1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Радиационная биология. Радиоэкология
  4. T. 63, № 3, 2023

Радиационная биология. Радиоэкология, 2023, T. 63, № 3, стр. 261-269

Изучение эффективности применения молграмостима при остром радиационном поражении (экспериментальное исследование)

А. Ю. Кондаков 1, *, И. С. Драчёв 1, Д. В. Ремизов 1, М. А. Карамуллин 1, П. В. Тихомиров 1, Е. Б. Супрунова 1, Е. А. Якунчикова 1, О. А. Данилова 1

1 Государственный научно-исследовательский испытательный институт военной медицины МО РФ
Санкт-Петербург, Россия

* E-mail: alex_kondakov@list.ru

Поступила в редакцию 23.11.2022
После доработки 23.03.2023
Принята к публикации 05.04.2023

Полный текст (PDF)

Аннотация

Цель исследования – изучение специфической активности препарата молграмостим (неостим®) в условиях общего однократного γ‑облучения. Оценку противолучевой эффективности проводили, изучая 30-суточную выживаемость и среднюю продолжительность жизни (СПЖ) облученных (в дозах 4, 5, 6, 7, 8 Гр) мышей, а также динамику показателей периферической крови, экстрамедуллярного и костномозгового кроветворения. Установлено, что 14‑кратное (с интервалом через 12 ч) подкожное введение препарата молграмостим в дозе 5 мкг/кг мышам после облучения в среднелетальной дозе (6 Гр) оказывает выраженное противолучевое действие. Значение фактора изменения дозы (ФИД) при введении препарата в оптимальной дозе составляет 1.16. Применение молграмостима увеличивает выживаемость мышей на 30%, способствует более раннему, по сравнению с облученными животными контрольной группы, восстановлению содержания форменных элементов периферической крови (к 10-м суткам число лейкоцитов было больше на 50%, а количество лимфоцитов, эритроцитов и тромбоцитов – на 10%, чем у животных, не получавших препарат), а также увеличению числа эндогенных КОЕ на 30% по сравнению с контролем и количества миелокариоцитов костного мозга в среднем в 1.2 раза.

Ключевые слова: гемопоэз, гранулоцитарно-макрофагальный колониестимулирующий фактор, ионизирующее излучение, острое радиационное поражение, фактор изменения дозы, эндогенное колониеобразование

Широкое применение источников ионизирующих излучений в промышленности, науке и медицине повышает вероятность возникновения у персонала острого радиационного поражения (ОРП) различной степени тяжести. Для лечения патологических состояний, сопровождающих реализацию эффектов радиационного воздействия, к настоящему времени разработан, апробирован и применяется широкий перечень средств противолучевой терапии различного механизма действия. Наряду с разработкой новых перспективных направлений создания лекарственных препаратов для профилактики и терапии ОРП, интенсивно ведутся работы по оценке возможных направлений совершенствования и развития средств противорадиационной защиты [1–5].

По существующим представлениям патогенетические механизмы действия большинства известных средств раннего лечения ОРП реализуются через клеточные и гуморальные факторы гемо- и иммунопоэза, активация которых способствует восстановлению костномозгового кроветворения и иммуногенеза, т.е. повышению функциональной активности систем организма, определяющих характер течения и исход радиационного поражения [6–8].

Гранулоцитарный колониестимулирующий фактор (Г-КСФ) – гликопротеин, который регулирует пополнение пула нейтрофилов, а продуцируется активированными макрофагами, эндотелиальными клетками и фибробластами [9]. Цитокин оказывает стимулирующее действие на пролиферацию кроветворных клеток, созревание моноцитов/макрофагов, кроме того, препятствует радиационно-индуцированному апоптозу. Помимо своей эффективности в системе кроветворения, Г-КСФ также влияет на функционирование других систем в организме млекопитающих, таких как сердечно-сосудистая или нервная [9]. Как свидетельствуют данные литературы, за прошедшие годы проведен анализ радиомодифицирующего действия Г-КСФ при его введении в широком диапазоне доз в условиях однократного и/или многократного применения как до, так и после радиационного воздействия. Наибольшее число публикаций посвящено колониестимулирующим факторам при многократном курсовом введении. Среди наиболее ранних исследований по оценке радиопротекторных свойств Г‑КСФ и рекомбинантного гранулоцитарно-макрофагального колониестимулирующего фактора (ГМ‑КСФ) при однократном применении следует отметить работу R. Neta и соавт. (1988). В данном исследовании снижения частоты летальных исходов у подопытных облученных животных, которым однократно вводили Г-КСФ и ГМ-КСФ, выявлено не было [10]. В последующем, K.G. Waddick и соавт. (1990, 1991) провели изучение радиомодифицирующих свойств Г‑КСФ при введении данного препарата в широком диапазоне доз и при различных вариантах профилактического применения рекомбинантного Г‑КСФ человека [11, 12].

Целью настоящей работы стало изучение специфической активности препарата молграмостим (неостим®) в условиях общего однократного γ‑облучения. Исследование выполнено в ГНИИИ ВМ МО РФ в соответствии с контрактом и техническим заданием с ООО “Нуклеон”.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДИКА

В работе использовали нелинейных мышей – самцов массой 18–20 г, полученных из ФГУП “Питомник лабораторных животных “Рапполово” НИЦ “Курчатовский институт” (Ленинградская обл.). Животных содержали в условиях вивария не более чем по 10 мышей в клетке. Кормление животных осуществляли 1 раз в сутки с 10.00 до 13.00 ч, доступ животных к стандартному гранулированному полнорационному корму и воде не ограничивали (режим питания – ad libitum). Перед проведением эксперимента животные находились под наблюдением не менее 14 сут. После окончания карантина мышей распределяли на группы (по 10 животных) методом рандомизации, больных и ослабленных животных в эксперимент не брали. При проведении исследования выполняли требования нормативно-правовых актов: Приказ Минздрава России от 01.04.2016 г. № 199н “Об утверждении Правил надлежащей лабораторной практики”, “Этический кодекс” (1985 г.), Хельсинкская декларация Всемирной Медицинской Ассоциации (2000 г.), рекомендации Федерации европейских научных ассоциаций по содержанию и использованию лабораторных животных в научных исследованиях (FELASA) [13].

Моделирование острого радиационного поражения осуществляли в соответствии с Методическими указаниями по экспериментальному и клиническому изучению средств терапии радиационных поражений и медико-биологическими требованиями к этим средствам [14].

Животных подвергали воздействию внешнего острого однократного двустороннего бокового облучения на установке “ИГУР-1” (137Cs) в различном диапазоне доз (4–8 Гр), при мощности дозы 0.998 Гр/мин с фокусным расстоянием 1 м. Распределение поглощенной дозы в теле животного определяли фантомно-дозиметрическим методом. В различных точках фантома результаты измерений по данным дозиметрии различаются не более чем на 10%. Для контроля поглощенной дозы применяли дозиметр ИД-11. Сертификат калибровки поля излучения – RU 01 № 210/168-2020 от 06.07.2020 г., выданный ФГУП “ВНИИМ им. Д.И. Менделеева”. Контрольных и подопытных животных облучали одновременно в утренние часы, помещая их в алюминиевые пеналы (по 24 мыши), при этом каждая особь находилась в индивидуальном отсеке. В случае меньшего количества облучаемых животных пустые ячейки пеналов заполняли парафиновыми фантомами.

В работе использовали препарат молграмостим (неостим®), лиофилизат для приготовления раствора ГМ-КСФ для внутривенного и подкожного введения, 150 мкг (1.67 × 106 МЕ), производитель Сямэнь Амойтоп Биотех Ко. Лтд (НР Китай), поставщик ПАО “Фармсинтез” (Россия). Мышам опытных групп сразу после облучения подкожно в холку в объеме 0.1 мл вводили препарат в различных дозах (1; 2.5; 5 и 10 мкг/кг) в течение 7 сут с интервалом между введениями 12 ч (14 инъекций) согласно инструкции по применению препарата. Животным контрольной группы в те же сроки и в том же объеме вводили 0.9%-ный раствор натрия хлорида.

Специфическую активность препарата молграмостим оценивали по влиянию на выживаемость и СПЖ павших животных. Динамику показателей периферической крови регистрировали с помощью автоматического анализатора Abacus Junior (Австрия) на 3-, 10-, 14-е и 2-е сутки. Кровь из хвостовой вены в количестве 0.2–0.3 мл отбирали в пробирку с ЭДТА‑К3 (ООО “МиниМед”). Определение гематологических показателей осуществляли непосредственно после взятия крови.

Влияние молграмостима на костномозговое кроветворение оценивали путем определения числа миелокариоцитов в костном мозге на 9-е сутки после облучения. Костный мозг извлекали из бедренной кости предварительно декапитированных животных. Готовили суспензию клеток, смешивая в пробирке 0.02 мл пунктата с 0.4 мл 3%-ного раствора ледяной уксусной кислоты. Количество миелокариоцитов определяли под микроскопом в камере Горяева [15, 16].

Для определения колониеобразующей способности стволовых кроветворных клеток костного мозга использовали методику эндогенного колониеобразования. На 9-е сутки после облучения мышей выделяли селезенки, взвешивали, фиксировали в жидкости Буэна и регистрировали число колониеобразующих единиц (КОЕ) [17, 18].

Полученные данные подвергали математической обработке общепринятыми методами вариационной статистики [19, 20]. Достоверность различий при сравнении независимых групп оценивали с использованием критерия Манна–Уитни. Величину ФИД рассчитывали графическим методом путем построения и сравнения прямых регрессии.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Радиационное поражение мышей в дозе 4 Гр не вызывало гибели животных. Облучение в диапазоне доз от 5 до 8 Гр характеризовалось развитием ОРП различной степени тяжести от легкой до крайне тяжелой. Наиболее легкое течение лучевого поражения наблюдали при облучении мышей в дозе 5 Гр. В этом случае выживаемость составляла 80 ± 13%, при величине СПЖ 16 ± 3 сут. Облучение мышей в дозе 6 Гр характеризовалось развитием ОРП средней степени тяжести. Выживаемость мышей снижалась до 50 ± 16%, а величина СПЖ до 14 ± 3 сут. Тяжелую степень лучевого поражения наблюдали после облучения животных в дозе 7 Гр. В этом случае наблюдали гибель практически всех облученных животных. Выживаемость составляла 10 ± 9%, а СПЖ – 12 ± 2 сут. Облучение в дозе 8 Гр приводило к развитию ОРП крайне тяжелой степени. Все животные к окончанию опыта погибли, при этом величина СПЖ составляла 7 ± 1 сут (табл. 1).

Таблица 1.

Влияние молграмостима на течение и исходы острого радиационного поражения (n = 10, M ± m) Table 1. Molgramostim effect on the acute radiation injury’s course and outcome (n = 10, M ± m)

Экспериментальная группа Доза облучения, Гр Выживаемость, % СПЖ, сут
Контроль 4 100 – 10 >30
5 80 ± 13 16 ± 3
6 50 ± 16 14 ± 3
7 10 ± 9 12 ± 2
8 0 + 10 7 ± 1
Молграмостим 1 мкг/кг 5 90 ± 9 21 ± 1
6 70 ± 14 19 ± 2
Молграмостим 2.5 мкг/кг 5 90 ± 9 18 ± 1
6 70 ± 14 16 ± 3
Молграмостим 5 мкг/кг 4 100–10 >30
5 90 ± 9 29 ± 1
6 80 ± 13* 14 ± 2
7 40 ± 15* 11 ± 2
8 0 + 10 8 ± 1
Молграмостим 10 мкг/кг 4 100–10 >30
5 90 ± 9 22 ± 1
6 40 ± 15 19 ± 3
7 20 ± 13 13 ± 3
8 0 + 10 9 ± 3

* Различия достоверны (p ≤ 0.05) по сравнению с соответствующим показателем группы контроль.

Применение молграмостима в дозах 1 и 2.5 мкг/кг существенным образом не влияло на течение и исходы ОРП у мышей. Лечебную эффективность препарат начинал оказывать при введении в дозе 5 мкг/кг. Так, введение ГМ-КСФ мышам, облученным в дозе 6 Гр, способствовало предотвращению их гибели. Увеличение дозы облучения приводило к снижению эффективности препарата. Молграмостим в дозе 5 мкг/кг оказался малоэффективным при введении после облучения в дозах 7 и 8 Гр, т.е. в случае лечения ОРП тяжелой и крайне тяжелой степени. Дальнейшее увеличение дозы препарата до 10 мкг/кг не приводило к усилению эффекта. Значения выживаемости и СПЖ облученных животных при введении препарата в этой дозе существенно не отличались от соответствующих показателей контрольной группы, а гибель мышей происходила на фоне истощения животных. Таким образом, полученные данные свидетельствуют, что оптимальной оказалась доза молграмостима – 5 мкг/кг, которая обеспечивала выживаемость 80% экспериментальных мышей, облученных в среднелетальной дозе.

Одним из интегральных показателей эффективности противолучевых средств является величина ФИД. Это значение рассчитывается как отношение ЛД50 облучения с применением лекарственного средства к ЛД50 при изолированном воздействии. На основании данных, приведенных в табл. 1, методом пробит-анализа были рассчитаны величины доз облучения, приводящие к гибели 50% животных без введения препарата и при его использовании. У животных контрольной группы расчетная величина ЛД50 составляет 5.83 ± ± 1.04 Гр. Введение препарата ГМ-КСФ в дозе 5 мкг/кг увеличивает данный показатель до 6.79 ± ± 1.05 Гр. Таким образом, значение ФИД препарата ГМ-КСФ при введении в оптимальной дозе в опытах на мышах составляет 6.79/5.83 ≈ 1.16 (рис. 1).

Рис. 1.

Влияние молграмостима на выживаемость мышей, облученных в различных дозах (n = 10, M ± m).

Fig. 1. Molgramostim effect on the survival rate of mice exposed to different doses (n = 10, M ± m).

Так как наибольшая противолучевая эффективность молграмостима была отмечена при облучении в диапазоне среднелетальных доз, дальнейшее изучение механизмов и особенностей специфического действия препарата проводили в дозе 6 Гр. При изучении численного состава периферической крови установлено, что облучение мышей в дозе 6 Гр сопровождалось выраженным снижением количества форменных элементов. Как видно из табл. 2, уменьшение количества лейкоцитов и лимфоцитов у облученных мышей происходило уже к 3-м суткам и продолжалось вплоть до 10 сут (в среднем на 87% от фоновых значений). Та же тенденция наблюдалась и при подсчете эритроцитов, однако снижение их количества носило более мягкий характер. Так, в первые 10 сут количество эритроцитов было снижено в среднем на 29% от значений, зарегистрированных у животных до облучения. Как видно из данных, приведенных в табл. 2, после радиационного воздействия в дозе 6 Гр у мышей уменьшалось и количество тромбоцитов. В первую неделю после поражения их было в среднем на 17% меньше, чем до облучения.

Таблица 2.

Влияние применения молграмостима в дозе 5 мкг/кг в течение 7 сут после острого γ-облучения (6 Гр) на динамику показателей периферической крови мышей (n = 10, M ± m) Table 2. Molgramostim effect at a dose of 5 μg/kg for 7 days after acute γ irradiation (6 Gy) on the dynamics of peripheral blood parameters in mice (n = 10, M ± m)

Экспериментальная группа Значение показателя (M ± m)
до облучения 3 сут 10 сут 14 сут 21 сут
Лейкоциты, ×109/л
Контроль 21.9 ± 2.5 2.5 ± 0.4* 3.0 ± 0.4* 6.2 ± 0.2* 17.1 ± 0.7
Молграмостим 2.5 ± 0.4* 4.6 ± 0.7* 8.3 ± 1.1* 20.1 ± 1.4
Лимфоциты, ×109/л
Контроль 15 ± 2.1 1.8 ± 0.3* 1.9 ± 0.3* 4.2 ± 0.2* 11.8 ± 1.1
Молграмостим 1.7 ± 0.3* 2.1 ± 0.3* 4.6 ± 0.6* 13.6 ± 1.1
Эритроциты, ×1012/л
Контроль 7.3 ± 0.3 5.2 ± 0.4* 5.1 ± 0.4* 6.1 ± 0.9 7.4 ± 0.6
Молграмостим 5.3 ± 0.4* 5.6 ± 0.3* 6.0 ± 0.2* 6.6 ± 0.2
Гемоглобин, г/л
Контроль 144.5 ± 5.7 104.7 ± 12.1* 107.3 ± 12.3* 111 ± 12.9* 105.1 ± 12.2*
Молграмостим 106.3 ± 12.8* 120.6 ± 9.9 130.9 ± 5.6 137.5 ± 2.2#
Гематокрит, %
Контроль 37 ± 1.0 28.8 ± 2.7* 28.1 ± 2.7* 29.8 ± 2.9* 31 ± 1.0*
Молграмостим 28.4 ± 3.6* 31.7 ± 1.5* 33.7 ± 1.1* 35.7 ± 1.2#
Тромбоциты, ×109/л
Контроль 333.5 ± 21.3 273.6 ± 17.3 277.7 ± 17.4 298.9 ± 25.8 325.8 ± 22.1
Молграмостим 280 ± 21.1 305.2 ± 20.0 329 ± 12.5 347.7 ± 7.7
Тромбокрит, %
Контроль 6.9 ± 0.5 5.9 ± 0.3 5.9 ± 0.3 5.4 ± 0.4* 5.9 ± 0.3
Молграмостим 5.5 ± 0.5 6 ± 0.4 6.4 ± 0.3 6.6 ± 0.3
Гетерогенность тромбоцитов, %
Контроль 35.5 ± 1 31 ± 1.2* 30.6 ± 1.1* 30.8 ± 1.4* 32.5 ± 1.3
Молграмостим 30.9 ± 1.4* 32.5 ± 1.5 32.5 ± 0.8* 35.2 ± 0.7

* Различия достоверны (р ≤ 0.05) по сравнению со значениями до облучения; # различия достоверны (р ≤ 0.05) по сравнению с контрольной группой.

Начиная с 14-х суток отмечали снижение уровня цитопении, вызванной облучением. Так, количество лейкоцитов и лимфоцитов у облученных мышей увеличивалось в 2 раза, эритроцитов – в 1.2 раза, тромбоцитов – 1.1 раза, в сравнении с показателями, зарегистрированными у облученных животных на 3-и сутки. К 21-м суткам происходило дальнейшее восстановление клеточного состава периферической крови, приближаясь к фоновым значениям.

При введении экспериментальным животным препарата ГМ‑КСФ количество форменных элементов периферической крови оставалось сниженным в течение первых 3 сут после облучения. Однако уже к 10-м суткам число лейкоцитов было в 1.5 раза выше, а количество лимфоцитов, эритроцитов и тромбоцитов увеличивалось в среднем в 1.1 раза, в сравнении с показателями, зарегистрированными у облученных мышей, не получавших препарат. К 14-м суткам численность клеточного состава периферической крови мышей продолжала увеличиваться и к 21-м суткам исследования значения соответствовали фоновым показателям (табл. 2).

Таким образом, установлено, что введение молграмостима мышам, облученным в дозе 6 Гр, способствует более раннему восстановлению количества форменных элементов периферической крови, по сравнению с животными контрольной группы. Так, начало нормализации содержания форменных элементов периферической крови контрольной группе начиналось на 14-е сутки, тогда как у животных при введении ГМ-КСФ – на 10-е сутки.

С целью выяснения особенностей механизма специфической активности препарата исследовали влияние молграмостима на показатели экстрамедуллярного и костномозгового кроветворения у облученных животных.

Установлено, что масса селезенки облученных в дозе 6 Гр (“Контроль”) мышей к 10-м суткам уменьшилась в 3 раза по сравнению с группой без радиационного воздействия (“Биоконтроль”). Применение ГМ-КСФ способствовало менее выраженному снижению веса лимфоидного органа (в 2.3 раза, с 162.5 ± 18.3 мг до 71.1 ± 8.4 мг). Кроме того, масса селезенки животных, получавших препарат, была в 1.3 раза выше этого показателя в контрольной группе (табл. 3).

Таблица 3.

Влияние применения молграмостима в дозе 5 мкг/кг в течение 7 сут после острого γ-облучения (6 Гр) на динамику показателей экстрамедуллярного кроветворения у мышей (n = 10, M ± m) Table 3. Molgramostim effect at a dose of 5 μg/kg for 7 days after acute γ irradiation (6 Gy) on the dynamics of extramedullary hematopoiesis in mice (n = 10, M ± m)

Экспериментальная группа Значение показателя (M ± m)
масса селезенки, мг количество КОЕ, абс. ед.
Биоконтроль 162.5 ± 18.3 –
Контроль 53.9 ± 7.2* 5 ± 1.7
Молграмостим 71.1 ± 8.4* 7 ± 1.4

* Различия достоверны (р ≤ 0.05) по сравнению со значениями до облучения.

Радиозащитный эффект проявляется, в том числе, и в сохранении репродуктивных функций клеток. Одним из показателей репродуктивной активности стволовых кроветворных клеток считается количество эндогенных КОЕ. Данные, приведенные в табл. 3, свидетельствуют, что острое радиационное воздействие вызывает гибель стволовых кроветворных клеток и, как следствие, низкое образование КОЕ. У мышей контрольной группы этот показатель составлял 5 ± 1.7. Применение ГМ-КСФ способствовало увеличению количества эндогенных КОЕ у облученных мышей до 7 ± 1.4.

При оценке влияния применения ГМ-КСФ на клеточный состав костного мозга облученных мышей установлено, что в ранний период ОРП препарат не оказывает существенного влияния на количество ядросодержащих клеток костного мозга, однако к 21-м суткам значение этого показателя повышалось (табл. 4).

Таблица 4.

Влияние применения молграмостима в дозе 5 мкг/кг в течение 7 сут после острого γ-облучения (6 Гр) на динамику показателей костномозгового кроветворения у мышей (n = 10, M ± m) Table 4. Molgramostim effect at a dose of 5 μg/kg for 7 days after acute γ irradiation (6 Gy) on the dynamics of bone marrow hematopoiesis in mice (n = 10, M ± m)

Экспериментальная группа Количество миелокариоцитов (M ± m), ×106 на бедро
до облучения после облучения, сут
3 10 14 21
Контроль 9.7 ± 0.4 0.4 ± 0.1* 1.9 ± 0.7* 3.7 ± 0.7* 6.9 ± 0.8*
Молграмостим 0.5 ± 0.1* 2.7 ± 1.5* 4.1 ± 0.6* 8.1 ± 0.9

* Различия достоверны (р ≤ 0.05) по сравнению со значениями до облучения.

Установлено, что воздействие ионизирующего излучения приводит к значительному снижению количества ядросодержащих клеток костного мозга на протяжении всего срока исследования. Максимальное снижение показателя было зарегистрировано на 3-и сутки после облучения, количество клеток было в 24 раза ниже, чем у интактных животных (0.4 ± 0.1 × 106 клеток на бедро). В дальнейшие сроки исследования количество миелокариоцитов у облученных мышей постепенно увеличивалось, и к 10-м суткам их число достигало 1.9 ± 0.7 × 106, а к 14-м суткам – 3.7 ± 0.7 × 106. Однако на 21-е сутки количество ядросодержащих клеток костного мозга оставалось в 1.4 раза ниже, чем у необлученных животных.

Применение ГМ‑КСФ способствовало замедлению процессов пострадиационного опустошения костного мозга. К 3-м суткам количество клеток костного мозга было в 1.2 раза выше по сравнению с группой контроль. В последующие сроки у облученных животных под влиянием препарата значение показателя нарастало. Так, к 10‑м суткам после облучения число миелокариоцитов увеличилось в 1.4 раза (2.7 ± 1.5 × 106), а на 14-е сутки – в 1.1 раза (4.1 ± 0.6 × 106) по сравнению с данными, полученными у контрольных животных. На 21-е сутки после облучения количество миелокариоцитов костного мозга в группе, получавшей ГМ-КСФ, было в 1.2 раза выше, чем в контроле и составило 8.1 ± 0.9 × 106 клеток на бедро, что соответствовало значениям, зарегистрированным до облучения.

ОБСУЖДЕНИЕ

Полученные в работе результаты согласуются с имеющимися в литературе сведениями о том, что одним из наиболее перспективных направлений повышения эффективности борьбы с миелодепрессией лучевой этиологии является раннее применение цитокинов, обладающих гематостимулирующим действием, в том числе колониестимулирующие факторы, механизм действия которых направлен на стимуляцию восстановления костномозгового кроветворения, преимущественно за счет регуляции процессов пролиферации, дифференцировки и созревания миелоидных предшественников нейтрофильных гранулоцитов [8, 21–24].

Подавление функциональной активности системы кроветворения является одним из важнейших звеньев патогенеза лучевого поражения организма и в значительной степени определяющим характер его течения и исход [25, 26].

Как показали проведенные исследования, введение молграмостима в дозах 1 и 2.5 мкг/кг облученным в среднелетальной дозе мышам не оказывало влияние на течение и исходы ОРП. Однако применение препарата в дозе 5 мкг/кг способствовало предотвращению гибели 80% животных с лучевым поражением средней степени тяжести. Увеличение дозы ГМ-КСФ до 10 мкг/кг не оказывало ожидаемого положительного результата и было менее эффективным.

Важно отметить, что введение молграмостима оказывало стимулирующее влияние на регенераторные процессы в кроветворных органах облученных мышей и способствовало ускоренному (в среднем на 4 сут), по сравнению с животными контрольной группы, восстановлению содержания форменных элементов периферической крови. Под влиянием ГМ‑КСФ происходило увеличение массы селезенки (в 1.3 раза), усиление репродуктивной активности стволовых кроветворных клеток, учитываемых в количестве эндогенных КОЕ (в 1.4 раза) у лабораторных животных. Кроме того, применение молграмостима способствовало замедлению процессов пострадиационного опустошения костного мозга. В течение всего срока исследования количество миелокариоцитов костного мозга в группе облученных животных, получавших препарат, было в среднем в 1.2 раза выше, чем в контроле. Полученные данные согласуются с имеющимися в литературе сведениями о противолучевых свойствах колониестимулирующих факторов [27–30].

ВЫВОДЫ

1. При облучении мышей в среднелетальной дозе (6 Гр) наиболее оптимальной для терапии ОРП является доза молграмостима – 5 мкг/кг, которая обеспечивает выживаемость животных 80 ± 13%. Значение ФИД препарата при введении в оптимальной дозе составляет 1.16.

2. Введение молграмостима (5 мкг/кг) облученным в дозе 6 Гр мышам способствует более раннему, по сравнению с облученными животными контрольной группы, восстановлению содержания форменных элементов периферической крови (к 10-м суткам число лейкоцитов было больше на 50%, а количество лимфоцитов, эритроцитов и тромбоцитов – на 10%, чем у животных, не получавших препарат).

3. Применение молграмостима (5 мкг/кг) у облученных в дозе 6 Гр мышей способствует увеличению количества эндогенных КОЕ на 30% по сравнению с контролем (с 5 ± 1.7 абс. ед. до 7 ± ± 1.4 абс. ед. соответственно). При этом в течение всего срока исследования количество миелокариоцитов костного мозга в группе облученных животных, получавших препарат, было в среднем в 1.2 раза выше, чем в контроле.

Список литературы

  1. Васин М.В. Противолучевые лекарственные средства. М., 2010. 180 с. [Vasin M.V. Protivoluchevye lekarstvennye sredstva. M., 2010. 180 p. In Russ.)]

  2. Гладких В.Д., Баландин Н.В., Башарин В.А. и др. Состояние и перспективы развития средств профилактики и лечения радиационных поражений. М.: Комментарий, 2017. 304 с. [Gladkix V.D., Balandin N.V., Basharin V.A. et al. Sostoyanie i perspektivy` razvitiya sredstv profilaktiki i lecheniya radiacionny`h porazhenij. M.: Kommentarij, 2017. 304 p. (In Russ.)]

  3. Гребенюк А.Н., Гладких В.Д. Современное состояние и перспективы разработки лекарственных средств для профилактики и ранней терапии радиационных поражений // Радиац. биология. Радиоэкология. 2019. Т. 59. № 2. С. 132–149. [Grebenyuk A.N., Gladkix V.D. Modern condition and prospects for development of medicines for prevention and early treatment of radiation injures // Radiation Biology. Radioekology. 2019. V. 59. № 2. Р. 132–149. (In Russ.)]. https://doi.org/10.1134/S0869803119020085

  4. Симбирцев А.С., Кетлинский С.А. Перспективы использования цитокинов и индукторов синтеза цитокинов в качестве радиозащитных препаратов // Радиац. биология. Радиоэкология. 2019. Т. 59. № 2. С. 170–176. [Simbirtsev A.S., Ketlinsky S.A. Perspectives for cytokines and cytokine synthesis inducers as radioprotectors // Radiation Biology. Radioekology. 2019. V. 59. № 2. P. 170–176. (In Russ.)]. https://doi.org/10.1134/S0869803119020164

  5. Рождественский Л.М. Проблема разработки отечественных противолучевых средств в кризисный период: поиск актуальных направлений развития // Радиац. биология. Радиоэкология. 2020. Т. 60. № 3. С. 279–290. [Rozhdestvensky L.M. Difficulties in radiation counter measure preparations development in russia in crysis period: actual approaches searching // Radiation Biology. Radioekology. 2020. V. 60. № 3. P. 279–290. (In Russ.)]. https://doi.org/10.31857/S086980312003011X

  6. Владимиров В.Г., Красильников И.И. Фармакологические механизмы радиозащитного эффекта в условиях целостного организма и перспективы изыскания радиопротекторов // Радиац. биология. Радиоэкология. 1994. Т. 34. № 1. С. 121–133. [Vla-dimirov V.G., Krasil’nikov I.I. Farmakologicheskie mekhanizmy radiozashchitnogo ehffekta v usloviyakh tselostnogo organizma i perspektivy izyskayaniya radioprotektorov // Radiation Biology. Radioekology. 1994. V. 34. № 1. P. 121–133. (In Russ.)]

  7. Гребенюк А.Н., Легеза В.И. Противолучевые свойства интерлейкина‑1. СПб.: Фолиант, 2012. 216 с. [Grebenyuk A.N., Legeza V.I. Protivoluchevye svoistva interleukina 1. SPb.: Foliant, 2012. 216 р. (In Russ.)]

  8. Легеза В.И., Чигарева Н.Г., Абдуль Ю.А. и др. Цитокины как средства ранней патогенетической терапии радиационных поражений. Эффективность и механизм действия // Радиац. биология. Радиоэкология. 2000. Т. 40. № 4. С. 420–424. [Legeza V.I., Chigareva N.G., Abdul Yu.A. et al. Cytokines as remedies for early pathogenice therapy of radiation damage efficiency and mechanism // Radiation Biology. Radioekology. 2000. V. 40. № 4. P. 420–424. (In Russ.)]

  9. Hofer M., Pospíšil M., Komůrková D. et al. Granulocyte colony‑stimulating factor in the treatment of acute radiation syndrome: a concise review // Molecules. 2014. V. 19. № 4. P. 4770–4778. https://doi.org/10.3390/ molecules19044770

  10. Neta R., Oppenheim J.J., Douches S.D. Interdependence of the radioprotective effects of human recombinant interleukin 1 alpha, tumor necrosis factor alpha, granulocyte colony-stimulating factor, and murine recombinant granulocyte-macrophage colony-stimula-ting factor // J. Immunol. 1988. V. 140. P. 108–111.

  11. Uckun F.M., Souza L., Waddick K.G. et al. In vivo radioprotective effects of recombinant human granulocyte colony-stimulating factor in lethally irradiated mice // Blood. 1990. V. 75. P. 638–645.

  12. Waddick K.G., Song C.W., Souza L. et al. Comparative analysis of the in vivo radioprotective effects of recombinant granulocyte colony-stimulating factor (G-CSF), recombinant granulocyte-macrophage CSF, and their combination // Blood. 1991. V. 77. № 11. P. 2364–2371.

  13. Директива 2010/63/EU Европейского парламента и совета европейского союза по охране животных, используемых в научных целях // Rus‑LASA, НП “Объединение специалистов по работе с лабораторными животными”, рабочая группа по переводам и изданию тематической литературы. СПб., 2012. 48 с. [Direktiva 2010/63/EU Evropejskogo parla parlamenta i soveta evropejskogo soyuza po ohrane zhivotny`h, ispol`zuemy`h v nauchny`h celyah // Rus LASA, NP “Ob``edinenie specialistov po rabote s laboratorny`mi zhivotny`mi”, rabochaya gruppa po pere-vodam i izdaniyu tematicheskoj literatury`. SPb., 2012. 48 p. (In Russ.)]

  14. Методические указания по экспериментальному и клиническому изучению средств терапии радиационных поражений и медико-биологические требования к этим средствам. Москва: Б.и., 1978. 48 с. [Metodicheskie ukazaniya po ehksperimental’nomu i klinicheskomu izucheniyu sredstv terapii radiatsionnykh porazhenii i mediko-biologicheskie trebovaniya k ehtim sredstvam. Moskva: B.i., 1978. 48 р. (In Russ.)]

  15. Неменова Ю.М. Методы лабораторных клинических исследований. М.: Медицина, 1972. 265 с. [Nemenova Yu.M. Metody’ laboratorny’h klinicheskih issledovanij. M.: Medicina, 1972. 265 p. (In Russ.)]

  16. Till J.E., McCulloch E.A. A direct measurement of the radiation sensitivity of normal mouse bone marrow cells // Radiat. Res. 1961. V. 14. P. 213–222. https://doi.org/10.2307/3570892

  17. Методические рекомендации по вопросам определения численности кроветворных колониеобразующих единиц (КОЕ) с помощью тестов экзогенных и эндогенных селезеночных колоний. Обнинск, 1975. 11 с. [Metodicheskie rekomendacii po voprosam opredeleniya chislennosti krovetvorny’h ko-lonieobrazuyushhih edinicz (KOE) s pomoshh’yu testov e’kzogenny’h i e’ndogenny’h selezenochny’h kolonij. Obninsk, 1975. 11 p. (In Russ.)]

  18. Гребенюк А.Н., Башарин В.А., Бутомо Н.В. и др. Практикум по военной токсикологии, радиобиологии и медицинской защите / Под ред. А.Н. Гребенюка. СПб.: Фолиант, 2013. 294 с. [Grebenyuk A.N., Basharin V.A., Butomo N.V. et al. Praktikum po toksikologii i medicinskoj zashhit / Pod red. A.N. Grebenyuka. Sankt-Peterburg: Foliant, 2013. 294 p. (In Russ.)]

  19. Гланц С. Медико-биологическая статистика: Пер. с англ. М.: Практика, 1999. 459 с. [Glantz S. Primer of biostatistics. McGraw-Hill, 1994. 459 p. (In Russ.)]

  20. Зубов Н.Н., Умаров С.З., Бунин С.А. Математические методы и модели в фармацевтической науке и практике: руководство для провизоров и руководителей фармацевтических предприятий (организаций). СПб.: Изд-во Политехн. ун-та, 2008. 249 с. [Zubov N.N., Umarov S.Z., Bunin S.A. Matematicheskie metody` i modeli v farmacevticheskoj nauke i praktike: rukovodstvo dlya provizorov i rukovoditelej farmacevticheskih predpriyatij (organizacij). SPb.: Izd-vo Politehn. un-ta, 2008. 249 p. (In Russ.)]

  21. Баранов А.Е., Рождественский Л.М. Аналитический обзор схем лечения острой лучевой болезни, используемых в эксперименте и клинике // Радиац. биология. Радиоэкология. 2008. Т. 48. № 3. С. 287–302. [Baranov A.E., Rozhdestvensky L.M. The analytical review of schemes of the acute radiation di-sease treatment used in experiment and in clinic // Radiation Biology. Radioekology. 2008. V. 48. № 3. P. 287–302. (In Russ.)]

  22. Рождественский Л.М., Щёголева Р.А., Дешевой Ю.Б. и др. Сравнительная оценка лечебной эффективности разных препаратов гранулоцитарного колониестимулирующего фактора в опытах на облученных мышах // Радиац. биол. Радиоэкол. 2012. Т. 52. № 5. С. 503–509. [Rozhdestvensky L.M., Schegoleva R.A., Deshevoj Yu.B. et al. Comparison of diffe-rent G-CSF treatment effectiveness in experiments on irradiated mice // Radiation Biology. Radioekology. 2012. V. 52. № 5. Р. 503–509. (In Russ.)]

  23. Dainiak N., Gent R.N., Carr Z. et al. First global consensus for evidence-based management of the hematopoietic syndrome resulting from exposure to ionizing radiation // Disaster Med. Public Health Prep. 2011. V. 5. № 3. P. 202–212.

  24. Hérodin F., Grenier N., Drouet M. Revisiting therapeutic strategies in radiation casualties // Exp. Hematol. 2007. V. 35. P. 28–33.

  25. Груздев Г.П., Чистопольский А.С., Суворова Л.А. Радиочувствительность и пострадиационная кинетика мегакариоцитарного ростка костного мозга // Радиац. биология. Радиоэкология. 1996. Т. 36. № 2. С. 250–263. [Gruzdev G.P., Chistopol’skij A.S., Suvorova L.A. Radiosensitivity and postradiation kinetics of megakaryocyte spring of bone marrow (analysis of chernobyl disaster consequences) // Radiation Biology. Radioekology. 1996. V. 36. № 2. P. 250–263. (In Russ.)]

  26. Рождественский Л.М. Постлучевая репарация стволовых кроветворных клеток в общерадиобиологическом, клиническом, экспериментальном и методическом аспектах // Радиац. биология. Радиоэкология. 1994. Т. 34. № 4–5. С. 520–536. [Rozhdestvensky L.M. Postradiation repair of hemopoietic stem cells in radiobiological clinical experimental and methodical aspect // Radiation Biology. Radio-ekology. 1994. V. 34. № 4–5. P. 520–536. (In Russ.)]

  27. Легеза В.И., Попов А.В., Салухов В.В. и др. Гранулоцитарный колониестимулирующий фактор лейкостим – средство патогенетической терапии постлучевого костномозгового синдрома // Вестн. Рос. Воен.-мед. академии. 2010. № 2 (30). С. 135–139. [Legeza V.I., Popov A.V., Saluhov V.V. et al. Granulocyte colony-stimulating factor leukostim as remedy of early pathogenic therapy of the radiation-induced hematopoietic syndrome // Vestnik Ros. Voen.-med. akademii. 2010. № 2 (30). P. 135–139. (In Russ.)]

  28. Fushiki M., Ono K., Sasai K. et al. Effect of recombinant human granulocyte colony-stimulating factor on gra-nulocytopenia in mice induced by irradiation // Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys. 1990. V. 18. № 2. P. 353–357.

  29. Hofer M., Pospísil M., Netíková J. et al. Granulocyte colony-stimulating factor and drugs elevating extracellular adenosine act additively to enhance the hemo-poietic spleen colony formation in irradiated mice // Physiol. Res. 1999. V. 48. № 1. P. 37–42.

  30. Patchen M.L., MacVittie T.J., Solberg B.D. et al. Therapeutic administration of recombinant human granulocyte colony-stimulating factor accelerates hemopoietic regeneration and enhances survival in a murine model of radiation-induced myelosuppression // Int. J. Cell Cloning. 1990. V. 8. № 2. P. 107–122.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Радиационная биология. Радиоэкология

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал