1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Успехи физиологических наук
  4. T. 53, № 4, 2022

Успехи физиологических наук, 2022, T. 53, № 4, стр. 50-61

Нейротрофические, нейропротективные, митогенные, антиоксидантные, антиапоптотические свойства вазопрессина

С. Г. Белокоскова a, *, С. Г. Цикунов a, **

a Федеральное государственное бюджетное научное учреждение “Институт экспериментальной медицины”
197376 Санкт-Петербург, Россия

* E-mail: belokoskova.s@yandex.ru
** E-mail: secikunov@yandex.ru

Поступила в редакцию 12.04.2022
После доработки 30.05.2022
Принята к публикации 02.06.2022

Полный текст (PDF)

Аннотация

Вазопрессинергическая система вовлечена в регуляцию многочисленных физиологических функций. Обзор фокусируется на менее изученной роли аргинин-вазопрессина и его рецепторов в регуляции процессов роста, развития и репарации различных тканей и органов. Аргинин-вазопрессин путем активации рецепторов 1a-типа реализует нейротрофические, нейропротективные, антиоксидантные, антиапоптотические эффекты, стимулирует митогенез; посредством активации рецепторов 2-го типа проявляет антиметастатические, анксиолитические, антидепрессивные свойства, стимулирует высвобождение нейротрофических факторов. Агонист рецепторов аргинин-вазопрессина 2-го типа снижает выраженность вызванных ишемией мозга психоневрологических нарушений, а также расстройств эмоций, социального и двигательного поведения при нарушениях нейроразвития.

Ключевые слова: вазопрессин, пролиферация, дифференциация, митогенез, нейрогенез, BDNF, NGF, инсульт, стресс, расстройства аутистического спектра

ВВЕДЕНИЕ

Нейропептид вазопрессин вовлечен в широкий спектр физиологических процессов, включая регуляцию гомеостаза и модуляцию поведения [24, 105]. Вазопрессин состоит из 9 аминокислот. У грызунов и человека в позиции “8” расположен аргинин, тогда как у парнокопытных, в том числе у свиней – лизин. Соответственно, в литературе вазопрессин у грызунов и человека фигурирует под названием аргинин-вазопрессин (АВП). Ген, кодирующий АВП у человека, расположен на 20 хромосоме [92]. Выделяют периферическую и центральную вазопрессинергическую системы. АВП, относящийся к периферической вазопрессинергической системе, синтезируется в крупноклеточных нейронах паравентрикулярного и супраоптического ядер гипоталамуса (ПВЯ, СОЯ), откуда пептид транспортируется в заднюю долю гипофиза [105]. В условиях гиперосмолярности, гипотензии, гиповолемии АВП высвобождается из гипофиза в периферическое кровообращение [24]. Как гормон, АВП проявляет антидиуретические и вазоконстрикторные свойства. АВП, будучи небольшим пептидом, легко фильтруется через клубочки почек и в неметаболизированном виде экскретируется с мочой. В нормальных физиологических условиях, концентрация АВП в плазме крови очень низкая: менее 2 пг/мл, что вызывает определенные трудности для его измерения. В этой связи в качестве маркера уровня секреции АВП используется копептин, который секретируется вместе с АВП в эквимолярных количествах, его содержание легко поддается оценке [75].

Центральная вазопрессинергическая система включает места синтеза и высвобождения АВП в мозге, где нейропептид вызывает центральные эффекты, связанные с его влиянием на возбудимость нейронов и модуляцию синаптической передачи. АВП, относящийся к этой системе, синтезируется в мелкоклеточных нейронах ПВЯ; затем перемещается в портальное капиллярное сплетение гипоталамуса (переднюю долю гипофиза), где вместе с кортикотропин рилизинг гормоном (КТРГ) регулирует высвобождение адренокортикотропного гормона (АКТГ) [64, 105]. Часть аксонов парвоцеллюлярных нейронов, синтезирующих АВП, проецируется в другие области головного и спинного мозга. Имеются также экстрагипоталамические места синтеза АВП, включая ядро ложа конечной полоски, медиальную миндалину, голубое пятно, гиппокамп, дорзальную тегментальную область, парабрахиальные ядра, обонятельную луковицу, хориоидальное сплетение [16, 45]. АВП высвобождается из терминалей аксонов, тел и дендритов нейросекреторных клеток [70], что обеспечивает его местные реакции или реакции на отдалении [70, 75].

АВП проявляет свои эффекты через три подтипа рецепторов, связанных с G-белком, результаты активации которых отличаются путями передачи сигнала: рецепторы 1-го типа (V1R: V1aR, V1bR) и 2-го типа (V2R) [26, 64, 105]. Гены, кодирующие V1aR, V1bR, V2R, у человека локализованы на хромосомах 12q14, 1q32, и Xq28 соответственно [23]. Свойства рецепторов АВП хорошо изучены у грызунов. Связывание нейропептида с соответствующим рецепторным триггером вызывает конформационные изменения в структуре G-рецепторов, что приводит к активации G-белков. V1aR и V1bR активируют Gq-белок, V2R – Gs-белок, затем реализуют свои эффекты через сигнальные пути вторичных мессенджеров [109]. V1R передают сигнал путем активации фосфолипазы С, что вызывает повышение уровня внутриклеточного кальция и активности протеинкиназы С [84]. V2R передают сигнал через аденилатциклазу [109]. Аденилатциклаза индуцирует образование циклического аденозинмонофосфата, который вступает во взаимодействие с протеинкиназой А и ионными каналами, связанными с циклическими нуклеотидами.

Рецепторы АВП у грызунов представлены в головном мозге и на периферии. В мозге преобладают V1aR [57, 64]. У крыс матричная РНК (мРНК) V1aR выявлена в ядрах гипоталамуса (ПВЯ, супрахиазматических, вентромедиальных, дуговых), коре, обонятельной луковице, лимбических структурах (в латеральной перегородке, гиппокампе, миндалине, добавочном ядре), ядрах таламуса, черной субстанции, в верхних коленчатых телах, вентральной покрышке, голубом пятне, ядрах дорзального шва, солитарного тракта и оливы, в ретикулярной формации, спинальных ядрах тройничного нерва, мозжечке, area postrema, кортиевом органе, спинном мозге, хориоидальном сплетении, сосудах обонятельной луковицы и интерпедункулярного ядра, интра- и экстрапаренхиматозных сосудах мозга [47, 85, 86, 111]. В культуре клеток коры крыс показана экспрессия мРНК V1aR в нейронах, астроцитах, олигодендроцитах и микроглии [118].

V1bR в большом количестве присутствуют в передней доле гипофиза, в меньшем количестве – в ядрах гипоталамуса (ПВЯ, СОЯ, супрахиазматических, дорзомедиальных), коре, обонятельной луковице, лимбических структурах (латеральной перегородке, гиппокампе, миндалине), мозжечке, хвостатом ядре, зрительном бугре, черной субстанции, моторных ядрах блуждающего нерва, красных ядрах, в циркумвентрикулярных органах [42, 52, 69, 114, 120]. У новорожденных крыс мРНК V2R обнаружена в переднем мозге, обонятельной луковице, гиппокампе, мозжечке, в улитке среднего уха, в эпителиальных и эндотелиальных клетках хориоидального сплетения [39, 47, 59, 78]; у взрослых крыс – в гиппокампе и мозжечке [54, 59, 84, 115].

На периферии V1aR обнаружены в гладкомышечных клетках сосудов, коре надпочечников, печени, жировой и костной ткани; V1bR – в коре надпочечников, поджелудочной железе, жировой ткани, почках, сердце, легких, молочных железах; V2R – на базальной мембране собирательных трубок почек, в клетках альвеолярного эпителия, коре надпочечников, костной ткани [57, 64, 75].

УЧАСТИЕ АВП В РАЗВИТИИ НЕРВНОЙ СИСТЕМЫ

Нейротрофические свойства АВП

АВП и его рецепторы экспрессируются в мозге у крыс в раннем пренатальном и постнатальном периоде [24]. Пептид выявляется в мозге у мышей с 14–16 дня гестации. У крыс мРНК V1aR и V2R обнаруживается в конечном мозге с 12–20 дня гестации, в гипоталамусе человека – на 11 неделе [24, 39, 50]. У крыс линии Браттлеборо с наследственным дефицитом АВП выявляются региональные нарушения развития мозга в виде снижения объема коры головного мозга, мозжечка и продолговатого мозга [28, 29]. Введение таким животным АВП в пренатальном периоде частично предотвращает формирование морфологических нарушений. Экспрессия АВП и его рецепторов в мозге в раннем пренатальном и постнатальном периоде, связь дефицита АВП с церебральными структурными нарушениями может отражать участие пептида в развитии мозга.

Имеются данные о влиянии АВП на формирование двигательной функции. Известно, что плотность рецепторов АВП в ядрах ствола мозга максимальна в перинатальный период, с возрастом снижается [68]. На срезах ствола мозга новорожденных крыс АВП в дозе 0.1–1 микромоль (мкмоль) повышал активность мотонейронов в ядрах лицевого и подъязычного нервов [18, 87], что отражало влияние нейропептида на их функциональное состояние на ранних этапах формирования двигательной функции.

Показано влияние АВП на морфологию нейронов и дендритов в раннем и позднем онтогенезе. АВП и его метаболиты, АВП(4-8) и АВП(4-9), агонисты V1aR в культуре эмбриональных нейронов, нейронов гиппокампа и коры взрослых крыс ускоряли рост аксонов, увеличивали их длину и диаметр, число ответвлений [31, 33, 38, 108]. Такие эффекты наблюдались после 24–96-часовой экспозиции пептидов в концентрации 0.1–1 мкмоль, были связаны с повышением уровня внутриклеточного кальция. Поскольку продукция АВП в мозге у грызунов наблюдается в раннем пренатальном и постнатальном периоде [24, 39], нейротрофические свойства пептида создают условия для формирования большего количества функциональных связей, что важно в процессах роста, развития мозга и его репарации после повреждений.

У детей с нарушениями нейроразвития и клиническими проявлениями в виде расстройств аутистического спектра (РАС) выявлена ассоциация содержания АВП в плазме крови и наличием морфологических и функциональных аномалий развития мозга [101]. Низкие уровни АВП в крови коррелировали со снижением объема гипоталамуса, увеличением миндалины и гиппокампа, наличием аберрантных нейрональных связей.

РОЛЬ АВП В МИТОГЕНЕЗЕ, ПРОЛИФЕРАЦИИ И ДИФФЕРЕНЦИРОВКЕ КЛЕТОК

Влияние АВП на пролиферацию клеток периферических тканей

Пролиферация – разрастание тканей путем размножения клеток делением. АВП, проявляя свойства митогена, подготавливает клетку к делению (митозу) [64]. У грызунов АВП проявлял пролиферативные эффекты в культуре клеток эмбриональных фибробластов, у взрослых животных – в клетках почек, печени, надпочечников, кишечника, сердца, скелетных мышц [41, 44, 63, 99, 121]. Такие эффекты наблюдались в присутствии пептида в наномолярных и микромолярных концентрациях, были связаны с повышением уровня внутриклеточного кальция [41, 44]. Эти свойства эндогенного АВП лежат в основе структурных перестроек при повреждениях тканей и органов.

Вазопрессинергическая система вовлечена в формирование миокарда и скелетных мышц у грызунов. Активация всех типов рецепторов АВП способствует дифференцировке стволовых клеток в кардиомиоциты у крыс [48, 51]. В культуре клеток активация V1aR способствовала дифференцировке миобластов в скелетные миоциты [80, 97], что было обусловлено участием генетических и эпигенетических механизмов [97, 104].

АВП реализует пролиферативные эффекты при регенерации печеночной ткани и скелетных мышц. У крыс линии Браттлеборо, перенесших частичную гепатэктомию, отмечалось снижение потенциала регенерации клеток печени, активация V1aR его повышала [81, 95]. АВП, активируя V1aR, ускорял репаративные процессы в скелетных мышцах после их повреждений у мышей [110].

Вместе с тем, АВП вовлечен не только в физиологический, но и в патологический рост клеток. При гипертензии избыточная пролиферация кардиальных фибробластов вызывает формирование гипертрофии левого желудочка. АВП (0.1–1 мкмоль) ускорял рост фибробластов в миокарде у крыс [118]. Установлено, что этот процесс связан с избыточной активацией V1aR [116].

Показано влияние АВП на опухолевый рост. У крыс линии Браттлеборо наблюдалось замедление роста перевиваемой карциносаркомы [61]. Активация V1aR потенцировала опухолевый рост в клетках рака молочной железы человека [60]. Напротив, агонисты V2R в малых дозах (0.1 мкмоль) демонстрировали антиметастатические эффекты в культивированных клеточных линиях рака человека [20, 103].

Влияние АВП на пролиферацию клеток нервной системы

Астроциты – глиальные клетки головного мозга, влияющие на рост, развитие и активность нейронов, нейрогенез, синаптогенез, трансмиссию нейромедиаторов, миелинизацию и нейропластичность [14, 67]. Астроциты обеспечивают связь между нейронами, капиллярами, клетками эпендимы желудочков головного мозга и центральным каналом спинного мозга; вовлечены в модуляцию церебрального кровотока, регуляцию барьерных функций и метаболизма мозга [40, 67]. Нейрогенез включает пролиферацию клеток-предшественниц, их миграцию и дифференцировку, образование нового функционирующего нейрона [14, 67]. Наиболее активный в период пренатального развития, нейрогенез сохраняется во взрослом мозге, протекает главным образом в субвентрикулярной зоне боковых желудочков и субгранулярной зоне зубчатой извилины гиппокампа [40]. Установлено, что в этих зонах мозга специализированные астроциты как стволовые клетки на протяжении всей жизни генерируют новые нейроны [72]. В других зонах мозга, в том числе, в паренхиме мозга, стриатуме и полосатом теле астроциты как латентные стволовые клетки при определенных условиях также могут перепрограммироваться и образовывать новые нейроны [72]. Поскольку астроциты составляют значительную часть всех клеток мозга (10–20% у мышей) [107] и распределены по всей центральной нервной системе, эти клетки имеют значимый нейрогенный потенциал. Астроциты влияют на нейрогенез через стимуляцию экспрессии факторов роста, включая мозговой нейротрофический фактор (brain neurotrophic factor, BDNF) и фактор роста нервов (nerve growth factor, NGF) [67].

Показано влияние АВП на функциональную активность астроцитов. Агонист V1aR повышал пролиферативную активность астроцитов в культуре клеток гиппокампа и эмбриональных клеток коры у крыс [32, 100, 125].

АВП – МОДУЛЯТОР ВЫСВОБОЖДЕНИЯ НЕЙРОТРОФИЧЕСКИХ ФАКТОРОВ

Влияние АВП на пролиферацию и дифференцировку клеток, нейрогенез связывают с индукцией экспрессии в мозге нейротрофических факторов, в том числе NGF и BDNF [64, 75]. NGF обнаруживается в коре, гиппокампе и гипофизе, в меньшем количестве в базальных ганглиях, таламусе, спинном мозге и сетчатке [94]. NGF потенцирует рост нейронов, влияет на их выживание [11, 27].

Внутриклеточный сигнальный белок BDNF вовлечен в рост, развитие, функционирование нервной системы, в процессы репарации [27, 82]. BDNF синтезируется в эндоплазматической сети в виде предшественника (pre-pro-BDNF), затем подвергается расщеплению с образованием незрелой (proBDNF) и зрелой формы нейротрофина (mBDNF) [112]. pro-BDNF c молекулярной массой (а. е. м.) 34 килодальтона, проявляет высокое сродство с рецепторами нейротрофинов p75 (p75NTR), активация которых вызывает апоптоз, ретракцию дендритов и синапсов [112]. mBDNF (а. е. м. ~14 килодальтона), активируя тирозинкиназные рецепторы B (TrkB), проявляет противоположные свойства, поскольку способствует росту аксонов и ветвлению дендритов, выживанию нейронов, потенцирует нейрогенез и синаптическую пластичность [27, 76, 82]. У грызунов Bdnf широко экспрессируется в мозге: в гиппокампе, коре, в СОЯ и ПВЯ, стволе, среднем мозге, мамиллярных телах, в спинальных ганглиях [17, 43, 55, 73, 74, 83]; на периферии – в клетках почек, в подчелюстной слюнной железе, в яичниках [43]. BDNF в низких концентрациях свободно циркулирует в крови, при высоких уровнях – депонируется в тромбоцитах [46, 58].

Показано влияние АВП на экспрессию нейротрофических факторов у грызунов. АВП(4-8) при подкожном введении повышал содержание мРНК Ngf и Bdnf в коре и гиппокампе у крыс молодого возраста [126]. В культуре клеток гиппокампа мышей, подвергнутых окислительному стрессу, АВП(4-9) повышал содержание белка NGF, способствовал выживанию нейронов [10]. В модели болезни Альцгеймера у мышей АВП(4-8) при интраназальном введении в малых дозах повышал содержание NGF в гиппокампе, что коррелировало с улучшением у животных пространственной памяти [124].

РОЛЬ АВП В РЕГУЛЯЦИИ РЕАКЦИЙ НА СТРЕСС

Гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковая система (ГГНС) играет ключевую роль в регуляции кардиореспираторных, метаболических и терморегуляторных функций, что способствует адаптации организма к стрессу. Активация ГГНС связана с повышением высвобождения КТРГ и АВП [7, 8]. Во время стресса, активация V1bR в передней доле гипофиза повышает продукцию АКТГ, что стимулирует высвобождение глюкокортикостероидов (ГКС) из коры надпочечников [16, 26]. Активация V1aR в коре надпочечников вызывает дополнительное высвобождение ГКС [64]. ГКС активируют глюкокортикоидные рецепторы, расположенные в периферических тканях и в мозге. Повышение содержания ГКС на периферии и мозге по принципу отрицательной обратной связи вызывает уменьшение активности нейронов, продуцирующих КТРГ и АВП, что снижает продукцию АКТГ. При остром стрессе активация V1aR и V1bR носит адаптивный характер. При хроническом стрессе отрицательная обратная связь ослабляется, что связано с низкой чувствительностью рецепторов АВП к высоким уровням ГКС и с десенсибилизацией центральных глюкокортикоидных рецепторов [71, 98].

Установлено, что пролонгированная активация V1aR и V1bR повышает стресс-реактивность и способствует развитию психопатологии [16, 26]. Активация V2R не влияет на стресс-реактивность или ее снижает. Агонист V2R, 1-дезамино-8-D-аргинин-вазопрессин, ДДАВП, при периферическом введении не влиял на показатели стресса, активность лимбических структур мозга и поведение животных [25, 62, 122]; при системном введении ДДАВП повышал тревожность у крыс, однако этот эффект был обусловлен активацией V1aR [34].

При выраженном остром и хроническом стрессе развитие депрессивных и тревожных расстройств связано с дисфункцией ГГНС и гипотрофией гиппокампа вследствие снижения нейрогенеза [21]. Показан вклад активации V1bR в эти процессы. Блокада V1bR в моделях стресса у мышей вызывала антидепрессивный эффект и повышение нейрогенеза [21].

В родах выраженная реакция плода на стресс коррелирует с повышением содержания АВП в крови и спинномозговой жидкости [11]. Вместе с тем выявлены адаптивные эффекты АВП в мозге в критические периоды развития. В культуре клеток гиппокампа крыс и морских свинок, находящихся в перинатальном периоде, АВП в наномолярных концентрациях активировал ГАМК-ергические интернейроны гиппокампа, что подавляло активность нейронных сетей [106]. Эффект был связан с активацией V1aR. Результатом такого влияния пептида является снижение потребности нейронов гиппокампа в энергии, что особенно важно в условиях недостатка кислорода. Модуляция ГАМК-ергической передачи в гиппокампе при активации V1aR может рассматривается как эндогенный механизм защиты мозга плода млекопитающих в условиях гипоксии.

Влияние АВП на поведение и нейрогенез, содержание BDNF у крыс в модели посттравматического стрессового расстройства

В модели посттравматического стрессового расстройства (ПТСР) у крыс, перенесших стресс угрозы жизни от действий хищника, тигрового питона [12, 13], выявлено снижение нейрогенеза, формирование тревожно- и депрессивно-подобного поведения [1]. В мозге выявлялась гиперхромия/сморщивание нейронов гиппокампа, СОЯ и неокортекса; снижение экспрессии белка NeuN в гиппокампе и неокортексе; подавление пролиферации клеток в субвентрикулярной зоне боковых желудочков и гиппокампе. У крыс, получивших после перенесенного витального стресса ДДАВП интраназально в однократной дозе 0.05–0.1 мкг, кумулятивной – 0.45–0.9 мкг, пролиферативная активность нейронов не отличалась от нормы, поврежденных нейронов в СОЯ практически не было, поведенческие нарушения не выявлялись [1]. Таким образом, агонист V2R у крыс, перенесших психическую травму, проявлял антидепрессивные и анксиолитические свойства, позитивно влиял на нейрогенез.

В последующем на этой модели ПТСР было показано, что ДДАВП при курсовом интраназальном введении в однократной дозе 2 нг, кумулятивной – 20 нг повышал содержание BDNF в плазме крови у самок крыс [3]. Полученные данные можно объяснить тем, что ДДАВП вызывает непрямое влияние на содержание BDNF в крови, опосредованное модуляцией системы плазминоген/плазмин. ДДАВП, связываясь с V2R в эндотелии сосудов, вызывает каскад реакций: активацию G-белка, аденилатциклазы, продукцию аденозинмонофосфата и протеинкиназы A. Протеинкиназа A стимулирует высвобождение активаторов плазминогена тканевого и урокиназного типа, активирующих плазмин, который способствует преобразованию proBDNF в mBDNF [112].

Известно, что АВП при интраназальном введении частично преодолевает гематоэнцефалический барьер (ГЭБ), попадает в центральную нервную систему, мозговой, а затем и системный кровоток [22, 30]. BDNF в ограниченном количестве также пересекает ГЭБ [19]. Уровни нейротрофина в крови, спинномозговой жидкости и коре головного мозга у грызунов коррелируют [58, 88, 98]. Учитывая данные литературы и полученные результаты нельзя исключить, что ДДАВП может влиять на обмен BDNF в мозге.

АНТИОКСИДАНТНЫЕ И АНТИАПОПТОТИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА АВП

Продукты окисления кислорода или активные формы кислорода (АФК) важны для обеспечения нормального метаболизма клетки. При низких концентрациях АФК в клетке сохраняется баланс между прооксидантами и антиоксидантами. Система антиоксидантной защиты контролирует внутриклеточную продукцию АФК и свободных радикалов, ингибирует перекисное окисление липидов. В условиях неконтролируемых цепных реакций высокие концентрации АФК вызывают повреждение белков, липидов и ДНК, индуцируют апоптоз и некроз [6].

Показаны антиоксидантные и антиапоптотические эффекты АВП в тканях почек, печени и миокарда. АВП, активируя V1aR, снижал продукцию АФК и маркеров перекисного окисления липидов, предотвращал апоптоз в тканях почек у крыс [53, 102]. ДДАВП уменьшал содержание проапоптотических белков Bad и Bok в клетках почек у мышей [77]. В культуре клеток гепатоцитов крыс АВП в наномолярных концентрациях увеличивал синтез аденозинтрифосфорной кислоты, снижал апоптоз [93].

В кардиомиоцитах крыс АВП, активируя V1aR, снижал апоптоз, вызванный окислительным стрессом [49]. При ишемическом/реперфузионном повреждении миокарда у крыс и свиней АВП вызывал кардиопротективный, антиоксидантный и антиапототический эффекты, связанные со снижением содержания проапоптотического белка BAX, каспазы-3 и перекисного окисления липидов, уменьшением выраженности митохондриальной дисфункции, повышением экспрессии антиапоптотического белка Bcl-2 и аденозинтрифосфорной кислоты [49, 56, 79, 91, 127]. Кардиопротективные эффекты наблюдались при внутривенном введении пептида в малых дозах (0.03 мкг) [79, 91].

Показаны антиоксидантные и антиапоптотические эффекты АВП в мозге. При транзиторной ишемии в гиппокампе у крыс наблюдались признаки окислительного стресса в виде снижения содержания супероксиддисмутазы и повышения уровня малонового диальдегида, что сочеталось с нарушениями пространственной памяти [68]. При введении АВП в ПВЯ повышалось содержание супероксиддисмутазы, снижались уровни малонового диальдегида в гиппокампе, что ассоциировалось с восстановлением у животных мнестической функции.

На линии клеток гипоталамуса показано, что агонист V1aR вызывал инактивацию проапоптотического белка Bad и каспазы-3, снижал содержание цитохрома С [36, 37]. В культуре клеток гиппокампа при активации V1aR и V1bR снижались уровни каспазы-3, что было обусловлено вовлечением сигнальных путей МАРК/ERK и IP3/Akt [16, 35]. Вместе с тем избыточная активация V1aR в условиях ишемии способствует развитию отека мозга, что связано с повышением экспрессии белка аквапорина 4, изменением содержания Na+ и K+ внутри клетки [65, 123].

Имеются данные, что одной из причин прогрессирующих деменций является преобразование нормального прионного белка в структуру, вызывающую нейротоксичность и нейродегенерацию. ДДАВП, связывая в крови прионный белок человека, предотвращал его конформацию в нейротоксичную форму [15].

ЭФФЕКТИВНОСТЬ АВП В КОРРЕКЦИИ ПОСЛЕДСТВИЙ ИШЕМИИ МОЗГА И НАРУШЕНИЙ НЕЙРОРАЗВИТИЯ

Основными патофизиологическими звеньями повреждения мозга вследствие ишемии являются глутаматергическая эксайтотоксичность, окислительный стресс, нарушения микроциркуляции и проницаемости ГЭБ, нейровоспаление, апоптоз и некроз [6]. Учитывая позитивное влияние ДДАВП на нейрогенез, высвобождение BDNF, его антидепрессивные и анксиолитические эффекты [1, 8], оценивали влияние пептида на психоневрологические нарушения у больных с отдаленными последствиями ишемического инсульта. 62 пациентам вводили ДДАВП интраназально в однократной дозе 0.1 мкг в течение 2–8 нед. ДДАВП уменьшал выраженность речевых нарушений у больных с эфферентными моторными, акустико-мнестическими и акустико-гностическими афазиями [9, 113]; снижал тяжесть апатоадинамических постинсультных депрессий [4]; был эффективен в коррекции двигательных расстройств [5] и нарушений чувствительности [2]. Эффект однократного курсового применения ДДАВП был стойким. Таким образом, ДДАВП был эффективен в коррекции последствий перенесенного инсульта.

Показана эффективность ДДАВП в лечении РАС. После интраназального введения нейропептида по 24–32 IU в сутки в течение 1 мес. у детей с РАС улучшилось социальное взаимодействие и коммуникативные способности, уменьшилась тревожность и выраженность стереотипий [90].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Вазопрессин обладает широким спектром физиологической активности, как гормон он реализует периферические эффекты, как нейротрансмиттер – вовлечен в реализацию центральных функций, в том числе процессов памяти, эмоций, социального поведения, ответа на стресс и боль. В последние годы появляется все больше данных о механизмах действия вазопрессина, что создает основу для разработки инновационных методов терапии нарушенных функций.

Данные исследований in vivo и vitro свидетельствуют о том, что аргинин-вазопрессин участвует в росте и развитии периферических тканей и мозга. Установлено участие пептида в пролиферации и дифференцировке различных типов клеток, что способствует формированию тканей и создает условия для их репарации при повреждениях.

Аргинин-вазопрессин посредством V1aR проявляет митогенные свойства в периферических тканях, что способствует их регенерации. Активация V1aR потенцирует рост нейронов и ветвление дендритов, повышает пролиферативную и функциональную активность астроцитов, что оказывает влияние на нейрогенез и нейропластичность. Такие эффекты пептида могут способствовать увеличению числа связей и усложнению цитоархитектоники во время развития мозга, при его повреждениях участвовать в компенсаторно-восстановительных перестройках.

Вместе с тем, следует иметь ввиду, что Аргинин-вазопрессин вовлечен не только в физиологический, но и патологический рост клеток, причем роль V1aR и V2R в этих процессах различается. Избыточная активация V1aR индуцирует патологическую трансформацию клеток, что способствует формированию гипертрофии миокарда, стимуляции опухолевого роста. Активация V2R вызывает антиметастатические эффекты.

Аргинин-вазопрессин посредством V1aR реализует антиоксидантные, антиапоптотические эффекты, стимулирует экспрессию нейротрофических факторов в периферических тканях и мозге. Аргинин-вазопрессин вовлечен в регуляцию стресс-реактивности. При остром стрессе активация V1aR и V1bR способствует адаптации. В условиях выраженного острого или хронического стрессового воздействии избыточная активация этих рецепторов вносит вклад в развитие гиперактивации ГГНС, вызывает снижение нейрогенеза и формирование поведенческих нарушений. Напротив, активация V2R в условиях психической травмы у крыс повышает исходно сниженный нейрогенез, вызывает анксиолитические и антидепрессивные эффекты. В клинических исследованиях показано, что агонист V2R, ДДАВП, при курсовом интраназальном введении снижает выраженность психоневрологических нарушений у больных, перенесших ишемический инсульт, способствует редукции клинических проявлений у детей с расстройствами аутистического спектра.

Таким образом, вазопрессинергическая система мозга обеспечивает различные физиологические функции в норме и при патологии. Причем результаты активации различных рецепторов могут различаться вектором регуляторного влияния. Направленная активация или блокада вазопрессиновых рецепторов позволяет индуцировать компенсаторные процессы при патологических состояниях в центральной нервной системе. Дальнейшее изучение молекулярно-клеточных механизмов действия вазопрессина, оценка его влияния на поведение в эксперименте и клинике позволит создать основу для разработки новых методов терапии психоневрологических нарушений.

Список литературы

  1. Безнин Г.В., Белокоскова С.Г., Цикунов С.Г. Влияние 1-дезамино-8-D-аргинин-вазопрессина на развитие поведенческих и структурно-функциональных нарушений, вызванных витальным стрессом у крыс // Мед. акад. журн. 2016. Т. 16. № 4. С. 14–15.

  2. Белокоскова С.Г., Еналдиева И.А., Цикунов С.Г. Влияние аналога V2 рецепторов вазопрессина, 1-дезамино-8-D-аргинин-вазопрессина, на нарушения чувствительности у больных с инсультами // Обзоры по клин. фармакологии и лекарств. терапии. 2015. Т. 13. № 1. С. 62–68.

  3. Белокоскова С.Г., Крицкая Д.В., Безнин Г.В., Карпенко М.Н., Цикунов С.Г. 1-дезамино-8-D-аргинин-вазопрессин увеличивает содержание нейротрофического фактора мозга (BDNF) в плазме крови у крыс в модели посттравматического стрессового расстройства // Мед. акад. журнал. 2020. Т. 20. № 4. С. 27–34. https://doi.org/10.17816/MAJ46393

  4. Белокоскова С.Г., Степанов И.И., Цикунов С.Г. Агонист V2-рецепторов вазопрессина редуцирует депрессивные расстройства у постинсультных больных // Вестник РАМН. 2012. № 4. С. 40–44.

  5. Белокоскова С.Г., Цикунов С.Г. Активация V2 рецепторов вазопрессина индуцирует восстановление двигательной функции у больных с инсультами, с болезнью Паркинсона и паркинсонизмом различного генеза // Обзоры по клин. фармакологии и лекарств. терапии. 2016. Т. 14. № 4. С. 52−60. https://doi.org/10.17816/RCF14452-60

  6. Белокоскова С.Г., Цикунов С.Г. Антиоксидантная и прооксидантная системы у больных ишемическим инсультом // Обзоры по клин. фармакологии и лекарств. терапии. 2021. Т. 19. № 3. С. 281–290. https://doi.org/10.17816/RCF193281-290

  7. Белокоскова С.Г., Цикунов С.Г. Вазопрессин в механизмах реализации реакций на стресс и модуляции эмоций // Обзоры по клин. фармакологии и лекарств. терапии. 2018. Т. 16. № 3. С. 5‒12. https://doi.org/10.17816/RCF1635-12

  8. Белокоскова С.Г., Цикунов С.Г. Вазопрессин в регуляции функций мозга. СПб: Арт-экспресс, 2020. 256 с.

  9. Белокоскова С.Г., Цикунов С.Г., Клементьев Б.И. Нейропептидная индукция компенсаторных процессов при афазиях // Вестник РАМН. 2002. № 9. С. 28–32.

  10. Зенина Т.А., Гудашева Т.А., Букреев Ю.С., Середенин С.Б. Нейропротективный эффект дипептида АВП(4–5)-NH2 ассоциируется с фактором роста нервов и белком теплового шока // Бюл. Эксперим. Биологии и медицины. 2007. Т. 144. № 10. С. 424–426.

  11. Кузник Б.И., Давыдов С.О., Ланда И.В. Фактор роста нервов (NGF) и его роль в условиях нормы и патологии // Успехи физиол. наук. 2019. Т 50. № 4. С. 64–80. https://doi.org/10.1134/S0301179819040052

  12. Цикунов С.Г., Клюева Н.Н., Кусов А.Г. c соавт. Изменения липидного спектра сыворотки крови и печени крыс, вызванные тяжелой психогенной травмой // Бюл. Эксперим. Биологии и медицины. 2006. Т. 141. № 5. С. 575–578.

  13. Цикунов С.Г., Пшеничная А.Г., Клюева Н.Н., Виноградова Т.В., Денисенко А.Д. Витальный стресс вызывает длительные расстройства поведения и обмена липидов у самок крыс // Обзоры по клин. фармакологии и лекарств. терапии. 2016. Т. 14. № 4. С. 32–41. https://doi.org/10.17816/RCF14432-41

  14. Abbott L.C., Nigussie F. Adult neurogenesis in the mammalian dentate gyrus // Anat. Histol Embryol. 2020. V. 49. № 1. P. 3–16. https://doi.org/10.1111/ahe.12496

  15. Admane N., Srivastava A., Jamal S., Kundu B., Grover A. Protective Effects of a Neurohypophyseal Hormone Analogue on Prion Aggregation, Cellular Internalization, and Toxicity // ACS Chem Neurosci. 2020. V. 11. № 16. P. 2422–2430. https://doi.org/acschemneuro.9b00299.

  16. Aguilera G., Subburaju S., Young S., Chen J. The parvocellular vasopressinergic system and responsiveness of the hypothalamic pituitary adrenal axis during chronic stress // Prog. Brain Res. 2008. № 170. P. 29–39. https://doi.org/10.1016/S0079-6123(08)00403-2

  17. Aid T., Kazantseva A., Piirsoo M., Palm K., Timmusk T. Mouse and rat BDNF gene structure and expression revisited // J. Neurosci. Res. 2007. V. 85. № 3. P. 525–535. https://doi.org/10.1002/jnr.21139

  18. Alberi S., Dubois-Dauphin M., Dreifuss J.J., Raggenbass M. Modulation by divalent cations of the current generated by vasopressin in facial motoneuron // Brain Res. 1993. V. 624. № 1–2. P. 326–330. https://doi.org/10.1016/0006-8993(93)90097-7

  19. Alcalá-Barraza S.R., Lee M.S., Hanson L.R. et al. Intranasal delivery of neurotrophic factors BDNF, CNTF, EPO, and NT-4 to the CNS // J. Drug. Target. 2010. V. 18. № 3. P. 179–190. https://doi.org/10.3109/10611860903318134

  20. Alonso D.F., Ripoll G.V., Garona J., Iannucci N.B., Gomez D.E. Metastasis: recent discoveries and novel perioperative treatment strategies with particular interest in the hemostatic compound desmopressin // Curr. Pharm. Biotechnol. 2011. V. 12. № 11. P. 1974–1980. https://doi.org/10.2174/138920111798377076

  21. Alonso R., Griebel G., Pavone G. et al. Blockade of CRF(1) or V(1b) receptors reverses stress-induced suppression of neurogenesis in a mouse model of depression // Mol. Psychiatry. 2004. V. 9. № 3. P. 278–286. https://doi.org/10.1038/sj.mp.4001464

  22. Ang V.T., Jenkins J.S. Blood-cerebrospinal fluid barrier to arginine-vasopressin, desmopressin and desglycinamide arginine-vasopressin in the dog // J. Endocrinol. 1982. V. 93. № 3. P. 319–25. https://doi.org/10.1677/joe.0.0930319

  23. Aspé-Sánchez M., Moreno M., Rivera M.I., Rossi A., Ewer J. Oxytocin and Vasopressin Receptor Gene Polymorphisms: Role in Social and Psychiatric Traits // Front. Neurosci. 2016. № 9. P. 510. https://doi.org/10.3389/fnins.2015.00510

  24. Aulino E.A., Caldwell H.K. Subtle sex differences in vasopressin mRNA expression in the embryonic mouse brain // J. Neuroendocrinol. 2020. V. 32. № 2. E12835. https://doi.org/10.1111/jne.12835

  25. Balázsfi D., Pintér O., Klausz B. et al. Restoration of peripheral V2 receptor vasopressin signaling fails to correct behavioral changes in Brattleboro rats // Psychoneuroendocrinology. 2015. № 51. P. 11‒23. https://doi.org/10.1016/j.psyneuen.2014.09.011

  26. Beurel E., Nemeroff C.B. Interaction of stress, corticotropin-releasing factor, arginine vasopressin and behavior // Curr. Top. Behav. Neurosci. 2014. № 18. P. 67‒80. https://doi.org/10.1007/7854_2014_306

  27. Bibel M., Barde Y.A. Neurotrophins: key regulators of cell fate and cell shape in the vertebrate nervous system // Genes Dev. 2000. V. 14. № 23. P. 2919–2937. https://doi.org/10.1101/gad.841400

  28. Boer G.J. Vasopressin and brain development: studies using the Brattleboro rat // Peptides. 1985. № 6. Suppl 1. P. 49–62. https://doi.org/10.1016/0196-9781(85)90011-7

  29. Boer G.J., Van Rheenen-Verberg C.M.H., Uylings H.B.M. Impaired brain development of the diabetes insipidus Brattleboro rat // Brain Res. 1982. № 3. P. 557–575. https://doi.org/10.1016/0165-3806(82)90054-2

  30. Born J., Lange T., Kern W. et al. Sniffing neuropeptides: a transnasal approach to the human brain // Nat Neurosci. 2002. V. 5. № 6. P. 514–516. https://doi.org/10.1038/nn849

  31. Brinton R.D., Monreal A.W., Fernandez J.G. Vasopressin-induced neurotrophism in cultured hippocampal neurons via V1 receptor activation // J. Neurobiol. 1994. V. 25. № 4. P. 380–394. https://doi.org/10.1002/neu.480250404

  32. Brinton R.D., Yamazaki R., Gonzalez C.M., O’Neill K., Schreiber S.S. Vasopressin-induction of the immediate early gene, NGFI-A, in cultured hippocampal glial cells // Brain Res. Mol. Brain Res. 1998. V. 57. № 1. P. 73–85. https://doi.org/10.1016/s0169-328x(98)00069-2

  33. Brinton R.E., Gruener R. Vasopressin promotes neurite growth in cultured embryonic neurons // Synapse. 1987. V. 1. № 4. P. 329–334 https://doi.org/10.1002/syn.890010406

  34. Broadbear J.H., Kabel D., Tracy L., Mak P. Oxytocinergic regulation of endogenous as well as drug-induced mood // Pharmacol. Biochem. Behav. 2014. № 119. P. 61‒71. https://doi.org/10.1016/j.pbb.2013.07.002

  35. Chen J., Aguilera G. Vasopressin protects hippocampal neurones in culture against nutrient deprivation or glutamate-induced apoptosis // J. Neuroendocrinol. 2010. V. 22. № 10. P. 1072–1081. https://doi.org/10.1111/j.1365-2826.2010.02054.x

  36. Chen J., Liu Y., Soh J.W., Aguilera G. Antiapoptotic effects of vasopressin in the neuronal cell line H32 involve protein kinase C alpha and beta // J. Neurochem. 2009. V. 110. № 4. P. 1310–1320. https://doi.org/10.1111/j.1471-4159.2009.06219.x

  37. Chen J., Volpi S., Aguilera G. Anti-apoptotic actions of vasopressin in H32 neurons involve MAP kinase transactivation and Bad phosphorylation // Exp. Neurol. 2008. V. 211. № 2. P. 529–538. https://doi.org/10.1016/j.expneurol.2008.02.023

  38. Chen Q., Patel R., Sales A. et al. Vasopressin-induced neurotrophism in cultured neurons of the cerebral cortex: dependency on calcium signaling and protein kinase C activity // Neuroscience. 2000. V. 101. № 1. P. 19–26. https://doi.org/10.1016/s0306-4522(00)00323-7

  39. Chen Q., Schreiber S.S., Brinton R.D. Vasopressin and oxytocin receptor mRNA expression during rat telencephalon development // Neuropeptides. 2000. V. 34. № 3–4. P. 173–180. https://doi.org/10.1054/npep.2000.0809

  40. Chiareli R.A., Carvalho G.A., Marques B.L. et al. The Role of Astrocytes in the Neurorepair Process // Front. Cell Dev. Biol. 2021. № 9. P. 665795. https://doi.org/10.3389/fcell.2021.665795

  41. Chiu T., Wu S.S., Santiskulvong C. et al. Vasopressin-mediated mitogenic signaling in intestinal epithelial cells // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2002. V. 282. № 3. P. C434–450. https://doi.org/10.1152/ajpcell.00240.2001

  42. Corbani M., Marir R., Trueba M. et al. Neuroanatomical distribution and function of the vasopressin V1B receptor in the rat brain deciphered using specific fluorescent ligands // Gen. Comp. Endocrinol. 2018. № 258. 15–32. https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2017.10.011

  43. Ernfors P., Wetmore C., Olson L., Persson H. Identification of cells in rat brain and peripheral tissues expressing mRNA for members of the nerve growth factor family // Neuron. 1990. № 5. P. 511–526. https://doi.org/10.1016/0896-6273(90)90090-3

  44. Force T., Kyriakis J.M., Avruch J., Bonventre J.V. Endothelin, vasopressin, and angiotensin III enhance tyrosine phosphorylation by protein kinase C-dependent and –independent pathways in glomerular mesangial cells // J. Biol. Chem. 1991. № 266. P. 6650–6656.

  45. Frank E., Landgraf R. The vasopressin system – From antidiuresis to psychopathology // Eur. J. Pharmacol. 2008. V. 583. № 2–3. P. 226–242. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2007.11.063

  46. Fujimura H., Altar C.A., Chen R. et al. Brain-derived neurotrophic factor is stored in human platelets and released by agonist stimulation // Thromb Haemost. 2002. V. 87. № 4. P. 728–734.

  47. Furuta H., Luo L., Ryan A.F., Mori N. Expression of mRNA encoding vasopressin V1a, vasopressin V2, and ANP-B receptors in the rat cochlea // Hear Res. 1998. V. 117. № 1–2. P. 140–148. https://doi.org/10.1016/s0378-5955(98)00009-4

  48. Gassanov N., Jankowski M., Danalache B. et al. Arginine vasopressin-mediated cardiac differentiation: insights into the role of its receptors and nitric oxide signaling // J. Biol. Chem. 2007. V. 282. № 15. P. 11255–11265. https://doi.org/10.1074/jbc.M610769200

  49. Ghorbanzadeh V., Jafarpour A., Pirnia A. et al. The role of vasopressin V1A and oxytocin OTR receptors in protective effects of arginine vasopressin against H2O2-induced oxidative stress in H9C2 cells // Arch. Physiol. Biochem. 2020. № 1–6. https://doi.org/10.1080/13813455.2020.1729816

  50. Goudsmit E., Neijmeijer-Leloux A., Swaab DF. The human hypothalamo-neurohypophyseal system in relation to development, aging and Alzheimer’s disease // Prog. Brain Res. 1992. V. 93. P. 237–247; discussion 247-8. https://doi.org/10.1016/s0079-6123(08)64575-6

  51. Gutkowska J., Miszkurka M., Danalache B. et al. Functional arginine vasopressin system in early heart maturation // Am. J. Physiol. Heart. Circ. Physiol. 2007. V. 293. № 4. H2262–2270. https://doi.org/10.1152/ajpheart.01320.2006

  52. Hernando F., Schoots O., Lolait S.J., Burbach J.P. Immunohistochemical localization of the vasopressin V1b receptor in the rat brain and pituitary gland: anatomical support for its involvement in the central effects of vasopressin // Endocrinology. 2001. V. 142. № 4. P. 1659–1668. https://doi.org/10.1210/endo.142.4.8067

  53. Higashiyama M., Ishikawa S., Saito T. et al. Arginine vasopressin inhibits apoptosis of rat glomerular mesangial cells via V1a receptors // Life Sci. 2001. V. 68. № 13. P. 1485–1493. https://doi.org/10.1016/s0024-3205(01)00942-0

  54. Hirasawa A., Nakayama Y., Ishiharada N. et al. Evidence for the existence of vasopressin V2 receptor mRNA in rat hippocampus // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1994. V. 205. № 3. P. 1702–1706. https://doi.org/10.1006/bbrc.1994.2864

  55. Hofer M., Pagliusi S.R., Hohn A., Leibrock J., Barde Y.A. Regional distribution of brain-derived neurotrophic factor mRNA in the adult mouse brain // EMBO J. 1990. V. 9. № 8. P. 2459–2464.

  56. Jafari A., Baghaei A., Solgi R. et al. An electrocardiographic, molecular and biochemical approach to explore the cardioprotective effect of vasopressin and milrinone against phosphide toxicity in rats // Food Chem. Toxicol. 2015. № 80. P. 182–192. https://doi.org/10.1016/j.fct.2015.02.022

  57. Juul K.V., Bichet D.G., Nielsen S., Nørgaard J.P. The physiological and pathophysiological functions of renal and extrarenal vasopressin V2 receptors // Am. J. Physiol. Renal Physiol. 2014. V. 306. № 9. F931–940. https://doi.org/10.1152/ajprenal.00604.2013

  58. Karege F., Schwald M., Cisse M. Postnatal developmental profile of brain-derived neurotrophic factor in rat brain and platelets // Neuroscience Letters. 2002. № 328. P. 261–264. https://doi.org/1016/S0304-3940(02)00529-3.

  59. Kato Y., Igarashi N., Hirasawa A., Tsujimoto G., Kobayashi M. Distribution and developmental changes in vasopressin V2 receptor mRNA in rat brain // Differentiation. 1995. V. 59. № 3. P. 163–169. https://doi.org/10.1046/j.1432-0436.1995.5930163.x

  60. Keegan B.P., Akerman B.L., Péqueux C., North W.G. Provasopressin expression by breast cancer cells: implications for growth and novel treatment strategies // Breast Cancer Research and Treatment. 2006. V. 95. № 3. P. 265–277. https://doi.org/10.1007/s10549-005-9024-8

  61. Khegay I.I., Popova N.A., Ivanova L.N. Reduced Walker 256 carcinosarcoma growth in vasopressin-deficient Brattleboro rats // Tumor Biol. 2010. № 31. P. 569–573. https://doi.org/10.1007/s13277-010-0070-4

  62. Kjaer A., Knigge U., Bach F.W., Warberg J. Permissive, mediating and potentiating effects of vasopressin in the ACTH and beta-endorphin response to histamine and restraint stress // Neuroendocrinology. 1993. V. 58. № 5. P. 588–596. https://doi.org/10.1159/000126595

  63. Komati H., Naro F., Mebarek S. et al. Phospholipase D is involved in myogenic differentiation through remodeling of actin cytoskeleton // Mol. Biol. Cell. 2005. V. 16. № 3. P. 1232–1244. https://doi.org/10.1091/mbc.e04-06-0459

  64. Koshimizu T.A., Nakamura K., Egashira N. et al. Vasopressin V1a and V1b Receptors: From Molecules to Physiological Systems // Physiol. Rev. 2012. V. 92. № 4. P. 1813–1864. https://doi.org/10.1152/physrev.00035.2011

  65. Krieg S.M., Sonanini S., Plesnila N., Trabold R. Effect of small molecule vasopressin V1a and V2 receptor antagonists on brain edema formation and secondary brain damage following traumatic brain injury in mice // J. Neurotrauma. 2015. V. 32. № 4. P. 221–227. https://doi.org/10.1089/neu.2013.3274

  66. Li C.Y., Zhang L., Li J. et al. Effect of Endogenous Arginine-Vasopressin Arising from the Paraventricular Nucleus on Learning and Memory Functions in Vascular Dementia Model Rats // Biomed. Res. Int. 2017. № 2017. P. 3214918. https://doi.org/10.1155/2017/3214918

  67. Linnerbauer M., Rothhammer V. Protective Functions of Reactive Astrocytes Following Central Nervous System Insult // Front. Immunol. 2020. № 11. P. 573256. https://doi.org/10.3389/fimmu.2020.573256

  68. Liu X., Tribollet E., Ogier R., Barberis C., Raggenbass M. Presence of functional vasopressin receptors in spinal ventral horn neurons of young rats: a morphological and electrophysiological study // Eur. J. Neurosci. 2003. V. 17. № 9. P. 1833–1846. https://doi.org/10.1046/j.1460-9568.2003.02625.x

  69. Lolait S.J., O’Carroll A.M., Mahan L.C. et al. Extrapituitary expression of the rat V1b vasopressin receptor gene // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1995. V. 92. № 15. P. 6783–6787. https://doi.org/10.1073/pnas.92.15.6783

  70. Ludwig M., Apps D., Menzieset J., Patel J.C., Rice M.E. Dendritic Release of Neurotransmitters // Compr. Physiol. 2016. V. 7. № 1. P. 235−252. https://doi.org/10.1002/cphy.c160007

  71. Ma X.M., Lightman S.L., Aguilera G. Vasopressin and corticotropin-releasing hormone gene responses to novel stress in rats adapted to repeated restraint // Endocrinology. 1999. № 140. P. 3623‒3632. https://doi.org/10.1210/endo.140.8.6943

  72. Magnusson J.P., Zamboni M., Santopolo G. et al. Activation of a neural stem cell transcriptional program in parenchymal astrocytes // Elife. 2020. № 9. e59733. https://doi.org/10.7554/eLife.59733

  73. Marmigere F., Rage F., Tapia-Arancibia L., Arancibia S. Expression of mRNAs encoding BDNF and its receptor in adult rat hypothalamus // Neuroreport. 1998. № 9. P. 1159–1163. https://doi.org/10.1097/00001756-199804200-00037

  74. Masana Y., Wanaka A., Kato H., Asai T., Tohyama M. Localization of trkB mRNA in postnatal brain development // J. Neurosci. Res. 1993. V. 35. № 5. P. 468–479. https://doi.org/10.1002/jnr.490350503

  75. Mavani G.P., DeVita M.V., Michelis M.F. A review of the nonpressor and nonantidiuretic actions of the hormone vasopressin // Front. Med. (Lausanne). 2015. № 2. P. 19. https://doi.org/10.3389/fmed.2015.00019

  76. McAllister A.K., Katz L.C., Lo D.C. Neurotrophin regulation of cortical dendritic growth requires activity // Neuron. 1996. V. 17. № 6. P. 1057–1064. https://doi.org/10.1016/s0896-6273(00)80239-1

  77. Miller R.L., Sandoval P.C., Pisitkun T., Knepper M.A., Hoffert J.D. Vasopressin inhibits apoptosis in renal collecting duct cells // Am. J. Physiol. Renal. Physiol. 2013. V. 304. № 2. F177–188. https://doi.org/10.1152/ajprenal.00431.2012

  78. Muramoto K., Hagino-Yamagishi K., Tonosaki K., Kaba H. Accessory olfactory bulb neurons are required for maintenance but not induction of V2R vomeronasal receptor gene expression in vitro // Neurosci. Lett. 2011. V. 500. № 1. P. 6–9. https://doi.org/10.1016/j.neulet.2011.05.232

  79. Nazari A., Sadr S.S., Faghihi M. et al. Vasopressin attenuates ischemia-reperfusion injury via reduction of oxidative stress and inhibition of mitochondrial permeability transition pore opening in rat hearts // Eur. J. Pharmacol. 2015. 760. 96–102. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2015.04.006

  80. Nervi C., Benedetti L., Minasi A., Molinaro M., Adamo S. Arginine-vasopressin induces differentiation of skeletal myogenic cells and up-regulation of myogenin and Myf-5 // Cell Growth Differ. 1995. V. 6. № 1. P. 81–89.

  81. Nicou A., Serrière V., Prigent S. et al. Hypothalamic vasopressin release and hepatocyte Ca2+ signaling during liver regeneration: an interplay stimulating liver growth and bile flow // FASEB J. 2003. V. 17. № 13. P. 1901–1903. https://doi.org/10.1096/fj.03-0082fje

  82. Numakawa T., Odaka H., Adachi N. Actions of Brain-Derived Neurotrophic Factor and Glucocorticoid Stress in Neurogenesis // Int. J. Mol. Sci. 2017. V. 18. № 11. pii: E2312. https://doi.org/10.3390/ijms18112312

  83. Numan S., Seroogy K.B. Expression of trkB and trkC mRNAs by adult midbrain dopamine neurons: a double-label in situ hybridization study // J. Comp. Neurol. 1999. № 403. P. 295–308. https://doi.org/10.1002/(sici)1096-9861(19990118)403: 3<295::aid-cne2>3.0.co;2-l

  84. Omura T., Nabekura J., Akaike N. Intracellular pathways of V(1) and V(2) receptors activated by arginine vasopressin in rat hippocampal neurons // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. № 46. P. 32762–32770. https://doi.org/10.1074/jbc.274.46.32762

  85. Ostrowski N.L., Lolait S.J., Bradley D.J. et al. Distribution of V1a and V2 vasopressin receptor messenger ribonucleic acids in rat liver, kidney, pituitary and brain // Endocrinology. 1992. V. 131. № 1. P. 533–535. https://doi.org/10.1210/endo.131.1.1535312

  86. Ostrowski N.L., Lolait S.J., Young W.S. 3rd. Cellular localization of vasopressin V1a receptor messenger ribonucleic acid in adult male rat brain, pineal, and brain vasculature // Endocrinology. 1994. V. 135. № 4. P. 1511–1528. https://doi.org/10.1210/endo.135.4.7925112

  87. Palouzier-Paulignan B., Dubois-Dauphin M., Tribollet E., Dreifuss J.J., Raggenbass M. Action of vasopressin on hypoglossal motoneurones of the rat: presynaptic and postsynaptic effects // Brain Res.1994. V. 650. № 1. P. 117–126. https://doi.org/10.1016/0006-8993(94)90213-5

  88. Pan W., Banks W.A., Fasold M.B., Bluth J., Kastin A.J. Transport of brain-derived neurotrophic factor across the blood–brain barrier // Neuropharmacology 1998. V. 37. № 12. P. 1553–1156. https://doi.org/10.1016/s0028-3908(98)00141-5

  89. Panatier A. Glial cells: indispensable partners of hypothalamic magnocellular neurons // J. Neuroendocrinol. 2009. V. 21. № 7. P. 665–672. https://doi.org/10.1111/j.1365-2826.2009.01884.x

  90. Parker K.J., Oztan O., Libove R.A. et al. A randomized placebo-controlled pilot trial shows that intranasal vasopressin improves social deficits in children with autism // Sci. Transl. Med. 2019. V. 11. № 491. pii: eaau7356. https://doi.org/10.1126/scitranslmed.aau7356

  91. Pelletier J.S., LaBossiere J., Dicken B. et al. Low-dose vasopressin improves cardiac function in newborn piglets with acute hypoxia-reoxygenation // Shock. 2013. V. 40. № 4. P. 320–326. https://doi.org/10.1097/SHK.0b013e3182a4284e

  92. Rao V.V., Löffler C., Battey J., Hansmann I. The human gene for oxytocin-neurophysin I (OXT) is physically mapped to chromosome 20p13 by in situ hybridization // Cytogenet. Cell Genet. 1992. № 61. P. 271–273. https://doi.org/10.1159/000133420

  93. Robb-Gaspers L.D., Burnett P., Rutter G.A. et al. Integrating cytosolic calcium signals into mitochondrial metabolic responses // EMBO J. 1998. V. 17. № 17. P. 4987–5000. https://doi.org/10.1093/emboj/17.17.4987

  94. Rocco M.L., Soligo M., Manni L., Aloe L. Nerve Growth Factor: Early Studies and Recent Clinical Trials // Curr. Neuropharmacol. 2018. V. 16. № 10. P. 1455–1465. https://doi.org/10.2174/1570159X16666180412092859

  95. Russell W.E., Bucher N.L. Vasopressin modulates liver regeneration in the Brattleboro rat // Am. J. Physiol. Gastrointest Liver Physiol. 1983. № 245. G321–G324.

  96. Sartorius A., Hellweg R., Litzke J. et al. Correlations and discrepancies between serum and brain tissue levels of neurotrophins after electroconvulsive treatment in rats // Pharmacopsychiatry. 2009. № 42. P. 270–276. https://doi.org/10.1055/s-0029-1224162

  97. Scicchitano B.M., Spath L., Musarò A. et al. AVP induces myogenesis through the transcriptional activation of the myocyte enhancer factor 2 // Mol. Endocrinol. 2002. V. 16. № 6. P. 1407–1416. https://doi.org/10.1210/mend.16.6.0854

  98. Scott L.V., Dinan T.G. Vasopressin and the regulation of hypothalamic-pituitary-adrenal axis function: implications for the pathophysiology of depression // Life Sci. 1998. V. 62. № 22. P. 1985–1998. https://doi.org/10.1016/s0024-3205(98)00027-7

  99. Serrière V., Tran D., Stelly N. et al. Vasopressin-induced morphological changes in polarized rat hepatocyte multiplets: dual calcium-dependent effects // Cell Calcium. 2008. V. 43. № 1. P. 95–104. https://doi.org/10.1016/j.ceca.2007.04.008

  100. Sheng M., Greenberg M.E. The regulation and function of c-fos and other immediate early genes in the nervous system // Neuron. 1990. V. 4. № 4. P. 477–85. https://doi.org/10.1016/0896-6273(90)90106-p

  101. Shou X.J., Xu X.J., Zeng X.Z. et al. A Volumetric and Functional Connectivity MRI Study of Brain Arginine-Vasopressin Pathways in Autistic Children // Neurosci. Bull. 2017. V. 33. № 2. P. 130–142. https://doi.org/10.1007/s12264-017-0109-2

  102. Sims C.A., Yuxia G., Singh K. et al. Supplemental arginine vasopressin during the resuscitation of severe hemorrhagic shock preserves renal mitochondrial function // PLoS One. 2017. V. 12. № 10. e0186339. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0186339

  103. Sobol N.T., Solernó L.M., Beltrán B. et al. Anticancer activity of repurposed hemostatic agent desmopressin on AVPR2-expressing human osteosarcoma // Exp. Ther. Med. 2021. V. 21. № 6. P. 566. https://doi.org/10.3892/etm.2021.9998

  104. Sorrentino S., Barbiera A., Proietti G. et al. Inhibition of Phosphoinositide 3-Kinase/Protein Kinase B Signaling Hampers the Vasopressin-dependent Stimulation of Myogenic Differentiation // Int. J. Mol. Sci. 2019. V. 20. № 17. 4188. https://doi.org/10.3390/ijms20174188

  105. Sparapani S., Millet-Boureima C., Oliver J. et al. The Biology of Vasopressin // Biomedicines. 2021. V. 9. № 1. P. 89. https://doi.org/10.3390/biomedicines9010089

  106. Spoljaric A., Seja P., Spoljaric I. et al. Vasopressin excites interneurons to suppress hippocampal network activity across a broad span of brain maturity at birth // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2017. V. 114. № 50. E10819–E10828. https://doi.org/10.1073/pnas.1717337114

  107. Sun W., Cornwell A., Li J. et al. SOX9 is an Astrocyte-Specific nuclear marker in the adult brain outside the neurogenic regions // J. Neurosci. 2017. № 37. P. 4493–4507. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.3199-16.2017

  108. Tarumi T., Sugimoto Y., Chen Z., Zhao Q., Kamei C. Effects of metabolic fragments of [Arg(8)]-vasopressin on nerve growth in cultured hippocampal neurons // Brain Res. Bull. 2000. V. 51. № 5. P. 407–411. https://doi.org/10.1016/s0361-9230(99)00249-x

  109. Thibonnier M., Coles P., Thibonnier A., Shoham M. Molecular pharmacology and modeling of vasopressin receptors // Prog. Brain Res. 2002. № 139. P. 179–196. https://doi.org/10.1016/s0079-6123(02)39016-2

  110. Toschi A., Severi A., Coletti D. et al. Skeletal muscle regeneration in mice is stimulated by local overexpression of V1a-vasopressin receptor // Mol. Endocrinol. 2011. V. 25. № 9. P. 1661–1673. https://doi.org/10.1210/me.2011-1049

  111. Tribollet E., Raufaste D., Maffrand J., Serradeil-Le Gal C. Binding of the non-peptide vasopressin V1a receptor antagonist SR-49059 in the rat brain: an in vitro and in vivo autoradiographic study // Neuroendocrinology. 1999. V. 69. № 2. P. 113–120. https://doi.org/10.1159/000054409

  112. Tsai S.J. Role of tissue-type plasminogen activator and plasminogen activator inhibitor-1 in psychological stress and depression // Oncotarget. 2017. V. 8. № 68. P. 113258–113268. https://doi.org/10.18632/oncotarget.19935

  113. Tsikunov S.G., Belokoskova S.G. Psychophysiological analysis of the influence of vasopressin on speech in patients with post-stroke aphasias // Span. J. Psychol. 2007. V. 10. № 1. P. 178–188. https://doi.org/10.1017/s1138741600006442

  114. Vaccari C., Lolait S.J., Ostrowski N.L. Comparative distribution of vasopressin V1b and oxytocin receptor messenger ribonucleic acids in brain // Endocrinology. 1998. V. 139. № 12. P. 5015–5033. https://doi.org/10.1210/endo.139.12.6382

  115. Vargas K.J., Sarmiento J.M., Ehrenfeld P. et al. Postnatal expression of V2 vasopressin receptor splice variants in the rat cerebellum // Differentiation. 2009. V. 77. № 4. P. 377–385. https://doi.org/10.1016/j.diff.2008.11.002

  116. Wasilewski M.A., Myers V.D., Recchia F.A. et al. Arginine vasopressin receptor signaling and functional outcomes in heart failure // Cell Signal. 2016. V. 28. № 3. P. 224–233. https://doi.org/10.1016/j.cellsig.2015.07.021

  117. Wellmann S., Benzing J., Cippà G. et al. High copeptin concentrations in umbilical cord blood after vaginal delivery and birth acidosis // J. Clin. Endocrinol. Metab. 2010. № 95. P. 5091–5096. https://doi.org/10.1210/jc.2010-1331

  118. Yamazaki R.S., Chen Q., Schreiber S.S., Brinton R.D. Localization of V1a vasopressin receptor mRNA expression in cultured neurons, astroglia, and oligodendroglia of rat cerebral cortex // Brain Res. Mol. Brain Res. 1997. № 45. P. 138–140. https://doi.org/10.1016/s0169-328x(96)00285-9

  119. Yang X.D., Zhao L.Y., Zheng Q.S., Li X. Effects of arginine vasopressin on growth of rat cardiac fibroblasts: role of V1 receptor // J. Cardiovasc. Pharmacol. 2003. V. 42. № 1. P. 132–135. https://doi.org/10.1097/00005344-200307000-00020

  120. Young W.S., Li J., Wersinger S.R., Palkovits M. The vasopressin 1b receptor is prominent in the hippocampal area CA2 where it is unaffected by restraint stress or adrenalectomy // Neuroscience. 2006. № 143. P. 1031–1039. https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2006.08.040

  121. Zachary I., Sinnett-Smith J., Rozengurt E. Vasopressin regulation of cell growth in Swiss 3T3 cells // Regul. Pept. 1993. V. 45. № 1-2. P. 231–236.https://doi.org/10.1016/0167-0115(93)90211-p

  122. Zelena D., Mergl Z., Makara G.B. The role of vasopressin in diabetes mellitus-induced hypothalamo-pituitary-adrenal axis activation: studies in Brattleboro rats // Brain Res. Bull. 2006. V. 69. № 1. P. 48–46.https://doi.org/10.1016/j.brainresbull.2005.10.009

  123. Zeynalov E., Jones S.M., Elliott J.P. Vasopressin and vasopressin receptors in brain edema // Vitam. Horm. 2020. № 113. P. 291–312. https://doi.org/10.1016/bs.vh.2019.08.015.

  124. Zhang X., Zhao F., Wang C. et al. AVP(4-8) Improves Cognitive Behaviors and Hippocampal Synaptic Plasticity in the APP/PS1 Mouse Model of Alzheimer’s Disease // Neurosci. Bull. 2020. V. 36. № 3. P. 254–262. https://doi.org/10.1007/s12264-019-00434-0

  125. Zhao L., Brinton R.D. Vasopressin-induced cytoplasmic and nuclear calcium signaling in embryonic cortical astrocytes: dynamics of calcium and calcium-dependent kinase translocation // J. Neurosci. 2003. V. 23. № 10. P. 4228–4239. .https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.23-10-04228.2003

  126. Zhou A.W., Li W.X., Guo J., Du Y.C. Facilitation of AVP(4-8) on gene expression of BDNF and NGF in rat brain // Peptides. 1997. V. 18. № 8. P. 1179–1187. https://doi.org/10.1016/s0196-9781(97)00184-8

  127. Zhu W., Tilley D.G., Myers V.D., Coleman R.C., Feldman A.M. Arginine vasopressin enhances cell survival via a G protein-coupled receptor kinase 2/beta-arrestin1/extracellular-regulated kinase 1/2-dependent pathway in H9c2 cells // Mol. Pharmacol. 2013. № 84. P. 227–235.https://doi.org/10.1124/mol.113.086322

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Успехи физиологических наук

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал