1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Вестник Военного инновационного технополиса «ЭРА»
  4. T. 3, № 4, 2022

Вестник Военного инновационного технополиса «ЭРА», 2022, T. 3, № 4, стр. 339-346

ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ОСМОПРОТЕКТОРОВ КАК СТРАТЕГИЯ ВЫЖИВАНИЯ НЕСЕРНЫХ ПУРПУРНЫХ БАКТЕРИЙ В ВОДОЕМАХ С РАЗЛИЧНОЙ СТЕПЕНЬЮ МИНЕРАЛИЗАЦИИ

А. В. Комова *

Национальный исследовательский центр “Курчатовский институт”
Москва, Россия

* E-mail: komovaav@gmail.com

Поступила в редакцию 14.03.2022
После доработки 21.03.2022
Принята к публикации 21.03.2022

Полный текст (PDF)

Аннотация

Для приспособления к разным уровням осмотического стресса у прокариот существует ряд осмопротекторов, наиболее сильными из которых считаются бетаин и эктоин. В обзоре собраны данные об использовании осмопротекторов несерными пурпурными бактериями (НПБ), а также рассмотрены возможные прикладные пути использования этих данных, так как известно, что осмопротекторы могут находить применение в биотехнологии и молекулярно-биологических исследованиях, а НПБ, способные их синтезировать, потенциально могут использоваться как их продуценты. Кроме того, НПБ могут использоваться в биотехнологии в производстве промышленно важных веществ и в биоремедиации. Использование штаммов НПБ, устойчивых к условиям повышенной минерализации среды благодаря способности синтезировать осмопротекторы, снижает риск контаминации при их культивировании.

ОГЛАВЛЕНИЕ

Введение

1. Потенциал несерных пурпурных бактерий

2. Осмопротекторы несерных пурпурных бактерий

3. Бетаин

4. Эктоин

5. Трегалоза

6. Потенциал применения осмопротекторов

Заключение

ВВЕДЕНИЕ

Несерные пурпурные бактерии (НПБ) – группа аноксигенных фототрофных бактерий, широко распространенных в природе. Для таксонов НПБ достаточно хорошо изучены морфология и физиология. Благодаря стремительному развитию молекулярной биологии стало возможным более детально изучить геномы пурпурных бактерий, а также систематизировать их на основании сходства последовательностей гена 16S рРНК и других.

Ранее серные и несерные пурпурные бактерии различали по морфологическим признакам, основным из которых являлось то, что сера не депонируется НПБ внутриклеточно, а выделяется наружу. Исключением среди серных пурпурных бактерий является семейство Ectothiorhodospiraceae [1]. Особенностью НПБ является разнообразие метаболических возможностей. Они способны расти фотолитоавтотрофно, фотогетеротрофно, хемолитоавтотрофно и хемогетеротрофно, а также осуществлять брожение с различными субстратами. Часто представители одного вида одновременно имеют способность к разным типам роста [1].

Классификация пурпурных бактерий, основанная на особенностях морфологии и метаболизма, была подтверждена молекулярными критериями. Филогенетический анализ пурпурных бактерий, в основе которого лежит сравнение последовательностей генов 16S рРНК [1, 2], показал, что представители пурпурных серных бактерий являются видами класса Gammaproteobacteria, в то время как НПБ относятся к классам Alphaproteobacteria и Betaproteobacteria [3].

Несмотря на филогенетическое сходство, близкородственные виды могут обладать различающимися морфологией, физиологией и предпочтениями в среде обитания. Например, среди представителей семейства Rhodobacteraceae виды рода Rhodobacter распространены в основном в пресных водоемах, виды рода Rhodovulum предпочитают морские и аталассогалинные экосистемы, виды рода Rhodobaca часто встречаются в содовых озерах [4]. Многие местообитания НПБ характеризуются непостоянными условиями (например, мелководные сезонно пересыхающие водоемы с изменяющимися минерализацией и рН [5, 6]). Широкое распространение НПБ в разных типах местообитаний обеспечивается адаптацией к жизни в средах обитания с разными наборами физико-химических условий, среди которых одну из важнейших ролей играет осмоадаптация [4].

1. ПОТЕНЦИАЛ НЕСЕРНЫХ ПУРПУРНЫХ БАКТЕРИЙ

Несерные пурпурные бактерии представляют интерес как потенциальные продуценты водорода, биополимеров и других промышленно важных веществ. Кроме того, они могут быть использованы в целях биоремедиации.

Было показано, что НПБ способны к сверхэкспрессии мембранных белков, фотобиологическому производству водорода и других ценных соединений [7–10]. НПБ способны продуцировать биопластик [11], каротиноиды [11–14], а также имеют потенциал для производства метаболитов, в синтезе которых используются белки, чувствительные к кислороду [15].

Широко используемые в текстильной промышленности, в производстве пищевых продуктов и косметики азокрасители имеют ксенобиотическую природу и плохо поддаются биодеградации. Наиболее эффективным считается разрушение азокрасителей в сточных водах в анаэробных условиях, так как многие анаэробные бактерии обладают способностью разрушать азосвязь [16]. Многие НПБ, в частности Rhodopseudomonas palustris, Rhodovulum strictum и бактерии рода Rhodobacter, способны разрушать азокрасители в анаэробных условиях на свету благодаря активности фермента азоредуктазы [17–19]. Также известна способность пурпурной бактерии Rhodopseudomonas palustris к анаэробной биодеградации галогенированных ароматических загрязнителей, таких как 3-хлорбензоат [20, 21].

У ряда НПБ была показана способность удалять тяжелые металлы и радиоактивные изотопы из окружающей среды [21]. Например, обнаружено, что Cereibacter sphaeroides биоаккумулирует тяжелые металлы, в том числе кадмий (Cd), никель (Ni), свинец (Pb) [22, 23] и радиоактивные изотопы цезия (Cs) и стронция (Sr) [24]. Также установлено, что Rhodobacter capsulatus может использоваться в биоремедиации цинка [25]. Удаление этих металлов происходит благодаря большому количеству внеклеточных полимерных веществ.

НПБ потенциально могут использоваться в растениеводстве благодаря их способности производить и накапливать соединения, полезные для роста растений. НПБ способны накапливать полифосфаты, синтезировать витамины, пигменты и вещества, стимулирующие рост растений, в связи с чем они обладают потенциалом для улучшения роста растений, повышения урожайности и качества съедобной биомассы растений, а также повышения устойчивости к экологическим стрессам, снижения выбросов парниковых газов [26].

Использование НПБ для биосинтеза промышленно важных соединений позволяет снизить затраты на ресурсы, так как они могут использовать энергию солнечного света и углекислый газ как источник углерода. Один из наиболее важных факторов для коммерческого производства биопластика полигидроксиалканоата (ПГА) – стоимость источников углерода (сахара, растительные масла). Поставки этих источников углерода нестабильны и могут зависеть от факторов окружающей среды (неожиданные изменения погоды, стихийные бедствия). Отличным решением данной проблемы может послужить прямое производство ПГА несерными пурпурными бактериями посредством фотосинтеза с использованием углекислого газа в качестве источника углерода [15].

Несерные пурпурные бактерии могут применяться для синтеза газообразного водорода, который может использоваться в качестве биотоплива [27, 28]. НПБ продуцируют водород с помощью нитрогеназ как побочный продукт. Нитрогеназный комплекс очень чувствителен к кислороду, что дает данной группе бактерий преимущество перед другими бактериями-продуцентами, так как они не вырабатывают кислород во время фотосинтеза и способны расти в анаэробных условиях, вследствие чего нитрогеназный комплекс не ингибируется. Способность эффективно продуцировать водород была показана на бактериях Rhodopseudomonas palustris, Cereibacter sphaeroides, Rhodobacter capsulatus [15, 29–32].

В 2020 г. опубликовано исследование, где описана возможность применения генетически модифицированной НПБ Rhodovulum sulfidophilum в производстве белка паутинного шелка спидроина, обладающего уникальными характеристиками – имеет высокую прочность, высокую растяжимость, малый вес и является биоразлагаемым и биосовместимым, благодаря чему может применяться в медицине. В качестве продуцента был выбран именно R. sulfidophilum благодаря его способности расти фотоавтотрофно за счет использования недорогих и изобилующих возобновляемых ресурсов, таких как свет (источник энергии), углекислый газ (источник углерода) и азот, посредством фотосинтеза и азотфиксации, а также его галофильности, снижающей риск контаминации во время культивирования. Все это делает R. sulfidophilum, как и другие НПБ, достойной альтернативой для замены существующих фабрик на основе гетеротрофных микробных клеток [33]. R. sulfidophilum является одним из обладателей широких диапазонов соленостей среды обитания, поэтому изучение набора органических осмолитов, который дает ему такую способность, является очень перспективной темой.

Понимание механизма адаптации НПБ к осмотическому стрессу поможет расширить возможность их применения в биотехнологии и биоремедиации, поэтому изучение осмопротекторов этих организмов является перспективной темой для исследования. Уникальная способность к различным типам метаболизма расширяет возможности применения НПБ и делает их использование экономически более выгодным.

2. ОСМОПРОТЕКТОРЫ НЕСЕРНЫХ ПУРПУРНЫХ БАКТЕРИЙ

Микроорганизмы обнаружены в водных экосистемах с различной минерализацией, от ультрапресных вод до рассолов. К тому же они часто подвергаются воздействию резко изменяющихся концентраций солей [34, 35]. Как следствие, бактериям необходимы механизмы адаптации к осмотическому стрессу. У микроорганизмов существуют две основные стратегии выживания в условиях осмотического стресса. Стратегия “накопление солей внутри” (“salt-in”) подразумевает накопление внутри клетки высоких количеств неорганических осмолитов (например, KCl), ее используют галофильные или натронофильные представители архей, а также некоторые эубактерии. В отличие от нее при стратегии “накопление совместимых растворенных веществ внутри” (“compatible solutes in”) клетка сохраняет низкие концентрации соли, но накапливает органические осмолиты. Такая стратегия не требует перестроек внутриклеточной системы, синтеза специальных белков и липидов, и распространена среди прокариот намного шире [36, 37], в том числе этой стратегией пользуются НПБ [34]. Накопление осмолитов помогает поддерживать тургорное давление, объем клетки и концентрацию электролитов – необходимые параметры для жизнедеятельности и пролиферации клеток [38]. Накопление органических осмопротекторов может осуществляться путем их поглощения из окружающей среды, а не биосинтеза. Как правило, транспорт осмопротекторов в клетку извне является предпочтительным способом (при условии, что такие вещества содержатся в окружающей среде), так как он гораздо менее энергозатратен, чем синтез. Этот способ характерен для большинства бактерий, в том числе НПБ [39], однако многие из них активно синтезируют “совместимые растворенные вещества” самостоятельно. У большого количества НПБ обнаружены гены путей синтеза осмопротекторов, что делает перспективным их исследование в данной группе бактерий [34].

Наиболее сильными осмопротекторами для галофильных и галотолерантных прокариот, в том числе для НПБ, являются бетаин (также встречается у метаногенных архей, оксигенных прокариот, галотолерантных гетеротрофов и др.) и эктоин (аэробные хемогетеротрофные бактерии, галофильные метанотрофы, метилотрофы и др.) – осмолиты, имеющие в своем составе азот [34, 40–42]. Помимо них осмопротекторными свойствами обладают некоторые дисахариды (сахароза, трегалоза), аминокислоты (глутамат, пролин, глицин), гликозилглицерол, N-ацетил-глутаминилглутаминамид, N-карбамоил-L-глутаминамид, глутамат калия [38, 42–44], однако они могут обеспечить защиту клетки только при низком или умеренном осмотическом стрессе. Многие из этих веществ являются не только осмопротекторами, но и участвуют в защите клеточных структур от других видов стресса, а также в случае необходимости могут использоваться как питательные вещества.

Обнаружено, что накопление совместимых растворенных веществ в клетке имеет еще одну роль наряду с защитой от осмотического стресса – многие осмолиты повышают стабильность белков, действуя как шапероны в клетках. Изучение механизма их работы может дополнить представление о фолдинге белков. Термостабилизирующая роль осмолитов также используется в биотехнологических целях [38].

Анализ геномов фототрофных бактерий, в том числе НПБ, показал, что виды возможных ответов на осмотический стресс и наборы генов путей синтеза осмопротекторов у этих бактерий широко варьируют между различными группами, а также между пресноводными, морскими и галофильными видами. Почти все морские и галофильные НПБ могут синтезировать или бетаин, или эктоин, или и то, и другое, в то время как большинство пресноводных НПБ не имеют способности синтезировать бетаин и эктоин [34]. Часто у пресноводных видов отсутствует и способность к транспорту этих осмолитов или их предшественников в клетку из внешней среды в отличие от большинства морских и галофильных бактерий.

3. БЕТАИН

Бетаин представляет собой цвиттерионное соединение, триметильное производное глицина – триметилглицин, или триметиламиноуксусную кислоту. Это соединение обладает высокой растворимостью и не оказывает большого влияния на активность некоторых ферментов, вследствие чего оно может быть совместимым растворенным веществом, играющим роль осмопротектора в клетке [45].

Функция бетаина как осмопротектора впервые обнаружена у экстремально галофильных Halorhodospira halochloris [46]. Однако позже была выявлена его широкая распространенность у фототрофных и хемотрофных бактерий [4, 45–50]. Анализ геномов более 130 фототрофных бактерий показал, что синтез глицин-бетаина часто встречается у морских и галофильных фототрофных протеобактерий, а также среди филогенетически близких к ним хемотрофных бактерий и представителей Pirellulaceae и Actinobacteria. Способность синтезировать бетаин хорошо коррелирует с успешной переносимостью экстремальных концентраций соли этими бактериями. В свою очередь, бактерии, обитающие в пресной воде, обычно не имеют способности синтезировать это соединение, а часто и транспортировать его из окружающей среды. Концентрация бетаина в клетке зависит от концентрации NaCl в среде [34].

У грамотрицательных бактерий встречаются несколько путей синтеза бетаина в клетке [34, 51]:

– синтез глицин-бетаина из холина с помощью холиндегидрогеназы (ген betA) и бетаин-альдегиддегидрогеназы (betB) (грамотрицательные бактерии). Этот путь широко распространен среди бактерий, но требует поступления холина из внешней среды;

– синтез глицин-бетаина из глицина путем трех реакций метилирования с помощью глицин-саркозин-метилтрансферазы (GSMT) и саркозин-диметилглицин-метилтрансферазы (SDMT) с образованием промежуточных продуктов монометилглицина (саркозина) и диметилглицина (археи, бактерии). У многих бактерий эти ферменты кодируются двумя генами и обладают перекрывающимися ферментативными активностями. Например, у H. halochloris и A. halophila оба фермента могут использовать саркозин в качестве субстрата, но только GSMT может принимать глицин в качестве субстрата, и только SDMT может принимать диметилглицин в качестве субстрата [52, 53].

Некоторые бактерии (например, Actinopolyspora halophila) используют оба пути синтеза глицин-бетаина – путем окисления холина и путем метилирования [54]. В том числе у некоторых НПБ, например у Roseospira marina и Roseospira navarrensis, были обнаружены гены белков, участвующих в обоих путях синтеза [34]. Некоторые археи используют альтернативный способ синтеза бетина путем метилирования – все реакции катализируются одним ферментом (метилирование глицина и метилирование двух промежуточных продуктов – саркозина и N,N-диметилглицина) [55].

Способность синтезировать бетаин из холина и глицина, а также наличие транспортных систем бетаина и его предшественников отсутствуют у исследуемых пресноводных НПБ класса Betaproteobacteria штаммов Rhodocyclus purpureus TEM и Rhodocyclus tenuis IM 230. У пресноводных НПБ Rhodoferaxantarcticus DSM 24876, Rhodoferax fermentans DSM 10138, Rubrivivax gelatinosus IL144, Rubrivivax gelatinosus DSM 1709 отсутствуют гены путей синтеза бетаина, но обнаружены гены соответствующих транспортных систем [34].

У большинства исследуемых пресноводных НПБ класса Alphaproteobacteria отсутствуют гены путей синтеза бетаина и гены соответствующих транспортных систем. Исключение составили пресноводный штамм Rhodopseudomonas palustris DSM 126, у которого обнаружены гены betA и betB, бактерии рода Rhodobacter (обнаружены гены путей синтеза бетаина и соответствующих транспортных систем) и два штамма Rhodospirillum rubrum (обнаружены гены путей синтеза бетаина) [34].

Наличие генов транспортеров бетаина у фототрофной НПБ Cereibacter sphaeroides, с которым связывают ее устойчивость с повышенным уровнем NaCl в среде, подтверждается и в [56]. Было показано, что после добавления соли в среду, где содержались НПБ Cereibacter sphaeroides, экзогенный глицин-бетаин быстро поглощался бактериями, и его максимальный внутриклеточный уровень достигался в течение нескольких минут. В отличие от бетаина синтез другого важного совместимого растворенного вещества – трегалозы в C. sphaeroides, медленно увеличивался после осмотического стресса, достигая максимальных уровней только через несколько часов. Такой характер накопления соответствовал более постепенному увеличению транскрипции оперона биосинтеза трегалозы otsAB, индуцированного осмотическим стрессом. Однако в [57] утверждается, что в условиях осмотического стресса, когда глицин-бетаин и пролин не добавляются в среду, именно трегалоза является основным осмопротектором C. sphaeroides, в то время как внутриклеточная концентрация глицин-бетаина, а также пролина не меняется.

У морских представителей Rhizobiales – вида Rhodobium orientis и видов рода Afifella – обнаружены гены путей синтеза бетаина из холина (BetAB), а также транспортер бетаина (BetT). Исходя из чего можно предположить, что устойчивость этих бактерий к высокой концентрации солей в среде может быть достигнута путем синтеза бетаина или путем поглощения бетаина или холина. У морских представителей НПБ из семейства Rhodospirillaceae – видов Roseospirillum parvum и Rhodospira trueperi – обнаружены гены белков, участвующих в биосинтезе бетаина из холина betABI (betI – регуляторный ген), а также гены белков из путей биосинтеза эктоина (ectABC) [34].

У истинно галотолерантных представителей НПБ – штаммов Rhodovibrio salinarum DSM 9154 и Rhodovibrio sodomensis DSM 9895 – обнаружены кластеры генов биосинтеза бетаина из холина (betAB) и из глицина (GMT и DMT). Эти виды могут жить в среде с высокими концентрациями соли и способны переносить до 20% содержания NaCl в среде (3 М). Наличие генов путей синтеза бетаина в геномах этих бактерий позволяет им адаптироваться к условиям осмотического стресса. Отметим, что у видов Rhodovibrio в отличие от других видов семейства Rhodospirillaceae гены GMT и DMT не сливаются. Также примечательно, что у видов Rhodovibrio обнаружены последовательности гена GMT В-типа последовательностей, филогенетически наиболее удаленные от других последовательностей GMT, а значит, могут представлять собой гораздо более древнюю систему биосинтеза бетаина. Гены метилтрансфераз GMT и DMT также были обнаружены у вида Rhodothalassium salexigens. Кроме того, у многих представителей семейства Rhodobacteraceae обнаружены гены белков транспортных систем осмолитов [34].

Бетаин был обнаружен в клетках Rhodothalassium salexigens DSM 2132 и Rhodovibrio salinarum BN 40 с помощью 13C ЯМР-спектроскопии [44].

4. ЭКТОИН

Эктоин – цвиттерионное соединение, циклический тетрагидропиримидин (1,4,5,6-тетрагидро-2-метил-4-пиримидинкарбоновая кислота), синтезирующийся большим разнообразием галотолерантных и галофильных бактерий. Эктоин впервые обнаружен в клетке галофильной фототрофной бактерии Halorhodospira halochloris [50]. Позже было показано, что он широко распространен среди морских и галофильных бактерий, в том числе из группы НПБ [34, 58].

Внутриклеточная концентрация эктоина увеличивается при повышении концентрации NaCl во внешней среде [38]. Количество накопленного эктоина в клетках зависит и от других условий среды. У галотолерантной Brevibacterium sp количество эктоина внутри клетки меняется в зависимости от типа источника углерода и уровня аэрации [38, 59]. Похожий по строению осмопротектор гидроксиэктоин был обнаружен в клетках галотолерантной Sporosarcina pasteurii (ранее Bacillus psychrophilus) [59].

Синтез эктоина осуществляется с помощью продуктов генов ectA (кодирует диаминобутириновую ацетилтрансферазу), ectB (кодирует диаминомасляную аминотрансферазу); ectC (кодирует эктоин-синтазу) [60]. В кластер генов ect часто включают ген ask_ect, кодирующий специфическую аспартат-киназу. Коэкспрессия гена ask_ect вместе с осмотически индуцируемым кластером генов ectABC обеспечивает оптимальное снабжение клетки предшественником L-аспартат-β-семиальдегида в условиях осмотического стресса [58, 61, 62].

Гены белков путей синтеза эктоина обнаружены в геномах фототрофных α- и γ-протеобактерий, они распространены у пурпурных серных бактерий видов Halorhodospira и ряда НПБ семейства Rhodobacteraceae [34]. Согласно [34] гены путей синтеза эктоина, а также гены соответствующих транспортных систем отсутствуют у ряда исследованных пресноводных НПБ класса Betaproteobacteria, а именно у Rhodoferax antarcticus DSM 24876, Rhodoferax fermentans DSM 10138, Rubrivivax gelatinosus IL 144, Rubrivivax gelatinosus DSM 1709, Rhodocyclus purpureus TEM, Rhodocyclus tenuis IM 230. У пресноводных НПБ класса Alphaproteobacteria данных генов также не было обнаружено. У всех исследуемых морских и галофильных представителей семейства Rhodobacteraceae обнаружен полный кластер генов пути биосинтеза эктоина.

Умеренно галофильный/галотолерантный Rhodobacter sulfidophilus DSM 137 в качестве основного осмопротектора использует эктоин, также эктоин обнаружен у Rhodovibrio salinarum BN 40 [[44]].

У истинно галотолерантных НПБ Rhodovibrio salinarum DSM 9154 и Rhodovibrio sodomensis DSM 9895 (способны переносить до 20% содержания NaCl в среде) обнаружен полный кластер генов биосинтеза эктоина. Однако у видов Rhodovibrio ген ectA не включен в кластер генов ectABC в отличие от практически всех других фототрофных бактерий, синтезирующих эктоин [34].

Наличие генов путей синтеза эктоина позволяет этим бактериям адаптироваться к условиям осмотического стресса.

5. ТРЕГАЛОЗА

Известна способность бактерий накапливать и ряд других растворенных веществ в ответ на осмотический стресс. К таким соединениям относятся сахара (трегалоза и сахароза), аминокислоты. Однако эти вещества могут обеспечивать защиту от осмотического стресса только при невысоких уровнях минерализации. Синтез бетаина из глицина распространен среди морских и галофильных фототрофных протеобактерий и их хемотрофных родственников, эта способность хорошо коррелирует с успешной переносимостью экстремальных концентраций соли, в то же время пресноводные бактерии, как правило, не имеют возможности синтезировать эти соединения [34], вследствие чего неспецифические осмопротекторы для них особенно важны.

Трегалоза в клетках прокариот выступает как источник углерода, запасное вещество, структурный компонент. Также она является осмопротектором, термопротектором и помогает предохранять клетки от повреждения при высыхании [63, 64]. Несмотря на то что синтез трегалозы – процесс более энергозатратный, чем синтез других осмолитов [65], он не требует таких зачастую дефицитных ресурсов, как азот (в отличие от эктоина и бетаина). В условиях дефицита азота организмы способны переключать синтез эктоина на трегалозу. Трегалоза обнаруживается в основном у негалофильных или галотолерантных организмов, таким образом, НПБ являются вероятными носителями генов синтеза трегалозы [65]. В регулировании концентрации трегалозы в клетке важную роль играет фермент трегалаза, катализирующий процесс гидролиза трегалозы. Фермент ингибируется солью и активируется в присутствии глицин-бетаина [66].

У прокариот обнаружено пять путей синтеза трегалозы [67]:

– наиболее распространенный в природе путь OtsA–OtsB (эубактерии, археи, грибы, растения, насекомые). Он включает в себя две реакции, катализируемые ферментами трегалозо-6-синтазой (TPS) и трегалозофосфатазой (TPP);

– у прокариот путь с трегалозосинтазой (TS);

– у архей путь с участием мальтоолигозилтрегалозосинтазы (TreY/TreZ);

– у прокариот и грибов путь с участием трегалозофосфорилазы (TreP);

– у архей путь с участием трегалозогликозилсинтазы (TreT).

Для НПБ выявлены традиционные для эубактерий пути с участием трегалозо-6-синтазы и трегалозофосфатазы, трегалозосинтазы и мальтоолигозилтрегалозосинтазы [67].

Тем не менее специальных исследований, посвященных синтезу трегалозы НПБ, не проводилось. Согласно [31, 44] НПБ Afifella marina и Rhodopseudomonas palustris способны накапливать трегалозу. Известно, что трегалоза активно используется в качестве осмопротектора бактерией C. sphaeroides [56, 57, 67]. Оптимум солености A. marina составляет 1–5%, а R. palustris и C. sphae-roides – 0%, что подтверждает гипотезу о том, что синтез трегалозы более характерен для негалофилов и галотолерантов. С помощью 13C ЯМР-спектроскопии выявлена способность Rhodopseudomonas marina (способен переносить до 7.5% NaCl в среде) продуцировать трегалозу в качестве одного из основных осмопротекторов [44]. В [68] при анализе генов Rhodopila globiformis DSM 161, вовлеченных в ответ на стресс, показано, что эта бактерия может иметь способность синтезировать и транспортировать трегалозу извне, защищаясь от условий умеренного осмотического стресса.

Учитывая способность НПБ приспосабливаться к разнообразным условиям среды, а также тот факт, что среди НПБ практически нет галофилов sensu stricto (оптимум солености выше 10% NaCl), можно предположить, что такие “неспецифические” осмолиты, как трегалоза, более характерны для них, чем эктоин и бетаин, присущие истинным галофилам, поэтому данная тема является перспективной для дальнейших исследований.

6. ПОТЕНЦИАЛ ПРИМЕНЕНИЯ ОСМОПРОТЕКТОРОВ

Рассмотренные осмопротекторы имеют большой потенциал применения в биотехнологии. Эти вещества можно получать в значительных количествах из биомассы бактерий-продуцентов. Например, эктоин и гидроксиэктоин были получены в больших количествах с помощью Halomonas elongata [69]. Для этого бактерии из среды с высокой соленостью переносятся в среду с низкой осмолярностью, где они выводят избыток осмолитов. Повторное повышение концентрации соли в среде побуждает бактерии снова синтезировать осмолиты. В итоге переносы бактерий между средами с низкой и высокой осмолярностью приводят к обогащению среды осмолитами [38].

Бетаин и эктоин могут применяться как энхансеры в ПЦР при амплификации GC-богатых ДНК-матриц. Эктоин играет эту роль за счет снижения температуры плавления ДНК [70]. Кроме того, бетаин используется в качестве криопротектора при замораживании различных бактерий [71].

Также осмопротекторы могут использоваться в биотехнологии для получения трансгенных организмов, устойчивых к стрессу. Предполагается, что вставка в геном генов путей синтеза осмопротекторов повышает их устойчивость к осмотическому стрессу. Ряд исследований показывает эффективность данной стратегии в работе с трансгенными растениями. У Arabidopsis thaliana значительно повышается устойчивость к осмотическому стрессу, а также тепло- и холодоустойчивость после трансформации геном холиноксидазы от Arthrobacter globiformis – ферментом, участвующем в синтезе глицин-бетаина [72, 73]. Потенциал осмопротекторов может быть особенно полезен в генной инженерии растений, так как в естественных условиях они часто подвергаются засухе. Согласно [74, 75] трансгенный табак, несущий гены betA/B от E. coli и гены ectA/B/C от H. elongata, становится более устойчивым к повышенному содержанию солей. Как доноры генов белков путей синтеза осмопротекторов потенциально могут использоваться НПБ.

Бетаин является источником метильных групп, в результате его метаболизма гомоцистеин метилируется до метионина, а также образуется N,N‑диметилглицин. Бетаин используют как добавку для корма птиц и животных [29]. Благодаря своей способности помогать клеткам в защите от различных стрессов, вызванных воздействием внешних факторов, осмопротекторы находят применение в фармацевтике и производстве косметики.

Очень мало имеется информации о генах путей синтеза осмопротекторов у НПБ и их функционировании. Также очень мало исследовательских работ, в которых сопоставляется информация о присутствии этих генов в геномах НПБ с их физиологическими оптимумами и диапазонами минерализации. Благодаря приспособленности к широким диапазонам минерализации и способности к разнообразным типам метаболизма НПБ являются потенциально перспективными продуцентами осмопротекторов, что делает актуальными исследования в данной области.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Известно большое разнообразие соединений, способных выполнять роль осмопротекторов в клетках, определять их различия, особенности, пути их синтеза в клетках. Благодаря своим уникальным свойствам многие осмопротекторы нашли применение в биотехнологии, молекулярно-биологических исследованиях, фармацевтике, косметической промышленности. Несерные пурпурные бактерии – очень разнообразная и широко распространенная группа, их можно встретить как в ультрапресных, так и гиперсоленых водоемах, что наталкивает на изучение механизмов их адаптации к осмотическому стрессу. Большинство бактерий в условиях осмотического стресса транспортирует осмолиты из внешней среды, в то время как у большого количества НПБ обнаружены гены путей синтеза осмопротекторов, поэтому изучение механизмов их устойчивости к осмотическому стрессу вызывает особый интерес. НПБ находят применение в биотехнологии в производстве промышленно важных веществ и в биоремедиации. Использование штаммов НПБ, устойчивых в условиях повышенной минерализации среды, снижает риск контаминации при их культивировании. Уникальная способность к различным типам метаболизма расширяет возможности применения НПБ и делает их использование экономически более выгодным. Также, возможно, в группе НПБ есть виды, способные синтезировать промышленно значимые осмопротекторы с особой эффективностью, поэтому данная группа бактерий требует более подробного изучения.

Автор выражает благодарность Е.Д. Бахмутовой за помощь в подготовке рукописи.

Работа выполнена в рамках программы развития Геномного центра, соглашение с Минобрнауки РФ № 075-15-2019-1659 от 31 октября 2019 г.

Список литературы

  1. Madigan M.T., Jung D.O. The Purple Phototrophic Bacteria. Dordrecht; Netherlands: Springer, 2009. https://doi.org/10.1007/978-1-4020-8815-5_1

  2. Yarza P., Yilmaz P., Pruesse E. et al. // Nat. Rev. Microbiol. 2014. V. 12. № 9. P. 635.

  3. Imhoff J.F., Hiraishi A., Süling J. // Anoxygenic Phototrophic Purple Bacteria. Bergey’s Manual® of Systematic Bacteriology. 2005. P. 119. https://doi.org/10.1007/0-387-28021-9_15

  4. Imhoff J.F. // Modern Topics in the Phototrophic Prokaryotes. 2017. P. 47. https://doi.org/10.1007/978-3-319-46261-5_2

  5. Karr E.A., Matthew Sattley W., Jung D.O. et al. // Appl. Environ. Microbiol. 2003. P. 4910. https://doi.org/10.1128/aem.69.8.4910-4914.2003

  6. Горленко В.М. // Труды ИНМИ. 2007. Т. 1. С. 225.

  7. Frigaard N.-U. // Biotechnol. 2016. P. 139. https://doi.org/10.1007/10_2015_5006

  8. Erbakan M., Curtis B.S., Nixon B.T. et al. // Protein Expr. Purif. 2015. V. 115. P. 109.

  9. Orsi E., Folch P.L., Monje-López V.T. et al. // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2019. V. 46. № 8. P. 1179.

  10. Burgess J.G., Kawaguchi R., Yamada A., Matsunaga T. // Microbiol. 1994. P. 965. https://doi.org/10.1099/00221287-140-4-965

  11. George D.M., Vincent A.S., Mackey H.R. // Biotechnol. Rep. 2020. P. e00563.

  12. Wang G.-S., Grammel H., Abou-Aisha K. et al. // Appl. Environ. Microbiol. 2012. V. 78. № 20. P. 7205.

  13. Cahoon L.B., Halkides C.J., Song B. et al. // Agric. Sci. 2012. V. 3. № 06. P. 806.

  14. Kar Soon T., Al-Azad S., Ransangan J. // J. Microbiol. Biotechnol. 2014. V. 24. № 8. P. 1034.

  15. Higuchi-Takeuchi M., Numata K. // Front. Bioeng. Biotechnol. 2019. V. 7. P. 258.

  16. Pandey A., Singh P., Iyengar L. // Int. Biodeterior. Biodegrad. 2007. V. 59. P. 73. https://doi.org/10.1016/j.ibiod.2006.08.006

  17. Liu G-F., Zhou J-T., Wang J. et al.// World J. Microbiol. Biotechnol. 2006. P. 1069. https://doi.org/10.1007/s11274-005-4857-1

  18. Wang X., Cheng X., Dezhi S., Qi H. // J. Environm. Sci. 2008. P. 1218. https://doi.org/10.1016/s1001-0742(08)62212-3

  19. Bin Y., Jiti Z., Jing W. et al. // FEMS Microbiol. Lett. 2004. V. 236. № 1. P. 129. https://doi.org/10.1111/j.1574-6968.2004.tb09638.x

  20. Kushalatha M., Vidya G., Chandrakant K. // Adv. Biosci. Biotechnol. 2010. V. 2010. https://doi.org/10.4236/abb.2010.13033

  21. Idi A., Nor M.H.M., Wahab M.F.A., Ibrahim Z. // Rev. Environ. Sci. Biotechnol. 2015. V. 14. № 2. P. 271. https://doi.org/10.1007/s11157-014-9355-1

  22. Seki H., Suzuki A., Mitsueda S-I. // J. Colloid Interface Sci. 1998. V. 197. № 2. P. 185. https://doi.org/10.1006/jcis.1997.5284

  23. Watanabe M., Kawahara K., Sasaki K., Noparatnaraporn N. // J. Biosci. Bioeng. 2003. V. 95. № 4. P. 374. https://doi.org/10.1016/s1389-1723(03)80070-1

  24. Sasaki K., Morikawa H., Kisibe T. et al. // Adv. Biosci. Biotechnol. 2013. P. 6. https://doi.org/10.4236/abb.2013.41002

  25. Magnin J-P., Gondrexon N., Willison J.C. // Can. J. Microbiol. 2014. V. 60. № 12. P. 829. https://doi.org/10.1139/cjm-2014-0231

  26. Sakarika M., Spanoghe J., Sui Y. et al. // Microb. Biotechnol. 2020. V. 13. № 5. P. 1336.

  27. Hallenbeck P.C., Abo-Hashesh M., Ghosh D. // Biores. Tech. 2012. V. 110. P. 1.

  28. Weber J., Krujatz F., Hilpmann G. et al. // Eng. Life Sci. 2014. V. 14. № 6. P. 592. https://doi.org/10.1002/elsc.201400056

  29. Laurinavichene T., Tekucheva D., Laurinavichius K., Tsygankov A. // Enzyme Microbiol. Tecnol. 2018. V. 110. P. 1.

  30. Fedorov A.S., Tsygankov A.A., Rao K.K., Hall D.O. // Biotechnol. Lett. 1998. V. 20. № 11. P. 1007.

  31. Adessi A., Concato M., Sanchini A. et al. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2016. V. 100. № 6. P. 2917.

  32. Abo-Hashesh M., Desaunay N., Hallenbeck P.C. // Biores. Technol. 2013. V. 128. P. 513.

  33. Foong C.P., Higuchi-Takeuchi M., Malay A.D. et al. // Commun. Biol. 2020. V. 3. № 1. P. 1.

  34. Imhoff J.F., Rahn T., Künzel S. et al. // Microorganisms. 2021. V. 9. № 1. P. 46. https://doi.org/10.3390/microorganisms9010046

  35. Imhoff J. // Arch. Microbiol. 2001. V. 176. № 4. P. 243 https://doi.org/10.1007/s002030100326

  36. Banciu H.L., Sorokin D.Y. // Polyextremophiles. Dordrecht: Springer, 2013. P. 121. https://doi.org/10.1007/978-94-007-6488-0_5

  37. Khmelenina V.N., Kalyuzhnaya M.G., Sakharovsky V.G. et al. // Arch. Microbiol. 1999. V. 172. № 5. P. 321. https://doi.org/10.1007/s002030050786

  38. Roberts M.F. // Saline Syst. 2005. V. 1. № 1. P. 1.

  39. Welsh D.T., Guyoneaud R., Caumette P. // Can. J. Microbiol. 1998. V. 44. № 10. P. 974. https://doi.org/10.1139/w98-095

  40. Oren A., Heldal M., Norland S., Galinski E. // Extremophiles. 2002. V. 6. № 6. P. 491. https://doi.org/10.1007/s00792-002-0286-3

  41. Oren A. // Saline Syst. 2008. V. 4. № 1. P. 1. https://doi.org/10.1186/1746-1448-4-2

  42. Mackay M.A., Norton R.S., Borowitzka L.J. // Microbiology. 1984. P. 2177. https://doi.org/10.1099/00221287-130-9-2177

  43. Welsh D.T., Herbert R.A. // FEMS Microb. Ecol. 1993. V. 13. № 2. P. 145. https://doi.org/10.1111/j.1574-6941.1993.tb00060.x

  44. Severin J., Wohlfarth A., Galinski E.A. // Microbiology. 1992. V. 138. № 8. P. 1629. https://doi.org/10.1099/00221287-138-8-1629

  45. Imhoff J.F., Rodriguez-Valera F. // J. Bacteriol. 1984. V. 160. № 1. P. 478.

  46. Galinski E.A., Trüper H.G. // FEMS Microbiol. Lett. 1982. V. 13. № 4. P. 357. https://doi.org/10.1111/j.1574-6968.1982.tb08287.x

  47. Trüper H.G., Galinski E.A. // FEMS Microbiol. Rev. 1990. V. 6. № 2–3. P. 247. https://doi.org/10.1111/j.1574-6968.1990.tb04098.x

  48. Imhoff J.F. // FEMS Microbiol. Rev. 1986. V. 2. № 1. P. 57. https://doi.org/10.1111/j.1574-6968.1986.tb01843.x

  49. Imhoff J.F. The biology of halophilic bacteria. CRC Press, 2020. P. 211 https://doi.org/10.1201/9781003069140-8

  50. Galinski E.A., Pfeiffer H-P., Trüper H.G. // Eur. J. Biochem. 1985. V. 149. № 1. P. 135. https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1985.tb08903.x

  51. Caspi R., Billington R., Keseler I.M. et al. // Nucl. Acids Res. 2020. V. 48. № 1. P. D445.

  52. Nyyssölä A., Kerovuo J., Kaukinen P. et al. // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. № 29. P. 22196.

  53. Nyyssölä A., Reinikainen T., Leisola M. // Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. № 5. P. 2044.

  54. Nyyssölä A., Leisola M. // Arch. Microbiol. 2001. V. 176. № 4. P. 294.

  55. Lai M.-C., Wang C.-C., Chuang M.-J. et al. // Res. Microbiol. 2006. V. 157. № 10. P. 948.

  56. Tsuzuki M., Moskvin O.V., Kuribayashi M. et al. // Appl. Environ. Microbiol. 2011.V. 77. № 21. P. 7551.

  57. Xu X., Abo M., Okubo A., Yamazaki S. // Biosci. Biotechnol. Biochem. 1998. V. 62. № 2. P. 334.

  58. Czech L., Hermann L., Stöveken N. et al. // Genes. 2018. V. 9. № 4. P. 177. https://doi.org/10.3390/genes9040177

  59. Kuhlmann A.U., Bremer E. // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. № 2. P. 772.

  60. Cánovas D., Vargas C., Calderón M.I. et al.// Syst. Appl. Microbiol. 1998. V. 21. № 4. P. 487. https://doi.org/10.1016/s0723-2020(98)80060-x

  61. Stöveken N., Pittelkow M., Sinner T. et al. // J. Bacteriol. 2011. V. 193. № 17. P. 4456.

  62. Reshetnikov A.S., Khmelenina V.N., Trotsenko Y.A. // Arch. Microbiol. 2006. V. 184. № 5. P. 286.

  63. Alarico S., Empadinhas N., Simões C. et al. // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. № 5. P. 2460. https://doi.org/10.1128/aem.71.5.2460-2466.2005

  64. Oren A. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1999. V. 63. № 2. P. 334 https://doi.org/10.1128/mmbr.63.2.334-348.1999

  65. Galinski E.A., Herzog R.M. // Arch. Microbiol. 1990. V. 153. № 6. P. 607. https://doi.org/10.1007/bf00245273

  66. Galinski E.A., Trüper H.G. // FEMS Microbiol. Rev. 1994. V. 15. № 2–3. P. 95.

  67. Makihara F., Tsuzuki M., Sato K. et al. // Arch. Microbiol. 2005. V. 184. № 1. P. 56. https://doi.org/10.1007/s00203-005-0012-5

  68. Imhoff J.F., Rahn T., Künzel S., Neulinger S.C. // Arch. Microbiol. 2018. V. 200. № 6. P. 847.

  69. Sauer T., Galinski E.A. // Biotechnol. Bioeng. 1998. V. 57. № 3. P. 306. https://doi.org/10.1002/(sici)1097-0290(19980205)57:3<306::aid-bit7>3.0.co;2-l

  70. Schnoor M., Voß P., Cullen P. et al. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2004. V. 322. № 3. P. 867. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2004.07.200

  71. Cleland D., Krader P., McCree C. et al. // J. Microbiol. Methods. 2004. V. 58. № 1. P. 31. https://doi.org/10.1016/j.mimet.2004.02.015

  72. Hayashi H., Sakamoto A., Murata N. // Plant J. 1998. V. 16. № 2. P. 155. https://doi.org/10.1046/j.1365-313x.1998.00284.x

  73. Sakamoto A., Hayashi H., Tony A. et al. // Plant Tolerance to Abiotic Stresses in Agriculture: Role of Genetic Engineering. Dordrecht: Springer, 2000. P. 95. https://doi.org/10.1007/978-94-011-4323-3_7

  74. Nakayama H., Yoshida K., Ono H. et al. // Plant Physiol. 2000. V. 122. № 4. P. 1239. https://doi.org/10.1104/pp.122.4.1239

  75. Holmström K., Somersalo S., Mandal A. et al. // J. Exp. Bot. 2000. V. 51. № 343. P. 177. https://doi.org/10.1093/jexbot/51.343.177

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска содержание выпуска

Вестник Военного инновационного технополиса «ЭРА»

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал