1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Микробиология
  4. T. 92, № 5, 2023

Микробиология, 2023, T. 92, № 5, стр. 490-499

Совместимые вещества, накапливаемые клетками штамма Glutamicibacter sp. SMB32 в ответ на действие абиотических факторов окружающей среды

Л. Н. Ананьина a, *, А. А. Горбунов b, Е. А. Шестакова a, А. А. Пьянкова a, Е. Г. Плотникова a

a Институт экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН ‒ филиал ПФИЦ УрО РАН
614081 Пермь, Россия

b Институт технической химии УрО РАН ‒ филиал ПФИЦ УрО РАН
614013 Пермь, Россия

* E-mail: ludaananyina@mail.ru

Поступила в редакцию 30.03.2023
После доработки 26.05.2023
Принята к публикации 30.05.2023

Аннотация

Методом спектроскопии протонного магнитного резонанса исследован пул совместимых веществ, накапливающихся в ответ на действие абиотических факторов среды в клетках штамма Glutamicibacter sp. SMB32. Средой обитания исследованного штамма являлась техногенно засоленная почва района солеразработок Верхнекамского месторождения калийно-магниевых солей (Пермский край, Россия). Штамм SMB32 рос в диапазоне температур 5‒35°С. Выявлено, что при 5 и 32°С в клетках значительно увеличивалось количество трегалозы, чем при 25°С. Glutamicibacter sp. SMB32 был способен расти как без соли, так и в присутствии до 11% NaCl. В клетках, выращенных в среде без хлорида натрия, преобладал глутамат. В условиях высокой солености среды (8% NaCl) в клетках исследованного штамма доминировали трегалоза, пролин, глутамин и глутамат. Повышение солености среды культивирования приводило к возрастанию внутриклеточных количеств пролина. В представленной работе на примере штамма SMB32 впервые показана способность бактерий рода Glutamicibacter к синтезу маннита, и продемонстрирована зависимость его аккумуляции от режима аэрации. Таким образом, штамм Glutamicibacter sp. SMB32 обладает высокой пластичностью метаболизма, проявляя способность адаптироваться к неблагоприятному действию разных физико-химических факторов.

Ключевые слова: Glutamicibacter, совместимые вещества, ЯМР, температура, соленость, аэрация

Список литературы

  1. Василец Е.А. Условия промерзания почвы в Пермском крае // Географическое изучение территориальных систем: Сборник материалов XV Всероссийской научно-практической конференции студентов, аспирантов и молодых ученых. Пермь, 11–12 мая 2021 г. / Под ред. Сафаряна А.А.. Пермь: Перм. гос. нац. исслед. ун-т, 2021. С. 153–157.

  2. Калабин Г.А., Каницкая Л.В., Кушнарев Д.Ф. Количественная спектроскопия ЯМР природного органического сырья и продуктов его переработки. М.: Химия, 2000. 408 с.

  3. Комарова Т.И., Коронелли Т.В., Тимохина Е.А. Роль низкомолекулярных азотистых соединений в осмотолерантности бактерий родов Rhodococcus и Arthrobacter // Микробиология. 2002. Т. 71. С. 166‒170.

  4. Komarova. T.I., Koronelli T.V., Timokhina E.A. The role of low-molecular-weight nitrogen compounds in the osmotolerance of Rhodococcus erythropolis and Arthrobacter globiformis // Microbiology (Moscow). 2002. V. 71. P. 139–142.

  5. Матвеева Н.И., Воронина Н.А., Борзенков И.А., Плакунов В.К., Беляев С.С. Состав и количественное содержание осмопротекторов в клетках нефтеокисляющих бактерий при разных условиях культивирования // Микробиология. 1997. Т. 66. С. 23‒27.

  6. Matveeva N.I., Voronina N.A., Borzenkov I.A., Plakunov V.K., Belyaev S.S. Composition and content of osmoprotectants in oil-oxidizing bacteria grown under different cultivation conditions // Microbiology (Moscow). 1997. V. 66. P. 32‒37.

  7. Назаров А.В., Ананьина Л.Н., Горбунов А.А., Пьянкова А.А. Бактерии-продуценты эктоина ризосферы растений, произрастающих на техногенной засоленной почве // Почвоведение. 2022. № 8. С. 1000‒1008.

  8. Nazarov A.V., Anan’ina L.N., Gorbunov A.A., Pyankova A.A. Bacteria producing ectoine in the rhizosphere of plants growing on technogenic saline soil // Euras. Soil Sci. 2022. V. 55. № 8. P. 1074‒1081.

  9. Ястребова О.В., Малышева А.А., Плотникова Е.Г. Галотолерантные бактерии рода Glutamicibacter – деструкторы терефталевой кислоты // Прикл. биохимия и микробиология. 2022. Т. 58. С. 476‒483.

  10. Yastrebova O.V., Malysheva A.A., Plotnikova E.G. Halotolerant terephthalic acid-degrading bacteria of the genus Glutamicibacter // Appl. Biochem. Microbiol. 2022. V. 58. P. 590–597.

  11. Anan’ina L.N., Kosheleva I.А., Plotnikova E.G. Bacterial consortium as a model for studying the response of the microbial community of the Verkhnekamsk salt mining region to combined pollution // Теоретическая и прикладная экология. 2022. № 2. С. 116‒123.

  12. Bernard T., Jebbar M., Rassouli Y., Himdi-Kabbab S., Hamelin J., Blanco C. Ectoine accumulation and osmotic regulation in Brevibacterium linens // J. Gen. Microbiol. 1993. V. 139. P. 129‒136.

  13. Brill J., Hoffmann T., Bleisteiner M., Bremer E. Osmotically controlled synthesis of the compatible solute proline is critical for cellular defense of Bacillus subtilis against high osmolarity // J. Bacteriol. 2011. V. 193. P. 5335‒5346.

  14. Busse H.-J. Review of the taxonomy of the genus Arthrobacter, emendation of the genus Arthrobacter sensu lato, proposal to reclassify selected species of the genus Arthrobacter in the novel genera Glutamicibacter gen. nov., Paeniglutamicibacter gen. nov., Pseudoglutamicibacter gen. nov., Paenarthrobacter gen. nov. and Pseudarthrobacter gen. nov., and emended description of Arthrobacter roseus // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2016. V. 66. P. 9‒37.

  15. Busse H.-J., Wieser M., Buczolits S. // Bergey’s Manual of Systematics of Archaea and Bacteria / John Wiley & Sons, Inc., in association with Bergey’s Manual Trust, 2012. Genus Arthrobacter. P. 1-71.https://doi.org/10.1002/9781118960608.gbm00118

  16. Cavicchioli R. On the concept of a psychrophile // ISME J. 2016. V. 10. P. 793–795.

  17. Chen X.-M., Jiang Y., Li Y.-T., Zhang H.-H., Li J., Chen X., Zhao Q., Zhao J., Si J., Lin Z.-W., Zhang H., Dyson P., An L.-Z. Regulation of expression of trehalose-6-phosphate synthase during cold shock in Arthrobacter strain A3 // Extremophiles. 2011. V. 15. P. 499–508.

  18. Dmitrieva O.A., Fedotova M.V., Buchner R. Evidence for cooperative Na+ and Cl− binding by strongly hydrated L-proline // Phys. Chem. Chem. Phys. 2017. V. 19. P. 20474‒20483.

  19. Feng W.-W., Wang T.-T., Bai J.-L., Ding P., Xing K., Jiang J.-H., Peng X., Qin S. Glutamicibacter halophytocola sp. nov., an endophytic actinomycete isolated from the roots of a coastal halophyte, Limonium sinense // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2017. V. 67. P. 1120–1125.

  20. Friesen S., Fedotova M.V., Kruchinin S.E., Buchner R. Hydration and dynamics of l-glutamate ion in aqueous solution // Phys. Chem. Chem. Phys. 2021. V. 23. P. 1590‒1600.

  21. Galinski E.A. Compatible solutes of halophilic eubacteria: molecular principles, water-solute interaction, stress protection // Experientia. 1993. V. 49. P. 487–496.

  22. Gerhardt P. Manual of Methods for General Bacteriology. Washington, DC: American Society for Microbiology, 1981. 524 с.

  23. Hasegawa S., Uematsu K., Natsuma Y., Suda M., Hiraga K., Jojima T., Inui M., Yukawa H. Improvement of the redox balance increases L-valine production by Corynebacterium glutamicum under oxygen deprivation conditions // Appl. Environ. Microbiol. 2012. V. 78. P. 865e875.

  24. Hoch J.C., Baskaran K., Burr H., Chin J., Eghbalnia H.R., Fujiwara T., Gryk M.R., Iwata T., Kojima C., Kurisu G., Maziuk D., Miyanoiri Y., Wedell J.R., Wilburn C., Yao H., Yokochi M. Biological magnetic resonance data bank // Nucleic Acids Res. 2023. V. 51. D1. P. D368–D376.

  25. Jeong J.-A., Park S.W., Yoon D., Kim S., Kang H.-Y., Oh J.-I. Roles of alanine dehydrogenase and induction of its gene in Mycobacterium smegmatis under respiration-inhibitory conditions // J. Bacteriol. 2018. V. 200. P. e00152-18.

  26. Kumar N., Roy J.I. Effect of trehalose on protein structure // Protein Sci. 2009. V. 18. P. 24–36.

  27. Nagata S., Adachi K., Sano H. NMR analyses of compatible solutes in a halotolerant Brevibacterium sp. // Microbiology (SGM). 1996. V. 142. P. 3355–3362.

  28. Narváez-Reinaldo J.J., Barba I., González-López J., Tunnacliffe A., Manzanera M. Rapid method for isolation of desiccation-tolerant strains and xeroprotectants // Appl. Environ. Microbiol. 2010. V. 76. P. 5254–5262.

  29. Nishu S.D., Hyun H.R., Lee T.K. Complete genome sequence of drought tolerant plant growth-promoting rhizobacterium Glutamicibacter halophytocola DR408 // Korean J. Microbiol. 2019. V. 55. P. 300‒302.

  30. Qin S., Feng W.-W., Zhang Y.-J., Wang T.-T., Xiong Y.-W., Xing K. Diversity of bacterial microbiota of coastal halophyte Limonium sinense and amelioration of salinity stress damage by symbiotic plant growth-promoting actinobacterium Glutamicibacter halophytocola KLBMP 5180 // Appl. Environ. Microbiol. 2018. V. 84. P. e01533–18.

  31. Raymond R.L. Microbial oxidation of n-paraffinic hydrocarbons // Develop. Ind. Microbiol. 1961. V. 2. P. 23–32.

  32. Santos R.G., Hurtado R., Gomes L.G.R., Profeta R., Rificie C., Attilif A.R., Spier S.J., Mazzullo G., Morais-Rodrigues F., Gomide A.C.P., Brenig B., Gala-Garciaa A., Cuteri V., de Paula Castro T.L., Ghosh P., Seyffert N., Azevedo V. Complete genome analysis of Glutamicibacter creatinolyticus from mare abscess and comparative genomics provide insight of diversity and adaptation for Glutamicibacter // Gene. 2020. V. 741. P. 144566.

  33. Singh R.N., Gaba S., Yadav A.N., Gaur P., Gulati S., Kaushik R., Saxena A.K. First high quality draft genome sequence of a plant growth promoting and cold active enzyme producing psychrotrophic Arthrobacter agilis strain L77 // Stand. Genomic Sci. 2016. V. 11. P. 54.

  34. Tritsch G.L., Moore G.E. Spontaneous decomposition of glutamine in cell culture media // Exp. Cell Res. 1962. V. 28. P. 360‒364.

  35. Wang H.-F., Li L., Zhang Y.-G., Hozzein W.N. Arthrobacter endophyticus sp. nov., an endophytic actinobacterium isolated from root of Salsola affinis // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2015. V. 65. P. 2154–2160.

  36. Wise W.S. The measurement of the aeration of culture media // J. Gen. Microbiol. 1951. V. 5. P. 167‒177.

  37. Yamazaki T., Eyama S., Takatsu A. Concentration measurement of amino acid in aqueous solution by quantitative 1H NMR spectroscopy with internal standard method // Anal. Sci. 2017. V. 33. P. 369‒373.

  38. Yasid N.A., Rolfe M.D., Green J., Williamson M.P. Homeostasis of metabolites in Escherichia coli on transition from anaerobic to aerobic conditions and the transient secretion of pyruvate // Royal Soc. Open Sci. 2016. V. 3. P. rsos.160187.

  39. Zevenhuizen L.P. Levels of trehalose and glycogen in Arthrobacter globiformis under conditions of nutrient starvation and osmotic stress // Antonie van Leeuwenhoek. 1992. V. 61. P. 61‒68.

  40. Zhou Y., Han L.-R., He H.-W., Sang B., Yu D.-L., Feng J.-T., Zhang X. Effects of agitation, aeration and temperature on production of a novel glycoprotein GP-1 by Streptomyces kanasenisi ZX01 and scale-up based on volumetric oxygen transfer coefficient // Molecules. 2018. V. 23. P. 125.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Микробиология

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал