1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Биология внутренних вод
  4. № 4, 2023

Биология внутренних вод, 2023, № 4, стр. 570-574

Сравнение криорезистентности тестикулярных и уринальных сперматозоидов жабы Bufo bufo (Amphibia, Anura, Bufonidae) в процессе медленного замораживавания

Н. В. Шишова a, *, С. А. Каурова a, В. К. Утешев a, Э. Н. Гахова a

a Институт биофизики клетки Российской академии наук Пущинского научного центра биологических исследований Российской академии наук
Пущино, Московская обл., Россия

* E-mail: cryopreservation@list.ru

Поступила в редакцию 03.10.2022
После доработки 30.11.2022
Принята к публикации 05.12.2022

Аннотация

Проведено сравнительное исследование морфофункциональных показателей тестикулярных (неактивированных) и уринальных (активированных) сперматозоидов обыкновенной жабы Bufo bufo (L., 1758) до и после криоконсервации. Криоконсервацию осуществляли медленным способом. В качестве криопротекторов использовали 10%-ную сахарозу и 12%-ный диметилформамид. Показано, что пул тестикулярных сперматозоидов содержит значительно больше клеток с аномальной морфологией и до, и после криоконсервации. Осмотичность базовой среды для криозащитного раствора (раствор Рингера для амфибий – 230 мОсм или уринальная плазма – 45 мОсм) оказывала незначительное влияние на выживаемость тестикулярных и уринальных сперматозоидов в процессе криоконсервации. Сравнение морфофункциональных характеристик сперматозоидов до и после замораживания–оттаивания свидетельствует, что криорезистентность тестикулярных и активированных уринальных сперматозоидов различается слабо.

Ключевые слова: сперматозоиды, криоконсервация, бесхвостые амфибии, Bufo bufo

Список литературы

  1. Юшкова Е.А., Боднарь И.С., Шадрин Д.М. и др. 2018. Цитогенетические и молекулярно-генетические показатели в популяциях бесхвостых амфибий (Rana arvalis Nilsson) в условиях радиоактивного и химического загрязнения водной среды // Биология внутр. вод. № 3. С. 83. https://doi.org/10.1134/S0320965218030233

  2. Beebee T.J.C., Griffiths R.A. 2005. The amphibian decline crisis: a watershed for conservation biology? // Biol. Conserv. V. 125. P. 271. https://doi.org/10.1016/j.biocon.2005.04.009

  3. Browne R.K., Clulow J., Mahony M., Clark A. 1998. Successful recovery of motility and fertility of cryopreserved cane toad (Bufo marinus) sperm // Cryobiology. V. 37. P. 339. https://doi.org/10.1006/cryo.1998.2129

  4. Burger I.J, Lampert S.S., Kouba C.K. et al. 2022. Development of an amphibian sperm biobanking protocol for genetic management and population sustainability // Cons. Physiol. V. 10. Iss. 1. coac032. https://doi.org/10.1093/conphys/coac032

  5. Clulow J., Clulow S. 2016. Cryopreservation and other assisted reproductive technologies for the conservation of threatened amphibians and reptiles: bringing the ARTs up to speed // Reprod. Fertil. Devel. V. 28. № 8. P. 1116. https://doi.org/10.1071/RD15466

  6. Gardner T.A., Barlow J., Chazdon R. et al. 2009. Prospects for tropical forest biodiversity in a human-modified world // Ecol. Lett. V. 12. P. 561. https://doi.org/10.1111/j.1461-0248.2009.01294.x

  7. Guy E.L., Gillis A.B., Kouba A.J. et al. 2020. Sperm collection and cryopreservation for threatened newt species // Cryobiology. V. 94. P. 80. https://doi.org/10.1016/j

  8. Hopkins B.K., Herr C. 2008. Cryopreservation of frog (Ranapipiens) sperm cells collected by non-lethal methods // Reprod. Fertil. Devel. V. 20. № 1. P. 120. https://doi.org/10.1071/RDv20n1Ab78

  9. Kouba A.J., Vance C.K. 2009. Applied reproductive technologies and genetic resource banking for amphibian conservation // Reprod. Fertil. Devel. V. 21. № 6. P. 719. https://doi.org/10.1071/RD09038

  10. Kouba A.J., Vance C.K., Frommeyer M.A., Roth T.L. 2003. Structural and functional aspects of Bufo americanus spermatozoa: Effects of inactivation and reactivation // J. Exp. Zool. V. 295. № 2. P. 172. https://doi.org/10.1002/jez.a.10192

  11. Langhorne C.J., Calatayud N.E., Kouba A.J. et al. 2013. Cryoconservation: successful sperm cryopreservation and develop-mental outcomes using endangered North American amphibians // Cryobiology. V. 67. № 3. P. 405. https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2013.09.032

  12. Poo S., Hinkson K.M. 2019. Applying cryopreservation to anuran conservation biology // Conserv. Sci. Pract. V. 1. e91. https://doi.org/10.1111/csp2.91

  13. Shishova N.V., Uteshev V.K., Kaurova S.A. et al. 2011. Cryopreservation of hormonally induced sperm for the conservation of threatened amphibians with Rana temporaria as a model research species // Theriogenol. V. 75. № 2. P. 220. https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2010.08.008

  14. Uteshev V.K., Gakhova E.N., Kramarova L.I. et al. 2019. Cryobanking of amphibian genetic recourses in Russia: past and future // Russ. J. Herpetol. V. 26. № 6. P. 319. https://doi.org/10.30906/1026-2296-2019-26-6-319-324

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Биология внутренних вод

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал