1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Зоологический журнал
  4. T. 102, № 12, 2023

Зоологический журнал, 2023, T. 102, № 12, стр. 1331-1351

Изучение микробных ассоциаций помогает понять образ жизни червей Terebellides cf. stroemii (Annelida, Terebelliformia, Trichobranchidae) в Белом море

А. Б. Цетлин a, *, А. А. Клюкина b, А. Г. Ельченинов b, П. А. Щербакова a, Л. А. Гавирова a, А. И. Шестаков a, Е. В. Ворцепнева a, А. Э. Жадан a, И. В. Кубланов b

a Биологический факультет, Московский Государственный Университет имени М.В. Ломоносова
119234 Москва, ул. Ленинские Горы, 1, стр. 1, Россия

b Институт микробиологии имени С.Н. Виноградского, Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” РАН
119071 Москва, пр-т 60-летия Октября, д. 7, корп. 2, Россия

* E-mail: atzetlin@gmail.com

Поступила в редакцию 25.07.2023
После доработки 27.09.2023
Принята к публикации 13.10.2023

Полный текст (PDF)

Аннотация

Многощетинковые кольчатые черви являются одним из основных компонентов океанического бентоса, однако мало что известно об их микробных симбионтах. Цель настоящей работы – описание образа жизни представителей Terebellides cf. stroemii в Белом море посредством изучения их микробиомов. Для этого черви и их трубки были исследованы с помощью световой и электронной микроскопии, а состав микробиомов изучали с помощью секвенирования гипервариабельных V4 участков гена 16S рРНК прокариот. Показано, что трубки Terebellides cf. stroemii рыхлые и, скорее всего, временные, черви активно роются в грунте, тем не менее, часть времени проводят, собирая пищу с поверхности грунта с помощью щупалец. В клетках покровов и кишечном эпителии с помощью микроскопии бактерии обнаружены не были. Филогенетический и кластерный анализы выявили значительные отличия таксономического состава микробиомов червей T. cf. stroemii от микробных сообществ грунта и позволили определить специфические компоненты микробиомов кишечников и щупалец, а микробиомы донных осадков и трубок червей оказались схожими. В микробиомах трубок доминируют Pseudomonadota, Desulfobacterota и Bacteroidota. В кишечниках обитают Pseudomonadota, Actinomycetota, Bacillota, Cyanobacteriota, Chloroflexota и Planctomycetota. Микробиом щупалец T. cf. stroemii существенно отличается от микробиома окружающего грунта, трубки и кишки, в нем представлены Pseudomonadota, Bacillota и Bacteroidota, кроме того, в двух образцах наблюдалось значительное количество представителей архейного суперфилума DPANN (Diapherotrites, Parvarchaeota, Aenigmarchaeota, Nanoarchaeota, Nanohaloarchaeota). Современные технологии изучения микробиомов продемонстрировали наличие специфических сообществ микроорганизмов, ассоциированных с исследованным видом. Сочетание морфологических и молекулярных методов перспективно для изучения микробиомов, ассоциированных с морскими аннелидами, и их функциональных связей с животными.

Ключевые слова: многощетинковые черви, биология, пищеварительный тракт, микробиом, метагеномные методы, Proteobacteria, Desulfobacterota, Bacteroidota, DPANN

Многощетинковые кольчатые черви (Polychaeta, Annelida) являются одним из основных компонентов океанического бентоса, где они могут составлять до половины всей биомассы донных беспозвоночных (Hutchings, Peart, 2000; Capa, Hutchings, 2021). Однако за рядом исключений мало что известно об их микробных симбионтах (Petersen, Osvatic, 2018). При этом с каждым годом проявляется все больше данных о тесных связях массовых донных беспозвоночных и бактериальных сообществ, как ассоциированных с беспозвоночными, так и характерных для окружающего осадка (Lacoste et al., 2018). При обнаружении гидротермальных выходов, находящихся на больших глубинах океана (Schreier, Lutz, 2019), одним из самых ярких наблюдений ученых было обилие и разнообразие сообществ беспозвоночных животных. Такое изобилие макрофауны существует за счет хемоавтотрофных микробных симбионтов. Наибольшее количество работ по исследованию ассоциаций червей и микроорганизмов было посвящено именно представителям глубоководных термальных источников, например, Riftia pachyptila (Minic, 2009; Hinzke et al., 2019), других вестиментифер (Perez, Juniper, 2016; Reveillaud et al., 2018; Сampbell et al., 2003; Bright, Giere, 2005), Ophelina sp. (Neave et al., 2012), Osedax spp. (Goffredi et al., 2007, Moggioli et al., 2023). В то же время мало что известно про ассоциации микроорганизмов с аннелидами, живущими на огромных пространствах дна мирового океана. Несмотря на то, что бóльшая часть морских аннелид обитает на шельфе (более 15 тысяч видов), было сделано всего несколько попыток определить состав их микробиома. Были получены данные по микробным симбионтам Neanthes glandicincta (Li et al., 2009), Olavius algarvensis (Woyke et al., 2014; Kleiner et al., 2012; Wippler et al., 2016), Hydroides elegans (Nedved, Hadfield, 2008; Vijayan et al., 2019), Tubificoides benedii (Dubilier, 1987), Trochonerilla mobilis (Tzetlin, Saphonov, 1995).

Таким образом, микробные сообщества, ассоциированные с подавляющим большинством массовых и широко распространенных видов аннелид в океане, до сих пор не изучены. Это в полной степени относится и к морям Арктического бассейна. При этом разнообразие (таксономическое, физиологическое, поведенческое) самих аннелид огромно, что подразумевает актуальность выявления как особенностей микробиомов и взаимодействия их представителей с хозяином у каждой отдельной группы червей, так и закономерностей, общих для всех организмов этой группы. В настоящее время показано, что ассоциативные микроорганизмы беспозвоночных синтезируют значительное количество биологически активных веществ, в т.ч. тех, синтез которых, как полагали ранее (Fenical, 1993), осуществляли сами животные. Кроме того, известно, что многие симбиотические бактерии являются потенциальными продуцентами биотехнологически значимых соединений, например ферментов, активных в условиях низких температур (Blockley et al., 2017). например, исследование микробиомов полихет, таких как Capitella teleta (Bach et al., 2005), Sabella spallanzanii (Bocchetti et al., 2004; Sampaio et al., 2019), являющихся маркерами загрязнений, показало, что симбиотические микробные сообщества этих червей способны достаточно эффективно разрушать углеводороды.

Полихеты группы Terebellides stroemii – это массовые формы в донных сообществах шельфа северных морей. Они являются характерными представителями в бентосных сообществах от верхней сублиторали до батиальных глубин в северных частях Атлантического и Тихого океанов, а также арктических морей (Жирков, 2001; Jumars et al., 2015). Полихеты рода Terebellides обитают на мягких грунтах от песчаных до илистых и глинистых, иногда в зарослях водорослей или морской травы (Holthe, 1986; Hutchings, Peart, 2000), от литорали до батиали, в диапазоне солености от 3‰ в эстуариях до полносоленых водоемов (35‰). Плотность поселений достигает 120–610 экз./м2 и биомасса 23 г/м2 (Henriksson, 1969; Zhang, Hutchings, 2018). Теребеллидесы роют толщу грунта с помощью выроста на брюшной стороне первого сегмента (Holthe, 1986). Показано, что полихеты рода Terebellides проявляют широкую экологическую пластичность, выносят большие колебания температуры и солености и хорошо адаптируются к стрессам, связанным с антропогенным воздействием (Ferraris et al., 1994; Stoykov, Uzunova, 2001).

Род Terebellides Sars 1835 (Annelida) отличается от всех других представителей отряда Terebelliformia уникальным строением жаберного аппарата, который состоит из стебелька и четырех пластинчатых лопастей, направленных назад. Первым описанным видом был Terebellides stroemii Sars 1835 из осадков шельфа юго-западной Норвегии. Из-за характерного облика долгое время всех полихет с подобным строением жабры, найденных по всему Мировому океану на разных глубинах, относили к этому виду (Ушаков, 1955; Caullery, 1915, 1944; Hartman, 1966; Day, 1967). Таким образом, T. stroemii считался видом-космополитом. Позже Williams (1984) обнаружил различные морфотипы внутри T. stroemii; в последующие годы количество описаний новых видов рода Terebellides по всему миру увеличилось (Imajima, Williams, 1985; Solis-Weiss et al., 1991; Bremec, Elias, 1999; Hutchings, Peart, 2000; Garraffoni, Lana, 2003; Schüller, Hutchings, 2010, 2012, 2013; Zhang, Hutchings, 2018). Недавнее исследование, проведенное с помощью молекулярно-генетических методов (Nygren et al., 2018), показало, что фактическое разнообразие Terebellides намного выше, чем ожидалось, и число видов Terebellides, обитающих в северо-восточной Атлантике, увеличилось с 5 до 25. Бóльшая часть этих видов еще не описана морфологически. Все виды рода Terebellides имеют сходный облик и отличаются микроскопическими деталями в строении жабр, параподий и щетинок; обычно для различения видов требуется исследование с помощью сканирующей электронной микроскопии (Barroso et al., 2023). В Белом море, так же как и в других регионах, полихет рода Terebellides традиционно относят к виду T. stroemii (Дерюгин, 1928; Ушаков, 1939; Цетлин, 1980; Жирков, 2001; Жадан, 2010). Так как подробных таксономических и молекулярных исследований беломорских особей не проводили, в настоящей работе мы используем название Terebellides cf. stroemii. Эти черви обычны на мягких грунтах Белого моря, они встречаются от верхней сублиторали до максимальных глубин, в мелководных лагунах часто это доминирующие формы макробентоса (Stolyarov, 2019).

Цель настоящей работы – изучение микробиома, ассоциированного с представителями Terebellides cf. stroemii, как инструмента, который позволит получить более детальные данные об образе жизни этого массового вида в Белом море и его роли в донных сообществах.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ

Методика сбора

Материал собран в акватории Кандалакшского залива Белого моря вблизи Беломорской Биологической Станции им. Н.А. Перцова МГУ (Ермолинская губа) (рис. 1A–1C) в сентябре 2019, 2020, 2021 г., а также в июне и сентябре 2022 г. Отбор образцов (червей, трубок, грунта) проводили с помощью тралений, с применением дночерпателя “Haps-corer” 0.1 м2 и использованием водолазной техники (рис. 1D–1E). При водолазных работах визуально находили щупальца червей на дне, фотографировали их, затем брали пробы грунта с поверхности, выкапывали трубку вместе с червем и частью грунта и помещали ее в стерильную пробирку объемом 50 мл, наполненную окружающей морской водой, после чего пробирку закрывали крышкой. Полученный тралением грунт промывали морской водой на сите с ячейкой 2 мм, после чего вручную отбирали червей, не прошедших сквозь сито. Десять экземпляров Terebellid-es cf. stroemii содержали в течение двух месяцев в аквариуме с морской водой, илисто-песчаным грунтом толщиной 3 см при температуре +8°C.

Рис. 1.

Локализация и метод сбора образцов Terebellides cf. stroemii. A–C – Схема места сбора материала при разных масштабах. Красными прямоугольниками обозначены соответственно увеличенные участки. Расположение биостанции обозначено символом ветряка, звездочка обозначает место траления в Ермолинской губе. D – Водолаз за сбором материала. E – Вид сверху на трубку и выходящие из нее щупальца. D–E – Подводные фотографии (Л. Ванбосталь).

Дальнейшее хранение червей и манипуляции с ними проводили в асептических условиях. Червей препарировали в стерильных чашках Петри со стерильной морской водой. Воду стерилизовали автоклавированием (121°С, 30 мин), после чего остужали до температуры +10–12°С. Все инструменты стерилизовали автоклавированием, либо опуская в емкость с 96% этанолом с последующим прожиганием в пламени, либо обработкой 76% этанолом в случае невозможности использования первых двух методов. Препарирование проводили под бинокуляром при помощи микрохирургических инструментов. Трубки червей Terebellides cf. stroemii аккуратно вскрывали, при обнаружении в них червя трубки сохраняли отдельно, а у животного отделяли щупальца и кишечник (также фиксировали несколько образцов целых червей). Перед фиксацией каждый образец дополнительно промывали в стерильной воде. Для последующего выделения ДНК все образцы фиксировали в буфере А (100 мМ EDTA, 100 мМ Tris HCl, 150 мМ NaCl).

Морфологические исследования

Внутренняя и внешняя поверхности трубки, трубки на сломе, а также поверхность щупалец, поверхность покровов тела червей и внутренняя поверхность пищеварительного тракта были изучены с помощью сканирующего электронного микроскопа JSM – 6380 L (JEOL, Япония). Были изучены 3 трубки, внешняя поверхность тела была изучена у двух экземпляров, внутренняя поверхность всех отделов пищеварительного тракта и содержимое кишечника были изучены у трех экземпляров. Исследованные экземпляры (отдельно щупальца и фрагменты покровов и пищеварительного тракта) фиксировали 2.5% глютаровым альдегидом в 0.1 М фосфатном буфере в течение 2 ч в холодильнике (4°С). После отмывки от глютарового альдегида три раза по 20 мин образцы проводили по восходящему ряду спиртов до ацетона (70–85–96–96–96%: ацетон (3 : 1)–96%: ацетон (1 : 1)–96% : ацетон (1 : 3)– ацетон (100%)–ацетон (100%)) по 25 мин в каждой жидкости. Далее образцы были высушены методом критической точки, размещены на предметном столике и после напыления золото-медным сплавом изучены с помощью сканирующего электронного микроскопа JSM – 6380 L (JEOL, США).

Для описания гистологического строения использовали серийные срезы T. cf. stroemi из Ермолинской губы. Фиксация образцов проводилась 4% формальдегидом, с последующей проводкой, заливкой в парафин, изготовлением серийных срезов толщиной 7 мкм и последующей окраской железным гематоксилином по Гейденгайну и трехцветной окраской по Маллори. Оцифровка срезов проводилась с помощью слайд сканнера Olympus BS 61 VS (Olympus, Япония).

Изучение ультратонкого строения эпителиев кишки и покровов проводилось с помощью трансмиссионной электронной микроскопии (ТЕМ). Для изготовления ультратонких срезов (70–80 нм толщиной) образцы после фиксации глютаровым альдегидом заливали в смолу (Epon 812). Для заливки в блоки материал проводили так же, как и для СЭМ, по восходящему ряду спиртов до ацетона, а затем перекладывали в смесь ацетона и смолы в пропорциях 3 : 1–1 : 1–1 : 3–чистая смола. В каждой смеси с ацетоном материал держали около 10–24 ч на орбитальном шейкере при комнатной температуре. В первой чистой смоле в открытой пробирке в термостате – при 37°C в течение 12–24 ч. Полимеризация происходила при температуре 60°C в течение 12–24 ч. Ультратонкие срезы изготовляли с использованием микротомов DUPONT MT-5000 с помощью алмазного ножа (Diatome, Jumbo).

Ультратонкие срезы были окрашены 4% уранилацетатом в течение 40 мин при температуре 37°C. После отмывки дистиллятом дальнейшее контрастирование 0.4%-м цитратом свинца проходило в темноте в течение 7–9 мин. После контрастирования срезы отмывали и высушивали на воздухе при комнатной температуре. Ультратонкое строение было изучено с помощью ТЭМ JEM 1011 (JEOL, Япония).

Анализ состава микробных сообществ, ассоциированных с Terebellides cf. stroemii

Для определения таксономического состава микробиоты, ассоциированной с T. cf. stroemii, образцы трубок, кишечников и щупалец этого организма использовали для амплификации и секвенирования гипервариабельных V4 участков гена 16S рРНК прокариот с последующим определением таксономии получившихся прочтений. Такой же анализ был проведен с образцами донных осадков, окружающих места отбора T. cf. stroemii. Для подтверждения устойчивости ассоциации микробиома и T. cf. stroemii отбор образцов и секвенирование проводили в течение четырех лет.

Всего в ходе работы было отсеквенировано 7 образцов кишечников, 15 образцов трубок, 12 образцов щупалец T. cf. stroemii, 7 образцов поверхностного грунта (глубина 0–2 см) и 6 образцов более глубокого грунта (глубина 10–15 см), отобранных совместно с особями T. cf. stroemii.

Выделение ДНК и секвенирование

Тотальную ДНК из всех образцов выделяли с помощью набора DNeasy PowerLyzer Microbial Kit (Qiagen, Германия) и гомогенизатора FastPrep-24™ (MP Biomedicals, США) в соответствии с инструкциями производителя. Библиотеки для секвенирования готовили согласно Vortsepneva et al. (2021). Подготовку библиотек ампликонов проводили в соответствии с Gohl et al. (2016). Использовали следующую систему универсальных праймеров на гипервариабельный регион V4 гена 16S рРНК: прямой праймер 515F (5′-GTGBCAGCMGCCGCGGTAA-3′) (Hugerth et al., 2014) и обратный праймер Pro-mod-805R (5′-GACTACNVGGGTMTCTAATCC-3′) (Меркель и др., 2019), включающие также технические последовательности для секвенирования (Fadrosh et al., 2014). Секвенирование проводили с использованием набора реагентов MiSeq Reagent Micro Kit v2 (300-cycles) MS-103-1002 (Illumina, США) на секвенаторе MiSeq (Illumina, США) в соответствии с инструкцией производителя. Сырые прочтения, полученные в двух повторностях для каждого образца, анализировали с помощью сервиса SILVAngs и базы данных v.138.1 (https://ngs.arb-silva.de//silvangs//).

Оценка бета-разнообразия проводилась с использованием неметрического многомерного шкалирования (NMDS) путем ординации, основанной на представленности различных операционных таксономических единиц (ОТЕ), с использованием пакета vegan v.2.6-3 (https://github.com//vegandevs//vegan). Для визуализации данных использовался пакет ggplot2 (https://ggplot2.tidyverse.org) языка R.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Образ жизни и морфология Terebellides cf. stroemii

Описание местообитания

Среда обитания Terebellides cf. stroemii – мягкие грунты, песчанистый ил и заиленный песок (рис. 1D–1E). Плотность поселения данного вида в Ермолинской губе очень высока и достигает несколько десятков экз./м2. В естественных условиях можно наблюдать длинные тонкие щупальца, которые похожи на таковые у других представителей Terebelliformia и простираются по поверхности грунта, расходясь радиально от отверстия трубки. Другие части червя на поверхности не видны (рис. 1E).

При содержании в аквариуме особи Terebellides cf. stroemii все свое время проводили в толще грунта, щупальца на поверхности не были замечены. После окончания наблюдений оказалось, что в толще грунта черви построили длинные (15–20 см) трубки, по строению идентичные тем, что были собраны во время траления.

Строение трубок

При извлечении трубки из грунта сохраняется лишь ее передняя, видимо более прочная часть (рис. 2A). Длина фрагментов трубок после промывки на сите составляет до 50 мм, внешний диаметр до 6 мм, диаметр отверстия до 5 мм, толщина стенки до 1 мм. Трубки толстостенные рыхлые, илисто-детритные, при промывке часто разрушаются. Внешняя поверхность неровная, рыхлая, с торчащими растительными остатками, местами виден концентрический рельеф (рис. 2B–2C), слоистости в толще трубок на сломе не обнаружено (рис. 2D). Внутренняя поверхность гладкая, без видимых бактериальных пленок, выстлана мембраной толщиной до 5 мкм. Мембрана состоит из широких концентрических волокон, поверх которых лежат более тонкие и редко расположенные продольные и косые волокна (рис. 2C–2E).

Рис. 2.

Морфология трубки Terebellides cf. stroemii: A – общий вид участка трубки; B – трубка с выпавшим участком, внутри трубки располагаются щупальца (А, B – световая микроскопия); C – внешняя поверхность трубки; D – вид на внутреннюю поверхность трубки (is), обоюдоострой стрелкой обозначена толщина трубки; E – внутренняя поверхность трубки (C–E – сканирующая электронная микроскопия).

Общая морфология

Толщина тела до 4 мм, длина до 30 мм. Покровы тонкие, прозрачные, легко повреждаются при промывке. Цвет тела непостоянный и зависит от наличия и цвета половых продуктов, белый у самцов, от желтого до розового у самок, цвет жабер – красный (рис. 3A). Щупальца отходят от длинной верхней губы, способны сильно вытягиваться, на конце образуют бульбообразное расширение (рис. 3C–3D, 6D). Нижняя поверхность с ресничным желобком, длина ресничек в желобке около 2 мк. Сенсорные клетки, несущие пучки чувствительных ресничек длиной до 5 мк, располагаются преимущественно в один ряд по периферии ресничного желобка, реже – по всей дорсальной поверхности щупальца и на его терминальной части (рис. 3D). На поверхности щупалец бактерии не были обнаружены. Обследование поверхности различных разделов тела (торакальный и абдоминальный отделы, параподии, жабры) нескольких экземпляров червей с помощью сканирующей электронной микроскопии показало присутствие лишь единичных бактерий на поверхности кутикулы (рис. 4A).

Рис. 3.

Морфология Terebellides cf. stroemii: A – Внешний вид сбоку, B – препарированная пищеварительная система (A–B – cветовая микроскопия), C – общий вид щупалец, D – апикальная часть щупалец (C–D – сканирующая электронная микроскопия); br – жабры, ci – реснички, dg – пищеварительная железа, fi – передняя кишка, h – сердце, hi – задняя кишка, hs – желудок, m – рот, oe – пищевод, t – щупальца.

Рис. 4.

Морфология покровов и выстилки пищеварительной системы Terebellides cf. stroemii: A – общий вид поверхности T. cf. stroemii, видна одиночная бактерия; B – поверхность пищевода, выстланная ресничками; C – увеличенный участок поверхности пищевода с везикулами пищеварительной железы на поверхности; D – скол через выстилку кишки; E – увеличенный участок выстилки кишки; F – пищевой комок, содержащийся в кишке; G – скол пищеварительной железы; клетки содержат многочисленные везикулы, которые показаны на вклейке при большем увеличении; H – скол через выстилку мышечного желудка; I – поверхность кишки. Фото СЭМ.

Организация покровов, гистологическое строение

Покровный эпителий тонкий, высота клеток эпидермального эпителия в целом не превышает 10–15 мк и только в зоне железистых полей на вентральной стороне в передней части тела имеются валики железистых клеток высотой до 60–70 мк (рис. 5A–5D, 6A–6C, 7A). Мы не обнаружили бактерий ни в толще кутикулы, ни в цитоплазме клеток покровного эпителия (рис. 4A, 7A).

Рис. 5.

Гистологическое строение Terebellides cf. stroemii. A – продольный срез через всего червя. Прямоугольниками обозначены увеличенные участки, представленные на рис. 6. B – поперечный срез через ротовое отверстие и щупальца. C – поперечный срез через пищеварительную железу. D – поперечный срез через переднюю кишку, срез также прошел через жабру. br – жабры, bv – кровеносный сосуд, dg – пищеварительная железа, fi – передняя кишка, h – сердце, hi – задняя кишка, hs – желудок, m – рот, o – ооциты, oe – пищевод, t – щупальца.

Рис. 6.

Гистологическое строение различных эпителиев Terebellides cf. stroemii. A – продольный срез через железистый покровный эпителий передней части тела. B–C – покровный эпителий из разных участков тела: середины тела (B) и заднего отдела тела (С). D – увеличенный участок щупалец. E – увеличенный участок задней кишки. Обозначения: ep – покровный эпителий, ge – железистый эпителий, gp – эпителий кишки, mu – мускулатура, o – ооцит.

Рис. 7.

Ультратонкое строение покровного эпителия (A) и эпителия передней кишки (B) Terebellides cf. stroemii. Трансмиссионная электронная микроскопия. ag –аппарат Гольджи, aj – адгезивный контакт, bl – базальная пластинка, ci – реснички, cu – кутикула, mu – мускулатура, n – ядра.

Строение пищеварительной системы

Ротовое отверстие ведет в ротовую полость с вентральным фарингеальным органом, она постепенно переходит в пищевод, открывающийся в энтодермальный желудок (рис. 3B). Пищевод можно условно разделить на две части – переднюю и заднюю. Передняя свободно лежит в предиафрагмальной полости и отличается складчатыми стенками с высоким железистым (высота клеток до 25–30 мк) эпителием. Задняя часть пищевода окружена пищеварительной железой, более узкая и имеет мощную мышечную обкладку. В передней части желудка имеется мощный железистый орган – складчатая пищеварительная железа, являющаяся характерной особенностью представителей рода Terebellides (рис. 3B, 5A, 5C). У живых экземпляров эта железа ярко желтого цвета, охватывает снизу и с боков заднюю часть пищевода, образуя многочисленные (концентрические на поперечном срезе) эпителиальные складки (рис. 5A, 5C). Полость железы открывается в переднюю часть желудка. Желудок относительно мускулистый, ярко-красного цвета (рис. 3B). За желудком следует кишечник, который занимает значительную часть полости тела и заканчивается короткой ректальной зоной (рис. 3B, 5A, 6E). По данным СЭМ и ТЭМ нам не удалось обнаружить бактерий на поверхности различных отделов пищеварительного тракта (пищевод, пищеварительная железа, желудок, кишка (рис. 4B–4I, 7B). В целомической обкладке кишечника проходят многочисленные лакуны околокишечного кровеносного плексуса, которые объединяются на дорсальной стороне желудка в дорсальный сосуд. Этот сосуд переходит в трубчатое сердце, направляющее кровь вперед к жаберному комплексу (рис. 3B, 5A, 5D). Внутри сердца располагается характерное для представителей отряда Terebelliformia веретенообразное сердечное тело.

Анализ состава микробных сообществ, ассоциированных с Terebellides cf. stroemii

NMDS кластеризация

Общая оценка различий микробиомов внутри одного типа образцов и между группами была проведена с использованием NMDS кластеризации образцов, основанной на представленности различных ОТЕ (рис. 8). Было определено, что составы микробных сообществ внутри всех типов образцов достаточно однородны, за исключением щупалец T. cf. stroemii, для которых наблюдалась высокая вариативность состава микробиомов. При этом микробиомы донных осадков как поверхностного (0–2 см) горизонта, так и на глубине 10–15 см, а также трубок червя T. cf. stroemii оказались схожими. С другой стороны, образцы щупалец и кишечников составляли отдельные кластеры. Детальный анализ таксономического разнообразия микробиомов T. cf. stroemii, представленный ниже, подтверждает результаты NMDS.

Рис. 8.

NMDS кластеризация микробиомов Terebellides cf. stroemii и окружающего грунта, основанная на представленности различных ОТЕ (Bray-Curtis, k = 2, уровень стресса 0.1055).

Таксономическое профилирование

Микробиомы трубок Terebellides cf. stroemii

Таксономический анализ микробных сообществ трубок T. cf. stroemii на уровне филума выявил массовость представителей Pseudomonadota, Desulfobacterota и Bacteroidota, которые составили 19.1–73, 6.3–22.5 и 1.3–19.2% от всех прокариот, соответственно (рис. 9). Менее многочисленными были представители филумов Planctomycetota (0.7–11%), Actinomycetota (2.4–9.5%), Cyanobacteriota (1.6–13.3%), Acidobacteriota (0.7–4.2%), Myxococcota (0.3–5.7%), Verucomicrobiota (0.4–2.3%), Spirochaetota и группе NB1-j (0.1–2.7%). В образцах трубок, отобранных в 2019 г., также присутствовала значительная доля архей из филума Thermoproteota (3.5 и 8.7%).

Рис. 9.

Таксономический состав микробиомов различных частей Terebellides stroemii, его трубок и окружающих донных осадков на уровне филумов (≥1% от всех прокариот в одном из образцов). Представлены усредненные данные по одному типу образца.

Доминирующими классами в филуме Pseudomonadota являлись Alphaproteobacteria, которые составляли от 0.8–10.8% от всех прокариот, и Gammaproteobacteria, составляющие 15.9–71.3% (рис. 10). Большинство представителей филумов Bacteroidota, Planctomycetota и Myxococcota относились к классам Bacteroidia (1.1–18.2%), Planctomycetia (0.4–7.3%) и Polyangiia (0.3–5.4%) соответственно. С другой стороны, для филумов Desulfobacterota и Actinomycetota можно отметить сразу несколько распространенных классов: среди первых – Deltaproteobacteria и Desulfobulbia, а среди актиномицетов – Actinomycetes, Acidimicrobiia и Thermoleophilia. Наблюдалось высокое сходство микробиомов трубок T. cf. stroemii и грунтов обоих типов как на уровне филумов, так и на уровне классов, что говорит о значительном влиянии окружающей среды на состав микробных сообществ, обитающих на трубках.

Рис. 10.

Таксономический состав микробиомов образцов трубок Terebellides cf. stroemii на уровне классов (≥0.3% от всех прокариот). * – внутренняя трубка.

Микробиомы кишечников Terebellides cf. stroemii

Как и в других образцах, Pseudomonadota были определены как один из доминирующих филумов в микробиомах кишечников Terebellides cf. stroemii (8.4–62.5% от всех прокариот), однако их относительная представленность была в среднем ниже, чем в микробиомах трубок и грунтов (рис. 9). Кроме того, массовыми формами являлись представители филумов Actinomycetota (5.9–43.9%), Bacillota (3–49.4%), Cyanobacteriota (6.2–26.1%), Chloroflexota (1.5–9.4%) и Planctomycetota (1.1–8.9%), при этом доля первых трех была значительно выше по сравнению с трубками. Также в микробиомах кишечников в умеренных количествах были обнаружены Bacteroidota (0.1–11%), Desulfobacterota (0.2–4.8%), а минорными компонентами были Acidobacteriota, Dependentiae, Myxococcota и Verrucomicrobiota.

Филум Pseudomonadota был представлен классами Alphaproteobacteria (3.2–8%) и Gammaproteobacteria (3.9–56.9%). В части образцов преобладали последние, однако в других образцах доли этих классов были примерно равными (рис. 11). Классы Bacilli и Clostridia доминировали среди Bacillota, при этом численность Bacilli в образцах сильно варьировала, от 0.9 до 47.4%, в то время как доли Clostridia в разных образцах были примерно равные (1.8–6.1%). Среди Chloroflexota было обнаружено значительное количество представителей группы некультивируемых бактерий KD4-96 и класса Anaerolineae – 0.8–6.1% и 0.7–4.1%, соответственно. Классы Acidimicrobiia (2.9–21.4%), Actinomycetes (1.2–7.8%) и Thermoleophilia (1.6–14.1%) представляли филум Actinomycetota.

Рис. 11.

Таксономический состав микробиомов образцов кишечников Terebellides cf. stroemii на уровне классов (≥0.3% от всех прокариот).

Микробиомы щупалец Terebellides cf. stroemii

Как и во всех исследуемых микробиомах, представители филума Pseudomonadota доминировали в микробиомах щупалец T. cf. stroemii (28.1–88% от всех прокариот, рис. 9). Кроме того, в некоторых образцах в значительном количестве присутствуют Bacillota (0.7–45.6%) и Bacteroidota (1.2–19.9%). В двух образцах щупалец T. cf. stroemii наблюдалось значительное количество представителей архейного суперфилума DPANN (Diapherotrites, Parvarchaeota, Aenigmarchaeota, Nanoarchaeota, Nanohaloarchaeota), которые составляли 10.7 и 13.7% от всех прокариот. Также были обнаружены представители Cyanobacteriota (0.7–4.3%), Desulfobacterota (0.1–7.9%), Actinomycetota (0.5–9.6%). В качестве минорных компонент сообщества присутствовали Acidobacteriota, Chloroflexota, Myxococcota, Planctomycetota, Campylobacterota.

Анализ микробного разнообразия щупалец T. cf. stroemii на уровне классов (рис. 12) выявил, что филум Pseudomonadota был представлен классами Alphaproteobacteria (2.5–80.6%) и Gammaproteobacteria (7.4–47.3%), причем в большей части образцов щупалец первый класс преобладал в отличие от образцов других типов. Преобладание Alphaproteobacteria во всех случаях, особенно в образцах тканей животного, может быть связано с достаточно большой долей митохондриальной ДНК. Подавляющая часть Bacillota относилась к классам Bacilli (0.4–4.8%) или Clostridia (0.2–40.2%). В филуме Bacteroidota доминирующим классом являлся Bacteroidia, представители которого составляли 1.2–19.9% от всех прокариот. Класс Cyanobacteriia (0.3–3.9%) был единственным доминирующим таксоном внутри филума Cyanobacteriota. Актиномицеты, относящиеся к классам Acidimicrobiia, Actinomycetes и Thermoleophilia, составляли значимые доли в микробиомах щупалец: 0–4.9, 0.3–3.8 и 0–2.5% соответственно.

Рис. 12.

Таксономический состав микробиомов образцов щупалец Terebellides cf. stroemii на уровне классов (≥0.3% от всех прокариот).

Микробиомы окружающих грунтов

Был исследован таксономический состав микробиомов грунтов двух типов, которые были отобраны возле мест обитания T. cf. stroemii: 1) поверхностный грунт (глубина 0–2 см), и 2) более глубокий грунт (глубина 10–15 см). В грунтах обоих типов бактерии доминировали над археями, составляя от 91 до 99.9% от всего микробного сообщества, при этом доминирующими филумами являются Pseudomonadota, которые представляли 13.5–78% от всех прокариот, Desulfobacterota (4.5–26.9%) и Bacteroidota (2.5–15.9%) (рис. 9). Также было обнаружено значительное количество представителей Actinomycetota (2.4–12.8%) и Cyanobacteriota (1.4–6.3%). В качестве минорных компонент сообщества присутствовали Acidobacteriota, Chloroflexota, Bacillota, Myxococcota, Planctomycetota, Verrucomicrobiota, Calditrichota, Gemmatimonadota, Latestibacterota, Spirochaetota и группа некультивируемых бактерий NB1-j.

Более детальный анализ микробного разнообразия на уровне классов показал, что Pseudomonadota были представлены в основном классами Alpha- и Gammaproteobacteria, причем последних было больше во всех исследованных образцах, от 10.8 до 70.6% (рис. 13). Филум Bacteroidota в основном был представлен классом Bacteroidia (2.1–15%). Два класса, входящих в филум Desulfobacterota, Deltaproteobacteria и Desulfobulbia, были представлены в равных пропорциях (2.9–15.2 и 1.5–10.8% соответственно). Актиномицеты были представлены тремя классами, Acidimicrobiia (1.5–5.1%), Actinomycetes (0.5–6%) и Thermoleophilia (0.5–1.9%). Самыми массовыми планктомицетами являлись бактерии класса Planctomycetes (0.7–1.9%). Филум Myxococcota в основном был представлен одним классом Polyangiia (0.5–2%). Стоит отметить, что явных различий в составах микробиомов образцов поверхностного и глубинного грунтов не было выявлено.

Рис. 13.

Таксономический состав микробиомов образцов грунтов на уровне классов (≥0.3% от всех прокариот).

Таким образом, филогенетический и кластерный анализы выявили значительные отличия таксономического состава микробиомов червей T. cf. stroemii от состава микробиома грунта и позволили определить специфические компоненты микробиомов кишечников и щупалец.

ОБСУЖДЕНИЕ

Образ жизни и морфология Terebellides cf. stroemii в Белом море

Данных об образе жизни и способе питания трихобранхид немного. Представители рода Terebellides строят трубки из частиц осадка, склеенных секретом эпидермальных желез. Эти трубки чаще всего рыхлые, временные, но у некоторых видов более прочные, инкрустированные спикулами губок (Holthe, 1986; Hutchings, Peart, 2000). Отверстие трубки не приподнято над дном, из него высовываются тонкие щупальца, которыми, как предполагается, червь собирает пищевые частицы с поверхности грунта (Жадан, 2010). Наши данные о строении трубок подтверждают, что они, скорее всего, непостоянные.

Вопрос о подвижности представителей семейства Trichobranchidae, в целом, и Terebellides cf. stroemii, в частности, остается открытым. Их образ жизни описывается иногда как роющий (Holthe, 1986), а иногда как сидячий (Hutchings, Peart, 2000). Мишель с соавторами считают T. cf. stroemii сидячим животным, демонстрирующим малую подвижность (Michel et al., 1984). Жадан (2010) приводит фотографии, сделанные в Белом море, на которых изображены щупальца Terebellides cf. stroemii на поверхности грунта, типичные для представителей отряда Terebelliformia, но пишет, что черви роются в грунте. Jumars et al. (2015) считают Trichobranchidae, в т.ч. Terebellides cf. stroemii, активно роющими животными, чьи щупальца слишком коротки для обеспечения пищей при сидячем образе жизни.

Наши наблюдения показывают, что, по крайней мере, часть времени T. cf. stroemii в Белом море проводят с щупальцами, распростертыми по поверхности грунта. Это соответствует фотографии щупалец беломорских T. cf. stroemii на дне моря, приведенной Жадан (2010). Вероятно, они собирают пищевые частицы с поверхности осадка, подобно многим представителям отряда Terebelliformia. Это не исключает способности этих червей рыться в толще грунта и питаться под поверхностью этого грунта, как это указывают в своем обзоре Jumars et al. (2015). Интересно, что при содержании в аквариуме с небольшой толщиной грунта беломорские T. cf. stroemi также проводили все свое время в толще грунта, не показываясь на поверхности. Однако на основании наблюдений за поведением червей в аквариуме невозможно однозначно судить об их реальной жизни в море.

Данные исследования состава жирных кислот и стабильных изотопов у Terebellides cf. stroemi из сублиторали нескольких фиордов Шпицбергена (Legeżyńska et al., 2014) свидетельствуют, что у Шпицбергена представители этого же или близкого к беломорской форме вида питаются не только органическими частицами, осевшими на дно или находящимися на поверхности осадка, но и продуктами переработки этого органического материала за счет бактерий и, возможно, мейобентоса. Однако прямые сравнения с животными из других районов в таких случаях малоинформативны (Jumars et al., 2015; Kokarev et al., 2023).

Наши данные об общей и тонкой морфологии пищедобывательного аппарата и пищеварительного тракта T. cf. stroemii до деталей соответствуют данным о морфологии и гистологии пищеварительной системы других видов, принадлежащих к комплексу T. cf. stroemii (Michel et al., 1984; Barroso et al., 2023). В целом особи, принадлежащие к комплексу видов Terebellides cf. stroemii, обитающему в широком диапазоне условий, демонстрируют удивительное морфологическое единообразие, хотя и различаются некоторыми деталями (Barroso et al., 2023).

Анализ данных по морфологии пищеварительной системы и стенки тела не выявил наличия бактерий в покровном эпителии тела и эпителии кишечного тракта, также нам не удалось выявить структур, которые можно было бы интерпретировать как бактерии, на гистологических срезах разных частей тела T. cf. stroemii. Тем более интересными являются данные, полученные современными микробиологическими методами, о микробиомах, ассоциированных с T. cf. stroemii.

Микробные ассоциации Terebellides cf. stroemii

В микробиомах трубок доминируют Gammaproteobactreria и Desulfobacterota, относительная доля которых в других типах образцов была заметно ниже. Gammaproteobacteria относятся к одному из пяти классов филума Pseudomonadota, представители которого являются преобладающей группой микроорганизмов в структуре донных сообществ (Amaral-Zettler et al., 2010). Кроме того, представители классов Bacteroidia, Deltaproteobacteria, Desulfobulbia, Cyanobacteriota, Alphaproteobacteria, обнаруженные в трубках в количестве до 5% от общего числа микроорганизмов, также являются широко распространенными микроорганизмами и часто встречаются в составе микробных сообществ морских донных осадков. Поскольку трубка червя состоит из частиц донных осадков, окружающих особей Terebellides sp., сходство составов микробных сообществ для этих типов образцов вполне объяснимо. Помимо этого, сходство микробиомов трубок червей и окружающих грунтов указывает на то, что, по всей видимости, секрет брюшных желез беломорских Terebellides stroemi не обладает антибактериальным действием.

Микробиомы кишечников отдельных экземпляров Terebellides cf. stroemii отличались друг от друга (рис. 10). При этом значимой зависимости степени отличия от года отбора образца не было выявлено. Проведенные нами сравнения показали принципиальное сходство микробиомов образцов трубок и кишечников Terebellides cf. stroemii, отобранных в 2020 и 2021 годах. Это свидетельствует о стабильности микробных сообществ Terebellides cf. stroemii, что в свою очередь может указывать на глубокое взаимодействие макро- и микроорганизмов. При этом микробиомы индивидуальных животных могут различаться на невысоких таксономических уровнях, что подразумевает наличие индивидуальных особенностей у каждой особи.

Представители DPANN, обнаруженные в некоторых образцах щупалец, являются микроархеями (Rinke et al., 2013), живущими за счет симбиотических//паразитических взаимоотношений с различными экстремофильными археями: термофильными, галофильными или ацидофильными (например, Golyshina et al., 2017, 2019; Dombrowski et al., 2019). В исследуемых образцах щупалец, где были обнаружены представители данного суперфилума (в количестве от 4 до 17% в разных образцах щупалец), по данным филогенетического анализа, других архей, которые могли бы быть хозяевами для обнаруженной группы, выявлено не было. Полученные результаты позволяют предположить существование неизвестных ранее хозяев или новых функций архей DPANN в микробных сообществах.

На основании полученных данных о характере микробиома трубок, кишечника и щупальцевого аппарата T. cf. stroemii, можно сделать ряд предположений, касающихся образа жизни особей этого вида в Белом море.

1. Сходство микробиомов трубок червей и окружающего их грунта – это, с одной стороны, свидетельство отсутствия антибактериальной активности слизи, цементирующей трубку. Эти данные существенно контрастируют с данными о микробиомах червей, обитающих в постоянных трубках (Phillips, Lovell, 1999; Rincón-Tomás et al., 2020), а с другой стороны, ставят вопрос о том, насколько постоянными для T. cf. stroemi в Белом море являются трубки. Возможно, животные регулярно двигаются в толще грунта и часто строят новые трубки. Наши данные об очень рыхлой механической структуре трубок, без явных колец нарастания, подтверждают, что трубки непостоянные. В то же время, наши наблюдения показали, что, по крайней мере, часть времени в природе T. cf. stroemii проводят в типичной позиции для Terebelliformia, собирая пищевые частицы с поверхности осадка с помощью щупалец. Существующие представления об образе жизни представителей семейства Trichobranchidae (Jumars et al., 2015), по всей видимости, не полностью отражают реальную картину вариабельности поведения червей в природе. Можно предположить, что питание и образ жизни T. cf. stroemii могут быть не менее разнообразны и адаптивны, как и пищевое поведение других седентарных аннелид, например Spionidae (Dauer et al., 2003).

2. Тот факт, что микробиом щупалец теребеллидеса существенно отличается от микробиома окружающего грунта, трубки и кишки можно объяснить следующим образом: во время пробоотбора бóльшая часть бактерий может оказаться смытой и остается незначительная часть микробов, которые хорошо прикреплены к щупальцам или которые являются специфической биотой для щупалец. Это подтверждается тем, что микробиом щупалец существенно различается у разных особей, а при микроскопировании на поверхности щупалец не было обнаружено микроорганизмов. Выращивание червем специальной микробиоты с последующим ее поглощением видится крайне маловероятным.

3. Бактериальное сообщество, найденное в кишечниках, сильно отличается от микробиомов окружающего осадка и щупалец. Поэтому, возможно, у T. cf. stroemii, помимо микробиома щупалец, имеется еще и специфический микробиом пищеварительного тракта.

4. Исследование особенностей пищеварительного тракта T. cf. stroemii из Белого моря классическими морфологическими методами, хотя и позволило получить подробную информацию о гистологическом и ультратонком уровнях, не выявило присутствия бактерий. При этом современные технологии изучения микробиомов животных продемонстрировали наличие ассоциированных с исследованным видом микроорганизмов.

5. Сочетание использованных нами инструментов, на наш взгляд, дает интересные результаты и перспективно для изучения микроорганизмов, ассоциированных с морскими аннелидами, и их функциональных связей с животными. Методы анализа микробиомов, использованные в настоящей работе, на данный момент достаточно трудоемки и имеют ряд ограничений. Их преимущество – в получении конкретных данных по микробиомам животных и среды, в которой они обитают, и в возможности исследования биологии и биотических связей одного конкретного вида.

Список литературы

  1. Дерюгин К.М., 1928. Фауна Белого моря и условия ее существования. Л.: Гидрологический институт. 511 с.

  2. Жадан А.Э., 2010. Тип Annelida, класс Polychaeta (Многощетинковые черви) // Флора и фауна Белого моря: иллюстрированный атлас. Ред. А.Б. Цетлин, А.Э. Жадан, Н.Н. Марфенин. M.: Товарищество научных изданий КМК. С. 108–145.

  3. Жирков И.А., 2001. Полихеты Северного Ледовитого океана. М.: Янус-К. 632 с.

  4. Меркель А.Ю., Тарновецкий И.Ю., Подосокорская О.А., Тощаков С.В., 2019. Анализ систем праймеров на ген 16S рРНК для профилирования термофильных микробных сообществ // Микробиология. Т. 88. С. 671–680.

  5. Ушаков П.В., 1939. Некоторые новые данные по Фауне полихет Белого моря // Труды Государственного гидрологического института. № 8. С. 81–84.

  6. Ушаков П.В., 1955. Многощетинковые черви дальневосточных морей СССР (Polychaeta). М.–Л.: Изд-во АН СССР. 445 с.

  7. Цетлин А.Б., 1980. Практический определитель многощетинковых червей Белого моря. М.: Изд-во Моск. ун-та. 113 с.

  8. Amaral-Zettler L., Artigas L.F., Baross J., Bharathi L., Boetius A., et al., 2010. A global census of marine microbes // Life in the world’s Oceans: Diversity, Distribution and Abundance. P. 223–245.

  9. Bach L., Palmqvist A., Rasmussen L.J., Forbes V.E., 2005. Differences in PAH tolerance between Capitella species: underlying biochemical mechanisms // Aquatic toxicology. V. 74. № 4. P. 307–319.

  10. Barroso M., Candás M., Moreira J., Parapar J., 2023. Interspecific variability in internal anatomy in Terebellides Sars, 1835 (Annelida, Trichobranchidae) revealed with micro-CT, Zoologischer Anzeiger. V. 306. P. 79–89. https://doi.org//10.1016//j.jcz.2023.06.007

  11. Blockley A., Elliott D.R., Roberts A.P., Sweet M., 2017. Symbiotic microbes from marine invertebrates: driving a new era of natural product drug discovery // Diversity. V. 9. № 4. P. 1–13.

  12. Bocchetti R., Fattorini D., Gambi M. C., Regoli F., 2004. Trace metal concentrations and susceptibility to oxidative stress in the polychaete Sabella spallanzanii (Gmelin) (Sabellidae): potential role of antioxidants in revealing stressful environmental conditions in the Mediterranean // Archives of Environmental Contamination and Toxicology. V. 46. P. 353–361.

  13. Bremec C.S., Elias R., 1999. Species of Terebellides from South Atlantic waters off Argentina and Brazil (Polychaeta: Trichobranchidae) // Ophelia. V. 51. № 3. P. 177–186. https://doi.org/10.1080/00785326.1999.10409407

  14. Bright M., Giere O., 2005. Microbial symbiosis in Annelida // Symbiosis. V. 38. № 1. P. 1–45.

  15. Campbell B.J., Stein J.L., Cary C., 2003. Evidence of chemolithoautotrophy in the bacterial community associated with Alvinella pompejana, a hydrothermal vent polychaete // Applied and environmental microbiology. V. 69. № 9. P. 5070–5078.

  16. Capa M., Hutchings P., 2021. Annelid diversity: historical overview and future perspectives // Diversity. V. 13. № 3. P. 129.

  17. Caullery M., 1915. Sur les Terebellides Malmgren du Siboga et les Térébelliens voisins. Bulletin de la Société Zoologique de France V. 40. P. 111–116.

  18. Caullery M., 1944. Polychètes Sédentaires de l’Expédition du Siboga: Ariciidae, Spionidae, Chaetopteridae, Chlorhaemidae, Opheliidae, Oweniidae, Sabellariidae, Sternaspidae, Amphictenidae, Ampharetidae, Terebellidae. Siboga-Expeditie Uitkomsten op Zoologisch, Botanisch, Oceanographisch en Geologisch gebied verzameld in Nederlandsch Oost-Indië 1899–1900. V. XX– IV 2 bis. P. 1–204.

  19. Day J.H., 1967. A monograph on the Polychaeta of Southern Africa. Part 2. Sedentaria // Trustees of the British Museum (Natural History). London. 878 p. https://doi.org/10.5962/bhl.title.8596

  20. Dauer D.M., Mahon H.K, Sardà R., 2003. Functional morphology and feeding behavior of Streblospio benedicti and S. shrubsolii (Polychaeta: Spionidae) // Hydrobiologia. V. 496. P. 207–213

  21. Dombrowski N., Lee J.H., Williams T.A., Offre P., Spang A., 2019. Genomic diversity, lifestyles and evolutionary origins of DPANN archaea // FEMS microbiology letters. V. 366(2). fnz008.

  22. Dubilier N., 1987. Some aspects of the ecophysiology of Tubificoides benedii and ultrastructural observations on endocuticular bacteria // Hydrobiologia. V. 155. P. 161. https://doi.org/10.1007/BF00025644

  23. Fadrosh D.W., Ma B., Gajer P., Sengamalay N., Ott S., Brotman R.M., Ravel J, 2014. An improved dual-indexing approach for multiplexed 16S rRNA gene sequencing on the Illumina MiSeq platform // Microbiome V. 2. P. 6. https://doi.org/10.1186/2049-2618-2-6

  24. Fenical W., 1993. Chemical studies of marine bacteria: developing a new resource // Chemical Reviews. V. 93. № 5. P. 1673–1683.

  25. Ferraris J.D., Fauchald K., Kensley B., 1994. Physiological responses to fluctuation in temperature of salinity in invertebrates. Adaptations of Alpheus viridari (Decapoda, Crustacea), Terebellides parva (Polychaeta) and Golfinigia cylindrata (Sipunculida) to the mangrove habitat // Marine Biology. V. 120. P. 397–406.

  26. Garraffoni A.R.S., Lana P.C., 2003. Species of Terebellides (Polychaeta, Terebellidae, Trichobranchinae) from the Brazilian coast // Iheringia. V. 93. № 4. P. 355–363.

  27. Goffredi S.K., Johnson S., Vrijenhoek R.C., 2007. Genetic diversity and potential function of microbial symbionts associated with newly discovered species of Osedax polychaete worms // Applied and environmental microbiology. V. 73. № 7. P. 2314–2323.

  28. Gohl D.M., MacLean A., Hauge A., Becker A., Walek D., Beckman K.B., 2016. An optimized protocol for high-throughput amplicon-based microbiome profiling // Protoc. Exch. https://doi.org/10.1038/protex.2016.030

  29. Golyshina O.V., Bargiela R., Toshchakov S.V., Chernyh N.A., Ramayah S., et al., 2019. Diversity of “Ca. Micrarchaeota” in two distinct types of acidic environments and their associations with Thermoplasmatales // Genes. V. 10. № 6. P. 461.

  30. Golyshina O.V., Toshchakov S.V., Makarova K.S., Gavrilov S.N., Korzhenkov A.A., La Cono V., Arcadi E., Nechitaylo T.Y., Ferrer M., Kublanov I.V., Wolf Y.I., Yakimov M.M., Golyshin P.N., 2017. ‘ARMAN’ archaea depend on association with euryarchaeal host in culture and in situ // Nature Communication. V. 5. № 8. P. 1–12.

  31. Hartman O., 1966. Polychaetous annelids of the Hawaiian Islands // Occasional Papers of the Bernice P. Bishop Museum. V. 23. № 11. P. 163–252.

  32. Henriksson R., 1969. Influence of pollution on the bottom fauna of the Sound (Öresund) // Oikos. V. 20. № 2. P. 507–523.

  33. Hinzke T., Kleiner M., Breusing C., Felbeck H., Häsler R., 2019. Host-microbe interactions in the chemosynthetic Riftia pachyptila symbiosis // mBio. V. 10. № 6. P. 1–20.

  34. Holthe T., 1986. Evolution, systematics and distribution of the Polychaeta Terebellomorpha, with a catalogue of the taxa and a bibliography // Gunneria, Trondheim. V. 55. P. 1–236.

  35. Hugerth L.W., Wefer H.A., Lundin S., Jakobsson H.E., Lindberg M., Rodin S., Engstrand L., Andersson A.F., 2014. DegePrime, a program for degenerate primer design for broad-taxonomic-range PCR in microbial ecology studies // Applied and Environmental Microbiology. V. 80. №16. P. 5116–5123.

  36. Hutchings P., Peart R., 2000. A revision of the Australian Trichobranchidae (Polychaeta) // Invertebrate Taxonomy. V. 14. P. 225–272.

  37. Hutchings P., 1998. Biodiversity and functioning of polychaetes in benthic sediments // Biodiversity & Conservation. V. 7. P. 1133–1145.

  38. Imajima M., Williams S.J., 1985. Trichobranchidae (Polychaeta) chiefly from the Sagami and Saruga Bays, collected by R/V Tansei-Maru // Bulletin of the National Science Museum of Tokyo. V. 11. № 1. P. 7–18.

  39. Jumars P.A., Dorgan K.M., Lindsay S.M., 2015. Diet of worms emended: An update of polychaete feeding guilds // Annual review of marine science. V. 7. P. 497–520. https://doi.org/10.1146/annurev-marine-010814-020007

  40. Kleiner M., Wentrup C., Lott C., Teeling H., Wetzel S. et al., 2012. Metaproteomics of a gutless marine worm and its symbiotic microbial community reveal unusual pathways for carbon and energy use // Proceedings of the National Academy of Sciences. V. 109. № 19. P. 1173–1182.

  41. Kokarev V., Zalota A.K., Zuev A., Tiunov A., Kuznetsov P., Konovalova O., Rimskaya-Korsakova N., 2023. Opportunistic consumption of marine pelagic, terrestrial, and chemosynthetic organic matter by macrofauna on the Arctic shelf: a stable isotope approach // PeerJ. 11:e15595. https://doi.org/10.7717/peerj.15595

  42. Lacoste É., Piot A., Archambault P., McKindsey C.W., Nozais C., 2018. Bioturbation activity of three macrofaunal species and the presence of meiofauna affect the abundance and composition of benthic bacterial communities // Marine Environmental Research. V. 136. P. 62–70.

  43. Legeżyńska J., Kędra M., Walkusz W., 2014. Identifying trophic relationships within the high Arctic benthic community: how much can fatty acids tell? // Marine biology. V. 161. P. 821–836. https://doi.org/10.1007/s00227-013-2380-8

  44. Li M., Yang H., Gu J.D., 2009. Phylogenetic diversity and axial distribution of microbes in the intestinal tract of the polychaete Neanthes glandicincta // Microbial ecology. V. 58. № 4. P. 892–902.

  45. Michel C., Bhaud M., Boumati P., Halpern S., 1984. Physiology of the digestive tract of the sedentary polychaete Terebellides stroemi // Marine Biology. V. 83. № 1. P. 17–31.

  46. Minic Z., 2009. Organisms of deep-sea hydrothermal vents as a source for studying adaptation and evolution // Symbiosis. V. 47. P. 121–132.

  47. Moggioli G., Panossian B., Sun Y., Thiel D., Martín-Zamora F.M. et al., 2023. Distinct genomic routes underlie transitions to specialised symbiotic lifestyles in deep-sea annelid worms // Nature communications. V. 14. № 1. P. 2814. https://doi.org/10.1038/s41467-023-38521-6

  48. Neave M.J., Streten-Joyce C., Glasby C.J., McGuinness K.A., Parry D.L., Gibb K.S., 2012. The bacterial community associated with the marine polychaete sp. 1 (Annelida: Opheliidae) is altered by copper and zinc contamination in sediments // Microbial ecology. V. 63. № 3. P. 639–650.

  49. Nedved B.T., Hadfield M.G., 2008. Hydroides elegans (Annelida: Polychaeta): a model for biofouling research // Springer Series on Biofilms. Berlin, Heidelberg: Springer-Verlag. https://doi.org/10.1007/7142_2008_15

  50. Nygren A., Parapar J., Pons J., Meißner K., Bakken T. et al., 2018. A mega-cryptic species complex hidden among one of the most common annelids in the north east Atlantic // PLoS ONE. V. 13. № 6. P. 1–37.

  51. Perez M., Juniper S.K., 2016. Insights into symbiont population structure among three vestimentiferan tubeworm host species at eastern Pacific spreading centers // Applied and Environmental Microbiology. V. 82. № 17. P. 5197–5205.

  52. Petersen J.M., Osvatic J., 2018. Microbiomes in natura: importance of invertebrates in understanding the natural variety of animal-microbe interactions // mSystems. V. 3. № 2. P. 1–7.

  53. Phillips T.M., Lovell C.R., 1999. Distributions of total and active bacteria in biofilms lining tubes of the onuphid polychaete Diopatra cuprea // Marine Ecology Progress Series. V. 183. P. 169–178.

  54. Reveillaud J., Anderson R., Reves-Sohn S., Cavanaugh C., Huber J.A., 2018. Metagenomic investigation of vestimentiferan tubeworm endosymbionts from Mid-Cayman Rise reveals new insights into metabolism and diversity // Microbiome. V. 6. № 1. P. 1–15.

  55. Rincón-Tomás B., González F.J., Somoza L., Sauter K., Madureira P., Medialdea T., Carlsson J., et al., 2020. Siboglinidae tubes as an additional niche for microbial communities in the Gulf of Cádiz–A microscopical appraisal // Microorganisms. V. 8. № 3. P. 367.

  56. Rinke C., Schwientek P., Sczyrba A., Ivanova N.N., Anderson I.J. et al., 2013. Insights into the phylogeny and coding potential of microbial dark matter // Nature. V. 499. № 7459. P. 431–437.

  57. Sampaio C.J.S., de Souza J.R.B., de Carvalho G.C., Quintella C.M., de Abreu Roque M.R., 2019. Analysis of petroleum biodegradation by a bacterial consortium isolated from worms of the polychaeta class (Annelida): Implications for NPK fertilizer supplementation // Journal of environmental management. V. 246. P. 617–624.

  58. Schreier J.E., Lutz R.A., 2019. Hydrothermal Vent Biota // Encyclopedia of Ocean Sciences. Elsevier. V. 3. P. 308–319.

  59. Schüller M., Hutchings P.A., 2010. New insights in the taxonomy of Trichobranchidae (Polychaeta) with description of a new Terebellides species from Australia // Zootaxa. V. 2395. № 1. P. 1–16.

  60. Schüller M., Hutchings P.A., 2012. New species of Terebellides (Polychaeta: Trichobranchidae) indicate long-distance dispersal between western South Atlantic deep-sea basins // Zootaxa. V. 3254. № 1. P. 1–31.

  61. Schüller M., Hutchings P.A., 2013. New species of Terebellides (Polychaeta: Trichobranchidae) from the deep Southern Ocean, with a key to all described species // Zootaxa. V. 3619. № 1. P. 1–45. https://doi.org/10.11646/zootaxa.3619.1.1

  62. Solis-Weiss V., Fauchald K., Blankensteyn A., 1991. Trichobranchidae (Polychaeta) from shallow warm water areas in the Western Atlantic Ocean // Proceedings of the Biological Society of Washington. V. 104. № 1. P. 147–158.

  63. Stolyarov A.P., 2019. Some Features of the species, spatial, and trophic structure of macrobenthos in the lagoon systems of the Ermolinskaya and Nikol’skaya inlets (Kandalaksha Bay, the White Sea) // Moscow University Biological Sciences Bulletin. V. 74. P. 176–182. https://doi.org/10.3103/S0096392519030106

  64. Stoykov S., Uzunova S., 2001. Dynamics of macrozoobenthos in the Southern Bulgarian Black Sea coastal and open-sea areas // Mediterranean Marine Science. V. 2. № 1. P. 27–36.

  65. Tzetlin A.B., Saphonov M.V., 1995. A new finding of intracellular bacterial symbionts in the Nerillidae (Annelida: Polychaeta) // Russian Journal of Aquatic Ecology. V. 4. № 1. P. 55–60.

  66. Vijayan N., Lema K.A., Nedved B. T., Hadfield M.G., 2019. Microbiomes of the polychaete Hydroides elegans (Polychaeta: Serpulidae) across its life-history stages // Marine Biology. V. 166. № 2. P. 1–13.

  67. Vortsepneva E., Chevaldonné P., Klyukina A., Naduvaeva E., Todt C. et al., 2021. Microbial associations of shallow-water Mediterranean marine cave Solenogastres (Mollusca) // PeerJ (13) 9:e12655. https://doi.org/10.7717/peerj.12655

  68. Williams S.J., 1984. The status of Terebellides stroemi (Polychaeta; Trichobranchidae) as a cosmopolitan species, based on a worldwide morphological survey, including description of new species // Proceedings of the First International Polychaete Conference, Sydney, Australia. P. 118–142.

  69. Wippler J., Kleiner M., Lott C., Gruhl A., Abraham P.E. et al., 2016. Transcriptomic and proteomic insights into innate immunity and adaptations to a symbiotic lifestyle in the gutless marine worm Olavius algarvensis // BMC Genomics. V. 17. № 1. P. 1–19.

  70. Woyke T., Teeling H., Ivanova N.N., Huntemann M., Richter M. et al., 2014. Symbiosis insights through metagenomic analysis of a microbial consortium // Nature. V. 443. № 7114. P. 950–955.

  71. Zhang J., Hutchings P., 2018. Taxonomy and distribution of Terebellides (Polychaeta: Trichobranchidae) in the northern South China Sea, with description of three new species // Zootaxa. V. 4377. № 3. P. 387–411.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска содержание выпуска

Зоологический журнал

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал