Нейрохимия, 2021, T. 38, № 1, стр. 67-76

ВВЕДЕНИЕ

Представление о том, что нарушение постнатального нейрогенеза играет важную роль в инициации и развитии болезни Паркинсона (БП) и других синуклеопатий – группы возрастзависимых нейродегенеративных заболеваний, ключевым звеном патогенеза которых является гиперпродукция и мисфолдинг белка α-синуклеина (α-син) с образованием нейротоксических амилоидогенных форм белка, находит весомые клинические и экспериментальные подтверждения. Основные факты были получены при исследовании постмортного и аутопсильного материала больных с синуклеопатиями при изучении трансгенных животных, моделирующих эти заболевания, так, у пациентов с БП и животных, воспроизводящих некоторые признаки БП, выявлены нарушения нейрогенеза в субвентрикулярной зоне, зубчатой фасции (ЗФ) гиппоампа мозга. При этом могли наблюдаться различные двигательные расстройства [1–5].

Важное значение для понимания механизмов участия и роли нейрогенеза в развитии БП и других синуклеопатий представляют данные об особенностях влияния различных конформаций α-син на процессы постнатального нейрогенеза, сопряженные с обеспечением функций, нарушения которых характерны для данных заболеваний.

Однако в настоящее время прямые экспериментальные факты об эффектах конформаций α-син на нейрогенез, двигательные, когнитивные и психо-эмоциональные функции документированы лишь в небольшом числе работ. Наименее исследовано действие нативного белка α-син. При этом полученные результаты неоднозначны и противоречивы, поскольку были использованы различные модели, виды и возраст животных, пути введения и дозы белка, а также сроки наблюдения и регистрируемые показатели [6–9]. Известно, что α-син – небольшой по размеру белок, широко распространенный в нервной системе, локализуется главным образом в пресинаптических терминалях нейронов, а также в глиальных клетках. В нормальных условиях α-син представлен в клетке преимущественно в виде тетрамера и существует в нативной и мембраносвязанной формах. Белок участвует в процессах везикулярного транспорта, стабилизации мембран, обмена и транспорта моноаминов, синаптической пластичности. Накопление α-син в нервных и глиальных клетках вызывает их апоптотическую гибель, опосредованную процессами протеолического стресса, оксидативного повреждения и митохондриальной дисфункции. В определенных условиях, в частности при повышенной концентрации α-син в клетке, происходит изменение его нативной пространственной укладки с образованием амилоидогенных нейротоксических олигомерных и фибриллярных структур [10–12]. Таким образом, в мозге одновременно могут присутствовать различные конформации α-син и вызывать гибель отдельных популяций нейронов и/или глиальных клеток, что обуславливает течение и спектр клинических проявлений, характерных для определенных видов синуклеопатий [12–14].

Ранее нами было проведено сравнительное изучение эффектов, полученных in vitro α-син амилоидогенных олигомерных и фибриллярных структур, выполненное на разработанной оригинальной экспериментальной модели сходных с БП нейродегенеративных состояний. Модель основана на хронической инокуляции в нос стареющим мышам нейротоксических амилоидогенных форм α-син [15, 16]. Полученные результаты показали, что изученные конформационные структуры белка α-син – олигомеры и фибриллы – характеризуются определенным паттерном активности, оказывая избирательное действие на процессы нейрогенеза в ЗФ гиппокампа, дофаминергические нейроны (ДА) компактной части черной субстанции (кЧС) мозга, кратковременную и долговременную память, а также тревожность стареющих мышей [17, 18]. В связи с изложенным, учитывая немногочисленность и противоречивость имеющихся данных, представляется важным исследовать действие нативного α-син в условиях аналогичного экспериментального протокола, что актуально для выяснения механизмов развития синуклеопатий и разработки методов ранней диагностики этих заболеваний.

Целью настоящей работы явилось изучение влияния нативного α-синуклеина при его хроническом интраназальном введении на нейрогенез в зубчатой фасции гиппокампа, содержание ДА-ергических нейронов в компактной части черной субстанции мозга, двигательную активность, тревожность, долговременную и кратковременную память стареющих мышей.

МЕТОДИКА ИССЛЕДОВАНИЯ

Работа проведена на 15-ти самцах мышей линии C57Bl/6 в возрасте 12-ти месяцев (ФГБУН НЦБМТ ФМБА питомник “Столбовая”, Россия). Мыши содержались по 3–5 особей в клетках в стандартных условиях вивария со сменой темной и светлой фаз суток 12/12 ч при свободном доступе к пище и воде. Мыши были разделены на 2 группы, которым ежедневно в течение 14-ти дней вводили поочередно в каждую ноздрю физиологический раствор (“контрольная группа”, ФР, 8 мкл, n = 6) либо раствор рекомбинантного нативного α-син (“экспериментальная группа”, 8 мкл, 0.48 мг/кг, Центр Биотехнологии (Вильнюс, Литва, n = 9).

В работе была использована батарея поведенческих тестов, описанная нами ранее [17, 18]. На 15-й день исследования животных из “контрольной” и “экспериментальной” групп однократно помещали в установку “Открытое поле” (ОП) (Columbus Instruments, Огайо, США) для адаптации в течение 5 мин и последующим тестированием – 6 мин). Поведение животных регистрировали с помощью видеокамеры CNB-BBB-31F (CNB Technology Inc., Корея), размещенной под потолком экспериментальной комнаты. Сбор и анализ данных проводили с помощью программы Ethovision XT 8.5 (Noldus, Голландия). Для осуществления анализа площадь установки делили на 16 равных квадрантов. По перемещению центра тела животного оценивали среднюю скорость движения, а также длительность нахождения и количество заходов в центральную зону (4 центральных квадранта из 16-ти) и углы (4 угловых квадранта). На 16-е сутки оценивали кратковременную память всех мышей в тесте “Распознавание нового объекта” (РНО), используя установку ОП как арену для проведения исследования. Во время сессии обучения длительностью 5 мин животные имели возможность свободно исследовать два идентичных объекта (банки диаметром 5.4 см из стекла с металлическими крышками). Через 1 ч после сеанса обучения проводили 5-минутную сессию тестирования мышей: в установку помещали один, ранее знакомый, и один, новый для мыши, объект (пластмассовый стакан диаметром 7.5 см, зеленого цвета). В тесте РНО зоны интереса определяли по границам размещенных в установке 2 объектов (двух при обучении и двух при тестировании) на расстоянии 2 см от этих объектов (в пограничных зонах). Положение животного в данном тесте определяли по трем точкам (нос, центр тела и хвост), используя видеорегистрацию. Считали, что мышь исследует объект, если ее нос определялся в границах самого объекта или его пограничной зоны. По окончанию экспериментов рассчитывали индекс дискриминации (ИД) = Т_нов/(Т_нов + Т_знак), где Т_нов – длительность нахождения в зоне нового объекта и его пограничной зоне (в секундах), Т_знак – длительность нахождения в зоне знакомого объекта и его пограничной зоне (в секундах). На 18-ые сут эксперимента у животных обеих групп формировали условную реакцию пассивного избегания (УРПИ) в установке PACS Shuttle Box (v.3.13) (Columbus Instruments, Огайо, США), сохранность которой оценивали через 24 ч. Животных адаптировали к освещенному отсеку 15 с, при этом максимальная длительность сессии обусловливания составляла 180 с, а сессии тестирования – 300 с. В случае перехода в темный отсек мышь получала электрокожное раздражение лап и хвоста (сила тока 0.6 мА, длительность разряда – 3 с). С помощью программного обеспечения PACS 30 Shuttle Box v .3.13 в обеих сессиях автоматически фиксировали латентное время (ЛВ) перехода из освещенного в темный отсек камеры. Через 2 дня после проведения УРПИ животных однократно в течение 5 мин тестировали в установке “Приподнятый крестообразный лабиринт” (ПКЛ) (Columbus Instruments, Огайо, США). В ПКЛ выделяли 2 суммарные зоны интереса: 2 открытых рукава и 2 закрытых. Оценивали следующие показатели: среднюю скорость движения, суммарное количество входов и длительность пребывания в двух закрытых и двух открытых рукавах. Опыты в ОП, РНО и ПКЛ проводили в помещении при освещении установки рассеянным светом.

Через сутки после окончания поведенческих экспериментов животным внутрибрюшинно вводили 3 раза с интервалом в 60 мин раствор бромдезоксиуридина (BrdU, Sigma, США) в суммарной дозе 150 мг/кг. Спустя 24 ч после введения BrdU животных наркотизировали внутрибрюшинно препаратом “Золетил” (Virbac Sante Animale, Франция, 40 мг/кг), проводили транскардиальную перфузию 0.1 М фосфатным буфером (PBS, pH 7,4) и 4%-ным раствором параформальдегида с дополнительной фиксацией препаратов мозга в 4%-ном растворе параформальдегида. Для изготовления сагиттальных срезов левого полушария мозга контрольных и экспериментальных животных использовали микротом Leica VT 1200S (Leica Biosystems, Германия). Полученные срезы помещали в лунки 24-луночного культурального планшета (13–15 срезов на лунку, шаг 300 мкм, толщина срезов 50 мкм). Проводили денатурацию ДНК, пермеабилизацию мембран, снижение неспецифического связывания антител с последующей инкубацией с первичными антителами (АТ) к Guinea Pig anti-Doublecortin antibody, (AB2253, Millipore, США) (в разведении 1 : 500) и тирозингидроксилазе (Tyrosine hydroxylase, Mouse anti-Tyrosine Hydroxilase антитела (MAB318, Millipore, США) (в разведении 1 : 200) по описанному ранее протоколу [10]. Далее срезы инкубировали с вторичными АТ, конъюгированными с флуоресцентными красителями в разведении 1 : 500 (Goat anti-mouse Alexa Fluor 594, A-11005, Molecular Probes, США; Goat anti-Guinea Pig Alexa Fluor 647, A‑21450, Molecular Probes, США; Goat anti-Rat Alexa Fluor 488, A-11006, Molecular Probes, США). После стандартного отмывания срезы заключали под покровные стекла с использованием закрепителя для флуоресцентных препаратов (S302380, Dako, США) и хранили при температуре +4°C в темноте.

Для микроскопирования полученных препаратов использовали спиннинг-диск микроскоп Andor Revolution (Andor, Ирландия). Сканирование препаратов осуществляли на всю глубину с шагом 1 мкм, панораму всей ЗФ гиппокампа или компактной части ЧС сшивали с 10%-ным перекрытием. Количество клеток оценивали вручную на 3D-реконструированных образцах (Imaris х64 7.4.2, Bitplane, Швейцария). Содержание BrdU+ и DCX+-положительных клеток оценивали в области субгранулярного слоя ЗФ на всех срезах в отдельной лунке, экстраполируя данные на целую ЗФ [19]. TH+-положительные клетки (в мм³ ткани), считали в области Pars compacta ЧС (Bregma lateral 0.60 mm–lateral 1.32 mm по формуле V_{поверхности} × × 50 (толщина среза)/n (количество оптических плоскостей) [20]. На графиках иммуногистохимические данные представлены в % от контроля.

Статистический анализ результатов поведенческих экспериментов осуществляли с помощью программ SPSS Statistics 17.0 (SPSS Inc., США), Statistica 7.0 (StatSoft Inc., США) и Prism 6.01 (GraphPad, США). Поведенческие данные представляли как медиану (Me) и межквартильный размах, Q3-Q1( IQR), иммуногистохимические – как средние значения и стандартные ошибки измерения (M ± SEM). Показатели сравнивали с помощью теста Манна–Уитни для двух независимых выборок и теста Вилкоксона для зависимых выборок. Различия считали статистически значимыми при р < 0.05.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

В результате проведенных поведенческих исследований было документировано, что животные, которым на протяжении 14-ти дней интраназально вводили нативный α-син, на 15-ый день исследования статистически значимо не различались от мышей, получивших ФР, по скорости движения в тесте ОП (тест Манна–Уитни, первые 5 мин тестирования: p > 0.2; последующие 6 мин: p = 0.059). При этом на 16-ый день исследования при обучении в модели РНО и на 22-ой день при тестировании в ПКЛ различия в скорости движения стали статистически значимыми (p = 0.034 и p = 0.039 соответственно) (табл. 1).

В тесте ОП животные из разных групп не различались ни по количеству заходов в центр установки (4 центральных квадранта из 16), ни по времени, проведенному в них (тест Манна–Уитни, p > 0.2). Обе группы мышей статистически значимо больше времени провели в углах установки и чаще заходили в них по сравнению с центральной частью (тест Вилкоксона, р < 0.05). Экспериментальные мыши заходили в углы установки в полтора раза реже по сравнению с контролем, однако эти различия не были статистически значимыми (табл. 2).

В тесте РНО было обнаружено, что только у 67% мышей в группе ФР и в 44% животных в экспериментальной группе уровень исследовательской активности во время сессии обучения был достаточным для оценки сохранности эпизодической памяти в последующем исследовании (медиана суммарной длительности обследования объектов у этих мышей с высоким уровнем внимания была равна 12.5 с). Различия в доле мышей с низким и высоким уровнем внимания между экспериментальными и контрольными животными были статистически незначимы (точный критерий Фишера, p > 0.2), учитывая изложенные данные, мыши с низким уровнем внимания были исключены из анализа. Экспериментальные животные с высоким уровнем внимания не отличались от контроля ни по времени исследования нового объекта (>0.2), ни по времени исследования знакомого (p > 0.2) при тестировании, ни по уровню индекса дискриминации (p > 0.2) (табл. 3).

Таким образом, полученные в тесте РНО данные не позволяют оценить влияние нативного α‑син при хроническом интраназальном введении на обучение и эпизодическую память стареющих самцов мышей C57Bl/6 в условиях используемого экспериментального протокола. Этот результат, возможно, связан с тем, что взрослые достаточно старые самцы мышей C57Bl/6 по сравнению с другими, широко используемыми лабораторными мышами, характеризуются болей низкой способностью к обучению и сохранности памяти [21, 22].

В модели УРПИ одна мышь из группы ФР была исключена из эксперимента, поскольку не перешла в темный отсек за 2 сессии обусловливания. Между животными двух групп не было найдено достоверных различий в ЛВ перехода в темный отсек ни при формировании реакции пассивного избегания (α-син: Me = 92 с; IQR = 74.5 с, 89 ± 16 с; ФР: Me = 99 с; IQR = 49.5 с, 96 ± 13 с, U = 20.0, Z = = –0.334, p > 0.2), ни при ее тестировании через 24 ч (α-син: Me = 209 с; IQR = 210.5 с, 187 ± 40 с; ФР: Me = 180 с; IQR = 115 с, 198 ± 31 с, U = 21.0, Z = –0.205, p > 0.2). Дальнейший анализ показал, что группа нативного α-син негомогенна по ЛВ перехода в темный отсек в сессии тестирования (Me = 209 с, размах 6–300 с), поэтому она была поделена на две подгруппы: “быстрых” плохо обучившихся мышей (n = 4, ЛВ в тесте: Me = 89.5 с; IQR = 64.0 с, 69 ± 21 с) и “медленных” хорошо обучившихся (n = 5, ЛВ в тесте: Me = 300.0 с; IQR = 45.5 с, 282 ± 18 с) (U = 0.0, Z = –2.121, p = = 0.034). “Медленные” мыши из группы нативного α-син демонстрировали увеличение ЛВ перехода в сессии тестирования (ЛВ при формировании УРПИ: Me = 60.0 с; IQR = 68.5 с, 79 ± 18 с, тест Вилкоксона, Z = –2.023, р = 0.043), так же как и контрольные животные (Me = 99.0 с; IQR = 49.5 с, 96 ± 13.1 с, Z = –2.023, р = 0.04). Вместе с тем, “быстрые” животные не показали значимого увеличения ЛВ перехода в темный отсек при формировании УРПИ: Me = 104.0 с; IQR = 106.5 с, 101 ± ± 29 с, Z = –1.095, р > 0.2, что указывает на нарушение долговременной ассоциативной памяти в подгруппе “быстрых” животных, которым вводили нативный α-син.

При оценке тревожности мыши, получившие нативный α-син, не отличались по времени, проведенном в открытых и закрытых рукавах лабиринта, от мышей, которым вводили ФР (открытые рукава: α-син: Me = 15.5 с; IQR = 10.4 с, 17.2 ± 3.3 с; ФР: Me = 22.4 с; IQR = 33.1 с, 27.6 ± 7.4 с, U = 17.0, Z = –0.904, p > 0.2, закрытые рукава: α-син: Me = = 250.2 с; IQR = 26.9 с, 252.4 ± 6.5 с; ФР: Me = = 232.9 с; IQR = 54.9 с, 234.1 ± 6.5 с, U = 14.0, Z = = –1.291, p > 0.1). В открытые рукава лабиринта экспериментальные мыши заходили в 2 раза реже по сравнению с контрольными, но различия не достигали уровня статистической значимости (α‑син: Me = 6 раз; IQR = 7.7 ± 1 с; ФР: Me = 12; IQR = 6.11 ± 1 с, U = 9.0, Z = –1.949, р = 0.051). Различия в количестве заходов исследованными животными в закрытые рукава ПКЛ были также статистически незначимы (α-син: Me = 8 раз; IQR = 5.7 ± 1 с; ФР: Me = 11; IQR = 9 с, U = 13.5, 11 ± ± 2, Z = –1.363, р > 0.1).

В иммуногистохимических экспериментах определяли содержание пролиферирующих клеток, меченых BrdU, нейробластов и незрелых нейронов, экспрессирующих DCX в ЗФ гиппокампа, а также количество дофаминергических нейронов, меченых по ТН, на 1 мм³ ткани КЧС. В группе животных, которым вводили нативный α‑син, документировано значительное увеличение (на 785%) количества BrDU+ клеток в ЗФ по сравнению с контрольными мышами (p < 0.01), у которых число BrdU+ клеток выявлено на уровне 166.4 ± 32.0 (рис. 1). При этом у экспериментальных мышей обнаружено достоверное снижение на 93% (p < 0.05) содержания DCX+ клеток в ЗФ гиппокампа по сравнению с контролем – 1450.0 ± 405.0 DCX-позитивных клеток (рис. 1). Обнаружено, что введение нативного α-син вызвало снижение количества TH положительных нейронов в кЧС головного мозга мышей на 20% в сравнении с животными, получавшими физиологический раствор (рис. 2).

Рис. 1.

Иммуногистохимическое выявление и количество в % от контроля бромдезоксиуридин (BrdU+) и даблкортин (DCX+)-позитивных клеток в зубчатой фасции гиппокампа у стареющих мышей C57Bl/6, получивших интраназально раствор нативного α-синуклеина. На рисунке слева: иммунохимическая визуализация BrdU+ и DCX+ клеток (отмечено стрелками), а – контроль; б – нативный α-синуклеин; справа: по оси абсцисс – группы животных, по оси ординат – количество BrdU+ и DCX+ клеток на зубчатую фасцию в % от контроля.

Рис. 2.

Иммуногистохимическое выявление и количество в % от контроля тирозингидроксилаза (TH+)-позитивных клеток в pars compacta черной субстанции мозга стареющих мышей C57Bl/6, получивших интраназально раствор нативного α-синуклеина. На рисунке слева: иммунохимическая визуализация TH+ клеток, а – контроль; б – нативный α-синуклеин (отмечено стрелками); справа: по оси абсцисс – группы животных, по оси ординат – количество TH+ клеток на мм³ ткани в % от контроля.

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

Результаты выполненных в работе исследований демонстрируют, что нативный α-син, вводимый интраназально в течении 14-ти дней, вызывает выраженное нарушение процессов нейрогенеза в ЗФ гиппокампа и снижение количества ДА-ергических нейронов в кЧС мозга 12-месячных самцов мышей C57/bl6. Вместе с тем, у животных, получавших нативный α-син, выявлены нарушения двигательной функции, долговременной ассоциативной памяти, а также изменения тревожноподобного поведения.

Документированное в данном исследовании нарушение нейрогенеза в ЗФ гиппокампа характеризуется значительной активацией процессов пролиферации – 8-кратное увеличение количества пролиферирующих клеток, а также угнетением процессов нейрональной дифференцировки и, возможно, выживаемости вновь образованных клеток – нейрональных предшественников. Об этом свидетельствует значимое снижение числа нейробластов и незрелых нейронов на 93%. При этом следует учитывать вероятность изменения дифференцировки новых клеток по глиальному типу.

Интересны данные, полученные в экспериментах на трансгенных мышах, где было обнаружено, что сверхэкспрессия человеческого α-син дикого типа вызывает нарушение постнатального нейрогенеза в обонятельных луковицах и в ЗФ гиппокампа, которое обусловлено выраженным снижением более чем на 50% выживаемости нейрональных предшественников и незрелых нейронов на стадии дифференцировки, без заметного влияния на процесс пролиферации [3, 7, 23].

Ранее нами было показано, что олигомеры α-син, вводимые интраназально в течении 14-ти дней, активируют процессы пролиферации и дифференцировки в ЗФ гиппокампа стареющих мышей, в то время как фибриллярные структуры α-син в условиях аналогичного экспериментального протокола не оказывают значимого эффекта на пролиферацию и дифференцировку клеток в гиппокампе [17, 18]. Вместе с тем, повышенная экспрессия человеческого α-син либо его мутантных видов инициируют и ускоряют образование in vitro нейротоксических амилоидогенных структур α-син [9, 18]. Имеющиеся факты позволяют считать, что в данной работе активация пролиферации клеток в ЗФ гиппокампа при интраназальном введении нативного α-син вызвана действием олигомеров α-син, образовавшихся в ходе накопления белка в мозге. Документированное при этом угнетение выживаемости и дифференцировка нейробластов и незрелых нейронов обусловлено влиянием повышенного содержания нативного α-син.

В поведенческих экспериментах, проведенных в работе, у 60% мышей, получавших нативный α-син, были обнаружены нарушения долговременной ассоциативной памяти, что хорошо сопоставимо с клиническими данными о проявлении нарушений памяти у 30–65% больных с БП на ранних стадиях заболевания [24, 25]. При действии нативного α-син животные также демонстрировали изменения тревожноподобного поведения, проявляющегося отчетливой тенденцией в снижении как числа заходов в открытые рукава ПКЛ (в 2 раза, p = 0.05), так и количества посещений углов в ОП (в 1.5 раза, p = 0.06) (табл. 2).

Угнетение нейрогенеза в ЗФ гиппокампа и нарушение долговременной пространственной памяти документировано у сверхэкспрессирующих человеческий α-син дикого типа трансгенных мышей. При этом развитие и прогрессирование выявленных нарушений ассоциировано с уровнем экспрессии α-син [3, 9]. Известно, что нарушение постнатального нейрогенеза в гиппокампе вовлечено в развитие когнитивных дисфункций и афферентных расстройств, характерных для клинических проявлений БП и синуклеопатий [2, 4, 26].

Таким образом, имеющиеся экспериментальные результаты дают основания полагать, что обнаруженные у стареющих мышей при хроническом интраназальном введении нативного α-син нарушение долговременной памяти и изменение тревожноподобного поведения вызваны нарушением процессов нейрогенеза в ЗФ гиппокампа.

В данной работе также обнаружено, что нативный α-син при хроническом интраназальном введении вызывает достоверное снижение скорости двигательной активности и уменьшение на 20% количества ДА-енергических нервных клеток в кЧС мозга стареющих 12-месячных мышей по сравнению с контрольными животными. Полученные экспериментальные факты согласуются с результатами исследований, выполненных на трансгенных мышах со сверхэкспрессией человеческого α-син его дикого типа. Эти работы показали, что повышенная экспрессия α-син индуцирует прогрессирующее возрастание его содержания в структурах переднего и среднего мозга, которое ассоциировано с развитием двигательных нарушений, а также с нейродегенерацией и дефицитом дофамина в нигростриальной системе [3, 8, 27].

Следует отметить, что двигательные нарушения, выявленные у животных, получавших интраназально нативный α-син, документированы на 17 день эксперимента – спустя 2 дня по окончании 14-дневного интраназального введения белка. Вместе с тем, олигомеры α-син, угнетающие двигательную активность, и фибриллы α‑син, вызывающие увеличение скорости движения, инициируют указанные моторные нарушения на 15-й день исследования. Олигомеры α-син вызывают менее выраженное снижение числа ДА-ергических нейронов, локализующихся в кЧС мозга, по сравнению с нативным α-син (10–12 и 20% соответственно). Фибриллярные структуры α-син в отличие от нативного α-син и его олигомерных форм увеличивают плотность ДА-ергических нервных клеток в кЧС мозга.

Таким образом, различные конформационные структуры белка α-син, изученные нами, в условиях аналогичного экспериментального протокола, характеризуются существенными особенностями влияния на двигательную активность и содержание ДА-ергических нервных клеток в кЧС мозга стареющих мышей.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В работе документировано, что нативный белок α-син, вводимый интраназально в течение 14-ти дней, вызывает у 12-месячных самцов мышей нарушение процессов нейрогенеза в ЗФ гиппокампа и снижение количества ДА-ергических нейронов в кЧС мозга. Вместе с тем, у животных выявлено нарушение долговременной ассоциативной памяти, изменение тревожноподобного поведения и снижение скорости двигательной активности. Результаты выполненных нами исследований демонстрируют, что нативный α-син, амилоидогенные олигомеры и фибриллы α-син в условиях аналогичного экспериментального протокола характеризуются избирательным, различающимся выраженностью, направленностью и временной динамикой действием на нейрогенез в ЗФ гиппокампа, плотность ДА-ергических нейронов в кЧС мозга, а также сопряженные двигательные, когнитивные и аффективные функции стареющих животных.

Полученные экспериментальные данные свидетельствуют о значимой роли нарушений нейрогенеза в развитии ряда признаков, характерных для синуклеопатий, и подтверждают концептуальное положение о том, что различные конформации α-син обуславливают формирование определенных видов нейродегенеративных заболеваний, относящихся к синуклеопатиям.