1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Агрохимия
  4. № 6, 2021

Агрохимия, 2021, № 6, стр. 36-42

Влияние состава питательных сред и регуляторов роста при клональном микроразмножении некоторых хозяйственно ценных представителей рода Rubus L.

Д. Н. Зонтиков 1, *, С. А. Зонтикова 1, К. В. Малахова 1

1 Костромской государственный университет
156005 Кострома, ул. Дзержинского, 17, Россия

* E-mail: zontikovd@mail.ru

Поступила в редакцию 09.12.2020
После доработки 30.12.2020
Принята к публикации 11.03.2021

Полный текст (PDF)

Аннотация

Представители рода Rubus L.: малина обыкновенная (Rubus idaeus L.), ежевика складчатая (Rubus fruticosus L.), морошка приземистая (Rubus chamaemorus L.) и княженика арктическая (Rubus arcticus L.) – ценные ягодные культуры, активно возделываемые в промышленных масштабах. Несмотря на существующие методы клонального размножения для представителей этого рода, из-за влияния генотипических особенностей и изменений в генотипе в процессе селекции, актуальна работа по оптимизации методики размножения. Целью работы были подбор питательной среды и регуляторов роста для размножения различных сортов R. idaeus, R. fruticosus, R. arcticus, R. chamaemorus в культуре in vitro. На этапе введения в культуру in vitro исследовали вид питательной среды, подходящий для отобранных сортов и форм, регуляторы роста при этом были подобраны по литературным источникам, предпочтение отдавали наиболее часто используемым. Для изучения влияния регуляторов роста на активацию пазушных меристем на этапе введения в культуру использовали питательную среду MS с добавлением мезоинозита в концентрации 100 мг/л, глицина – 2 мг/л, тиамина – 0.5 мг/л, пиридоксина – 0.5 мг/л, сахарозы – 20 г/л, агара – 5.0 г/л, применяли регуляторы роста – 6-бензиламинопурин (BA) 0.50 мг/л и индолилмасляную кислоту (IBA) 0.05 мг/л совместно с BA 0.75 мг/л, во всех вариантах использовали гиббереловую кислоту (GA3) 0.1 мг/л при рН 3.8–5.8 в зависимости от вида растения. Были получены следующие результаты: в лучшем варианте, содержащем BA, IBA, GA3 в концентрации 2.0, 0.20, 0.1 мг/л, для R. idaeus L. (сорт Амира), рост почек отмечали уже на 14-е ± 2 сут, количество почек достигало 3.2 ± 0.3. Для R. chamaemorus (сорт Нюбу) лучший вариант питательной среды содержал BA, IBA, GA3 в концентрациях 2.0, 0.20, 0.1 мг/л соответственно, рост почек отмечали на 23-и ± 2 сут, количество почек достигало 2.9 ± 0.4; для R. arcticus (сорт Астра) лучшим вариантом была среда с BA 0.5 мг/л + IBA 0.05 мг/л, рост почек отмечали на 16-е ± 2 сут, количество новых почек достигало 4.1 ± 0.3; у R. fruticosus L. (сорт Каракка блэк) лучшие результаты были отмечены на среде с концентрацией BA 1.0 мг/л + IBA 0.1 мг/л, рост почек начался на 18-е ± 2 сут, количество почек составило 2. 5 ± 0.2/эксплант.

Ключевые слова: клональное микроразмножение, питательные среды, Rubus idaeus L., Rubus fruticosus L., Rubus chamaemorus L., Rubus arcticus L

ВВЕДЕНИЕ

Род Rubus L. включает в себя значительное количество видов, ягоды которых используются человеком в пищу, при помощи селекции получены сорта для возделывания в культуре. Наибольшее распространение получили сорта на основе 2-х видов – это малина обыкновенная (Rubus idaeus L.) и ежевика складчатая (Rubus fruticosus L.). Однако в последнее время активно используются для селекции и для плантационного выращивания сорта, полученные от таких видов как морошка приземистая Rubus chamaemorus L., княженика арктическая Rubus arcticus L. [1–5].

