Прикладная биохимия и микробиология, 2019, T. 55, № 1, стр. 93-97

Жирные кислоты колюшки трехиглой (Gasterosteus aculeatus) Белого МОРЯ

С. А. Мурзина 1*, З. А. Нефёдова 1, С. Н. Пеккоева 1, Д. Л. Лайус 2, Н. Н. Немова 1

1 Институт биологии – обособленное подразделение Федерального исследовательского центра “Карельский научный центр Российской академии наук”
185910 Петрозаводск, Россия

2 Санкт-Петербургский государственный университет
199034 Санкт, Петербург, Россия

* E-mail: murzina.svetlana@gmail.com

Поступила в редакцию 04.04.2018
После доработки 05.07.2018
Принята к публикации 25.07.2018

Полный текст (PDF)

Аннотация

Изучен состав жирных кислот общих липидов мышц, печени и гонад взрослых особей колюшки трехиглой Белого моря. Установлено, что особенно в гонадах и мышцах наблюдался высокий уровень полиненасыщенных жирных кислот, в основном ω-3 семейства, среди которых доминировали эссенциальные эйкозапентаеновая и докозагексаеновые кислоты, а также докозапентаеновая кислота. Обсуждается связь между составом жирных кислот отдельных органов колюшки и других видов рыб и влиянием факторов среды различного характера. Показано, что жирные кислоты были тканеспецифичны и их состав определялся, в том числе физиологическим состоянием организма. Полученные результаты могут быть использованы как при разработке методических подходов к созданию пищевых ингредиентов липидной (жировой) основы из морских гидробионтов Арктического региона, которые являются важным возобновляемым природным ресурсом, так и при изучении физиолого-биохимического состояния рыб в процессе их развития в норме и при изменении факторов среды.

Ключевые слова: жирные кислоты, колюшка трехиглая, Белое море

DOI: 10.1134/S0555109919010124

Морские гидробионты Арктики и Субарктики обладают огромным потенциалом, который выражается в эволюционно сформированной способности синтезировать уникальные по своей структуре вещества, способствующие эффективной адаптации человека и животных к суровым условиям окружающей среды. К числу таких веществ относятся липиды, а также входящие в их состав жирные кислоты (ЖК) – одни из самых сенситивных липидных компонентов, активно участвующих в развитии компенсаторных реакций у живых организмов, как в состоянии нормы, так и в состоянии стресса [1].

Водные беспозвоночные и рыбы содержат сложный набор ЖК, которые характеризуются высокой степенью ненасыщенности. Это делает их перспективным сырьем при получении особо ценных для человека биологически активных продуктов, которые повышают адаптивные возможности человека в условиях жизни в полярных и приполярных регионах. Особо существенными для здоровья человека являются длинноцепочечные ω-3 полиеновые кислоты, среди которых выделяют эйкозапентаеновую (20:5(n-3), ЭПК) и докозагексаеновую (22:6(n-3), ДГК) кислоты, обладающие иммуномодулирующими и общеукрепляющими свойствами, а также эффективно использующиеся в терапии сердечно-сосудистых заболеваний [25]. Известно, что количество этих кислот уменьшается при болезни Альцгеймера и других нейродегенеративных заболеваниях [6], поэтому в последнее время разрабатываются основы и принципы комплексной терапии таких заболеваний и корректировки когнитивных расстройств у человека, в том числе с применением ЖК морских гидробионтов. Так, существуют препараты российского производства, в основе которых присутствует жир колюшки трехиглой из Балтийского моря (http://www.karotinoli-m.com/). Использование ЖК в качестве пищевых добавок в аквакультуре и медицине может вызвать интерес к промыслу трехиглой колюшки, которая является наиболее многочисленной рыбой Белого моря [7]. В предыдущих работах [8, 9] было показано, что этот вид характеризуется высоким содержанием незаменимых для человека ЖК. До появления в прибрежной зоне колюшка обитает в открытом море, где питается морским планктоном. В прибрежье она активно потребляется хищными рыбами – керчаком, треской и навагой [10].

Цель работы – изучить состав ЖК общих липидов мышц, печени и гонад взрослых особей колюшки трехиглой Белого моря и его изменения под влиянием некоторых факторов среды.

МЕТОДИКА

Колюшку отлавливали в летний период 2016 г. в прибрежной полосе (30 м) губы Сельдяной (Кандалакшский залив Белого моря, Россия) с помощью малькового невода длиной 7.5 м и высотой 1.5 м.

Сразу после вылова мышцы гомогенезировали в небольшом количестве 96%-ного этилового спирта, а затем фиксировали смесью хлороформ:метанол (2 : 1, по объему) и хранили при 4°С до доставки в лабораторию для последующего анализа. В мышцах, печени и гонадах рыб оценивали содержание общих липидов (ОЛ) и ЖК общих липидов классов: насыщенные (НЖК), мононенасыщенные (МНЖК) и полиненасыщенные ЖК (ПНЖК).

Липиды экстрагировали и очищали по методу Фолча [11] и упаривали досуха с помощью роторно-вакуумной установки. Состав и содержание ЖК общих липидов определяли методом газовой хроматографии после метанолиза [12]. Метиловые эфиры ЖК разделяли на хроматографе “Кристалл 5000.2” (“ХРОМАТЭК”, Россия) с капиллярными колонками ZB-FFP, используя в качестве внутреннего стандарта бегеновую кислоту (22:0) (“Sigma Aldrich”, США). Хроматограммы обрабатывали с помощью компьютерной программы “Хроматэк Аналитик” (“ХРОМАТЭК”, Россия). Жирнокислотный спектр оценивали по содержанию отдельных ЖК и их соотношениям [13].

Результаты проведенных экспериментов были обработаны с применением общепринятых методов вариационной статистики с использованием компьютерных программ MS Excel и Stadia.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Результаты анализа состава ЖК общих липидов мышц, печени и гонад колюшки представлены в табл. 1. В предыдущих работах [14, 15] было показано, что при изучении биологически активных продуктов, содержащих функционально значимые ЖК, необходимо учитывать экологические факторы среды (температуру и освещенность с учетом их суточной и сезонной цикличности), а также физиологические особенности организма и жизненного цикла (стадию онтогенеза, ткане- и органоспецифичность, видоспецифичность, качественный и количественный состав ЖК) морских беспозвоночных и рыб. Такой подход позволяет получить более полную картину содержания и вариаций изучаемых биохимических компонентов.

Таблица 1.  

Состав жирных кислот общих липидов тканей половозрелых особей колюшки трехиглой

ЖК Ткань
мышцы (16)* печень (17)* гонады (самки, 11)*
14:0 4.88 ± 0.20 2.6 ± 0.19А 2.65 ± 0.10А
16:0 15.09 ± 0.39 15.95 ± 0.64 16.84 ± 0.25А
18:0 2.59 ± 0.11 3.94 ± 0.29А 4.44 ± 0.53А
Сумма НЖК 24.26 ± 0.36 24.53 ± 1.02 26.47 ± 0.95А
16:1(n-7) 6.87 ± 0.13 7.44 ± 0.50 5.49 ± 0.27АB
18:1(n-9) 15.72 ± 0.33 18.00 ± 1.27 11.72 ± 0.25АB
18:1(n-7) 5.24 ± 0.23 7.53 ± 0.43А 4.9 ± 0.15B
20:1(n-11) 2.43 ± 0.39 1.36 ± 0.17А 0.88 ± 0.14А
20:1(n-9) 7.16 ± 0.74 2.61 ± 0.28А 2.09 ± 0.44А
22:1(n-11) 5.72 ± 0.46 1.04 ± 0.11А 0.91 ± 0.18А
22:1(n-9) 1.01 ± 0.04 0.31 ± 0.04А 1.72 ± 0.78B
Сумма МНЖК 46.57 ± 0.75 41.27 ± 2.17А 30.12 ± 1.02АB
18:2(n-6) 1.82 ± 0.04 1.52 ± 0.08А 1.2 ± 0.07АB
20:4(n-6) 0.51 ± 0.02 0.64 ± 0.07 1.2 ± 0.07АB
Сумма (n-6) ПНЖК 3.38 ± 0.07 3.43 ± 0.13 3.49 ± 0.09
18:3(n-3) 0.79 ± 0.03 0.56 ± 0.04А 0.48 ± 0.03А
20:5(n-3) 5.27 ± 0.22 10.1 ± 0.41А 15.54 ± 1.20АB
22:5(n-3) 3.01 ± 0.09 2.56 ± 0.21 3.45 ± 0.18АB
22:6(n-3) 11.89 ± 0.35 9.81 ± 1.40 16.12 ± 0.73АB
Сумма (n-3) ПНЖК 23.75 ± 0.49 25.77 ± 1.81 38.02 ± 2.16АB
Сумма ПНЖК 29.07 ± 0.50 34.16 ± 1.31А 43.36 ± 1.95АB
(n-6)/(n-3) 0.14 ± 0.00 0.15 ± 0.01 0.1 ± 0.01АB
16:0/18:1(n-9) 0.96 ± 0.02 1.01 ± 0.11 1.44 ± 0.03АB
18:3(n-3)/18:2(n-6) 0.43 ± 0.01 0.37 ± 0.01А 0.41 ± 0.03
НЖК/ПНЖК 0.84 ± 0.01 0.72 ± 0.02А 0.64 ± 0.06А
20:4(n-6)/18:2(n-6) 0.28 ± 0.02 0.49 ± 0.10А 1.04 ± 0.09АB
22:6(n-3)/18:3(n-3) 15.57 ± 0.95 22.56 ± 5.67 34.09 ± 1.80А

* В скобках указано количество проб. “А” – достоверные различия по содержанию отдельной ЖК между мышцами и печенью колюшки; “В” – достоверные разлиличия по содержанию отдельной ЖК между печенью и гонадами колюшки.

Уровень ОЛ в органах и тканях колюшки различался. Это отражало функциональную нагрузку на них в репродуктивный период (нерестовое состояние). Об этом свидетельствовали различия коэффициента интенсивности метаболизма липидов 16:0/18:1(n-9). Во всех органах колюшки МНЖК (18:1(n-9) и 16:1(n-7)) занимали первое место по количественному содержанию, при этом их уровень был наибольшим в мышцах (46.57% от суммы ЖК). Ранее были изучены особенности состава тканевых липидов и их компонентов ЖК у люмпена пятнистого (Leptoclinus maculatus) акватории острова Западный Шпицберген, среди которых также было обнаружено более высокое содержание энергетических липидов и моноеновых ЖК, которые, как правило, являются структурными компонентами триацилглицеролов (ТАГ) [16].

Второе место по содержанию ЖК после МНЖК в тканях и органах колюшки занимали ПНЖК. Их уровень оказался наиболее высоким в гонадах (43.36% от суммы ЖК). Это можно объяснить их особой ролью в биохимических процессах, связанных с формированием метаболически активной икры и дальнейшим развитием эмбриона. Количество ПНЖК в мышцах колюшки, которые составляли основную массу тела рыб, составляло 23.75% от суммы ЖК. Среди ПНЖК в основном присутствовали длинноцепочечные ЖК ω-3 семейства, которые включали физиологически значимые и незаменимые для человека ЭПК и ДГК. Обратил на себя внимание повышенный уровень арахидоновой кислоты (АРК) − 20:4ω-6, во всех изученных органах колюшки, особенно в гонадах (табл. 1).

Известно, что ПНЖК, с одной стороны, модифицируют физические свойства биологических мембран, позволяя им адаптироваться к изменению внешних условий, а с другой – их окисленные производные регулируют многие клеточные и тканевые физиологические процессы. Этот класс ЖК во многом определяет внутреннюю структуру биологических мембран и работу интегральных белков [17].

В предыдущих работах [1821] было установлено повышение уровня ЭПК и ДГК у молоди атлантического лосося старших возрастов (2+) и, особенно, у смолтов, что связано с подготовкой молоди к скату в море и характерно для морских гидробионтов. У молоди колюшки количество ДГК и АРА оказалось выше, чем у взрослых особей, и достигало 23.3 и 1.16% сухого вещества соответственно [8, 9]. Следует отметить, что ДГК и АРА играют существенную роль в регуляции активности нервных клеток и формировании зрительной системы у рыб, особенно у развивающейся молоди. Так, при искусственном выращивании рыб дефицит ДГК и АРА приводил к аномалиям в поведенческих реакциях и образование катаракты [22]. Можно предположить, что высокий уровень ДГК и АРА в гонадах у половозрелых самок колюшки связан с участием этих ЖК в метаболических реакциях, обеспечивающих последующее эмбриональное развитие оплодотворенной икры и ее выживаемость в раннем постэмбриогенезе.

Липиды и ЖК, входящие в состав пищевых объектов, относятся к одним из важнейших регуляторов обменных процессов в организме рыб. Определенные показатели соотношения ЖК в пище рыб могут быть использованы в качестве биохимических индикаторов кормовых объектов [23, 24]. Высокий уровень, как некоторых МНЖК, так и ПНЖК, в частности ЭПК и ДГК, которые являются, в том числе, трофическими маркерами некоторых водорослей, определяет особую роль качественного и количественного состава пищевых объектов в формирование состава ЖК рыб, изученных в данной работе. Известно, что многие микроводоросли содержат большое количество 18:2(n-6), АРК и ЭПК. В группе диатомовых водорослей одной из основных ЖК является ЭПК, а в группе динофлагеллят – ДГК, которые являются биомаркерами для этих водорослей [23, 24]. Для зоопланктона ЭПК и ДГК считаются эссенциальными, они получают их при питании фитопланктоном, и поэтому снижение транспорта энергии (в форме ЖК) от первичных продуцентов к консументам может быть связано с низким содержанием этих кислот в фитопланктоне [25].

Показано, что уровень в гонадах и печени колюшки другой полиеновой кислоты – докозапентаеновой (ДПК), 22:5(n-3), относительно высок в пределах 3.09–4.28% от суммы ЖК. ДПК является одним из самых обсуждаемых в последнее время компонентов в синтезе ЖК ω-3 семейства, поскольку является промежуточным продуктом синтеза ДГК из физиологически значимой ЭПК [26]. Повышенный интерес к ДПК связан с тем биологическим эффектом, который она проявляет (совместно с ЭПК) при заживлении ран. ДПК эффективно ингибирует агрегацию тромбоцитов и оказывает значительное влияние на миграцию эндотелиальных клеток [26, 27]. Содержание этой кислоты в гонадах и печени колюшки варьировало от 3.09 до 4.28% от суммы ЖК, что составляло вполне значительное количество, поскольку у других рыб оно обычно изменялось от 1 до 3%. Показано, что только тюлени и брюхоногий моллюск, абалон, могут сравниться с рыбами высоким содержанием ДПК в мышцах [28]. На биологическом свойстве жира колюшки было основано его использование для лечения ран солдат в госпиталях во время Великой Отечественной войны [29].

Последние клинические исследования, показали, что поступление ДПК в организм взрослого человека способствует улучшению нервно-психического состояния, поэтому в настоящее время продолжаются разработки и клинические испытания препаратов, содержащих ДПК [30].

Полученные результаты свидетельствовали о тканеспецифичности состава ЖК рыб. Они могут быть использованы как при разработке методических подходов к созданию пищевых ингредиентов липидной (жировой) основы из морских гидробионтов Арктического региона, которые являются важным возобновляемым природным ресурсом, так и изучении их физиолого-биохимического состояния в различных ситуациях, связанных с процессами их развития в норме и при изменении факторов среды. Это в полной мере относится к трехиглой колюшке Белого моря, которая, несмотря на значительные запасы, пока практически не используется для промысла [7]. При оценке промыслового потенциала колюшки, особенно для использования ее в качестве пищевых добавок, важно учитывать то, что в отличие от Балтийского моря, где колюшку уже добывают, воды Белого моря, расположенного в субарктической и арктической зонах, загрязнены в гораздо меньшей степени. Рост численности колюшки Белого моря произошел относительно недавно, а пищевого значения этот вид практически не имел.

Авторы выражают благодарность администрации Учебной научной базе Санкт-Перебургского государственного университета “Беломорская”.

Работа выполнена при финансировании из средств федерального бюджета государственного задания КарНЦ РАН № 0221-2017-0050, а также гранта СПбГУ (проект № 1.40.529.2017).

Работа проведена с использованием научного оборудования Центра коллективного пользования Федерального исследовательского центра “Карельский научный центр Российской академии наук”.

Список литературы

  1. March B.E. // Can. J. Physiol. Pharm. 1993. V. 71. № 9. P. 684–689.

  2. Horrocks L.A., Yeo Y.K. // Pharm. Res. 1999. V. 40. № 3. P. 211–225.

  3. Wall R., Ross R.P., Fitzgerald G.F., Stanton C. // Nutr. Rev. 2010. V. 68. № 5. P. 280–289.

  4. Bradbury J. // Nutrients. 2011. V. 3. № 5. P. 529–554.

  5. Valentini K.J., Austin Pickens C., Wiesinger J.A., Fenton J.I. // Int. J. Food Sci. Nutr. 2017. doi 10.1080/ 09637486.2017.1413640

  6. Puskas L.G., Bereczki E., Santha M., Vigh L., Csanadi G., Spener F., Ferdinandy P., Onochy A., Kitajka K. // Biochimie. 2004. V. 86. № 11. P. 817–824.

  7. Ivanova T.S., Ivanov M.V., Golovin P.V., Polyakova N.V., Lajus D.L. // Evol. Ecol. Res. 2016. V. 17. № 3. P. 301–315.

  8. Мурзина С.А., Нефедова З.А., Пеккоева С.Н., Лайус Д.Л., Иванова Т.С., Немова Н.Н. // Уч. Зап. ПетрГУ. 2017. № 8(169). С. 21–28.

  9. Мурзина С.А., Нефедова З.А., Пеккоева С.Н., Воронин В.П., Лайус Д.Л., Иванова Т.С., Немова Н.Н. // Изв. РАН. Сер. биол. 2018. № 6. С. 144–149.

  10. Bakhvalova A.E., Ivanova T.S., Ivanov M.V., Demchuk A.S., Movchan E.A. Lajus D.L. // Evol. Ecol. Res. 2016. V. 17. № 3. P. 317–334.

  11. Folch J., Lees M., Sloan-Syanley G.H. // J. Biol. Chem. 1957. V. 226. № 1. P. 497–509.

  12. Цыганов Э. П. // Лаб. Дело. 1971. № 8. С. 490–493.

  13. Jamieson G.R. // J. Chromat. Sci. 1975. V. 13. № 10. P. 491–497.

  14. Немова Н.Н., Мурзина С.А., Нефедова З.А., Пеккоева С.Н., Рипатти П.О. // Докл. РАН. 2015. Т. 460. № 4. С. 475–479.

  15. Murzina S.A., Nefedova Z.A., Pekkoeva S.N., Ruokolai-nen T.R., Ripatti P.O., Semushin A.V., Nemova N.N. // Fishes. 2016. V. 1. № 1. P. 65–76.

  16. Murzina S.A., Nefedova Z.A., Falk-Petersen S., Ripatti P.O., Ruokolainen T.R., Pekkoeva S.N., Nemova N.N. // Int. J. Mol. Sci. 2013. V. 14. № 4. P. 7048–7060.

  17. Рабинович А.Л., Рипатти П.О. // Усп. соврем. биол. 1994. Т. 114. № 5. С. 581–594.

  18. Pavlov D.S., Nefedova Z.A., Veselov A.E., Nemova N.N., Ruokolainen T.R., Vasil’eva O.B., Ripatti P.O. // J. Ichthyol. 2009. V. 49. № 11. C. 1073–1080.

  19. Немова Н.Н., Нефедова З.А., Мурзина С.А., Веселов А.Е., Рипатти П.О. // Изв. РАН. Сер. Биол. 2015. № 6. С. 581–588.

  20. Нефедова З.А., Мурзина С.А., Веселов А.Е., Пеккоева С.Н., Руоколайнен Т.Р., Ручьев М.А., Немо-ва Н.Н. // Изв. РАН. Сер. Биол. 2017. № 1. С. 57–62.

  21. Нефедова З.А., Мурзина С.А., Пеккоева С.Н., Немова Н.Н. // Изв. РАН. Сер. Биол. 2018. № 2. С. 144–149.

  22. Toivonen L.V., Nefedova Z.A., Sidorov V.S., Ripatti P.O. // Prikl. Biokhim. Mikrobiol. 1995. V. 31. № 5. P. 571–576.

  23. Arts M.T., Kohler C.C. Lipids in Aquatic ecosystems. / Eds. Arts M.T., Brett M.T., Kainz M. N.Y: Springer-Verlag, 2009. 377 p.

  24. Legezynska J., Kedra M., Walkusz W. // Mar. Biol. 2014. V. 161. № 4. P. 821–836

  25. Brett M., Muller-Navarra D. // Freshwater Biol. 2003. V. 38. № 3. P. 483–499.

  26. Kaur G., Cameron-Smith D., Garg M., Sinclair A.J. // Prog. Lipid Res. 2011. V. 50. № 1. P. 28–34.

  27. Benistant C., Achard F., Ben Slama S., Lagarde M. // Prostaglandins Leucot. Essent Fatty Acids. 1996. V. 55. № 4. P. 287–292.

  28. Lou Q.-M., Wang Y.-M., Xue C.-H. // J. Food Biochem. 2013. V. 37. № 3. P. 296–301.

  29. Гербильский Н.Л., Европейцева Н.В. Рыбная промышленность СССР. Сб. 1. М.: Пищепромиздат, 1945. 123 с.

  30. Byelashov O.A., Kaur G. // Lipid Technol. 2015. V. 27. № 4. P. 79–82.

Дополнительные материалы отсутствуют.