоксановый диабет – контроль” (табл. 1). Эмоксипин оказывал такое действие в минимальной дозе, мексидол – в относительно высоких дозах (ЭСТД и 2ЭСТД), а реамберин и α-ЛК – в максимальных дозировках. Полученный результат согласуется с ранее опубликованными данными об ингибировании МАО-А под действием всех изученных препаратов in vitro [20].

Отдельного внимания заслуживает анализ соотношения между нейропротекторным действием и МАО-модулирующей активностью мексидола в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом. Данный препарат вызывал нарастание числа нейронов ПВЯ только при двухнедельном применении в минимальной дозе [21], и не влиял на активность гипоталамической МАО-А при курсовом введении в этой дозировке (табл. 1). Вероятно, обсуждаемый режим введения мексидола не влияет на содержание моноаминерских (экспрессирующих МАО-А) нейронов в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом, но способствует увеличению числа нервных клеток иного (не моноаминергического) типа медиации в ПВЯ больных животных. Прирост содержания таких нейронов в ПВЯ может быть связан с ограничением оксидативных механизмов их гибели на фоне более чем 10-и кратного уменьшения гипоталамической активности МАО-Б у крыс с экспериментальным СД после 14-и дневного введения мексидола в минимальной дозе (табл. 1). Справедливость этого предположения иллюстрируется известной констелляцией возрастного увеличения активности МАО-Б, сопутствующей эскалации ОС и прогрессирующего сокращения числа нейронов гипоталамуса по мере старения человека [3, 35, 36].

Влияние производных 3-оксипиридина и янтарной кислоты на содержание моноаминов в гипоталамусе крыс с экспериментальным СД существенно зависело от схемы введения изучаемых ЛС. Однократное применение соответствующих препаратов вызывало снижение гипоталамического содержания серотонина (на 32–70%) и дофамина (на 41–63%) по сравнению с группой “аллоксановый диабет – контроль” (табл. 2). При этом, производные 3-оксипиридина продемонстрировали однотипное распределение эффективных доз в отношении каждого из моноаминов.

Эмоксипин вызвал параллельное снижение уровня серотонина и дофамина в относительно высоких дозах (ЭСТД и 2ЭСТД), а мексидол – в средней дозе (ЭСТД). Изолированное производное янтарной кислоты (реамберин) и препарат сравнения (α-ЛК) характеризовались схожим, но не идентичным распределением эффективных доз. Реамберин и α-ЛК понижали гипоталамическое содержание серотонина в относительно низких дозах (1/2ЭСТД и ЭСТД). Однако уровень дофамина уменьшался при введении реамберина лишь в минимальной дозе, а α-ЛК только в средней дозе. Очевидная однонаправленность действия, его близкая количественная выраженность и сходство распределения эффективных доз, характеризующие влияние исследуемых ЛС на гипоталамическое содержание серотонина и дофамина, позволяют предположить общность механизма снижения их уровня. Не исключено, что подобный механизм может быть связан с существенным снижением гипоталамической МАО-Б после однократного введения производных 3-оксипиридина и янтарной кислоты (табл. 1). Подавление этой формы фермента под действием изученных ЛС может привести к накоплению β-фенилэтиламина, который рассматривается в качестве “эндогенного амфетамина” благодаря своей центральной моноаминлибераторной активности [37]. Вполне вероятно, что это приводит к снижению гипоталамического содержания серотонина и дофамина за счет избыточной мобилизации их пресинаптических депо.

Дальнейшее курсовое введение изучаемых ЛС приводило к компенсации или существенному уменьшению диэнцефального дефицита моноаминов, формирующегося на поздних этапах эксперимента (табл. 2). Это проявилось нарастанием гипоталамического содержания серотонина и дофамина в сравнении с группой “аллоксановый диабет-контроль”. Как видно, 7-дневное введение производных 3-оксипиридина и янтарной кислоты вызывало накопление обоих моноаминов в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом (табл. 2). При этом гипоталамическое содержание серотонина возрастало на 107–335% при использовании эмоксипина в максимальной дозе и сукцинат-содержащих ЛС (реамберина и мексидола) – в минимальной и максимальной дозах. Уровень дофамина увеличивался на 47–58% только при курсовом применении эмоксипина в средней дозе и реамберина в минимальной дозе. 7-кратное введение мексидола не оказало влияния на содержание дофамина в гипоталамусе крыс с экспериментальным СД. Препарат сравнения (α‑ЛК) при обсуждаемом режиме введения не вызвал изменений гипоталамического содержания ни одного из изученных моноаминов. Одновременный прирост содержания моноаминов и активности МАО-А в результате 7-дневного применения производных 3-оксипиридина и янтарной кислоты (табл. 1, 2) можно рассматривать в качестве нейрохимического проявления их нейропротекторного эффекта на диэнцефальном уровне [21, 32]. По-видимому, предотвращение убыли гипоталамических нейронов при аллоксановом диабете в результате недельного применения изученных препаратов способствует сохранению диэнцефального пула моноаминэргических нейронов и/или их аксональных терминалей.

Ни один из изучаемых препаратов не повлиял на содержание серотонина в гипоталамусе крыс с экспериментальным СД при 14-дневной схеме введения. Только мексидол (в максимальной дозе) и α-ЛК (в минимальной дозировке) при двухнедельном применении повышали содержание дофамина в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом (на 27% и 21% соответственно) (табл. 2). Данный эффект мексидола может быть связан со снижением темпа окислительного дезаминирования дофамина. Такая возможность иллюстрируется почти двукратным уменьшением гипоталамической активности МАО-А в результате 14-дневного введения мексидола в максимальной дозировке (табл. 1). Прирост гипоталамического содержания дофамина под действием α-ЛК развивался на фоне неотличимых от контроля показателей МАО-активности и не может быть трактован также, как эффект мексидола. Не исключено, что двухнедельное введение α-ЛК крысам с аллоксановым диабетом уменьшает гипоталамический дефицит дофамина за счет интенсификации биосинтеза этого нейротрансмиттера и/или усиления его обратного захвата с последующим пресинаптическим депонированием.

Влияние изученных ЛС на активность МАО и содержание моноаминов в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом не зависело от гликемических эффектов соответствующих препаратов при экспериментальном СД. Большинство изученных препаратов значимо корригировали гипергликемию у крыс с экспериментальным СД (табл. 3). Чаще всего данный эффект развивался при курсовом введении изучаемых ЛС во всех использованных дозах на фоне заместительной инсулинотерапии. Это касается производных 3-оксипиридина (эмоксипина и мексидола), которые снижали гипергликемию в 1.99–2.94 раза при 7- и 14-дневном введении, а также α-ЛК, которая уменьшала гипергликемию в 2.1–2.3 раза только при двухнедельном применении. Исключение составил реамберин, применение которого вызывало тенденции аналогичной направленности, не достигавшие уровня статистической значимости.

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

Совокупность полученных данных свидетельствует о том, что в течение первых двух недель аллоксанового диабета у крыс развиваются синхронные и однонаправленные изменения активности МАО-А и содержания серотонина в гипоталамусе. Оба показателя не отличались от контрольных значений на начальном этапе эксперимента и после существенного транзиторного снижения (в 2.2 и 3.6 раза соответственно) вновь достигали нормального уровня. Содержание дофамина в гипоталамусе крыс с экспериментальным СД снижалось на 32% от контроля только к концу эксперимента. Гипоталамическая активность МАО-Б не отличалась от контрольных величин на всех этапах эксперимента. Установленные факты не позволяют оценивать изменения содержания серотонина и дофамина в гипоталамусе больных животных как прямое следствие сдвигов МАО-активности в этой диэнцефальной структуре. Совпадение динамики изучаемых показателей (табл. 1, 2) с ранее установленными изменениями клеточного состава ПВЯ [21, 32] позволяет рассматривать сдвиги активности МАО-А и содержания моноаминов в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом в качестве нейрохимического эквивалента убыли диэнцефальных нейронов. Оригинальные отечественные производные 3-оксипиридина и янтарной кислоты (эмоксипин, реамберин и мексидол) и препарат сравнения (α‑ЛК), при однократном введении в дозах, эквивалентных терапевтическому диапазону для человека, снижали активность МАО-Б (в 1.6–3.2 раза) и уменьшали содержание обоих моноаминов (в 1.5–3.3 раза) в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом. Курсовое применение изученных препаратов в тех же дозах корригировало преходящие сдвиги активности МАО-А и отсроченный дефицит моноаминов в гипоталамусе больных животных. Изолированные производные 3-оксипиридина (эмоксипин) и янтарной кислоты (реамберин), а также α-ЛК компенсировали транзиторное снижение гипоталамической активности МАО-А у крыс с аллоксановым диабетом. 7-и дневное введение этих препаратов вызывало прирост гипоталамической активности МАО-А в 1.6–2.7 раза по сравнению с группой “аллоксановый диабет – контроль”. При той же схеме введения эмоксипин, реамберин и мексидол предотвращали преходящее снижение гипоталамического уровня серотонина, увеличивая его содержание в 2.1–4.4 раза относительно группы “аллоксановый диабет – контроль”. 7-кратное применение эмоксипина и реамберина приводило к дополнительному 1.5–1.6-кратному приросту содержания дофамина в гипоталамусе животных с экспериментальным СД. Только два препарата (мексидол и α-ЛК) уменьшали дефицит содержания дофамина, формирующийся в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом на заключительном этапе эксперимента. При этом, двухнедельное применение мексидола вызывало увеличение содержания этого моноамина в 1.3 раза на фоне 2-кратного снижения гипоталамической активности МАО-А в сравнении с группой “аллоксановый диабет – контроль”. 14-дневное введение α-ЛК приводило к нарастанию уровня дофамина в 1.2 раза на фоне неизменной активности МАО-А в гипоталамусе крыс с аллоксановым диабетом. В остальных случаях снижение активности обеих форм МАО в результате двухнедельного применения изученных препаратов не сопровождалось изменением содержания серотонина и дофамина в гипоталамусе больных крыс. Полученные результаты хорошо согласуются с известной динамикой церебропротекторного действия изученных препаратов [21, 32] и не зависят от их влияния на выраженность гипергликемии при аллоксановом диабете (табл. 3).

Список литературы

  1. Nestler E.J., Hyman S.E., Malenka R.C. // Molecular Neuropharmacology: a foundation for clinical neuroscience. N.Y.: McGraw-Hill, 2001. 539 p.

  2. Nicotra A., Pierucci F., Parvez H., Senatori O. // Neurotox. 2004. V. 25. № 1–2. P. 155–165.

  3. Волчегорский И.А., Малиновская Н.В., Шумелева О.В., Шемяков С.Е. // Бюл. эксперим. биол. и мед. 2006. Т. 142. № 8. С. 158–166.

  4. Duncan J.W., Johnson S., Ou X.M. // Drug Disc. Ther. 2012. V. 6. № 3. P. 112–122.

  5. Goldstein B.J., Mahadev K., Wu X. // Diabetes. 2005. V. 54. № 2. P. 311–321.

  6. Goldstein B.J., Mahadev K., Wu X. // Antioxid. Redox Signal. 2005. V. 7. P. 1021–1031.

  7. Evans J.L., Maddux B.A., Goldfine I.D. // Antioxid. Redox Signal. 2005. V. 7. P. 1040–1052.

  8. Kleinridders A., Cai W., Cappellucci L., Ghazarian A., Collins W.R., Vienberg S.G., Pothos E.N., Kahn C.R. // Proc. Nat. Acad. Sci. 2015. V. 12. № 11. P. 3463–3468.

  9. Figlewicz D.P. //Brain Research. 2016. V. 1645. P. 68–70.

  10. Duncan J.W., Johnson S., Ou X.M. // Drug Discoveries & Therap. 2012. V. 6. № 3. P. 112–122.

  11. Горкин В.З. // Аминоксидазы и их значение в медицине. М.: Медицина, 1981. 335 с.

  12. Kodl C.T., Seaquist E.R. Cognitive dysfunction and diabetes mellitus // Endocrine Reviews. 2008. V. 29. № 4. P. 494–511.

  13. Попова О.А., Кудрин В.С., Клодт П.М., Наркевич В.Б., Неробкова Л.Н., Капица И.Г., Воронина Т.А., Вальдман Е.А. // Вестн. РГМУ. 2008. № 1. С. 54–58.

  14. Воронина Т.А. // Журн. неврол. и психиатрии. 2012. № 12. С. 85–90.

  15. Новиков В.Е., Лосенкова С.О. // Обзоры по клинич. фармакол. и лек. терапии. 2004. Т. 3. № 1. С. 2–14.

  16. Волчегорский И.А., Местер Н.В. // Клин. мед. 2007. Т. 85. № 2. С. 40–45.

  17. Волчегорский И.А., Мирошниченко И.Ю., Рассохина Л.М., Файзуллин Р.М., Малкин М.П., Пряхина К.Е., Калугина А.В. // Эксперим. и клин. фармакол. 2014. Т. 77. № 4. С. 14–20.

  18. Волчегорский И.А., Рассохина Л.М., Мирошниченко И.Ю., Местер К.М., Новоселов П.Н., Астахова Т.В. // Бюл. эксперим. биол. и мед. 2010. Т. 150. № 9. С. 295–301.

  19. Волчегорский И.А., Мирошниченко И.Ю., Рассохина Л.М., Файзуллин Р.М., Пряхина К.Е. // Рос. физиол. журн. 2016. Т. 102. № 11. С. 1312–1322.

  20. Волчегорский И.А., Синицкий А.И., Мирошниченко И.Ю., Рассохина Л.М. // Хим.-фарм. журн. 2018. Т. 52. № 1. С. 3–7.

  21. Волчегорский И.А., Рассохина Л.М., Мирошниченко И.Ю. // Журн. неврол. и психиатрии. 2013. Т. 113. № 6. С. 50–61.

  22. Волчегорский И.А., Мирошниченко И.Ю., Рассохина Л.М., Малкин М.П., Файзуллин Р.М., Пряхина К.Е., Калугина А.В. // Журн. неврол. и психиатрии. 2015. Т. 115. № 2. С. 48–52.

  23. Волчегорский И.А., Мирошниченко И.Ю., Рассохина Л.М., Файзуллин Р.М. // Журн. неврол. и психиатрии. 2016. Т. 116. № 6. С. 53–59.

  24. Миронов А.Н., Бунятян Н.Д., Васильев А.Н., Верстакова О.Л., Журавлева М.В., Лепахин В.К., Коробов Н.В., Меркулов В.А., Орехов С.Н., Сакаева И.В., Утешев Д.Б., Яворский А.Н. // Руководство по проведению доклинических исследований лекарственных средств. Москва: Гриф и К. 2012. 944 с.

  25. Lenzen S. // Diabetologia. 2008. V. 51. P. 216–226.

  26. Волчегорский И.А., Долгушин И.И., Колесников О.Л., Цейликман В.Э. // Экспериментальное моделирование и лабораторная оценка адаптационных реакций организма. Челябинск: Издательство ЧГПУ, 2000. 167 с.

  27. Рассохина Л.М. Автореф. дисc. … докт. мед. наук. Челябинск: ЮУГМУ, 2014. 48 с.

  28. Glowinski J., Iversen L.L. // J. Neurochem. 1966. V. 13. P. 655–669.

  29. Huang G., Zhu F., Chen Y., Chen S., Liu Z., Li X., Gan L., Zhang L., Yu Y. // Anal. Biochem. 2016. V. 512. P. 18–25.

  30. Камышников В.С. // Справочник по клинико-биохимическим исследованиям и лабораторной диагностике. М.: МЕДпресс-информ, 2009. 896 с.

  31. Матлина Э.Ш., Меньшиков В.В. // Клиническая биохимия катехоламинов. М.: Медицина, 1967. 304 с.

  32. Волчегорский И.А., Рассохина Л.М., Мирошниченко И.Ю. // Бюл. эксперим. биол. и мед. 2013. Т. 155. № 1. С. 63–70.

  33. Higuchi Y., Soga T., Parhar I. S. // Front. Pharmacol. 2018. V. 9. P. 1549.

  34. Paul A., Chaker Z., Doetsch F. // Science. 2017. V. 356. № 6345. P. 1383–1386.

  35. Волчегорский И.А., Шемяков С.Е., Турыгин В.В., Малиновская Н.В. // Бюл. эксперим. биол. и мед. 2001. Т. 132. № 8. С. 174–177.

  36. Шемяков С.Е. // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2001. Т. 131. № 6. С. 694.

  37. Bortolato M., Chen K., Shih J.C. // Adv. Drug Del. Rev. 2008. V. 60. № 13–14. P. 1527–1533.

Дополнительные материалы отсутствуют.