Высокомолекулярные соединения (серия А), 2019, T. 61, № 5, стр. 431-439

ВВЕДЕНИЕ

Эпоксиаминные композиции благодаря хорошим механическим показателям, водостойкости и высокой адгезии к различным субстратам, нашли широкое применение в промышленности, строительстве и других областях [1–5]. Однако их стойкость к биоповреждению не всегда удовлетворительна [6, 7]. Одним из простых и эффективных способов повышения биостойкости эпоксиаминных составов является их модификация добавками, обеспечивающими биоцидные свойства. К числу перспективных модификаторов такого рода можно отнести полимеры и олигомеры гуанидинового ряда, которые проявляют антимикробную, антивирусную, спороцидную, фунгицидную, инсектицидную, пестицидную, альгицидную активность, способны воздействовать на аэробную и анаэробную микрофлору, обладают пролонгированным биоцидным действием и в то же время мало опасны для высших животных и человека [8–10]. Их типичными представителями являются олигогексаметиленгуанидины (ОГМГ), которые легко доступны и используются в качестве действующего вещества в составе многих дезинфицирующих средств для сельскохозяйственного производства и медицины [8]. Однако хорошая растворимость ОГМГ в воде препятствует его пролонгированному действию из-за смывания, вызывая необходимость неоднократной повторной обработки поверхностей. Ковалентное связывание молекул ОГМГ за счет их введения в эпоксиаминные сетки позволило бы значительно продлить биоцидное действие защитных покрытий.

Промышленно выпускаемые олигогексаметиленгуанидины в форме гидрохлоридов очень плохо растворимы в эпоксидных олигомерах (ЭО), что затрудняет их введение в эпоксиаминные сетки. Один из способов улучшения термодинамической совместимости с ЭО и отвердителем – введение в структуру ОГМГ гидрофобных фрагментов. Ранее [11] из гидрохлорида ОГМГ мы синтезировали гидропальмитат и гидростеарат с повышенной растворимостью в ЭО. Настоящая работа является продолжением этих исследований, и в ней в качестве кислотного остатка выбран фрагмент салициловой кислоты, способствующий коагуляции белков в протоплазме микробных клеток [12, 13]. Иными словами, цель настоящей работы – синтез салицилата ОГМГ и ковалентное введение его в эпоксидные составы для получения модифицированных эпоксиаминных пленок.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Базовыми  объектами  исследования  служили диановый ЭО Epikote 828, поли-глицидиловый  эфир  олигооксипропилентриола Лапроксид 703, олигооксипропилендиамин Jeffamine  D-230,  структурные формулы которых  приведены  в  работе  [14],  и гидрохлорид олигексаметиленгуанидина (Фарма-Покров, Россия)

где R ≡ $ - {\text{C}}{{{\text{H}}}_{2}}{\kern 1pt} - {\kern 1pt} {\text{C}}{{{\text{H}}}_{2}}{\kern 1pt} - {\kern 1pt} {\text{C}}{{{\text{H}}}_{2}}{\kern 1pt} - {\kern 1pt} {\text{N}}{{{\text{H}}}_{2}}$ или ; HА≡HCl (римские цифры над атомами соответствуют условным обозначениям в расшифровках ЯМР-спектров).

Перед проведением экспериментов диановый ЭО выдерживали в течение 3 ч при 60°С для удаления кристаллитов.

Некоторые свойства ЭО и отвердителя представлены в табл. 1. Молекулярно-массовые характеристики гидрохлорида ОГМГ определены в рамках настоящей работы.

Гидросалицилат ОГМГ синтезировали путем смешения предварительно приготовленного водного раствора салицилата натрия (из салициловой кислоты и карбоната натрия в водной среде) и водного раствора гидрохлорида ОГМГ. После выпадения осадка гидросалицилата ОГМГ систему нагревали до 85–95°С и добавляли этанол до полного растворения продукта. После охлаждения выделившийся продукт сушили на вакуумном роторном испарителе до постоянной массы.

Синтез аддуктов ОГМГ с ЭО вели в среде диметилсульфоксида (х.ч.). Очищенный гидросалицилат ОГМГ растворяли в ДМСО (1 : 1 мас.ч.), а полученный раствор совмещали со значительным мольным избытком ЭО (гидросалицилат ОГМГ : : ЭО = 1 : (2–5) мас.ч.). Эту систему далее подвергали термообработке при постоянной температуре 30°С в лабораторном реакторе с магнитной мешалкой и обратным холодильником.

Системы для отверждения ЭО или аддукта ЭО–ОГМГ со стехиометрическим количеством отвердителя готовили в расчете на остаточное содержание эпоксидных групп. Отверждение проводили при постоянной температуре 22 ± 2°С.

Исследования проводили методами спектроскопии ЯМР ¹Н и ЯМР ¹³С, дифференциальной сканирующей калориметрии и рефрактометрии. Спектры ЯМР ¹Н растворов солей ОГМГ в D₂О или ДМСО-d₆ регистрировали на ЯМР-фурье-спектрометре “Bruker DPX-300” со сверхпроводящим магнитом (рабочая частота 300 и 70 МГц для спектров ЯМР ¹Н и ЯМР ¹³С соответственно). С целью количественного анализа состава образцов ОГМГ их спектры регистрировали в режиме Inverse Gate, при котором происходит полное широкополосное подавление взаимодействия с протонами и отсутствует ядерный эффект Оверхаузера. Для предотвращения релаксационных эффектов задержка между импульсами составляла 1.8 с. Число сканирований 3199. При анализе спектров химические сдвиги сигналов приведены относительно внутреннего стандарта метанола-d₄.

Исследование солей ОГМГ, их аддуктов с ЭО и отвержденных систем методом ДСК проводили на приборе DSC Q-100 (“TA Instruments”, США) в динамическом режиме при постоянной скорости нагревания 10 град/мин. Экспериментальные данные обрабатывали с помощью пакета программ TA Universal Analysis 2000 (V4.5A).

Контроль синтеза аддуктов ЭО с ОГМГ вели методом рефрактометрии, отбирая образцы реакционной массы и исследуя их на приборе RL2 по стандартной методике при постоянной температуре 22 ± 2°С с погрешностью ±0.0001.

Биоцидную активность отвержденных эпоксиаминных пленок на основе аддуктов ОГМГ–ЭО изучали с помощью стандартного МТТ-теста, основанного на оценке дыхательной активности клетки. В качестве тестовых микроорганизмов использовали грамотрицательный штамм Pseudomonas. putida К12 и грамположительный штамм Paenibacillus jamilae DCB-2-2. Исследования проводили на таблетках диаметром 3 мм и толщиной 1–2 мм, вырубленных из отвержденного ЭО или аддукта ЭО с ОГМГ. Поверхность таблетки покрывали каплей объемом 30 мкл плотной клеточной суспензии в питательной среде состава: пептон 5 г/л, дрожжевой экстракт 2.5 г/л, декстроза 1 г/л при рН 7.2, и выдерживали в течение недели, после чего в течение двух часов проводили МТТ тест [15].

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Предварительные эксперименты показали, что промышленно выпускаемый гидрохлорид ОГМГ крайне плохо растворяется в эпоксидных олигомерах различной природы – как диановом, так и алифатическом. Для улучшения совместимости с ЭО из гидрохлорида ОГМГ была синтезирована и охарактеризована органическая соль – гидросалицилат. Спектры ЯМР ¹Н и ЯМР ¹³С исходной и синтезированной соли представлены на рис. 1 и 2 соответственно. На спектре ЯМР ¹Н гидрохлорида ОГМГ (рис. 1а) (300 МГц, D₂О) видны следующие пики δ, м.д.: 1.33 (4Н, уш.с, СН₂ – I); 1.55 (4Н, уш.с, СН₂ – II); 2.95 (т, СН₂ – III – концевой); 3.23 (4Н, уш.с, СН₂ – III). NH–протоны гуанидиниевой группы не разрешены от остаточных протонов Н₂О. На спектре ЯМР ¹Н гидросалицилата ОГМГ (рис. 1б) (300 МГц, ДМСО-d₆) наблюдаются пики δ, м.д., J, Гц : 1.30 (4Н, уш.с, СН₂ – I); 1.47 (4Н, уш.с, СН₂ – II); 3.11 (4Н, уш.с, СН₂ – III); 3.11 (4Н, уш.с, СН₂ – III); 6.66 (2Н, м, Аr 3,5); 7.19 (1Н, м, Аr 4, J³ = 8.6); 7.30–7.75(4Н, м, Аr 6 + NH); 8.00–8.50 (2Н, м, ОН + NH). По соотношению интегральных интенсивностей разрешенных сигналов алифатических (1.30 и 1.47 м.д., 8Н) к ароматическим (6.66 и 7.19 м.д., 3Н) рассчитана степень замещения гидрохлорида на гидросалицилат в ОГМГ, которая составляет не менее 95.7%.

Рис. 1.

Спектры ЯМР¹Н промышленно выпускаемого гидрохлорида (а) и синтезированного из него гидросалицилата ОГМГ(б).

Рис. 2.

Спектры ЯМР¹³С промышленно выпускаемого гидрохлорида (а) и синтезированного из него гидросалицилата ОГМГ(б).

На спектре ЯМР ¹³С исходного гидрохлорида ОГМГ (рис. 2а) (70 МГц, D₂О) зарегистрированы следующие пики δ, м.д.: 26.09 (2С, СН₂ – I); 27.13 (СН₂ – II'); 28. 56 (2С,СН₂ – II); 40.10 (СН₂ – III'); 41.72 (2С, СН₂ – III); 154.61, 156.08, 157.11 (1С, гуанидин, IV'', IV', IV). На спектре ЯМР ¹³С синтезированного гидросалицилата ОГМГ (рис. 2б) (70 МГц, метанол-d₄) наблюдаются пики δ, м.д.: 27.38 (2С, СН₂ – I); 28.48 (СН₂ – II'); 29. 84 (2С,СН₂ – II); 40.66 (СН₂ – III'); 42.50 (2С, СН₂ – III); 117.35 (1С, Аr 4); 119.17 (1С, Аr 5); 120.11 (1С, Аr 3); 131.63 (1С, Аr 6); 134.08 (1С, Аr 1); 155.63, 157.45, 158,79 (1С, гуанидин, IV'', IV', IV); 162.68 (1С, Аr 2); 176.41 (1С, АrСООН). По соотношению интегральных интенсивностей сигналов алифатических (27.38–42.50 м.д., 6С) к ароматическим (117.35–176.41 м.д., 7С) рассчитана степень замещения на гидросалицилат в ОГМГ, которая составляет не менее 97.4%. Таким образом, значения степени замещения гидрохлорида на гидросалицилат, найденные методами ЯМР ¹Н и ЯМР ¹³С, согласуются друг с другом.

По методике [15], разработанной ранее с участием авторов настоящей статьи, для исходной и синтезированной солей ОГМГ на основании данных спектров ЯМР ¹³С рассчитаны среднечисленная молекулярная масса M_n, содержание концевых гуанидиновых [гуан]_конц и гексаметилендиаминовых [ГМДА]_конц остатков, а также среднее число разветвлений на молекулу ОГМГ z. Результаты расчетов представлены в табл. 2.

Обращает на себя внимание некоторое увеличение средней молекулярной массы ОГМГ после получения гидросалицилата из гидрохлорида. Однако, судя по приведенным спектрам ЯМР (рис. 1 и 2), такой эффект не затрагивает основную цепь ОГМГ, а является следствием потери низкомолекулярных фракций ОГМГ в процессе синтеза и очистки новых солей ОГМГ.

Для успешного ковалентного включения в эпоксиаминную сетку соль ОГМГ должна химически взаимодействовать с ЭО либо отвердителем. На термограммах ДСК бинарных систем ЭО–гидросалицилат ОГМГ (рис. 3) в области температур Т ≥ 150°С регистрируется экзотермический пик, очевидно, соответствующий выделению тепла вследствие реакции между ЭО и ОГМГ. Температура начала этого пика заметно ниже, чем аналогичная температура для системы Epikote 82 – гидрохлорид ОГМГ, которая, согласно работе [11], превышает 200°С. Следует отметить, для системы Epikote 828–гидросалицилат ОГМГ температура начала экзотермического пика заметно ниже, а его площадь значительно выше, чем для системы Лапроксид 703–гидросалицилат ОГМГ (рис. 3). Кроме того, характерная область стеклования, расположенная в низкотемпературной области, в случае Epikote 828 значительнее смещается в зону высоких температур по сравнению с Лапроксидом. Описанное выше указывает на более выраженное химическое взаимодействие в системе Epikote 828 – гидросалицилат ОГМГ.

Рис. 3.

Термограммы ДСК смесей гидросалицилата ОГМГ с ЭО Epikote 828 (1, 2) и Лапроксидом 703 (3, 4) после первого (1, 3) и второго (2, 4 ) сканирования по температуре.

Температура начала реакции между ОГМГ и ЭО заметно выше, чем в случае ЭО и аминных отвердителей (около 50°С). Таким образом, при совместном отверждении тройных систем ЭО–ОГМГ–алифатический амин включение фрагментов ОГМГ в общую сетку маловероятно. Избежать этого можно путем предварительного проведения реакции между ОГМГ и ЭО, с последующим отверждением полученной системы аминным отвердителем.

Химическая реакция между ЭО и ОГМГ, вероятно, протекает прежде всего с участием эпоксидных групп ЭО и первичных аминогрупп ОГМГ по схеме

В результате реакции образуются аддукты ЭО и ОГМГ, причем, судя по единственной температуре стеклования T_g продуктов взаимодействия (рис. 3, кривые 2 и 4), полученные системы являются гомогенными. T_g аддуктов выше, чем исходных ЭО: 27.8°С против –18°С в случае Epikote 828 и примерно –65.8°С против –71°С для Лапроксида 703. Очевидно, это обусловлено повышением молекулярной массы продукта. Отсутствие дальнейших химических превращений в аддуктах, фиксируемое при повторном ДСК-исследовании позволяет рассматривать их как химически стабильные модифицирующие добавки для эпоксиаминных композиций широкого применения.

Обобщение результатов ДСК показало, что наиболее выраженный экзотермический эффект наблюдается в случае системы гидросалицилат ОГМГ–ЭО Epikote 828, на которой и были проведены дальнейшие эксперименты.

Несмотря на то, что гидросалицилат лучше растворим в ЭО, чем другие исследованные соли ОГМГ, его растворимость все-таки недостаточна для того, чтобы сформировать гомогенную систему с достаточно высоким содержанием ОГМГ (более 5 мас. %). В связи с этим было принято решение проводить совмещение гидросалицилата ОГМГ и ЭО в общем растворителе. Оба олигомера хорошо растворимы в ДМСО, и при их смешении не происходит визуально наблюдаемого разделения фаз. При небольшом нагревании (35°С) была исследована кинетика взаимодействия ОГМГ с ЭО в растворе методом рефрактометрии и установлено, что по мере протекания процесса показатель преломления системы монотонно повышается (рис. 4). Для сравнительного анализа кинетики удобен относительный показатель α_n = = $\frac{{{{n}_{D}} - {{n}_{{{{D}_{0}}}}}}}{{{{n}_{{{{D}_{0}}}}}}} \cdot 100\% $. Из зависимостей (рис. 4б) следует, что более выраженный эффект химического взаимодействия наблюдается при эквимассовом соотношении реагентов.

Рис. 4.

Кинетические зависимости показателя преломления (a) и относительного показателя α_n (б) системы гидросалицилат ОГМГ–диановый ЭО Epikote 828 в диметилсульфоксиде при 35°С. Мольное соотношение ОГМГ : ЭО = = 1.00 : 0.22 (1), 1.00 : 0.67 (2), 1.00 : 0.83 (3), 1.00 : 1.00 (4) и 1.00 : 1.33 мас. ч. (5).

Итоговый продукт представляет собой гомогенный прозрачный раствор. Для оценки оптимального содержания отвердителя, необходимого для полного отверждения этой системы, мы использовали методику авторов [16], заключающуюся в определении соотношения аддукт : : отвердитель, которому соответствует максимальный тепловой эффект отверждения на термограмме ДСК. Типичные термограммы ДСК различного состава аддукт : отвердитель представлены на рис. 5, а данные по тепловому эффекту отверждения и T_g полностью отвержденной системы – в табл. 3.

Рис. 5.

Типичные термограммы ДСК смеси аддукта (салицилат ОГМГ : Epikote 828 = 1 : 1 мас.ч.) и отвердителя Jeffamine D-230 в соотношении 1.00 : 0.13 мас. ч. после первого (1) и второго (2) сканирования по температуре.

Из приведенных данных видно, что оптимальное соотношение аддукт (салицилат ОГМГ : : Epikote 828 = 1: 1 мас.ч.): Jeffamine D-230 = 1.00 : : 0.13 мас.ч. Такое соотношение было использовано как базовое при получении отвержденных эпоксиаминных пленок, модифицированных ОГМГ. Температура стеклования модифицированных эпоксиаминных пленок ниже или близка к комнатной температуре. Это означает, что модифицированные эпоксиаминные системы при естественных условиях находятся в эластическом состоянии и не требуют термического доотверждения для достижения топологического предела реакции отверждения.

На основании полученных результатов были сформированы и отверждены свободные эпоксиаминные пленки, ковалентно модифицированные ОГМГ. Они представляют собой оптически прозрачные практически бесцветные эластичные пленки. Для проверки возможности их использования в качестве основы бактерицидных покрытий была исследована их активность по отношению к грамположительным (Paenibacillus jamilae) и грамотрицательным (Pseudomonas. putida К12) микроорганизмам. Выбор штаммов был обусловлен предполагаемой областью применения покрытия. Так, штамм Pseudomonas putida К12 был выбран как близкий к виду Pseudomonas aeruginosa (синегнойная палочка) – наиболее часто встречающемуся в медучреждениях и резистентному к антибиотикам патогенному организму, вызывающему нозокомиальные инфекции, инфекции кожи и верхних дыхательных путей человека [17]. Paenibacillus jamilae – микроорганизмы с высокой способностью образовывать бактериальные биопленки, также обладающие устойчивостью к антибиотикам, способные вызывать загноения ран и внутренние воспаления [18]. Исследования биологической активности модифицированных пленок показали (рис. 6), что модифицированные эпоксиаминные составы действуют и на грамположительные и на грамотрицательные микроорганизмы, причем с увеличением концентрации модификатора эффект усиливается. При этом полимер без аддукта (образец 1) не вызывает снижения бактериальной дыхательной активности, оцененной по оптической плотности на длине волны 540 нм. В целом грамположительные бактерии оказались более устойчивыми к воздействию добавок ОГМГ, причем наибольший эффект для них проявляется в случае образца 4. При воздействии на грамотрицательные бактерии дыхательная активность снижается в среднем в 2.5–3.0 раза. Следует, однако, отметить, что полной остановки дыхания в изученных образцах зафиксировано не было. Различие в поведении грамположительных и грамотрицательных микроорганизмов в присутствии исследуемых образцов, по-видимому, связано с отличиями в составе и структуре их клеточных стенок. Иными словами, проведенные исследования показывают перспективность ковалентной модификации эпоксиаминных систем гидросалицилатом ОГМГ для получения составов для бактерицидных покрытий.

Рис. 6.

Влияние количества ОГМГ, ковалентно связанного с эпоксиаминной сеткой, на подавление дыхательной активности грамположительных (G+) и грамотрицательных (G–) микроорганизмов. Содержание исходного ОГМГ равно 0 (1), 3.8 (2), 9.7 (3) и 14.6 мас. % (4).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Таким образом, одним из способов направленного ковалентного включения олигогексаметилендиаминов в эпоксиаминную трехмерную сетку может быть предварительное получение аддуктов органической соли ОГМГ (гидросалицилата) с эпоксидным олигомером в растворе с последующим отверждением этих аддуктов стехиометрическим количеством аминного отвердителя. Количественно охарактеризована кинетика химического взаимодействия между гидросалицилатом ОГМГ и диановым ЭО, выбран оптимальный состав тройной системы гидросалицилат ОГМГ–ЭО–аминный отвердитель для получения модифицированной пленки и показана ее активность по отношению к грамположительным и грамотрицательным микроорганизмам.

Авторы выражают благодарность Е.О. Косакович (РТУ МИРЭА) за содействие в постановке экспериментов.

Часть экспериментальной работы была выполнена с использованием оборудования Центра коллективного пользования физическими методами исследования Института физической химии и электрохимии им. А.Н. Фрумкина РАН.

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (проект 18-08-01252А).