Работ, в которых исследовали особенности клонального микроразмножения этих видов и сортов, полученных на их основе (R. idaeus и R. Fruticosus), довольно много: можно выделить основополагающие схожие составляющие метода, например, использование в качестве макро- и микроэлементной составляющей питательной среды Мурасиге–Скуга (MS). Однако остается еще много вопросов. Это обусловлено прежде всего обилием генотипов, вовлеченных в селекционный процесс [6–8], что приводит к различным проявлениям морфогенетического потенциала этих генотипов в культуре in vitro. Для видов, которые относительно недавно стали использовать в растениеводстве, методы клонального микроразмножения разработаны для некоторых сортов, но не применимы для остальных (R. chamaemorus) [9], либо разработаны, но не учитывают специфику их применения в производственном процессе (R. arcticus) [10].

К настоящему времени существует большое количество описаний методов, используемых для клонального микроразмножения представителей рода Rubus (табл. 1). В качестве основных составляющих при размножении в культуре in vitro можно назвать использование питательной среды Мурасиге–Скуга (по прописи 1962 г. или модифицированных), а также использование в качестве регулятора роста 6-бензиламинопурина (BA) в разных концентрациях. Также нужно отметить использование для укоренения индолилмасляную кислоту (IBA), α-нафтилуксусная кислоту (NAA) и при необходимости получить удлиненные побеги – гиббереловую кислоту (GA3).

Таблица 1.

Опубликованные результаты по клональному микроразмножению R. idaeus, R. fruticosus, R. arcticus, R. chamaemorus в культуре in vitro

Вид Источ-ник Предлагаемая для использования питательная среда, регуляторы роста и др. в целях
размножения укоренения
мг/л
среда BA IBA GA3 LAA среда IBA IAA NAA
Rubus idaeus [11] MS 2.0 0.5 0.1 – MS 2.0 0.5 –
[12] MS 2.0 – – – 1/2MS 0.5 – –
[13] MS 3.0 0.1 – 25–50 MS 0.5 – –
Rubus chamaemorus [14] MS 0.5–1.5 0.1 – – MS 0.2 – –
[9] MS 0.5–1.5 0.1 0.1 – MS 0.1 – –
Rubus arcticus [10] MS 0.5 – – – 1/2MS – – 0.1
[15] MS 1.5 0.25 – – – –
Rubus fruticosus [16] MS 2.0 – 0.1–1.0 – MS 2.0 – –
[17] MS 0.7 – – – MS 1.0 – –
[17] MS 1.0 0.1 0.1 – MS – – –

Примечание. BA – 6-бензиламинопурин, IBA – индолилмасляная кислота, IAA – индолилуксусная кислота, NAA – нафтил-уксусная кислота, LAA – L-аскорбиновая кислота, GA3 – гиббереловая кислота.

Несмотря на относительно большое количество информации по размножению представителей рода Rubus, остается много проблемных вопросов эффективности введения в культуру, состава питательных сред и применения регуляторов роста, активности ионов водорода в питательной среде. Новые сорта и виды, перспективные для плантационного выращивания, требуют оптимизации состава питательных сред, а также разработки технологии клонального микроразмножения для новых в использовании видов. Исходя из этого, цель работы – подбор питательной среды и регуляторов роста, оптимальных для размножения различных сортов R. idaeus, R. fruticosus, R. arcticus, R. chamaemorus в культуре in vitro.

МЕТОДИКА ИССЛЕДОВАНИЯ

Для работы были отобраны следующие сорта: Rubus idaeus L. (Амира), Rubus chamaemorus L. (Нюбу), Rubus arcticus L. (Астра), Rubus fruticosus L. (Каракка блэк). С целью снижения уровня контаминации донорные растения культивировали в лабораторных условиях и по мере необходимости использовали в работе. В качестве донорных эксплантов выступали метамеры побега.

Метамеры длиной 5 мм с почкой в чашке Петри переносили в ламинарный бокс и стерилизовали в 70%-ном водном растворе этанола в течение 1 мин, после этого метамеры помещали на 15 мин в 5%-ный водный раствор гипохлорита натрия и промывали в 3-х сосудах со стерильной водой объемами не менее 100 мл. После стерилизации скальпелем отсекали лишние ткани побега, оставляя только узел с почкой, который сажали на питательные среды.

На этапе введения в культуру in vitro исследовали вид питательной среды, подходящий для отобранных сортов и форм, регуляторы роста при этом были подобраны по литературным источникам, предпочтение отдавали наиболее часто используемым. Для изучения влияния регуляторов роста на активацию пазушных меристем на этапе введения в культуру использовали питательную среду MS [19] с добавлением мезоинозита в концентрации 100 мг/л, глицина – 2 мг/л, тиамина – 0.5 мг/л, пиридоксина – 0.5 мг/л, сахарозы – 20 г/л, агара – 5.0 г/л.

В опыте по влиянию регуляторов роста использовали концентрации в соотношении цитокинины : ауксины = 10 : 1. Выбор количества и сочетания регуляторов роста проводили, основываясь на рекомендациях разных авторов по культивированию тканей: 6-бензиламинопурин (BA) – от 0.50 до 2.5 мг/л и индолилмасляная кислота (IBA) – от 0.05 до 0.25 мг/л; во всех вариантах использовали гиббереловая кислота (GA3) в концентрации 0.1 мг/л. Величину рН питательной среды доводили до 3.8–5.8 в зависимости от вида растения. В опыте в каждом варианте закладывали по 10 эксплантов для каждого клона в трехкратной повторности.

Для изучения влияния состава питательных сред использовали питательную среду MS [19], в качестве контроля концентрация макроэлементного состава варьировала от 100 до 75 и 50%. Микроэлементы и витамины оставались в полном объеме.

Культивирование растительных тканей и растений-регенерантов на этапе введения в культуру in vitro, роста и развития побегов проводили в стеклянных культуральных сосудах объемом 10 мл. На этапе роста и размножения растений-регенерантов использовали культуральные сосуды объемом 100–500 мл. Культивирование растений-регенерантов проводили при освещении 1500 лк и периоде 16 ч (день)/8 ч (ночь) при температуре ≤25°С.

Каждый вариант опыта по влиянию регуляторов роста и концентрации макроэлементов в питательной среде на морфогенез объектов исследования выполнен в трехкратной повторности. Экспериментальные данные представлены в виде средних арифметических (М) с указанием ошибки среднего (±SEM). Расчет доверительного интервала на основании t-распределения Стьюдента при уровне значимости 0.05 проводили с использованием статистического пакета программы Microsoft Excel 2010.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

При оценке влияния регуляторов роста на активность морфогенеза в момент введения в культуру in vitro в качестве основных показателей, по которым проводили анализ, были использованы следующие: количество образовавшихся почек на одном экспланте, срок геммогенеза, учет появления витрифицированных побегов. В опыте по влиянию регуляторов роста на морфогенез, было установлено, что для R. idaeus (сорт Амира) и R. chamaemorus (сорт Нюбу) лучшим вариантом было применение BA – от 0.5 до 2.5 мг/л и IBA – от 0.05 до 0.25 мг/л и 0.1 мг GA3. Рост новых почек начинался через 14 ± 2 сут после введения в культуру in vitro, при этом количество растущих почек достигало 3.2 ± 0.3 шт./эксплант у R. idaeus (сорт Амира). На среде с большей концентрацией регуляторов роста отмечали большее количество почек, но развивающиеся из них побеги были витрифицированы. Таким образом, полученные данные относительно концентрации BA на этапе размножения R. idaeus (сорт Амира) согласовались с результатами, приведенными в работах [11, 12]. Нами было подобрано оптимальное содержание ауксина IBA (0.2 мг/л), что позволило снизить количество витрифицированных микропобегов данного сорта до минимума. Срок геммогенеза и количество растущих почек на экспланте у R. chamaemorus (сорт Нюбу) составляло 23 ± 2 сут и 2.9 ± 0.4 почек/эксплант соответственно; в варианте с большей концентрацией регуляторов роста отмечали гибель >65% заложенных эксплантов. В отношении данного вида выявили необходимость бóльших концентраций регуляторов роста, чем это было описано в работах [9, 14], до 2.0 мг BA/л и 0.2 мг IBA/л. Для R. arcticus (сорт Астра) лучшим вариантом было применение 0.5 мг BA/л и 0.05 мг IBA/л, рост почек отмечали на 16-е ± 2 сут, количество новых почек достигало 4.1 ± 0.3 шт./эксплант; в вариантах с концентрацией регуляторов роста >2.0 и 2.5 мг BA/л отмечена гибель эксплантов. Данный вид более чувствительный к концентрациям регуляторов роста, его оптимум был ограничен минимальными концентрациями BA и IBA, использованными в настоящем исследовании. При концентрациях цитокининов и ауксинов, рекомендованных в работе [15], у сорта Астра наблюдали токсическое воздействие регуляторов роста на почки экспланта, выражавшееся в угнетении их ростовых процессов, а также витрификации и гибели микропобегов. Для R. fruticosus (сорт Каракка блэк) лучшие результаты были отмечены на среде с концентрацией BA 1.0 мг/л и IBA 0.1 мг/л, рост почек начался на 18-е ± 2 сут, количество почек составило 2.5 ± 0.2 шт./эксплант (табл. 2). Полученные результаты определили оптимальное содержание регуляторов роста, использованных при микроразмножении R. fruticosus (сорт Каракка блэк), что согласовалось с данными работы [17].

Таблица 2.

Влияние регуляторов роста 6-бензиламинопурина и индолилмасляной кислоты на морфогенез R. idaeus (сорт Амира), R. chamaemorus (сорт Нюбу), R. arcticus (сорт Астра), R. fruticosus (сорт Каракка блэк)

Регуляторы роста, концентрация, мг/л Виды (сорта) растений Начало роста почек, сут, M ± SEM Количество почек, шт./эксплант, M ± SEM Витрификация, +/–
0.50 BA, 0.05 IBA, 0.1 GA3 R. idaeus (сорт Амира) 28 ± 2 1.1 ± 0.1 –
1.0 BA, 0.10 IBA, 0.1 GA3 25 ± 3 1.2 ± 0.2 –
1.5 BA, 0.15 IBA, 0.1 GA3 24 ± 2 1.4 ± 0.2 –
2.0 BA, 0.20 IBA, 0.1 GA3* 14 ± 2 3.2 ± 0.3 –
2.5 BA, 0.25 IBA, 0.1 GA3 14 ± 2 3.4 ± 0.3 +
0.50 BA, 0.05 IBA, 0.1 GA3 R. chamaemorus (сорт Нюбу) 54 ± 3 1.0 ± 0.1 –
1.0 BA, 0.10 IBA, 0.1 GA3 50 ± 2 1.3 ± 0.2 –
1.5 BA, 0.15 IBA, 0.1 GA3 39 ± 2 1.5 ± 0.2 –
2.0 BA, 0.20 IBA, 0.1 GA3* 23 ± 2 2.9 ± 0.4 –
2.5 BA, 0.25 IBA, 0.1 GA3 – – +
0.50 BA, 0.05 IBA, 0.1 GA3* R. arcticus (сорт Астра) 16 ± 2 4.1 ± 0.3 –
1.0 BA, 0.10 IBA, 0.1 GA3 15 ± 3 2.9 ± 0.2 +
1.5 BA, 0.15 IBA, 0.1 GA3 15 ± 4 1.3 ± 0.5 +
2.0 BA, 0.20 IBA, 0.1 GA3 – – +
2.5 BA, 0.25 IBA, 0.1 GA3 – – +
0.50 BA, 0.05 IBA, 0.1 GA3 R. fruticosus (сорт Каракка блэк) 34 ± 2 1.2 ± 0.2 _
1.0 BA, 0.10 IBA, 0.1 GA3* 18 ± 2 2.5 ± 0.2 _
1.5 BA, 0.15 IBA, 0.1 GA3 18 ± 2 2.0 ± 0.5 –
2.0 BA, 0.20 IBA, 0.1 GA3 19 ± 3 1.9 ± 0.4 –
2.5 BA, 0.25 IBA, 0.1 GA3 – – +

Примечание. Питательная среда МS, сахароза 20 г/л, рН 3.8 (R. chamaemorus), 5.6–5.9 (остальные виды); прочерк – гибель эксплантов. *Варианты, имеющие достоверные существенные различия на 5%-ном уровне значимости по t-критерию Стьюдента. То же в табл. 3.

Сравнение результатов настоящего исследования по клональному микроразмножению представителей рода Rubus L. с литературными данными показало вариативность требований видов к концентрациям регуляторов роста: BA – от 2.0 до 3.0 мг/л у R. idaeus, от 0.5 до 2.0 мг/л у R. chamaemorus, от 0.5 до 1.5 мг/л у R. arcticus, от 0.7 до 2.0 мг/л у R. fruticosus; IBA – от 0.1 до 0.5 мг/л у R. idaeus, от 0.1 до 0.2 мг/л у R. chamaemorus, от 0.05 до 0.25 мг/л у R. arcticus, что могло быть обусловлено сортовыми особенностями объектов.

В опыте по влиянию концентрации макроэлементов на рост и развитие растений-регенерантов основными параметрами оценки были количество новых метамеров у R. arcticus (Астра) и R. fruticosus (Каракка блэк); количество образовавшихся новых розеточных побегов у R. idaeus (Амира), R. chamaemorus (Нюбу) (рис. 1). Также оценивали время до начала роста после пересадки. Выявлено, что лучшие показатели ростовых характеристик R. fruticosus (Каракка блэк) и R. idaeus (Амира) были на питательной среде с полным составом макроэлементов, вместе с тем R. chamaemorus (сорт Нюбу) формировала хорошие розеточные побеги и на среде с 50% от полного состава МS, а R. arcticus (сорт Астра) лучше реагировала на среду с 75% от полного состава МS (табл. 3).

Рис. 1.

Клональное микроразмножение в культуре in vitro: (а) – R. chamaemorus (сорт Нюбу), (б) – R. idaeus (сорт Амира), (в) – R. arcticus (сорт Астра), (г) – R. fruticosus (сорт Каракка блэк).

Таблица 3.

Влияние концентрации макроэлементов в питательной среде MS на морфогенез R. idaeus (сорт Амира), R. chamaemorus (сорт Нюбу), R. arcticus (сорт Астра), R. fruticosus (сорт Каракка блэк)

Концентрация макроэлементов, % Виды (сорта) растений Начало роста побегов, сутки, M ± SEM Количество метамеров/розеток на эксплант, через 30 сут, M ± SEM
100* R. idaeus (сорт Амира) 20 ± 2 5 ± 1
75 39 ± 2 3 ± 1
50 45 ± 1 1 ± 1
100 R. chamaemorus (сорт Нюбу) 35 ± 1 3 ± 1
75 30 ± 1 4 ± 1
50* 23 ± 1 4 ± 1
100 R. arcticus (сорт Астра) 22 ± 1 3 ± 1
75* 20 ± 1 5 ± 1
50 24 ± 1 3 ± 1
100* R. fruticosus (сорт Каракка блэк) 21 ± 1 8 ± 1
75 32 ± 2 2 ± 1
50 40 ± 1 2 ± 1

Примечание. Питательная среда МS, сахароза 20 г/л, рН 5.6–5.9 – R. idaeus (сорт Амира), R. arcticus (сорт Астра), R. fruticosus (сорт Каракка блэк), рН 3.8 – R. chamaemorus (сорт Нюбу).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Таким образом, установлено, что при клональном микроразмножении R. idaeus L. сорта Амира при использовании регуляторов роста BA, IBA, GA3 в концентрации 2.0, 0.20, 0.1 мг/л соответственно рост почек отмечали на 14-е ± 2 сут, их количество достигало 3.2 ± 0.3 шт./эксплант. При размножении R. chamaemorus (сорт Нюбу) при использовании BA, IBA, GA3 в концентрации 2.0, 0.20, 0.1 мг/л соответственно рост почек отмечали на 23-и ± 2 сут, при этом их количество достигало 2.9 ± 0.4 шт./эксплант. При размножении R. arcticus (сорт Астра) лучше результаты были в варианте с регуляторами роста BA 0.5 мг/л и IBA 0.05 мг/л, рост почек отмечали на 16-е ± 2 сут, количество новых почек достигало 4.1 ± 0.3 шт./эксплант. При размножении R. fruticosus L (сорт Каракка блэк) лучшие результаты были отмечены на питательной среде с концентрацией BA 1.0 мг/л и IBA 0.1 мг/л, рост почек начался на 18-е ± 2 сут, количество почек составило 2.5 ± 0.2 шт./эксплант.

Выполненные исследования по клональному микроразмножению этих селекционных образцов рода Rubus L. можно использовать для получения высококачественного посадочного материала данных культур при создании ягодных плантаций.

Список литературы

  1. Strik B., Clark J., Finn C., Banados M. Worldwide blackberry production // Hort. Technol. 2007. V. 17 (2). P. 205–213. DOI 17.https://doi.org/10.21273/HORTTECH.17.2.205

  2. Karp K., Starast M. The Arctic bramble (Rubus arcticus L.) cultivated in Estonia // Problems of rational utilization and reproduction of berry plants in boreal forests on the eve of the XXI century. Proceedings of the International Conference. Belarus, Gomel. 1997. P. 158–160.

  3. Molina-Bravo R., Worthington M., Fernandez G. Advances and challenges in raspberry and blackberry breeding // Achieving sustainable cultivation of temperate zone tree fruits and berries. 2019. V. 2. P. 363–396. https://doi.org/10.19103/AS.2018.0040.27

  4. Wolanin M., Wolanin M., Oklejewicz K. Occurrence of brambles (Rubus L.) in young forest plantations on the Kolbuszowa Plateau // Forest Res. Paper. 2017. V. 78 (2). P. 179–186. DOI 78. https://doi.org/10.1515/frp-2017-0020

  5. Nilsen G. Cloudberries – The Northern gold // Inter. J. Fruit Sci. 2006. V. 5 (2). P. 45–60. https://doi.org/10.1300/J492v05n02_06

  6. Clark L.V., Jasieniuk M. Spontaneous hybrids between native and exotic Rubus in the Western United States produce offspring both by apomixis and by sexual recombination // Heredity (Edinb). 2012. V. 109 (5). P. 320–328. https://doi.org/10.1038/hdy.2012.45

  7. Hanping D., Siwen L., Du X. Botanical traits and cold hardiness of interspecific hybrids between European and Chinese raspberries // Acta Horticulturae. 2016. V. 1133. P. 61–66. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2016.1133.10

  8. Lawrence A., Eriksson T., Eriksen B., Campbell Ch. Hybridization and gene flow between distantly related species of Rubus (Rosaceae): Evidence from nuclear ribosomal DNA internal transcribed spacer region sequences // Systemat. Bot. 2001. V. 26. № 4. P. 769–778. DOI , www.jstor.org/stable/3093858https://doi.org/10.1043/0363-6445-26.4.769

  9. Martinussen I., Nilsen G., Svenson L., Junttila O., Rapp K. In vitro propagation of cloudberry (Rubus chamaemorus) // Plant Cell Tissue Organ Cult. 2004. V. 78. P. 43–49. https://doi.org/10.1023/B:TICU.0000020392.85854.28

  10. Zontikov D., Zontikova S., Sergeev R., Shurgin A. In vitro propagation of Rubus chamaemorus L. and Rubus arcticus L. // Fat Embolism Syndrome. 2014. P. 397–403.

  11. Dziedzic E., Jagła J. Micropropagation of Rubus and Ribes spp. // Methods in molecular biology. N.J.: Clifton, 2013. V. 11013. P. 149–160. https://doi.org/10.1007/978-1-62703-074-8_11

  12. Stoevska T., Trifonova A., Karadocheva D. Micropropagation of raspberries (Rubus idaeus) // Biotechnol. Biotechnologic. Equip. 1995. V. 9. № 2–3. P. 27–30. https://doi.org/10.1080/13102818.1995.10818837

  13. Isac V., Aurel P. Chapter I – protocols for in vitro micropropagation of strawberry, raspberry, blackberry, black currant, blueberry and lingonberry // A Guide to some in vitro techniques – small frui. 2009. P. 1–4-24.

  14. Thiem B. Micropropagation of cloudberry (Rubus chamaemorus L.) by initiation of axillary shoots // Acta Societat. Bot. Polon. 2001. V. 70. P. 11–16. https://doi.org/10.5586/asbp.2001.002

  15. Kokko H., Kärenlampi S. Transformation of arctic bramble (Rubus arcticus L.) by Agrobacterium tumefaciens // Plant Cell Report. 1998. V. 17. P. 822–826. https://doi.org/10.1007/s002990050491

  16. Azam J., Hamidoghli Y. Micropropagation of thornless trailing blackberry (Rubus sp.) by axillary bud explants // Austral. J. Crop Sci. 2009. V. 3. P. 191–194.

  17. Fira A., Clapa D., Catita P. Micropropagation of blackberry thornless cultivars // Sci. Paper. R.I.F.G. Pitesti. 2009. V. 25. P. 213–221.

  18. Sedlak J., Paprstein F. Micropropagation of blackberry genotypes // Acta Horticulturae. 2016. V. 1133. P. 487–490. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2016.1133.75

  19. Murashige T.A. Revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures // Physiol. Planta. 1962. V. 15. P. 473–497.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Агрохимия

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал