1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Почвоведение
  4. № 3, 2020

Почвоведение, 2020, № 3, стр. 308-315

Оптимизированный метод определения н-алканов и н-метил-кетонов в подстилках и почвах

Ю. А. Завгородняя a, *, Н. А. Анохина a, Л. Г. Богатырев a, В. В. Демин a

a МГУ им. М.В. Ломоносова
119991 Москва, Ленинские горы, 1, Россия

* E-mail: zyu99@mail.ru

Поступила в редакцию 14.05.2019
После доработки 10.07.2019
Принята к публикации 21.10.2019

Полный текст (PDF)

Аннотация

Предложена методика выделения липидных биомаркеров (н-алканов и н-метил-кетонов) из лесных подстилок и почв. Выделение выполняется методом ускоренной экстракции растворителями ASE (Accelerated Solvent Extraction). Показано, что максимальный выход н-алканов и н-метил-кетонов достигается при последовательной экстракции с использованием смеси растворителей хлороформ : метанол в соотношении 3 : 1 (v/v) в первые два цикла экстракции и хлороформа – в последующие 2 цикла. Экстракция идет при температуре 100°С и давлении 10.3 МПа, время выдержки в статических условиях – 5 мин. Показано, что использование повторной обработки хлороформом увеличивает выход высокомолекулярных гомологов н-алканов и н-метил-кетонов.

Ключевые слова: ускоренная экстракция растворителями, метод ASE, липидные биомаркеры

ВВЕДЕНИЕ

Сохранение пула углерода является одной из важнейших экологических функций почвы [12]. Органическое вещество почвы – входит в число основных резервуаров Сорг в биосфере [4]. Неразветвленные линейные углеводороды являются частью природного органического вещества почв (до 2 мг/г Сорг), поступая в него в составе растительного опада и микробной плазмы [11, 13, 18] и подвергаясь в дальнейшем биохимической трансформации. Динамика содержания н-алканов с числом углеродных атомов С19–С35 и соответствующих продуктов их окисления н-метил-кетонов (н-алкан-2-онов) характеризует скорость биодеградации липидов в подстилках и почвах [2]. Получаемые корреляции между спектром н-алканов в образцах почв и типом наземного растительного покрова позволяют использовать эти соединения в качестве биомаркеров для палеореконструкций и моделирования климатических изменений [8, 10, 15–17, 21, 23].

Предложено несколько методов выделения алифатических компонентов липидов из растений, почв и осадочных пород. Процедуры включают исчерпывающую экстракцию различными органическими растворителями с последующим разделением на фракции и очисткой на силикагеле или оксиде алюминия методом адсорбционной хроматографии. Полнота выделения целевых компонентов из почв и растительных материалов достигалась разными методами: обработкой ультразвуком в ходе экстракции [15], экстракцией в микроволновых установках [5], экстракцией в аппарате Сокслета [16, 17, 23], экстракцией субкритическими растворителями [9, 10, 14, 22]. Из перечисленных наиболее эффективными оказались методы экстракции в аппарате Сокслета и экстракции субкритическими растворителями или ускоренной автоматической экстракции растворителями (Accelerated Solvent Extraction – ASE).

В настоящий момент метод ASE рассматривается как наиболее перспективный для экстракции биомаркеров типа алканов, спиртов, кетонов, жирных кислот из твердых и полутвердых образцов с использованием традиционных растворителей (гексана, дихлорметана, хлороформа, метанола и др.).

Экстракция субкритическими растворителями рекомендована Агентством по охране окружающей среды США в качестве метода выделения широкого набора полулетучих органических соединений различной полярности из твердых матриц [7]. Повышение температуры (до 75°C и выше) ускоряет процесс экстракции, в то время как высокое давление (до 20 MПа) позволяет сохранять растворитель в жидком состоянии, обеспечивая безопасное и полное извлечение анализируемого вещества, которое достигается, в том числе за счет дополнительной промывки образца в автоматическом режиме [19, 20]. Объем получаемого экстракта не превышает 60–80 мл, что позволяет в ряде случаев использовать его для непосредственного анализа без дополнительной очистки и концентрирования.

Потенциальные преимущества метода ASE перед другими способами выделения могут быть реализованы только за счет тщательного выбора условий экстракции: типа используемых растворителей, температуры и времени экстракции, количества циклов обработки и промывки образцов. Поэтому основной задачей настоящей работы являлся подбор оптимальных условий для одновременной эффективной экстракции из подстилок и верхних горизонтов почв н-алканов и н-метил-кетонов в целях их дальнейшего количественного определения.

ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ

Объекты

Для отработки и апробации методики использовали образцы почвы и подстилки, отобранные в Центрально-лесном государственном биосферном заповеднике (Нелидовский район, Тверская область). Образцы отбирали в вегетационный период в 5 точках в пределах одного фитоценоза – ельника (Picea abies) чернично-зеленомошного (Vaccinium myrtillus, Hylocomium splendens, Pleurozium schreberii). Тип почвы – подзолистая грубогумусовая (Eutric Retisols). Изучали образцы горизонта FH подстилки (содержание С = 35.4 ± 0.9%) и верхнего минерального горизонта АО (содержание С = 3.4 ± 0.8%). Из точечных проб образцов готовили смешанные пробы, которые высушивали на воздухе и гомогенизировали: подстилку – в мельнице с ножевыми лезвиями, почву – в фарфоровой ступке, с последующим просеиванием через сито с диаметром отверстий 1 мм.

Методы

За основу взяли методику экстракции из почв н-алканов, н-спиртов и н-жирных кислот [10, 22]. Приведенные в методике параметры экстракции с использованием автоматического экстрактора ASE200 (Dionex, США): смесь CH2Cl2 : : CH3OH 93 : 7 (v/v), стальные ячейки объемом 11 мл, температура – 75°С, время статической экстракции – 20 мин, давление 17 MПа (2500 psi). Смесь растворителей близкого состава (CH2Cl2 : : CH3OH = 9 : 1 v/v) использовали для экстракции методом ASE C23 –C31н-метил-кетонов из торфа и сфагнума [14].

Во всех вариантах экспериментов использовали одни и те же процедуры подготовки образцов к экстракции, хранения и концентрирования проб после экстракции, выделения слабополярной и неполярной фракций липидов методом адсорбционной хроматографии и количественного определения н-алканов и н-метил-кетонов методом ГХ-МС. Квалификация использованных реактивов: “эталонный” или “для ВЭЖХ”. Аналитическая повторность трехкратная.

Подготовка образцов к экстракции. 2.0 г образца почвы или 0.2 г подстилки для обеспечения равномерности заполнения перемешивали в фарфоровой ступке с 2 г прокаленного кварцевого песка (размер зерна 0.25–0.3 мм), переносили в ячейку для экстракции (11 мл) с помещенным на дно целлюлозным фильтром, оставшийся свободный объем заполняли кварцевым песком. Различные варианты экстракции исследовали с использованием прибора ASE 200 (Dionex, США), оборудованного контроллером смешивания растворителей [1].

Очистка и концентрирование экстрактов. Для удаления следов воды флаконы с экстрактами на 1.5–2 ч помещали в морозильную камеру (–20°С). Затем экстракты аккуратно переносили в сердцевидную колбу на 100 мл (кристаллы воды оставались на стенках и дне флакона) и отгоняли растворитель под вакуумом на роторном испарителе при температуре 40°С, концентрируя пробу до объема 0.05 мл. К концентрату добавляли 0.5 мл хлороформа для растворения пробы и количественно переносили на заранее подготовленную стеклянную колонку (d = 10 мм), заполненную 4 г оксида алюминия Диасорб-А (БиоХимМак, РФ) II степени активности по Брокману, насыщенного н-гексаном.

В качестве элюента для н-алканов использовали н-гексан, для более полярной фракции – смесь 1 : 1 (v/v) н-гексан : хлороформ. Пропускали через колонку 10 мл н-гексана и собирали элюат в отдельную пробирку. Затем повторяли промывку колонки 10 мл смеси 1 : 1 (v/v) н-гексан : хлороформ и также собирали элюат в отдельную пробирку. Используемые для элюирования целевых компонентов объемы растворителей определяли в серии предварительных экспериментов с дробным отбором элюата порциями по 1 мл.

Каждую из полученных фракций упаривали до объема примерно 0.25 мл, количественно переносили в хроматографическую виалу и доводили до объема 1 мл н-гексаном. В первой неполярной фракции определяли н-алканы, во второй, более полярной – н-метил-кетоны. Раздельный анализ фракций позволяет значительно улучшить качественную идентификацию и количественное определение н-алканов и н-метил-кетонов методом ГХ-МС с использованием фрагмент-ионов с m/z 57 для н-алканов и m/z 59 для н-метил-кетонов. Указанные ионы присутствуют в масс-спектрах гомологов обоих классов целевых компонентов, что из-за недостаточного разрешения их хроматографических пиков осложняет определение н-метил-кетонов в пробах на фоне содержащихся в значительно более высоких концентрациях н-алканов.

Определение н-алканов и н-метил-кетонов. Качественную идентификацию и количественное определение целевых компонентов в пробах проводили методом капиллярной газо-жидкостной хроматографии на газовом хроматографе Agilent 6890N (Agilent Technologies, США) с квадрупольным масс-селективным детектором MSD5973N (Agilent Technologies, США) и системой обработки данных ChemStation, MSDChem. Параметры газохроматографического процесса : колонка – DB1-ms 30 м × 0.25 мм × 0.25 мкм; инжектор – испаритель, режим – без деления потока, температура инжектора – 320°С; объем пробы – 1 мкл; газ-носитель – гелий, скорость потока газа-носителя – 1 мл/мин; температурная программа термостата – 60–320°С; температура трансфера – 300°С. Параметры масс-спектрометра: тип ионизации – электронный удар; ионизирующее напряжение – 70 эВ; режим сканирования – полный ионный ток; скорость сканирования – 2.2 спектр/с; диапазон регистрируемых масс – 30–600 m/z.

Идентификацию н-алканов и н-метил-кетонов проводили по временам удерживания и масс-спектрам (библиотека NIST Mass Spectral Library, 2.0 ver., 2008, 986 100 соединений). Количественное определение проводили по доминирующим фрагмент-ионам (базовым пикам) с m/z 57 для н‑алканов, m/z 59 для н-метил-кетонов. В качестве внешнего стандарта для калибровки детектора использовали стандарт для количественного анализа н-алканов С10–С36 (Connecticut n-Hydrocarbon Mix, Supelco). Калибровку проводили по четырем уровням, отклонения от линейности не превышали 10%.

Параметры оптимизации методики ускоренной экстракции

Модернизацию исходной процедуры экстракции проводили последовательно через ряд этапов:

1. Предварительные эксперименты показали, что при использовании на ASE в качестве экстрагента смеси дихлорметан : метанол при 75оС даже при давлении 17 MПа (2500 psi) часто происходит разгерметизация экстракционных ячеек, что связано с высоким давлением насыщенных паров дихлорметана. Поэтому дихлорметан заменили на хлороформ – растворитель, широко используемый в классических процедурах экстракции липидов [6]. Это позволило существенно (до 10.3 MПа) снизить давление в системе ASE при экстракции.

В методике ASE экстракции, приведенной US EPA [7], а также в технических рекомендациях фирмы-производителя Dionex [3] температура экстракции 100–180°С приведена как оптимальная для извлечения полулетучих органических соединений (в том числе углеводородов) из твердых матриц. Так как в литературе отсутствуют какие-либо указания на трансформацию (деструкцию или окисление) н-алканов и н-метил-кетонов при температуре экстракции выше 75°С использовали температуру 100°С. Были опробованы следующие варианты экстрагентов: 1 – CHCl3; 2 – CHCl3 : CH3OH 3 : 1 (v/v); 3) CHCl3 : : CH3OH 1 : 1 (v/v). Время статической экстракции – 20 мин, давление 10.3 МПа (1500 psi).

2. Температура, при которой ведется экстракция, может заметно влиять на полноту извлечения н-алканов и н-метил-кетонов, поэтому определяли выход целевых компонентов при 100, 125 и 150°С.

3. При использовании метода ASE [3] рекомендуется сокращать время статического нагрева экстракционной ячейки, увеличивая при этом число циклов экстракции. Поэтому исследовали выход н-алканов и н-метил-кетонов в процессе четырех последовательных обработок образцов растворителем.

4. В работе [10] обнаружено, что относительный выход соединений разной полярности (н-алканов и н-жирных кислот) очень чувствителен к небольшим изменениям полярности растворителя. Поэтому исследовали выход целевых компонентов при последовательной экстракции различными растворителями (градиентная экстракция).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Изменение состава растворителя

Замена дихлорметана на хлороформ в смеси с метанолом приводит к увеличению выхода н-алканов из образцов почвы и подстилки на 5–7%, выход н-метил-кетонов увеличивается на 4–5%. Использование чистого хлороформа приводит к незначительному снижению выхода анализируемых компонентов из образцов почвы и подстилки. Так как наблюдался только небольшой тренд в сторону увеличения выхода н-алканов и н-метил-кетонов с увеличением доли метанола в экстракционной смеси, в дальнейших экспериментах использовалась система CHCl3 : СН3OH 3 : 1 v/v.

При использовании в качестве экстрагента смеси CH2Cl2 : CH3OH 93 : 7 v/v при 17 MПа (2500 psi) в ряде случаев происходила разгерметизация ячеек, в то время как для вариантов экстракции смесью CHCl3 и СН3OH при 10.3 MПа (1500 psi) этого явления не наблюдалось.

Влияние температуры на полноту экстракции

При использовании для экстракции смеси CHCl3 : СН3OH (3 : 1 v/v) при давлении 10.3 MПа и времени статической выдержки 20 мин достоверных различий между выходом н-алканов и н-метил-кетонов для температур экстракции 100, 125 и 150°С обнаружено не было. Дальнейшие эксперименты проводились при 100°С.

Влияние повторной экстракции на выход н-алканов и н-метил-кетонов. Известно, что увеличение циклов экстракции может существенно повысить полноту извлечения анализируемых компонентов. Система ASE200 Dionex позволяет в автоматическом режиме выполнять необходимое количество повторных обработок, при этом экстракты собираются в отдельные флаконы. Было проведено 4 цикла экстракции смесью CHCl3 : : СН3OH 3 : 1 v/v (100°С, 10.3 MПа) по 5 мин статической выдержки каждый. Полученные результаты были сопоставлены с результатами однократной экстракции в тех же условиях со временем статической выдержки 20 мин.

Анализ графиков (рис. 1) показывает, что уже после второй пятиминутной обработки суммарный выход как н-алканов, так и н-метил-кетонов достигает величин, полученных в экспериментах со временем статической выдержки 20 мин. В последующих двух циклах экстракции извлекается дополнительно еще 10–15% н-алканов и н-метил-кетонов.

Рис. 1.

Влияние количества повторных обработок экстрагентом на выход н-алканов (А) и н-метил-кетонов (Б) из образцов подстилки и почвы (среднее значение ± стандартное отклонение, n = 5). Условия экстракции: 1 – CHCl3 : : СН3OH 3 : 1 v/v, 100°С, 10300 кПа, 20 мин, 1 цикл; 2 – CHCl3 : СН3OH 3 : 1 v/v, 100°С, 10300 кПа, 5 мин, 2 цикла; 3 – CHCl3 : СН3OH 3 : 1 v/v, 100°С, 10300 кПа, 5 мин, 4 цикла.

Градиентная экстракция. В экспериментах по экстракции липидных биомаркеров из почв методом ASE обнаружено, что увеличение давления в системе от 6.9 (1000 psi) до 17 MПа (2500 psi) приводит, с одной стороны, к увеличению выхода н-алканов, а с другой – к небольшому снижению выхода нормальных жирных кислот [10]. Авторы приписывают этот эффект уменьшению полярности растворителя при увеличении давления в системе.

Для того чтобы извлечь наиболее гидрофобные высокомолекулярные фракции н-алканов и н-метил-кетонов из образцов почвы и подстилки в третьем и четвертом циклах экстракции смесь CHCl3 : : СН3OH 3 : 1 v/v была заменена на чистый CHCl3. Использование менее полярного растворителя на заключительной стадии экстракции позволило выделить на 25% больше н-алканов и н-метил-кетонов из образцов почвы, главным образом, за счет компонентов с длиной цепи С27–С35. Извлечение липидных компонентов из образцов подстилки увеличилось на 15% (рис. 2).

Рис. 2.

Влияние градиентной экстракции на выход н-алканов (А) и н-метил-кетонов (Б) из образцов подстилки и почвы (среднее значение ± стандартное отклонение, n = 5). Условия экстракции: 1 – CHCl3 : СН3OH 3 : 1 v/v, 100°С, 10300 кПа, 5 мин, 4 цикла; 2 – CHCl3 : СН3OH 3 : 1 v/v, 100°С, 10300 кПа, 5 мин, 2 цикла + CHCl3, 100°С, 10300 кПа, 5 мин, 2 цикла.

В целом по сравнению с оригинальной методикой изменение параметров экстракции позволило увеличить выход липидных компонентов из исследованных образцов почвы и подстилки на 51–56 и 28–35%, соответственно, преимущественно за счет лучшей экстракции гомологов с длиной цепи >C25 (табл. 1).

Таблица 1.  

Величины выхода липидных биомаркеров из образцов почвы и подстилки при разных процедурах экстракции, мкг/г образца

          Показатель           Суммарный выход
          С19–С35н-алканов С19–С35н-метил-кетонов
Образец из горизонта FH AO FH  AO
Оригинальная процедура экстракции (CH2Cl2 : CH3OH 93 : 7 v/v, 75оС, 17 МПа, 1 цикл по 20 мин) 92.9 ± 4.2 2.44 ± 0.13 3.19 ± 0.13 0.29 ± 0.02
Оптимизированная процедура экстракции (CHCl3 : СН3OH 3 : 1 v/v, 100°С, 10.3 МПа, 2 цикла по 5 мин; CHCl3, 100°С, 10.3 МПа, 2 цикла по 5 мин) 125.5 ± 4.5 3.82 ± 0.18 4.08 ± 0.26 0.44 ± 0.02

Оптимизированный метод анализа н-алканов и н-метил-кетонов в образцах почв и подстилок

Навески почвы 2.0 г или подстилки 0.2 г в воздушно-сухом состоянии тщательно перемешивают с 2 г прокаленного кварцевого песка (размер зерна 0.25–0.3 мм) и помещают в экстракционную ячейку для системы ASE объемом 11 мл. Экстракция проводится при следующих условиях (для ASE200, Dionex): температура 100°С, давление 10.3 MПа (1500 psi), время предварительного нагрева – 1 мин, время статической выдержки – 5 мин, объем промывки растворителем 120%, время продувки инертным газом – 60 с, 2 цикла обработки смесью растворителей хлороформ : метанол 3 : 1 v/v и 2 цикла – хлороформом.

Полученные экстракты вымораживают при (–20°С) в течение 1.5–2 ч, затем органические фазы объединяют, перенося в одну отгонную колбу, и упаривают под вакуумом на роторном испарителе при 40°С до объема 0.05 мл. Остаток растворяют в 0.5 мл хлороформа и переносят в стеклянную колонку d = 10 мм, заполненную 4 г оксида алюминия (II по Брокману) хроматографической градации. Пропускают через колонку 10 мл н-гексана, затем 10 мл смеси н-гексан : хлороформ 1 : 1 v/v, собирая элюаты в отдельные пробирки.

Полученные фракции упаривают до объема ~0.2 мл, количественно переносят в хроматографические виалы и доводят до объема 1 мл н-гексаном. Полученные пробы анализируют методом ГХ-МС (рис. 3).

Рис. 3.

Схема анализа образцов почв и подстилок при определении состава и содержания липидных биомаркеров методом ГХ-МС.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Преимущества метода ASE при выделении липидов из почв и подстилок по сравнению с классической экстракцией в аппарате Сокслета, продемонстрированные ранее [10, 14, 22], оценивались авторами, главным образом, по увеличению полноты, скорости и экономичности процедуры экстракции. Селективность процедуры по отношению к гомологам одного класса соединений, например, в рядах н-алканов и н-метил-кетонов, практически не рассматривалась. Использование предложенной в данном исследовании процедуры повторной экстракции с градиентом полярности растворителя, выполняющейся в автоматическом режиме, позволяет устранить этот недостаток и создавать методики экстракции, оптимальные для выделения различных компонентов комплекса липидных биомаркеров из почв и подстилок. Градиентная экстракция повышает по сравнению с применением одного типа экстрагента извлечение из почвенных образцов наиболее гидрофобных гомологов н-алканов и н-метил-кетонов с длиной цепи >C25, количественное определение которых имеет значение для оценки стабилизации органического углерода в почвах [12].

Список литературы

  1. Завгородняя Ю.А., Бочарова Е.А., Кольцов Г.И. Определение уровня загрязнения почв углеводородами методом автоматизированной ускоренной экстракции в субкритических условиях // Экология и промышленность России. 2012. № 2. С. 30–33.

  2. Anokhina N.A., Demin V.V., Zavgorodnyaya Yu.A. Compositions of n-Alkanes and n-Methyl Ketones in Soils of the Forest-Park Zone of Moscow // Eurasian Soil Science. 2018. V. 51. № 6. P. 637–646. https://doi.org/10.1134/S1064229318060030

  3. Application Note 338. Dionex Extraction of Total Petroleum Hydrocarbon Contaminants (Diesel and Waste Oil) in Soils by Accelerated Solvent Extraction. http: //www.dionex.com

  4. Batjes N.H. Total carbon and nitrogen in the soils of the world // Eur. J. Soil. Sci. 2014. V. 65. № 328. P. 4–21.

  5. Bush R.T., McInerney F.A. Leaf-wax n-alkane distributions in and across modern plants: implications for paleoecology and chemotaxonomy // Geochim. Cosmochim. Acta. 2013. V. 117. P. 161–179. https://doi.org/j.gca.2013.04.016

  6. Christie W.W., Han X. Lipid analysis – Isolation, Separation, Identification and Lipidomic analysis. The Oily Press, Bridgwater, U.K. and Woodhead Publishing Ltd., Cambridge, U.K. 2010. 446 p.

  7. EPA Methods. Method 3545A (SW-846). Pressurized Fluid Extraction (PFE). Revision 1. 2007.

  8. Griepentrog M., Bodй S., Boeckx P., Wiesenberg G.L.B. The fate of plant wax lipids in a model forest ecosystem under elevated CO2 concentration and increased nitrogen deposition // Organic Geochemistry. 2016. V. 98. P. 131–140. https://doi.org/j.orggeochem.2016.05.005

  9. Hepp J., Tuthorn M., Zech R., Mugler I., Schlutz F., Zech W., Zech M. Reconstructing lake evaporation history and the isotopic composition of precipitation by a coupled δ18O–δ2H biomarker approach // J. Hydrology. 2015. V. 529. № 2. P. 622–631. https://doi.org/10.1016/j.jhydrol.2014.10.012

  10. Jansen B., Hausmann N.S., Tonneijck F.H., Verstraten J.M., de Vooght P. Characteristic straight-chain lipid ratios as a quick method to assess past forest – paramo transitions in the Ecuadorian Andes // Palaeogeography, Palaeoclimatology, Palaeoecology. 2008. V. 262. P. 129–139. https://doi.org/j.orggeochem.2008.09.006

  11. Kögel-Knabner I. The macromolecular organic composition of plant and microbial residues as inputs to soil organic matter // Soil Biol. Biochem. 2002. V. 34. P. 139–162. https://doi.org/10.1016/S0038-0717(01)00158-4

  12. Lehmann J., Kleber M. The contentious nature of soil organic matter // Nature. 2015. V. 528. P. 60–68. https://doi.org/10.1038/nature16069

  13. Lehtonen K., Ketola M. Solvent-extractable lipids of Sphagnum, Carex and Carex-Bryales peats: content and compositional features vs peat humifications // Organic Geochemistry. 1993. V. 20. № 3. P. 363–380.

  14. Nichols J.N., Huang J. C23–C31n-alkan-2-ones are biomarkers for the genus Sphagnum in fresh-water peatlands // Organic Geochemistry. 2007. V. 38. P. 1972–1976. https://doi.org/j.orggeochem.2007.07.002

  15. Nguen Tu Th.Th., Egasse C., Zeller B., Bardoux G., Biron Ph., Ponge J.-F., David B., Derenne S. Early degradation of plant alkanes in soil: a litterbag experiment using 13C-labelled leaves // Soil Biol. Biochem. 2011. V. 43. P. 2222–2228. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2011.07.009

  16. Norris C., Dungait J., Joynes A., Quideau S. Biomarkers of novel ecosystem development in boreal forest soils // Organic Geochemistry. 2013. V. 64. P. 9–18.

  17. Ortiz J.E., Borrego A.G., Gallego J.L.R., Sanchez-Palencia Y., Urbanczyk J., Torres T., Domingo L., Estebanez B. Biomarkers and inorganic proxies in the paleoenvironmental reconstruction of mires: The importance of landscape in Las Conchas (Asturias, Northern Spain) // Organic Geochemistry. 2016. V. 95. P. 41–54. https://doi.org/10.1016/j.orggeochem.2016.02.009

  18. Pikovskii Yu.I., Smirnova M.A., Gennadiev A.N., Zavgorodnyaya Yu.A., Zhidkin A.P., Kovach R.G., Koshovskii T.S. Parameters of Native Hydrocarbon Status of Soils of Different Bioclimatic Zones // Eurasian Soil Science. 2019. V. 52. № 11. P. 1333–1346. https://doi.org/10.1134/S1064229319110085

  19. Popp P., Keil P., Möder M., Paschke A., Thuss U. Application of accelerated solvent extraction followed by gas chromatography, high-performance liquid chromatography and gas chromatography-mass spectrometry for the determination of polycyclic aromatic hydrocarbons, chlorinated pesticides and polychlorinated dibenzo-p-dioxins and dibenzofurans in solid wastes // J. Chromatogr. A. 1997. V. 774. № 1–2. P. 203–211.

  20. Richter B.E., Jones B.A., Ezzell J.L., Porter N.L., Avdalovic N., Pohl C. Accelerated Solvent Extraction: A Technique for Sample Preparation // Anal. Chem. 1996. V. 68. P. 1033–1039.

  21. Tipple B.J., Berke M.A., Doman C.E., Khachaturyan S., Ehleringer J.R. Leaf-wax n-alkanes record the plant-water environment at leaf flush // Proc. Natl. Acad. Sci. 2013. V. 110. P. 2659–2664.

  22. Wiesenberg G.L.B., Schwark L., Schmidt M.W.I. Improved automated extraction and separation procedure for soil lipid analyses // European J. Soil Sci. 2004. V. 55. P. 349–356.

  23. Zech M., Rass S., Buggle B., Loscher M., Zoller L. Reconsruction of the late Quaternary paleoenviroments of Nussloch loess paleosol sequence, Germany, using n-alkane biomarkers // Quaternary Res. 2012. V. 78. P. 226–235. https://doi.org/j.yqres.2012.05.006

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Почвоведение

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал