Нейрохимия, 2021, T. 38, № 2, стр. 161-167

Изменение содержания сфинголипидов в нигростриатной дофаминергической системе мозга у мышей на нейротоксической модели болезни Паркинсона

А. В. Алесенко 1, В. Е. Блохин 2, М. А. Шупик 1, У. А. Гутнер 1, А. Т. Лебедев 3, О. А. Малошицкая 13, С. А. Соколов 3, М. В. Угрюмов 2

1 Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля
Москва, Россия

2 Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН
Москва, Россия

3 Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова
Москва, Россия

Поступила в редакцию 28.10.2020
После доработки 16.12.2020
Принята к публикации 19.01.2021

Полный текст (PDF)

Аннотация

Показано, что сфинголипиды необходимы для нормального функционирования нейронов, а нарушение их метаболизма сопровождает развитие болезней мозга, включая болезнь Паркинсона (БП). Поскольку возможности для изучения роли сфинголипидов в патогенезе БП на больных крайне ограничены, для решения этой задачи необходимо использовать экспериментальные модели. Так, в данной работе с помощью хромато-масс-спектрометрии впервые изучено содержание ключевых молекулярных видов сфинголипидов – суммарных церамидов, гексозилцерамидов и их молекулярных видов, сфингозина и сфинганина, обладающих проапоптотическими свойствами, у мышей на модели клинической стадии БП. Эта модель получена путем системного введения 1-метил-4-фенил-1,2,3,6-тетрагидропиридин (МФТП), который в мозге превращается в МФП+ – токсин катехоламинергических нейронов. В контроле вместо МФТП вводили 0.9% NaCl. Было показано, что общая концентрация всех изученных сфинголипидов увеличивается в черной субстанции – в месте локализации тел дофаминергических нейронов, по сравнению с контролем. Это происходит за счет увеличения концентрация церамидов, связанных с жирными кислотами, таких как С18:1/14:0, С18:1/18:0, С18:1/24:1, а также моногексозилцеамидов, связанных с жирными кислотами, таких как С18:1/18:0 и С18:1/24:1. В отличие от черной субстанции, в стриатуме – месте проекции дофаминергических аксонов, изменения в содержании сфинголипидов не было обнаружено. Полученные данные свидетельствуют о том, что гибель нигростриатных дофаминергических нейронов на модели БП сопровождается изменением метаболизма сфиноглипидов, что открывает новые возможности для изучения их роли в патогенезе этого заболевания и поиска нового класса препаратов, корректирующих метаболизм сфинголипидов.

Ключевые слова: болезнь Паркинсона, МФТП-модель, черная субстанция, стриатум, мыши, церамид, гексозилцерамид, сфингозин, сфинганин, масс-спектрометрия

ВВЕДЕНИЕ

В последние десятилетия накоплены многочисленные клинические и экспериментальные данные, свидетельствующие о важной роли сфинголипидов и их производных в патогенезе болезней мозга, таких как рассеянный склероз, болезнь Гоше, болезнь Альцгеймера [14]. В основе патогенеза этих заболеваний лежит нарушение функций специфических нейронов – дифференцировки и межнейрональной сигнализациии, а также некроза и апоптоза, в регуляции которых принимают участие такие простые сфинголипиды как церамид, сфингозин, сфингозин-1-фосфат и гликозилцерамид (рис. 1) [57]. Все перечисленные классы сфинголипидов, как показано пока еще в немногочисленных исследованиях, включая и модельные эксперименты, претерпевают значительные изменения в ходе развития нейродегенеративных патологий, в том числе и БП [1, 811].

Рис. 1.

Схема метаболизма церамида, моногексозилцерамида, сфинганина и сфингозина.

В последние годы появились первые доказательства участия сфинголипидов в патогенезе БП. Так, при БП, как и при болезни Гоше, выявлена мутация гена глюкоцереброзидазы – фермента, расщепляющего сфинголипид глюкозилцерамид до глюкозы и церамида [12]. Кроме того, есть основания считать, что нарушение метаболизма церамида определенным образом связано с развитием синуклеинопатии [9] и образованием телец Леви – ключевого маркера БП [13]. Эти пионерские исследования открывают широкую перспективу для исследований роли сфинголипидов в молекулярных механизмах патогенеза БП, особенно нейродегенерации и нейропластичности.

Было установлено, что метаболические изменения в системе сфинголипидов при начальных стадиях БП сопровождаются увеличением риска развития данного заболевания, в том числе и с дементными осложнениями, а коррекция уровня отдельных видов сфинголипидов путем регулирования активности ферментов, участвующих в их метаболизме, может либо замедлить, либо предупредить развитие данной патологии [14]. Такие исследования непременно дадут возможность обнаружить новые мишени из числа ферментов сфинголипидного метаболизма и создать новые лекарственные средства для предупреждения и лечения болезни Паркинсона.

Учитывая то, что возможности проведения исследований на больных при БП, как и при большинстве других болезней мозга, крайне ограничены, особое значение приобретает возможность проведения систематических исследований на экспериментальных генетических и нейротоксических моделях БП. Поэтому целью данной работы явился анализ содержания сфинголипидов у мышей на разработанной нами ранее нейротоксической модели ранней клинической стадии БП.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Животные. В данной работе использованы 16 самцов мышей линии C57Bl/6J в возрасте от 2 до 2.5 мес. и весом от 23 до 25 г. Животных содержали в виварии с 12 часовым циклом дня и ночи и свободным доступом (ad libitum) к пище и воде. Все манипуляции с животными были проведены в соответствии с национальными и международными требованиями и правилами, утвержденными комитетом по охране животных ФГБУН Института биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН.

Моделирование болезни Паркинсона и пробоподготовка для анализа сфинголипидов. Мышам в контрольной группе (n = 6) 4 раза с интервалом в 2 ч подкожно вводили физиологический раствор. Для моделирования БП мышам (n = 10) четырежды с интервалом в 2 ч подкожно вводили МФТП в физрастворе (Sigma-Aldrich, США) в однократной дозе 10 мг/кг. Через 2 нед. после введения МФТП или физраствора мышей наркотизировали изофлураном (KentScientific, США), декапитировали и вычленяли мозг. Из мозга при 4°C под контролем бинокулярной лупы выделяли ростро-дорзальную область стриатум и черную субстанцию в соответствии с атласом мозга мышей. Кусочки ткани взвешивали, замораживали в жидком азоте и хранили при –70°С до измерения содержания сфинголипидов.

Липиды выделяли из плазмы по методу Блайя–Дайера [15].

Масс-спектрометрическое детектирование молекулярных видов сфингомиелинов, церамидов и сфингоидных оснований (сфингозина и сфинганина), а также галактозилцерамидов проводили с помощью прибора TSQ Endura (Thermo Fisher Scientific; Германия) в режиме мониторинга множественных реакций (ММР) при давлении в ячейке соударений 2.0 мТорр. Разрешение на Q1 и Q3 составляло 1.2 Да. Для церамидов фрагментацию исходных протонированных и дегидратированных молекул проводили при энергии 20 эВ до иона с отношением массы к заряду (m/z) 264.2 Да, время накопления сигнала составляло 35 мс. Для сфингомиелинов фрагментацию исходных протонированных молекул проводили при энергии 20 эВ до иона с m/z 184.1 Да, время накопления сигнала составляло 35 мс. Для сфингозина и его дейтерированного стандарта (d7, Avanti; США) фрагментацию протонированных молекул проводили при энергии 12.5 эВ до ионов с m/z 259.3 и 252.3 Да, соответственно, время накопления сигнала составляло 35 мс. Для сфинганина фрагментацию исходной протонированной молекулы проводили при энергии 12.5 эВ до иона с m/z 266.3 Да, время накопления сигнала составляло 35 мс. Для галактозилцеромида d18:1/18:0: ион [M + H]+ с массой 728.5 Да. Использовали следующие параметры источника ионизации: температура нагревателя 300°С, температура капилляра 340°С, поток газа завесы – 45 п.е. (приборные единицы), поток вспомогательного газа – 13 п.е., поток продувочного газа – 1 п.е. В качестве стандартов использовали сфингозин d7, сфинганин, сфингомиелин d18:1/16:0, сфингомиелин d18:1/18:0, церамид d18:1/16:0, церамид d18:1/18:1, церамид d18:1/18:0, церамид d18:1/24:1, церамид d18:1/24:0, галактозилцерамид d18:1/18:0 (Avanti; США).

Хроматографическое разделение проводили с использованием системы Ultimate 3000 (Thermo Fisher Scientific; Германия) на колонке Eclipse Plus C8 3.0 × 150 мм (Agilent; США), размер частиц 3.5 мкм. Температура составляла 50°С, поток – 400 мкл/мин. При определении сфингозина, церамидов и сфингомиелина использовали следующие составы мобильных фаз: фаза А – вода + 0.1% (по объему) муравьиной кислоты, фаза Б – метанол + 0.1% (по объему) муравьиной кислоты (0.7 мин 55% фазы Б, 100% фазы Б к 6, 7-й мин, 100% фазы Б до 12-й мин, 55% фазы Б от 13-й до 17-й мин, 55% фазы Б к 13-й мин). При определении сфинганина использовали следующие составы мобильных фаз: фаза А – вода + 0.1% (по объему) муравьиной кислоты, фаза Б – 50% метанол + 50% ацетонитрил + 0.1% (по объему) муравьиной кислоты (1.5 мин 20% фазы Б, 100% фазы Б к 3, 2-й мин, 100% фазы Б до 6, 7-й мин, 20% фазы Б к 7, 7 мин, 20% фазы Б до 10-й мин).

Обработка данных. Относительное содержание церамидов оценивали по внешней калибровке (метод стандарта). В качестве стандарта использовали смесь церамидов Ceramide Porcine Brain 860052P (Avanti; США) с содержанием церамида d18:1/18:0 50% и d18:1/24:1 20%. Вычисления проводили по площадям пиков ММР-переходов MH+·→ m/z 264.4 Да и (М + Н–Н2О)+·→ m/z 264.4 Да. Содержание сфингозина d18:1 определяли по внутренней калибровке (метод внутреннего стандарта, стандарт D-erythro-sphingosine d7, Sigma; США) по площадям MMР-переходов (m/z 300+·→ m/z 252.3 Да для недейтерированного и m/z 307+·→ m/z 259.3 Да для дейтерированного сфингозина). Содержание сфинганина d18:0 определяли по внешней калибровке (стандарт – DL-erythro-dihidrosphingosine, Sigma; США) по площадям MMР-переходов m/z 302+·→ m/z 266.3 Да.

Статистическая обработка результатов. Размер выборок для биохимического анализа составил 3 и 5 в каждой из экспериментальных групп, т.е. статистика сделана для n = 3 и n = 5 в контрольной и подопытной группах. Достоверность различий оценивалась для 2 независимых выборок по критерию Манна-Уитни, Для всех видов анализа достоверными считали различия при р < 0.05.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Церамиды. В стриатуме у мышей в контроле общая концентрация всех молекулярных видов церамидов примерно в 2 раза выше, чем в черной субстанции. Около 80% церамидов в стриатуме представлено молекулярным видом С18:1/18:0. В черной субстанции основной вклад в общую концентрацию церамидов вносят С18:1/18:0 (34%) и С18:1/24:1 (9%). Молекулярные виды церамидов С18:1/14:0, С18:1/14:1, С18:1/16:1, С18:1/18:1, С18:1/20:1, С18:1/22:1, С18:1/26:0 и С18:1/26:1 либо определяются на грани разрешения метода, либо вообще не определяются (рис. 2a, б).

Рис. 2.

Изменение содержания молекулярных видов церамидов в стриатуме и черной субстанции мозга мышей после введения физиологического раствора (контроль) и после четырехкратного введения 1-метил-4-фенил-1,2,3,6-тетрагидропиридина (МФТП) в разовой дозе 10 мг/кг (4 × 10). Статистическая значимость: *p < 0.05 – относительно контроля.

В стриатуме у мышей на модели БП общая концентрация всех изученных и отдельных церамидов была на уровне контроля. В черной субстанции у мышей на модели БП суммарная концентрация церамидов увеличилась по сравнению с контролем вдвое, в основном за счет двукратного увеличения концентрации молекулярных видов С18:1/16:0, С18:1/18:0 и С18:1/24:1. Также как и в контроле, молекулярные виды церамидов С18:1/ 14:0, С18:1/14:1, С18:1/16:1, С18:1/18:1, С18:1/20:1, С18:1/22:1, С18:1/26:0 и С18:1/26:1 определяются на грани разрешения или вообще не определяются (рис. 2а, б).

Моногексозилцерамиды. Общая концентрация всех изученных моногексозилцерамидов в стриатуме у мышей в контроле была примерно в три раза ниже, а в черной субстанции примерно в 1.5 раза ниже, чем общая концентрация церамидов (табл. 1). У мышей на модели БП отмечена тенденция к увеличению общей концентрации моногексозилцерамидов, в стриатуме и в черной субстанции по сравнению с контролем. Увеличение общей концентрации моногексозилцерамидов в черной субстанции (табл. 1) обеспечивается за счет увеличения концентрации двух молекулярных видов – С18:1/18:0 и С18:1/24:1 (рис. 3). Следует отметить, что бóльшая часть других молекулярных видов моногексозилцерамидов в стриатуме и в черной субстанции в контроле и в опыте не определяется.

Таблица 1.

Содержание сфингомиелинов, церамидов и моногексозилцерамидов в стриатуме и черной субстанции контрольных мышей и при введении МФТП

Группа СФМ, нг/10 мг ткани Цереброзиды, нг/10 мг ткани Церамиды, нг/10 мг ткани
стриатум ЧС стриатум ЧС стриатум ЧС
Контроль 9934.78 ± 1483.14 13594.24 ± 860.14 6156.11 ± 1079.42 12918.01 ± 1062.12 1948.55 ± 230.97 804.87 ± 73.25
БП 14056.55 ± 1047.92 20068.72 ± 1643.55 8703.38 ± 1174.79 17033.41 ± 1680.14 1874.10 ± 206.76 1575.66 ± 440.24
Рис. 3.

Изменение содержания молекулярных видов моногексозилцерамидов в стриатуме и черной субстанции мозга мышей после введения физиологического раствора (контроль) и после четырехкратного введения 1-метил-4-фенил-1,2,3,6-тетрагидропиридина (МФТП) в разовой дозе 10 мг/кг (4 × 10). Статистическая значимость: *p < 0.05 – относительно контроля.

Сфингоидные основания. Анализ сфингозина и сфинганина, способных более активно вызывать апоптоз, чем церамиды, в клетках ЦНС [21] показал, что наблюдается значительное накопление сфингозина, обладающего выраженными проапоптотическими свойствами, в черной субстанции по сравнению с контролем на клинической стадии заболевания (рис. 4). В стриатуме таких резких изменений нет (рис. 4). Изменений в количестве сфинганина по отношению к контрольным значениям в расчетах на ткань в стриатуме не происходит, но в черной субстанции наблюдается тенденция к повышению уровня этого сфинголипида, также обладающего апоптотическими свойствами. Однако следует отметить, что доля сфинганина и сфингозина в общем содержании сфинголипидов в нигростриатной системе у мышей в контроле и в опыте ничтожно мала. Тем не менее, концентрация сфингозина в стриатуме и в черной субстанции в контроле в несколько раз выше, чем концентрация сфинганина.

Рис. 4.

Изменение содержания сфинганина и сфингозина в стриатуме и черной субстанции мозга мышей после введения физиологического раствора (контроль) и после четырехкратного введения 1-метил-4-фенил-1,2,3,6-тетрагидропиридина (МФТП) в разовой дозе 10 мг/кг (4 × 10). Статистическая значимость: *p < 0.05 – относительно контроля.

ОБСУЖДЕНИЕ

В данной работе былa поставлена задача выяснить, можно ли воспроизвести на модели БП характерное для больных при нейродегенеративных заболеваниях нарушение метаболизма наиболее функционально значимых сфинголипидов – церамидов, включая моногексозилцерамиды, а также сфинганина и сфингозина. Если это возможно, то откроются большие перспективы для изучения молекулярных механизмов и регуляции метаболизма сфинголипидов при БП. Метаболизм церамидов и галактозилцерамидов тесно связаны друг с другом (рис. 1) [16]. Гликосфинголипиды являются производными церамидов, к которым добавляется один или несколько сахарных остатков, присоединенных с помощью гликозидной связи к 1 гидроксилу церамида.

Для решения поставленной задачи была выбрана разработанная нами ранее острая модель ранней клинической стадии БП, полученная на мышах с помощью системно вводимого 1-метил-4-фенил-1,2,3,6-тетрагидропиридина (МФТП), который при поступлении в мозг превращается в МФП+ – специфический токсин катехоламинергических нейронов, включая дофаминергические нейроны [17]. Проведенный в последние года тщательный анализ этой модели показал, что она в гораздо большей степени, чем другие известные модели БП, воспроизводит фенотип этого заболевания [1821]. Выбор области мозга для изучения был предопределен тем, что именно дофаминергические нейроны нигростриатной системы являются ключевым звеном регуляции двигательной функции [22]. Именно в этой структуре мозга нейроны подвергаются гибели по апоптотическому типу в результате действия МФТП [23, 24].

На модели БП и в контроле с помощью максимально чувствительного метода – масс-спектрометрии измеряли отдельно в черной субстанции и в стриатуме содержание указанных выше сфинголипидов, обладающих в значительной степени проапоптотическими свойствами. В данной работе показано, что концентрация суммарной фракции церамидов, особенно фракций С:18:1/18:0 и С:18:1/ 24:1, у мышей в черной субстанции на модели БП увеличена почти вдвое по сравнению с контролем. Напротив, в стриатуме изменений по этим показателям не было обнаружено. Полученные данные свидетельствуют о том, что метаболизм церамидов существенно изменился только в той области нигростриатной системы, в которой произошла дегенерация дофаминергических нейронов. В той же области, где произошла только деградация аксонов этих нейронов, метаболизм церамидов не изменился. В дальнейшем необходимо выяснить, какие молекулярные механизмы лежат в основе нарушения метаболизма церамидов в черной субстанции и характерны ли эти изменения для нейронов и/или для глии.

По нашим данным, помимо церамидов, в нигростриатной системе у мышей на модели БП также увеличилось содержание суммарной фракции моногексозилцерамидов по сравнению с контролем. Это особенно характерно для молекулярных видов с длинной цепью С18:0 и С24:1. Важно отметить, что, в отличие от церамидов, содержание молекулярных видов моногексозилцерамидов, у которых длина жирнокислотной цепи совпадает с церамидами, повышается не только в черной субстанции, но и в стриатуме. Эти результаты демонстрируют, с одной стороны, связь метаболизма этих сфинголипидов, а с другой – то, что деградация дофаминергических аксонов, также как и деградация тел нейронов, сопровождается нарушением метаболизма сфинголипидов, хотя и в меньшей степени.

Следует отметить, что роль сфинголипидов в патогенезе БП не ограничивается нарушением межнейрональной сигнализации и стимулированием апоптоза, а также распространяется на формирование патологически измененного α-синуклеина. Так, при БП снижается активность глюкоцереброзидазы (ГЦ) – фермента, расщепляющего глюкозилцерамид до глюкозы и церамида. Это сопровождается накоплением в лизосомах глюкозилцерамида, который стабилизирует агрегированную олигомерную токсичную форму α-синуклеина [9, 14].

Особого внимания заслуживают полученные нами данные о содержании сфингоидных оснований – сфингозина и сфинганина, в нигростриатной системе у мышей при моделировании БП. Оказалось, что у мышей на модели БП изменяется содержание только сфингозина и только в черной субстанции – оно увеличивается. В дальнейших исследованиях важно понять, какие последствия это может иметь для больного с учетом его способности индуцировать апоптоз [2527]. Этот сфинголипид вызывает деградацию ДНК [28], передает токсический сигнал от фактора некроза опухоли-α [25], индуцирует окислительный стресс, активирует каспазы [27] и многие другие сигнальные молекулы апоптоза. Некоторые свойства сфингозина характерны также и для другого сфингоидного основания – дигидросфингозина или сфинганина – предшественника сфингозина в процессе его синтеза (рис. 1).

Мы впервые продемонстрировали участие сфингоидных оснований в гибели дофаминергических нейронов в черной субстанции при БП. Однако ранее в ряде работ [29] было обнаружено, что гликозилированный сфингозин, который образуется в результате деацилирования из глюкозилцерамида, обладает более высоким токсическим эффектом на нейроны и другие клетки, чем церамид. Его содержание при болезни Гоше даже выше, чем глюкозилцерамида.

Оценивая в целом полученные в данной работе результаты, можно считать, что среди них самым важным является повышение уровня большинства из изученных сфинголипидов в черной субстанции у мышей на модели БП. Хотя до сих пор отсутствуют попытки оценить изменение содержание сфинголипидов в нигростриатной системе у больных при БП на патологическом материале, данные, полученные нами на модели БП, хорошо согласуются с данными, полученными при изучении коры мозга больных при болезни Альцгеймера [30]. Это в определенной степени означает, что использованная нами нейротоксическая модель БП адекватно воспроизводит изменение метаболизма сфинголипидов у больных при нейродегенеративных заболеваниях, что делает возможным переход к изучению молекулярных механизмов этого патологического процесса.

Таким образом, на нейротоксической модели БП получены доказательства того, что развитие этого заболевания может сопровождаться нарушением метаболизма сфинголипидов, вовлеченных в регуляцию дифференцировки и гибели нейронов

ВЫВОДЫ

На мышиной модели БП с введением подкожно 1-метил-4-фенил-1,2,3,6-тетрагидропиридин (МФТП) показаны изменения в молекулярных видах церамидов, гексозилцерамидах, сфингозине и сфинганине.

Довольно значительные изменения происходят в сфингоидном основании – сфингозине в черной субстанции на клинической стадии заболевания, когда отмечается гибель нейронов. Эти данные получены впервые при изучении новых механизмов БП.

Применение метода масс-спектрометрии позволило изучить специфические различия в спектре молекулярных видов церамидов и гексозилцерамидов в процессе развития БП по сравнению с контролем. Отмечено повышение уровня церамидов с насыщенными жирными кислотами. Более глубокое понимание биологических путей, регулирующих метаболизм различных сфинголипидов при развитии БП, может привести к идентификации мишеней для лекарственных препаратов. В качестве таких мишеней могут выступить ферменты метаболизма сфинголипидов, участвующих в патогенезе БП. Таким образом, подробное изучение изменений в метаболизме сфинголипидов при БП позволит более подробно понять патологические аспекты БП и создать новые лекарственные средства для лечения данной нейродегенеративной патологии.

Список литературы

  1. Alessenko A.V., Albi E. Front Neurol. 2020 May 21; 11:437.

  2. Gutner U.A., Shupik M.A., Maloshitskaya O.A., Sokolov S.A., Rezvykh A.P., Funikov S.Y., Lebedev A.T., Ustyugov A.A., Alessenko A.V. // Biochemistry (Mosc.). 2019. V. 84(10). P. 1166–1176.

  3. Sardi S.P., Viel C., Clarke J., Treleaven C.M., Richards A.M. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2017 V. 114(10). P. 2699–2704.

  4. Wang, G., Bieberich, E. //Adv. Biol. Regul. 2018. V. 70. P. 51–64.

  5. Hannun Y.A., Obeid L.M. // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2008. V. 9(2). P. 139–150.

  6. Maceyka M., Spiegel S. // Nature. 2014. V. 510. P. 58–67.

  7. Trayssac M., Hannun Y.A., Obeid L.M. // J. Clin. Invest. 2018. V. 128(7):2702-2712.

  8. Alecu I., Bennett S. // Front. Neurosci. 2019. V. 13. P. 328–332.

  9. Galvagnion C. // J. Parkinson’s Disease. 2017. V. 7. P. 433–450.

  10. Xicoy H., Wieringa B., Martens G.J. // Cells. 2019. V. 8(1). P. 27–33.

  11. Indellicato R., Trinchera M. // Int. J. Mol. Sci. 2019. V. 20. P. E3304.

  12. Gegg M.E., Schapira A.H.V. // FEBS J. 2018. V. 285. P. 3591–3603.

  13. Rocha E.M., Smith G.A., Park E., Cao H., Graham A.R., Brown E., McLean J.R. et al. // Antioxid. Redox. Signal. 2015. V. 23(6). P. 550–564.

  14. Mielke M.M., Maetzler W., Haughey N.J., Bandaru V.V., Savica R., Deuschle C., et al. // PLoS One. 2013. V. 8(9). P. 73094.

  15. Bligh T.G., Dyer W.J. //A rapid method of total lipid extraction and purification, Can. J. Biochem. Physiol. 1959. V. 37. P. 911–917.

  16. Hannun Y.A., Luberto C. // Trends. Cell. Biol. 2000. V. 10. P. 73–80.

  17. Ugrumov M.V., Khaindrava V.G., Kozina E.A., Kucheryanu V.G., Bocharov E.V., Kryzhanovsky G.N., Kudrin V.S., Narkevich V.B., Klodt P.M., Rayevsky K.S., Pronina T.S. // Neuroscience. 2011. V. 181. P. 175–188.

  18. Kozina E.A., Kim A.R., Kurina A.Y., Ugrumov M.V. // Neurobiol. Dis. 2017. V. 98. P. 108–121.

  19. Kozina E.A., Khakimova G.R., Khaindrava V.G., Kuche-ryanu V.G., Vorobyeva N.E., Krasnov A.N., Georgieva S.G., Kerkerian-Le Goff L., Ugrumov M.V. // J. Neurol. Sci. 2014. V. 340. P. 198–207.

  20. Mingazov E.R., Khakimova G.R., Kozina E.A., Medvedev A.E., Buneeva O.A., Bazyan A.S., Ugrumov M.V. // Mol Neurobiol. 2018. V. 55. P. 2991–3006.

  21. Kim A., Nigmatullina R., Zalyalova Z., Soshnikova N., Krasnov A., Vorobyeva N., Georgieva S., Kudrin V., Narkevich V., Ugrumov M // Mol. Neurobiol. 2019. V. 56. P. 3437–3450.

  22. Nicotra A., Parvez S. // Neurotoxicol. Teratol. 2002. V. 24. P. 599–605.

  23. Jackson–Lewis V., Jakowec M., Burke R.E., Przedborski T. // Neurodegeneration. 1995 V.4. P. 257–269.

  24. Agid Y. // Lancet. 1991. V. 337. P. 1321–1324.

  25. Krown K.A., Page M.T., Nguyen C., Zechner D., Gutierrez V., Comstock K.L. et al. // J. Clin. Invest.1996. V. 98. P. 2854–2865.

  26. Sweeney E.A., Sakakura C., Shirahama T., Masamune A., Ohta H., Hakamori S., Igarashi Y.// Int. J. Cancer. 1996. V. 66. P. 358–366.

  27. Cuvillier O., Nava V.T., Murthy S.K., Edsall L.C., Levade T., Milstien S., Spiegel S. // Cell Death Differ. 2001. V. 8. P. 162–171.

  28. Tamiya–Koizumi K., Murate T., Suzuki M., Simbulan C.M., Nakagawa M., Takemura M. et al. // Biochem. Mol. Biol. Int. 1997. V. 41. P. 1179–1189

  29. Taguchi Y.V., Liu J., Ruan J., Pacheco J., Zhang X., Abbasi J. et al. J. Neurosci. 2017. V. 37(40). P. 9617–9631.

  30. Filippov V., Song M.A., Zhang K., Vinters H.V., Tung S., Kirsch W.M., Yang J., Duerksen-Hughes P.J. 2012. J. Alzheimers. Dis. V. 29. P. 537–547.

Дополнительные материалы отсутствуют.