1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Журнал аналитической химии
  4. T. 76, № 2, 2021

Журнал аналитической химии, 2021, T. 76, № 2, стр. 135-142

Опреление каротиноидов плодов томатов различной окраски

В. И. Дейнека a, *, Т. Г. Буржинская a, Л. А. Дейнека a, И. П. Блинова a

a Белгородский государственный национальный исследовательский университет, Институт фармации, химии и биологии
308015 Белгород, ул. Победы, 85, Россия

* E-mail: deineka@bsu.edu.ru

Поступила в редакцию 19.05.2020
После доработки 01.06.2020
Принята к публикации 02.07.2020

Полный текст (PDF)

Аннотация

Предложен способ определения состава каротиноидов плодов томатов различной окраски с использованием комбинации спектрофотометрического и хроматографического методов. Впервые предложено объяснение последовательности элюирования моно цис-изомеров ликопина в условиях обращенно-фазовой хроматографии на традиционных “мономерных” обращенных С18-фазах. Установлено, что для проликопина, (7Z, 9Z, 7'Z, 9'Z)-ликопина, обеспечивающего оранжевую окраску плодов, существует почти незаметный при обычном просмотре переход в электронно-колебательной структуре электронного спектра поглощения с наименьшей энергией, λmax(1) = 486.2 нм. Определены основные каротиноиды плодов томатов различной окраски: транс-ликопин и его цис-изомеры для плодов красной и розовой окрасок, протоликопин и другие каротины, предшествующие его биосинтезу, для плодов оранжевой окраски, а каротиноидный состав томатов желтой окраски отличается от томатов первых двух окрасок значительным накоплением лютеина. Для количественной оценки содержания каротиноидов с различающимися хромофорами предложена система расчета, позволяющая определить вклад каждого из компонентов сложных смесей.

Ключевые слова: каротиноиды томатов, проликопин, электронные спектры поглощения, обращенно-фазовая ВЭЖХ, спектрофотометрия, внутренняя нормировка.

В последнее время отмечен заметный интерес к природным каротиноидам, не обладающим провитаминной А активностью. Установлено, что ксантофиллы лютеин и зеаксантин отвечают за профилактику возрастной макулярной дистрофии [1, 2]. Астаксантин оказался эффективным агентом в дерматологии [3, 4]. Ликопин в ряде исследований проявил активность в борьбе с онкологическими заболеваниями и в профилактике сердечно-сосудистых заболеваний [5, 6].

Как и все каротиноиды, не синтезирующиеся в организме человека, ликопин входит в состав растительных продуктов, употребляемых в пищу. Важнейшими растительными источниками полностью транс-ликопина для типичной диеты являются плоды томатов привычного красного цвета и продукты их переработки (томатные пасты, томатный сок и пр.) [7]. Однако ликопин, как и ряд других каротиноидов, относится к соединениям с невысокой биологической доступностью. Более того, в некоторых исследованиях [8, 9] концентрация цис-изомеров в сыворотке крови оказалась более высокой, чем полностью транс-ликонина. Ликопин лучше усваивается после термической обработки, которая приводит к появлению цис-изомеров [8]. В этом отношении особый интерес представляет тетра-цис-изомер ликопина – (7Z, 9Z, 7'Z, 9'Z)-ликопин или проликопин – изомер с высокой биодоступностью. В связи с этим неудивительны рекомендации [9] по употреблению в пищу предпочтительно сортов томатов, обогащенных цис-изомерами ликопина.

Первоначально для проликопина была предложена структура, содержащая семь цис-двойных связей (5Z, 9Z, 13Z, 15Z, 13'Z, 9'Z, 5'Z) (схема 1 ) [10]. При ее построении исключили стерически неблагоприятную из-за большого перекрывания сфер с ван-дер-ваальсовыми радиусами атомов водорода метиновой и метильной групп конфигурацию (схема 1 , вариант (б)), т.е. фактически цис-концигурацию по связям 7, 11, 11' и 7'. Однако выполненные позднее ЯМР-спектроскопические исследования [11] позволили уточнить строение проликопина, в котором в двух частях молекулы все-таки имеются приведенные на схеме 1 (вариант (б)) напряжения.

Схема 1 . Строение проликопина по данным работ [10] (I) и [11] (II).

Ранее для разделения и определения проликопина и других изомеров ликопина широко использовали тонкослойную хроматографию [10, 12]. В настоящее время при разделении каротиноидов чаще применяют обращенно-фазовую ВЭЖХ [13], причем для более эффективного разделения цис- и транс-изомеров разработаны специальные “полимерные” обращенные фазы. На традиционной С18 стационарной фазе [14] проликопин элюируется сразу после полностью транс- и обычных цис-изомеров ликопина. При разделении каротиноидов на “полимерной” обращенной фазе С30 с элюированием в градиентном режиме от метанола до трет-бутилметилового эфира [15] для идентифицированных веществ удерживание возрастает в ряду (в скобках приведено время удерживания, мин): лютеин (14.3) < β-каротин (20.3) < проликопин (20.6) < δ-каротин (22.3) < γ-каротин (23.5) < цис-ликопин (25.1) < транс-ликопин (26.4).

При качественном и количественном определении проликопина (как и для многих каротиноидов) используют параметры электронного спектра поглощения. Так, в работе [9] отмечено, что максимум поглощения проликопина (438 нм) существенно гипсохромно смещен относительно максимума поглощения полностью транс-ликопина (470 нм); при этом различаются и молярные коэффициенты поглощения: 102 900 и 184 000 м2/моль соответственно. Однако в работе [16], на которую ссылаются авторы работы [9], для проликопина приведены несколько иные спектральные характеристики: 461 (плечо, 70 000), 437 (105 000) и 417 (плечо, 90 000), где в скобках указан молярный коэффициент поглощения с размерностью л/(моль см); плечо – это перегиб спектральной линии. Впрочем, молярный коэффициент поглощения 102 900 использован и в работе [17]. Наконец, в ряде работ при определении каротиноидного состава сложных смесей, содержащих ликопин и цис-изомеры, включая проликопин, используют площади пиков на хроматограмме без поправок на молярные коэффициенты поглощения [8, 18].

Цель настоящей работы – разработка методики определения проликопина в томатах оранжевой окраски с использование обращенно-фазовой ВЭЖХ на традиционных С18-фазах.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Реагенты и аппаратура. Использовали ацетон для УФ-ИК-ВЭЖХ-ГПХ, ацетонитрил для УФ-ИК-ВЭЖХ-ГПХ (Panreac, Германия) и н-гексан для ВЭЖХ (Компонент-Реактив, Россия).

Электронные спектры поглощения регистрировали на спектрофотометре Shimadzu UV 2550 в кварцевых кюветах (l = 1 см). Общее содержание каротиноидов в пересчете на главный компонент смеси определяли по уравнению:

(1)
$c\left( i \right) = \frac{{A\left( i \right)V\left( i \right)k\left( i \right)M\left( i \right) \times 100}}{{{{\varepsilon }_{\lambda }}\left( i \right)m\left( i \right)}},\,\,{\text{мг/г,}}$
где A(i) – оптическая плотность экстракта при заданной дине волны, λ, нм; V(i) – объем экстракта; k(i) – кратность разбавления исходного экстракта перед измерением, M(i) – молярная масса основного компонента, г/моль; ελ(i) – молярный коэффициент поглощения компонента при заданной длине воны; m(i) – масса навески лиофильно высушенного образца, г; 1000 – коэффициент перевода результатов в мг/г. Длины волн, коэффициент молярного поглощения и молярные массы приведены в табл. 1.

Таблица 1.  

Индивидуальные каротиноиды плодов томата с различной окраской

№* Название λ, нм [17] ε, л/(моль см) [17] tR, мин Уровень накопления (мкг/г) для томатов различной окраски
красная розовая оранжевая желтая
1 Лютеин 445 145 100 1.83 0.5 2.2 0.8 1.7
2 транс-Ликопин (с цис-изомерами) 472 185 200 5.19 50.2 43.3 4.0 0.6
3 Проликопин 434 102 900 6.02 <0.1 <0.1 38.3 <0.1
4 β-Каротин (с цис-изомерами) 448 139 200 8.83 3.6 6.4 2.8 2.5
5 Нейроспорин 435 134 500 6.33 <0.1 <0.1 5.0 <0.1
6 Пронейроспорин 430 83 900 6.80 <0.1 <0.1 15.1 <0.1
7 ξ-Каротин (с цис-изомерами) 399 135 200 7.80 <0.1 <0.1 19.0 <0.1

* Нумерация как на рис. 3.

Для контроля видового состава и определения площадей пиков каротиноидов использовали хроматографическую систему Agilent 1260 Infinity с диодно-матричным детектором. Хроматографическую колонку: 150 × 4.6 мм, Reprosil-Pur C18-AQ, 3.5 мкм с предколонкой 10 × 4.6 мм Kromasil 100-5C18 использовали при температуре термостата колонки 30°С. Подвижную фазу состава 30 об. % ацетонитрила в ацетоне подавали со скоростью 0.8 мл/мин в изократическом режиме. Хроматограммы записывали при длине волны детектора, настроенной на определение конкретных основных каротиноидов, см. табл. 1. Хроматограммы записывали, хранили и обрабатывали, используя программное обеспечение Agilent ChemStation.

Пробоподготовка. С приобретенных на рынке томатов различной окраски снимали тонкую кожицу и мезокарпий гомогенизировали, замораживали в морозильной камере (–20°С) с последующей лиофилизацией на лиофильной сушилке FreeZone 6L Labconco, продукт растирали в порошок в фарфоровой ступке. Порошок хранили в холодильнике.

Экстракт готовили растиранием навески (m) порошка, смоченного небольшим количеством воды, под слоем н-гексана. Порции экстракта отбирали из ступки и переносили на воронку с фильтровальной бумагой. К твердому остатку добавляли новую порцию экстрагента и экстракцию повторяли. Повторение экстракции продолжали до получения практически бесцветной порции экстракта. Все порции экстракта объединяли, и растворитель удаляли на вакуумном ротационном испарителе. Остаток растворяли в известном объеме (V) подвижной фазы для ВЭЖХ-определения каротиноидов. Полученный раствор фильтровали через насадочный фильтр в виалы, перенося их в ячейки автодозатора хроматографа.

Расчетные методы. Для обработки площадей пиков по методу внутренней нормировки использовали два способа.

Способ 1 применяли только для оценки вклада основного компонента в суммарное поглощение при выбранной длине волны детектирования:

(2)
$\alpha {\text{*}}(i) = \frac{{S(i)}}{{\sum\limits_j {S(j)} }},$
где α*(i) – доля компонента i (ликопина или проликопина) в сумме каротиноидов, на который проводится пересчет общего содержания, найденного по данным спектрофотометрического анализа (формула (1)); S(i) – площадь пика основного компонента; ΣS(j) – сумма площадей все пиков на хроматограмме. При этом исправленное на индивидуальный компонент содержание компонента i (c*(i)) определяли по формуле:

(3)
$с{\text{*}}(i) = \alpha {\text{*}}(i)c(i).$

Способ 2 использовали для определения истинных долей компонентов в сумме каротиноидов анализируемой смеси. Для этого электронный спектр поглощения каждого вещества (записанный в кювете детектора) экспортировали в Excel. Затем по спектрам находили A(λmax(i)) – оптическую плотность пика в характеристическом для вещества i-том максимуме поглощения и A(λdet(i)) – оптическую плотность этого же кароиноида при длине волны записи хроматограммы и, используя приведенные в литературе значения молярных коэффициентов поглощения ε(λmax(i)) при характеристической для каждого компонента длине волны, рассчитывали:

(4)
$\alpha (i) = \frac{{{{S(i)} \mathord{\left/ {\vphantom {{S(i)} {\varepsilon ({{\lambda }_{{\max }}}(i))}}} \right. \kern-0em} {\varepsilon ({{\lambda }_{{\max }}}(i))}}{{A({{\lambda }_{{\max }}}(i))} \mathord{\left/ {\vphantom {{A({{\lambda }_{{\max }}}(i))} {A({{\lambda }_{{\det }}}(i))}}} \right. \kern-0em} {A({{\lambda }_{{\det }}}(i))}}}}{{\sum\limits_j {{{S(j)} \mathord{\left/ {\vphantom {{S(j)} {\varepsilon ({{\lambda }_{{\max }}}(j))}}} \right. \kern-0em} {\varepsilon ({{\lambda }_{{\max }}}(j))}}{{A({{\lambda }_{{\max }}}(j))} \mathord{\left/ {\vphantom {{A({{\lambda }_{{\max }}}(j))} {A({{\lambda }_{{\det }}}(j))}}} \right. \kern-0em} {A({{\lambda }_{{\det }}}(j))}}} }},$
где α(i) – исправленные доли видов каротиноидов в смеси; S(i) – площади пиков соответствующих компонентов на хроматограмме; Σ – сумма таких величин для всех компонентов. При этом концентрации всех остальных каротиноидов (кроме определенной ранее по формуле (3) концентрации основного компонента) (с*(j)) рассчитывают по формуле:

(5)
$с{\text{*}}(j) = c{\text{*}}(i)\frac{{\alpha (j)}}{{a(i)}}.$

Оптимизацию геометрии β-каротина проводили по методу ММ2 в программе Chem3D пакета ChemOffice2016 (PerkinElmer, GB).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Исследование электронных спектров поглощения. Напряжения типа (а) на схеме 1 достаточны для искажения линейной формы полиеновой цепи изопреновых фрагментов до S-образной формы, что можно продемонстрировать структурой, энергия которой минимизирована в программе MM2 (рис. 1). Планарная центральная часть молекулы (между иононовыми кольцами) искажается в плоскости S-образно из-за стерических напряжений типа (а). Такая изогнутая структура в этой части сохраняется для всех каротиноидов. Однако два стерических напряжения типа (б) выводят двойные связи колец из полного сопряжения с полиеновой системой средней части. Это приводит к тому, что у β-каротина по сравнению с ликопином при одинаковой длине цепи сопряжения (по 11 С=С-связей) максимумы полос абсорбции смещены гипсохромно на 27 нм: длины волн для первых (по энергии) переходов электрона равны 478 и 505 нм для β-каротина и для ликопина соответственно [19], т.е. они различаются на 27 нм. Для 7,7′-ди-цис-ликопина гипсохромный сдвиг оказывается относительно небольшим – лишь около 9 нм, в то время как для 9,9'-ди-цис-ликопина он несколько больше – 12 нм [16]. В таком случае уменьшение длины волны для такого же (первого) перехода для проликопина (7,9,7',9'-тетра-цис-ликопина) на 41 нм объяснить трудно.

Рис. 1.

Структура β-каротина, определенная стерическими напряжениями типов (а) и (б).

Можно предположить, что в спектре проликопина имеется еще один малозаметный перегиб. Для подтверждения предположения о существовании еще одного (именно первого) перехода электрона провели разложение суммарного спектра на индивидуальные полосы. Разложение выполняли гауссовыми функциями в спектрах с измененными координатами – вместо шкалы длин волн (нм) использовали энергетическую шкалу (эВ). При этом для полностью транс-ликопина найдены пять первых полос переходов с длинами волн 503.8, 472.9, 445.5, 421.1 и 399.2 нм. Между полосами обнаружен одинаковый энергетический интервал 0.161 эВ, характерный для переходов на различные колебательные состояния возбужденного электронного состояния (рис. 2а). В случае проликопина длины волн пяти первых полос переходов 485.2, 464.7, 441.5, 420.6 и 401.5 нм (при одинаковом энергетическом интервале 0.140 эВ, рис. 2) включают переход, который практически невозможно обнаружить на спектре. Разность между длинами волн первых переходов для полностью транс-ликопина и проликопина составляет 18.6 нм, что уже не вызывает вопросов.

Рис. 2.

Разложение электронно-колебательных спектров поглощения ликопина (а) и проликопина (б) на составляющие.

Разделение и количественное определение каротиноидов разноцветных томатов. Экстракты томатов красной, розовой, оранжевой и желтой окраски исследовали методом обращенно-фазовой ВЭЖХ на традиционной “мономерной” С18-фазе (рис. 3). Каротиноиды идентифицировали по их электронным спектрам поглощения с учетом изменения хроматографической подвижности. При этом установлено, что ликопин удерживается существенно сильнее по сравнению с лютеином, что соответствует снижению липофильности аналитов при добавлении гидроксильных групп. Проликопин удерживается сильнее ликопина. На этот факт следует обратить особое внимание. Так, по литературным данным для транс-β-каротина и транс-ликопина и их моно цис-изомеров времена удерживания для “мономерных” обращенных С18-фаз возрастают в ряду [20]: tR(транс-ликопин) < tR(9-цис-ликопин) < tR(13-цис-ликопин) < < tR(15-цис-ликопин). Для объяснения такого порядка следует учесть, что удерживание транс-ликопина по нашим данным уменьшается при замене С18-фазы на фазу с меньшей длиной привитых алкильных групп (С8 и С4), что указывает на внедрение молекул внутрь привитой фазы. По предложенному ранее варианту строения привитой фазы [21] между алкильными группами привитой фазы могут свободно разместиться алкильные группы аналита нормального строения. Но молекулы большей длины по сравнению с толщиной привитой фазы должны сорбироваться либо горизонтально, либо под углом к поверхности основания, а длина молекулы ликопина примерно вдвое больше толщины привитого С18-слоя. В таком случае очевидно следующее. Во-первых, чем длиннее внедряемая (горизонтально по отношению к привитой фазе) молекула, тем меньше вероятность того, что пустоты между привитыми радикалами выстраиваются в линейный ряд. Погружение молекулы внутрь такой фазы связано с изменением конформации привитых радикалов для создания таких пустот, в таком случае выигрыш энергии при сорбции уменьшается, и время удерживания также должно уменьшиться. Во-вторых, возникающие при этом стерические напряжения внутри привитого слоя тем сильнее, чем ближе внедряемая молекула к месту крепления радикала к силикагелевой основе. В случае 15-цис-ликопина изгиб молекулы будет способствовать сорбции из-за удаления концов молекулы от силикагелевой основы (рис. 4), что объясняет усиление сорбции аналита. При переходе от 15-цис-ликопина к другим изомерам длина одной из частей молекулы (с полностью транс-связями) увеличивается, что соответствует относительно меньшему удерживанию.

Рис. 3.

Разделение каротиноидов плодов томатов красной (a), розовой (б), оранжевой (в) и желтой (г) окраски. Каротиноиды: 1 – лютеин, 2 – полностью транс-ликопин, 3 – проликопин, 4 – β-каротин, 5 – нейроспорин, 6 – пронейроспорин, 7 – ξ-каротин.

Рис. 4.

Упрощенная схема сорбции полностью транс-ликопина (а) и 15-цис-ликопина (б) на “мономерной” обращенной С18-фазе.

Рост времен удерживания в ряду ликопин – нейроспорин – ξ-каротин (табл. 1), как и дальнейший переход к фитофлуину, является следствием последовательного увеличения липофильности молекул при замене С=С-связи на две метиленовые группы.

Как следует из представленных хроматограмм, томаты красного цвета накапливают в качестве основных каротинов полностью транс-ликопин с цис-изомерами (около 90%) и β-каротин (немногим более 6%). В томате розового цвета найдены такие же каротины в несколько отличающемся соотношении. В томате желтого цвета на β-каротин приходится около половины от всех каротиноидов, и примерно треть от всех каротиноидов занимает ксантофилл – лютеин.

Наиболее сложным оказывается каротиноидный состав плодов томатов оранжевого цвета: при небольших долях лютеина, транс-ликопина, обычных простых цис-изомеров и β-каротина основной пик на хроматограмме представлен проликопином (45% от суммы каротиноидов), которому сопутствует группа каротинов, предшествующих проликопину с цепи биосинтеза [14]. То, что небольшому пику ξ-каротина на хроматограмме на рис. 3в соответствует значительная доля (22.4%) среди всех каротиноидов объясняется особенностью детектирования при 440 нм – в области с небольшим поглощением веществ с сильно гипсохромно смещенными полосами. На 3D хроматограмме (рис. 5) заметен и трудно отделяющийся от β-каротина пик фитофлуина (8), который невозможно обнаружить при обычных длинах волн, используемых при записи хроматограмм каротиноидов. Таким образом, использование площадей пиков без поправочных коэффициентов может привести к очень большим погрешностям в определении долей каротиноидов в сложной смеси, поэтому предложенный способ расчета по уравнению (3) для контроля состава каротиноидов следует считать обязательным.

Рис. 5.

3D хроматограмма каротиноидов плодов томатов оранжевой окраски.

Для определения уровня накопления каротиноидов в сложных смесях можно предложить подход, комбинирующий спектрофотометрический и хроматографический методы. По предлагаемому методу следует записать электронный спектр смеси каротиноидов и определить оптическую плотность при длине волны, рекомендуемой для определения основного компонента – обычно это второй (по энергии) максимум в спектрах индивидуальных каротиноидов, например 472 нм для ликопина. Затем записать хроматограмму с детектированием при той же длине волны и выполнить расчеты как указано в “Экспериментальной части”.

Список литературы

  1. Корнеева А.В. Лютеин-зеаксантиновый комплекс: выбор офтальмологов // Российский медицинский журн. Клиническая офтальмология. 2019. Т. 19. С. 54.

  2. Tan B.L., Norhaizan M.E. Carotenoids: How effective are they to prevent age-related diseases? // Molecules. 2019. V. 24. P. 1801.

  3. Olaizola M. Ch. 13. The production and health benefits of astaxanthin / Marine Nutraceuticals and Functional Foods. 1st. Ed. / Eds. Barrow C., Shahidi F. Boca Raton, London, N.Y.: CRC Press, Taylor & Francis Group, 2007. P. 322.

  4. Davinelli S., Nielsen M.E., Scapagnini G. Astaxanthin in skin health, repair, and disease: A comprehensive review // Nutrition. 2018. V. 10. P. 522.

  5. Story E.N., Kopec R.E., Schwartz S.J., Harris G.K. An update on the health effects of tomato lycopene // Ann. Rev. Food Sci. Technol. 2010. V. 1. P. 189.

  6. Clinton S.K. Lycopene: Chemistry, biology, and implications for human health and disease // Nutr. Rev. 1998. V. 56. № 2. P. 35.

  7. Белокурова Е.С., Панкина И.А. Сравнительный анализ концентрированных томатопродуктов на содержание каротиноидов // Техника и технология пищевых производств. 2018. Т. 48. № 2. С. 162.

  8. Burri B.J., Chapman M.H., Neidlinger T.R., Seo J.S., Ishida B.K. Tangerine tomatoes increase total and tetra-cis-lycopene isomer concentrations more than red tomatoes in healthy adult humans // Int. J. Food Sci. Nutr. 2009. V. 60(S1). P. 1.

  9. Unlu N.Z., Bohn T., Francis D. Clinton S.K., Scwartz S.J. Carotenoid absorption in humans consuming tomato sauces obtained from tangerine or high-β-carotene varieties of tomatoes // J. Agric. Food Chem. 2007. V. 55. P. 1597.

  10. Zechmeister L., Lerosen A.L., Went F.W., Pauling L. Prolycopene, a naturally occurring stereoisomer of lycopene // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1941. V. 27. P. 468.

  11. Clough J.M., Pattenden G. Stereochemical assignment of prolycopene and other poly-Z-Isomeric carotenoids in fruits of the tangerine tomato Lycopersicon esculentum var. “Tangella” // J. Chem. Soc. Perkin Trans. I. 1983. P. 3011.

  12. Johjima T. Determination of cis and trans carotenes of tangerine and yellowish tangerine tomatoes by micro-thin-layer chromatography // J. Japan. Soc. Hort. Sci. 1993. V. 62. P. 567.

  13. Daood H.G., Bencze G., Palotás G, Pék Z., Sidikov A., Helyes L. HPLC analysis of carotenoids from tomatoes using cross-linked C18 column and MS detection // J. Chromatogr. Sci. 2014. V. 52. P. 985.

  14. Isaacson T., Ohad I., Beyer P., Hirschberg J. Analysis in vitro of the enzyme CRTISO establishes a poly-cis-carotenoid biosynthesis pathway in plants // Plant Physiol. 2004. V. 136. P. 4246.

  15. Yoo H.J., Park W.J., Lee G.-M., Oh C.-S., Yeam I., Won D.-C., Kim C.K., Lee J.M. Inferring the genetic determinants of fruit colors in tomato by carotenoid profiling // Molecules. 2017. V. 22. P. 764.

  16. Hengartner U., Bernhard K., Meyer K., Englert G., Glinz E. Synthesis, isolation, and NMR-spectroscopic characterization of fourteen (Z)-isomers of lycopene and of some acetylenic didehydro- and tetradehydrolycopenes // Helv. Chim. Acta. 1992. V. 75. P. 1848.

  17. Hirota S., Watanabe K., Arinobu T., Tsuyuki H. Relationship of carotene and xanthophyll production in tomato strains and their progeins // Food Sci. Technol. Int. 1996. V. 2. P. 150.

  18. Takehara M., Nishimura M., Kuwa T., Inoue Y., Kitamura C., Kumagai T., Honda M. Characterization and thermal isomerization of (all-E)-lycopene // J. Agric. Food Chem. 2014. V. 62. P. 264.

  19. Amorim A.G.N., Souza J.M.T., Santos R.C., Gullón B., Oliveira A., Santos L.F.A., Virgino A.L.E., Mafud A.C., Petrilli H.M., Mascarenhas Y.P., Delerue-Matos C., Pintado M.E., Leite J.R.S.A. HPLC-DAD, ESI–MS/MS, and NMR of lycopene isolated from P. guajava L. and its biotechnological applications // Eur. J. Lipid Sci. Technol. 2018. V. 120. № 3. Article 1700330.

  20. Stah W., Sundquist A.R., Hanusch M., Schwarz W., Sies H. Separation of 13-carotene and lycopene geometrical isomers in biological samples // Clin. Chem. 1993. V. 39. P. 810.

  21. Дейнека В.И., Нгуен Ань Ван, Дейнека Л.А. Модель привитой обращенной фазы на основе силикагеля // Журн. физ. химии. 2019. Т. 93. № 12. С. 1860.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Журнал аналитической химии

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал