1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии
  4. T. 36, № 4, 2019

Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии, 2019, T. 36, № 4, стр. 231-241

Таксономические особенности механизмов специфического транспорта Са2+ в митохондриях

М. В. Дубинин a, *, К. Н. Белослудцев a, b

a Марийский государственный университет,
424000 Республика Марий Эл, Йошкар-Ола, пл. Ленина, 1, Россия

b Институт теоретической и экспериментальной биофизики РАН,
192290 Пущино, Институтская, 3, Россия

* E-mail: dubinin1989@gmail.com

Поступила в редакцию 20.02.2019
После доработки 19.03.2019
Принята к публикации 22.03.2019

Полный текст (PDF)

Аннотация

Митохондрии играют важнейшую роль в регуляции гомеостаза внутриклеточного Са2+ у эукариот. Прогресс в развитии молекулярно-генетических методов исследования живых систем позволил идентифицировать структуры, обеспечивающие специфический транспорт Сa2+ в митохондриях, среди которых Са2+-унипортер (MCU), Na+/Ca2+-обменник (NCLX) и Са2+/H+-антипортер (Letm1). Исследование архитектуры и функционирования этих систем на разных уровнях организации живых организмов может дать представление о возникновении и эволюции систем Са2+ гомеостаза, а также выявить общие механизмы регуляции и управления этими системами в норме и патологии. В настоящем обзоре рассмотрены таксономические особенности строения и функционирования специфических систем транспорта кальция в митохондриях эукариот, а также приведены свидетельства существования гомологичных структур у прокариотических организмов.

Ключевые слова: митохондрии, транспорт Са2+, Са2+-унипортер, Na+/Ca2+-обменник, эволюционная биохимия

ВВЕДЕНИЕ

Начало XXI века ознаменовалось важными открытиями в области митохондриологии и клеточной биологии, связанными с регуляцией кальциевого гомеостаза в норме и патологии. Прежде всего, они связаны с выяснением молекулярной структуры и параметров функционирования основных систем специфического транспорта Са2+, осуществляющих вход и выход Са2+ из митохондрий. Одним из первых еще в 2009 году был идентифицирован Са2+/Н+-обменник (Letm1) [1], год спустя ‒ Na+/Ca2+-обменник (NCLX) [2], опосредующий обмен Са2+ на Na+ в митохондриях возбудимых тканей, а также MICU1 (mitochondrial сalcium uptake 1), один из регуляторов входа Са2+ в эти органеллы [3]. В 2011 году была идентифицирована собственно канальная субъединица Са2+-унипортера (MCU – mitochondrial calcium uniporter) – белок, осуществляющий вход ионов Са2+ в митохондрии и проявляющий чувствительность к рутению красному [4]. В последующие 2 года были идентифицированы и охарактеризованы еще несколько регуляторов входа Са2+ в митохондрии: MCUb, MICU2, MCUR1, EMRE, SLC25A23 [5–9]. Все эти открытия позволили установить, что за транспорт Са2+ в митохондриях ответственен целый ряд структур, архитектура и параметры функционирования которых зависят от типа ткани, а также от внешних и внутренних факторов (табл. 1). Стоит отметить, что наряду со специфическими механизмами транспорта Са2+ в митохондриях в настоящее время широко изучается структура и функционирование неспецифических Са2+-зависимых систем выхода ионов Са2+ из этих органелл – митохондриальных пор, о функционировании которых опубликовано множество замечательных обзоров [10, 11].

Таблица 1.  

Компоненты системы специфического транспорта кальция в митохондриях

Название M Функция Ссылка
Са2+-унипортер
MCU (C10ORF42; CDC109A) 40 Каналообразующая субъединица унипортера. Подавление экспрессии MCU снижает эффективность поглощения Са2+ митохондриями; Сверхэкспрессия, напротив, значительно усиливает эффективность поглощения Ca2+ [4]
MCUb (CCDC109B) 33 Паралог MCU. Не проявляет канальной активности. Отношение MCU/MCUb в разных тканях является одним из важных механизмов регулирования транспорта Са2+ в митохондриях [5]
MICU1 (CBARA1; EFHA3) 54 Часть воротного механизма Са2+-унипортера, в состоянии покоя (при низкой концентрации внутриклеточного Са2+) закрывает канал. Нокаут приводит к увеличению концентрации митохондрильного Са2+ и повышает чувствительность к открытию MPT-поры [3]
MICU2 (EFHA1) 45 Образует гетеродимер с MICU1, формируя активный воротный механизм унипортера [6]
MICU3 (EFHA2) 55 Позитивный регулятор транспорта Са2+, образует димеры с MICU1, но не MICU2. Показано, что экспрессия в клетках линии HeLa, где он обычно не экспрессируется, вызывает значительное увеличение скорости поглощения Са2+ [70]
MCUR1 (C6ORF79; CDC90A) 40 Предполагается, что ответственен за взаимодействие MCU и EMRE. В митохондриях мышей с нокаутом MCUR1 наблюдалось уменьшение количества собранных комплексов кальциевого унипортера и снижение скорости транспорта Ca2+ в митохондрии [7]
EMRE (C22ORF32; SMDT1) 10 Обеспечивает взаимодействие димера MICU1-MICU2 cMCU. Нокаут полностью устраняет возможность митохондрий транспортировать ионы Са2+ даже при сверхэкспрессии MCU [8]
Системы выхода кальция
NCLX (SLC8B1) 60 Способствует выбросу Са2+ из матрикса в обмен на ионы Na+ или Li+. Нокаут вызывает летальность эмбрионов в течение первых дней после нокаута, что связано с увеличенным содержанием Са2+ в митохондриях и индукцией MPT-поры [2]
Letm1 (SLC55A1) 70 Предполагается, что в зависимости от условий может транспортировать Са2+ как в митохондрии, так и из них. Молекулярный механизм работы не установлен [64]

В большинстве исследований, посвященных изучению молекулярных структур, ответственных за специфический транспорт Са2+ в митохондриях, в качестве лабораторных животных использовались в основном млекопитающие или другие модельные животные. Между тем, необходимо отметить, что транспорт Са2+ в митохондриях обнаружен у представителей практически всех таксономических групп эукариотических организмов (табл. 2). Это подтверждает и анализ современных баз данных (Pubmed, Pfam, Uniprot, и другие), в которых, по крайней мере на уровне генов, можно попытаться понять закономерности появления или исчезновения тех или иных структур митохондриальных систем входа и выхода ионов Са2+ в различных таксонах. При этом функционирование Са2+-транспортирующих систем митохондрий различается не только между таксонами, но зачастую даже в пределах одного класса живых эукариотических организмов. В настоящем обзоре мы сделали попытку систематизировать данные как о структурных, так и о функциональных особенностях систем специфического транспорта Са2+ в митохондриях различных таксономических групп эукариот, а также выявить предполагаемые гомологичные структуры у прокариотических организмов.

Таблица 2.  

Таксономические особенности структуры и функционирования специфических систем транспорта кальция в митохондриях разных классов эукариот

Вид Механизм входа Са2+ Субъединицы кальциевого унипортера Механизм выхода Са2+ Ссылки
MCU MCUb MICU EMRE NCLX Letm1  
1. Грибы
1.1. Хитридиомицеты
Spizellomyces punctatus ? + – + – – + [12, 71]
1.2. Сордариомицеты
Neurospora crassa + +* – – – – +* [12, 72]
1.3. Сахаромицеты
Saccharomyces cerevisiae –# – – – – – +* [8, 12, 73–75]
2. Растения
2.1. Хлорофициевые
Chlamydomonas reinhardtii ? + – + – – + [12, 76]
2.2. Однодольные
Zea mays + +* – +* – – +* [12, 77]
2.3. Двудольные
Arabidopsis thaliana + +* – +* – – +* [8, 12, 68, 73, 78]
3. Простейшие
3.1. Слизевики
Dictyostelium discoideum + +* – + – – + [12, 54, 79]
3.2. Кинетопластиды
Leishmania braziliensis + + + + – – +* [8, 12, 33, 80]
Trypanosoma cruzi + +* + + – – +* [8, 12, 80, 81]
4. Животные
4.1. Хромадореи
Caenorhabditis elegans + +* – +* +* – +* [12, 82]
4.2. Брюхоногие
Pomacea canaliculata ? + – + – – + [83]
4.3. Максиллоподы
Eurytemora affinis ? + ? + ? ? + [84]
4.4. Насекомые
Drosophila melanogaster + +* – +* +* +* +* [12, 23, 24, 85, 86]
4.5. Лучепёрые рыбы
Danio rerio + +* + +* +* +* +* [12, 16, 87–90]
4.6. Амфибии
Xenopus tropicalis + +* +* +* +* +* +* [12, 73, 91, 92]
4.7. Рептилии
Anolis carolinensis ? +* +* +* +* +* +* [93]
4.8. Птицы
Gallus gallus + +* +* +* +* +* +* [8, 12, 14, 73, 94, 95]
Columba livia + + * +* +* +* +* +* [20, 96]
4.9. Млекопитающие
Mus musculus + +* +* +* +* +* +* [2, 4, 5, 8, 14, 97]
Homo sapiens + +* +* +* +* +* +* [2, 4, 5, 8, 97, 98]

Примечание. В таблице отмечено наличие (+) или отсутствие (–) механизма кальциевого унипорта, основных субъединиц кальциевого унипортера, а также механизма специфического выброса Са2+. Использованы открытые базы данных нуклеотидных последовательностей (GenBank) и белков (Uniprot, PDB). * ‒ Известна аминокислотная последовательность белка. # ‒ Транспорт кальция возможен только в присутствии Са2+-ионофора. ? – Данные отсутствуют.

ТАКСОНОМИЧЕСКИЕ ОСОБЕННОСТИ Са2+-УНИПОРТА В МИТОХОНДРИЯХ

Согласно современным представлениям, митохондриальный Са2+-унипортер млекопитающих представляет из себя комплекс белков, сформированный из мембранных порообразующих компонентов (MCU, MCUb) и связанных с MCU регуляторов – MICU1,2, EMRE, MCUR1 и др. (табл. 1). Вместе с тем, по-видимому, лишь MCU и MICU1 являются основными компонентами митохондриального транспорта Са2+, поскольку только они присутствуют во всех основных эволюционных ветвях эукариот, у которых обнаружено поглощение Са2+ митохондриями (табл. 2) [12]. В целом, для всех хордовых характерна схожая структура унипортера [13]. Как указано выше, транспорт кальция наиболее изучен у млекопитающих, что обусловлено важностью регуляции кальциевого гомеостаза в клетке как в норме, так и при патологических процессах. Давно известно, что митохондрии разных хордовых (млекопитающих, птиц, рептилий и рыб) способны с высокой аффинностью транспортировать Са2+ в матрикс [14–17]. Процесс поглощения Са2+ через Са2+-унипортер происходит по градиенту электрохимического потенциала, который может генерироваться как при окислении субстратов дыхания, так и активации ATP-азной активности митохондрий. Селективным неконкурентным ингибитором Са2+-унипортера является рутений красный, а также его производное – Ru360. Кроме этого, поглощение Са2+ подавляется лантаноидами, Mg2+ и другими двухвалентными металлами, а также ATP (подробнее в обзорах [18, 19]). Стоит отметить, что скорость транспорта иона может сильно варьировать даже в пределах одного класса. Так, скорость поглощения Са2+ митохондриями печени голубей значительно ниже, чем митохондриями курицы [20]. Подобная картина наблюдается и у низших позвоночных, например, рептилий [14], что может быть связано с более низким уровнем метаболической активности. Кроме того, известно, что у гибернирующих млекопитающих происходит подавление транспорта кальция и других ионов [21]. Можно предположить, что такие различия могут быть связаны как с подавлением окислительного метаболизма, так и с изменениями в соотношении канальных и регуляторных субъединиц унипортера. Однако о подобных исследованиях на настоящий момент ничего не известно.

Данные о транспорте ионов Са2+ у многих групп беспозвоночных животных носят достаточно разрозненный характер. Согласно [14] митохондрии членистоногих, в частности насекомых (Phormia regina), не способны аккумулировать Са2+, в то же время показано [22, 30], что митохондрии цикад Magicicada septendecim способны с высокой аффинностью транспортировать Са2+. Наиболее подробно механизм транспорта кальция исследован в митохондриях Drosophila melanogaster. Показано, что для митохондрий этих насекомых характерен механизм высокоаффинного транспорта Са2+, который, как и у хордовых, проявляет чувствительность к рутению красному [23, 31]. При этом стоит отметить, что помимо MCU, митохондрии D. melanogaster содержат также регуляторные субъединицы EMRE [24, 32] и MICU1 [25, 33], но не MCUb. Способность к энергозависимому транспорту кальция обнаружена также у ракообразных (Lepidophthalmus louisianensis и Artemia franciscana) [26, 27, 34, 35]. При этом гены, кодирующие MCUb и EMRE, отсутствуют у многих членистоногих и нематод [28, 36].

Митохондрии низших эукариот, в частности простейших (кинетопластиды Trypanosoma cruzi, Leishmania mexicana, L. agamae, L. donovani, Crithidia fasciculata, T. brucei и Herpetomonas sp.), подобно митохондриям животных способны к электрогенному поглощению Са2+, который чувствителен к рутению красному и обладает низкой аффинностью [29‒32]. В митохондриях L. braziliensis также выявлен низкоаффинный энергозависимый механизм транспорта кальция, проявляющий чувствительность к FCCP [33]. Помимо кинетопластид гомологи MCU найдены у амебофлагеллят (Naegleria gruberi), оомицетов (Phytophthora infestans) и инфузорий (Tetrahymena thermophila). Показано, что MCU T. cruzi представляет собой белок массой 30 кДа. У T. cruzi найдены также регуляторные субъединицы MCUb, MICU1 и MICU2, но не EMRE [34]. Кроме того, обнаружены уникальные субъединицы, названные MCUc и MCUd, характерные только для трипаносоматид [35]. Интересно, что митохондрии T. cruzi с нокаутом гена, кодирующего MCU, были неспособны поглощать Ca2+. Нокаут MCUb приводил к аналогичному эффекту, с другой стороны, сверхэкспрессия MCUb в клетке T. cruzi активировала кальциевый транспорт в митохондриях [36]. Стоит отметить, что гомологи MCU не найдены в других основных линиях простейших, включая споровиков (Plasmodium spp., Toxoplasma gondii, Cryptosporidium spp., Eimeria spp.) и других эукариот имеющих митосомы (Giardia intestinalis, Trichomonas vaginalis, Entamoeba hystolitica) [12].

В митохондриях грибов Yarrowia lipolytica и Saccharomyces cerevisiae отсутствует механизм поглощения кальция, чувствительного к рутению красному [37, 38]. Это согласуется с данными об отсутствии MCU у дрожжевых грибов [12]. В то же время, в митохондриях дрожжей Endomyces magnusii и Dipodascus magnusii имеются другие механизмы транспорта Ca2+, активируемые рутением красным [38‒40]. При этом гомологи MCU и MICU обнаружены во многих грибах, включая многие базидиомицеты и раннее ответвление хитридиомицетов (Allomyces macrogynus) [12].

Способность митохондрий растений, в частности кукурузы, поглощать ионы кальция впервые обнаружена более 50 лет назад [41]. Однако дальнейшие исследования выявили противоречивую картину. Митохондрии, выделенные из большинства растений, были способны поглощать добавленный кальций [42, 43], другие, например овес, такой способностью не обладали [44, 45]. Транспорт кальция в митохондрии растений требует энергизации органелл и подавляется в присутствии ингибиторов дыхательной цепи, таких как антимицин A, KCN, и NaN3 [42]. Поглощение Ca2+ в митохондриях растений может быть опосредовано низкоаффинным энергозависимым Pi-зависимым симпортом, который характеризуется низкой или вовсе отсутствующей чувствительностью к рутению красному и лантаноидам [40, 43, 46, 47], или же обусловлен унипортом Са2+ [48]. Показано, что циклоспорин А ингибирует транспорт Ca2+ в митохондриях Citrus sinensis [49], что, возможно, связано с влиянием на MPT-пору.

В геномах нескольких видов растений были идентифицированы гомологи MCU [50, 51]. В геноме Arabidopsis обнаружено шесть генов гомологов MCU животных, ряд из которых, как предполагается, ассоциированы с хлоропластами [12]. К настоящему времени охарактеризованы лишь два гомолога (AtMCU1 и AtMCU2) [52, 53], локализованных в митохондриях, которые, как предполагается, являются канальными субъединицами. У этих растений в случае отсутствия или, наоборот, сверхэкспрессии AtMCU1 наблюдается угнетение роста корня на фоне изменения ультраструктуры митохондрий [52]. Установлено, что нокаут AtMCU2 приводит к нарушению прорастания пыльцевых зерен у растений этого вида [53]. Кроме того, в митохондриях растений в зависимости от вида обнаружены один или два гомолога MICU, а также MCUR1 [54]. Показано, что Arabidopsis имеет только один ген MICU, и нокаут этого гена существенно влияет на динамику Са2+ в митохондриях [55]. Роль MCUR1 в транспорте кальция в митохондриях растений является предметом дискуссии, этот белок также рассматривается как фактор сборки цитохромоксидазы [56, 57]. Недавно показано, что один из гомологов MCU A. thaliana, а именно MCU1, способен формировать Ca2+-селективные каналы при встраивании в бислойные липидные мембраны, которые ингибируются рутением красным и Gd3+ [52]. При этом в митохондриях A. thaliana MICU представляет собой функциональный гомолог MICU2 митохондрий млекопитающих, который ингибирует MCU1 [52, 54]. Установлено, что как нокаут, так и сверхэкспрессия MCU1 в A. thaliana приводит к изменению ультраструктуры митохондрий клеток корня (MCU1 экспрессируется именно в корнях растений) и угнетает рост этого органа [52].

Недавно в митохондриях растений обнаружили глутамат-зависимые каналы GLR3.5, способные транспортировать Са2+. Растения A. thaliana, в которых этот переносчик был генетически инактивирован, отличались низкой эффективностью поглощения кальция [58]. В то же время отсутствуют прямые доказательства участия этого белка в транспорте кальция митохондриями. Предполагается, что в митохондриях растений GLR3.5 может функционировать подобно глутаматным NMDA-рецепторам, локализованным в митохондриях нейронов млекопитающих и способным переносить Ca2+ [59].

Стоит отметить, что наличие предполагаемых гомологов канальной субъединицы унипортера (MCU) предсказано также для ряда прокариотических организмов. Так, представители бактероидов/хлоробий (Prevotella oris, Chlorobium phaeobacteroides и Cytophaga hutchinsonii) содержат предполагаемые гомологи MCU. Более того, предсказано, что C. hutchinsonii имеет аналогичную эукариотам организацию домена и наличие основных субъединиц, необходимых для транспорта кальция [12]. Данные последних исследований показывают, что MCU эукариот гомологичны Mg2+-переносчикам прокариот [60]. Стоит, однако, отметить отсутствие на сегодняшний день сведений об изучении функциональной активности Сa2+-селективных каналов у прокариот.

Таким образом, несмотря на то, что практически у всех эукариотических организмов обнаружено поглощение Са2+ митохондриями, этот процесс очень сильно отличается в зависимости от вида живых организмов (табл. 2). Гомологичные унипортеру структуры выявлены в мембранах ряда прокариот. Можно предположить, что подобные организмы могли выступать в качестве эндосимбионтов первых эукариот. У большинства растений, ряда простейших и некоторых низших животных кальциевый унипортер представлен не только канальной субъединицей MCU, но и регуляторной MICU. Лишь у высокоразвитых кинетопластид появляется паралог MCU – MCUb, играющий важную регуляторную роль в транспорте ионов Са2+ в митохондриях [5]. Это, по всей видимости, обуславливает схожесть параметров транспорта Са2+ митохондриями кинетопластид и животных [29‒32]. Для митохондрий животных характерно наличие полного набора субъединиц кальциевого унипортера, включая EMRE и MCUR1, которые формируют и поддерживают функционирование единого комплекса унипортера (MCUC ‒ mitochondrial calcium uniporter complex), обеспечивающего высокоэффективный селективный транспорт кальция в органеллы [28]. При этом считается, что соотношение различных субъединиц друг к другу (прежде всего MCU/MCUb, MCU/MiCU1 и MiCU1/MiCU2) определяет кинетические параметры транспорта Са2+ в органеллах разных тканей [28].

Отдельного внимания заслуживает система транспорта кальция в митохондриях грибов. Наиболее древние ветви этих организмов, в частности, хитридиомицеты, также содержат канальную субъединицу MCU и регуляторную MICU [12]. Однако в ходе эволюции у филогенетически молодых ветвей (аскомицет и базидиомицет) MICU исчезает, а у сахаромицетов и вовсе происходит полная элиминация структуры кальциевого унипортера [12], что, по всей видимости, связано с утратой значения кальциевого транспорта.

ТАКСОНОМИЧЕСКИЕ ОСОБЕННОСТИ МЕХАНИЗМОВ СПЕЦИФИЧЕСКОГО ВЫБРОСА Са2+ ИЗ МИТОХОНДРИЙ

Митохондрии, как известно, способны не только поглощать, но и выбрасывать Са2+. Баланс в работе митохондриальных систем входа и выхода кальция, обеспечиваемый слаженной работой этих систем, необходим для поддержания внутриклеточного кальциевого гомеостаза. Считается, что выброс Са2+ в митохондриях млекопитающих обеспечивается двумя системами – Na+-зависимым и Na+-независимым выходом, осуществляющими обмен Са2+ на Na+ и H+ соответственно. Показано, что эти системы обеспечивают медленный выброс кальция из органелл – скорость транспорта ионов через них значительно уступает скорости поглощения кальция через кальциевый унипортер [61, 62].

Переносчик, ответственный за Na+/Ca2+-обмен (60 кДа), был идентифицирован в 2010 году как антипортер внутренней мембраны митохондрий, способный выбрасывать ион Са2+ в обмен на ионы Na+ или Li+ (NCLX ‒ Na+/Li+/Ca2+ exchanger) [2]. Он принадлежит к суперсемейству Ca2+/катион+-антипортеров, которые обеспечивают обмен ионов Са2+ на какой-либо одновалентный катион (Na+, Li+, K+ или H+) [63]. В отличие от Na+-зависимого пути выброса ионов Са2+ из митохондрий не существует единого мнения о структуре, ответственной за Na+-независимый выброс иона. Роль Ca2+/H+-обменника, как полагают, может выполнять Letm1 [64]. Таким образом, предполагается, что этот белок в зависимости от условий может транспортировать Са2+ как в митохондрии, так и из них.

Как видно из табл. 2, система выброса Са2+ из митохондрий обнаружена у многих классов позвоночных, причем это касается как Na+-зависимого, так и Na+-независимого механизмов. Наличие механизма выхода кальция, подобного NCLX млекопитающих, показана в митохондриях D. melanogaster [23].

У кинетопластов (T. cruzi) обнаружен Na+-независимый механизм Ca2+/H+-обмена [32]. Это согласуется с данными филогенетического анализа, свидетельствующими об отсутствии ортологов NCLX у ранних эукариот [65] (табл. 2).

Установлено, что геном Arabidopsis кодирует пять гомологичных белков, которые относятся к Са2+/катион+-обменникам [66]. Предполагается, что эти белки играют роль в клеточных сигнальных путях, не связанных с митохондриями. Выход Ca2+ из митохондрий растений может быть обусловлен Na+-независимым механизмом Ca2+/H+-обмена [67]. Геном Arabidopsis содержит два гена, гомологичных LETM1. При этом растения с генетическим нокаутом этих двух генов были нежизнеспособными [68]. Частичный нокдаун LETM в линии letm1-1–/– LETM2-1+/– не влиял на морфологию митохондрий, но снижал эффективность транспорта белков в органеллах [68]. Подобный эффект обнаружен также у дрожжей, для которых характерно отсутствие LETM1 [69].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Исследования последних 10 лет, связанные с идентификацией структур, ответственных за транспорт ионов Са2+ в митохондриях, позволили переосмыслить накопленные за 60-летнюю историю вопроса данные и понять, что лежит в основе способности митохондрий тех или иных организмов транспортировать ионы Са2+. В настоящем обзоре мы попытались обобщить имеющиеся данные. Можно отметить, что в филогенезе шло постепенное усложнение структуры митохондриального Са2+-унипортера. Начав с двух субъединиц, митохондриальный кальциевый унипортер “обвешивался” дополнительными белками, достигнув “совершенства” у позвоночных животных, комплекс унипортера у которых насчитывает в настоящее время семь субъединиц. Одна из основных причин формирования такой структуры кроется, вероятно, в совершенствовании и усложнении внутриклеточных сигнальных систем позвоночных животных и роли ионов Са2+ в этих системах. О потребности в механизмах тонкой настройки регулирования концентрации Са2+ в клетке может свидетельствовать и появление лишь у сложноорганизованных животных системы Na+/Ca2+-обменника. Действительно, данные многочисленных исследований свидетельствуют о важности механизмов транспорта Са2+ митохондриями в регуляции гомеостаза внутриклеточного Са2+ у позвоночных животных. Вместе с тем эволюция некоторых отделов грибов шла по линии упрощения структуры, приведя к полному исчезновению структур, ответственных за транспорт Са2+ у дрожжей.

Несмотря на то, что структура кальциевого унипортера установлена, осталось еще много не выясненных вопросов, включая определение архитектуры митохондриальных Са2+-транспортирующих белков у организмов различных таксономических групп. Кроме того, не менее важным остается вопрос о механизмах регуляции и управления этими системами у организмов, способных переносить неблагоприятные условия. Возможно, эти данные могут способствовать разработке стратегий борьбы с некоторыми заболеваниями человека.

Работа выполнена при финансовой поддержке РНФ (№18-75-00011 (глава 1)), РФФИ (№18-315-20011) и Министерства образования и науки РФ (госзадание №6.5170.2017/8.9).

Список литературы

  1. Jiang D., Zhao L., Clapham D.E. 2009. Genome-wide RNAi screen identifies Letm1 as a mitochondrial Ca2+/H+ antiporter. Science. 326, 144–147.

  2. Palty R., Silverman W.F., Hershfinkel M., Caporale T., Sensi S.L., Parnis J., Nolte C., Fishman D., Shoshan-Barmatz V., Herrmann S., Khananshvili D., Sekler I. 2010. NCLX is an essential component of mitochondrial Na+/Ca2+ exchange. Proc. Natl. Acad Sci. USA. 107, 436–441.

  3. Perocchi F., Gohil V.M., Girgis H.S., Bao X.R., McCombs J.E., Palmer A.E., Mootha V.K. 2010. MICU1 encodes a mitochondrial EF hand protein required for Ca2+ uptake. Nature. 467, 291–296.

  4. De Stefani D., Raffaello A., Teardo E., Szabo I., Rizzuto R. 2011. A forty-kilodalton protein of the inner membrane is the mitochondrial calcium uniporter. Nature. 476, 336–340.

  5. Raffaello A., De Stefani D., Sabbadin D., Teardo E., Merli G., Picard A., Checchetto V., Moro S., Szabo I., Rizzuto R. 2013.The mitochondrial calcium uniporter is a multimer that can include a dominant-negative pore-forming subunit. EMBO J. 32, 2362–2376.

  6. Plovanich M., Bogorad R.L., Sancak Y., Kamer K.J., Strittmatter L., Li A.A., Girgis H.S., Kuchimanchi S., De Groot J., Speciner L., Taneja N., Oshea J., Koteliansky V., Mootha V.K. 2013. MICU2, a paralog of MICU1, resides within the mitochondrial uniporter complex to regulate calcium handling. PLoS ONE. 8, e55785.

  7. Mallilankaraman K., Cardenas C., Doonan P.J., Chandramoorthy H.C., Irrinki K.M., Golenar T., Csordas G., Madireddi P., Yang J., Müller M., Miller R., Kolesar J.E., Molgo J., Kaufman B., Hajnoczky G., Foskett J.K., Madesh M. 2012. MCUR1 is an essential component of mitochondrial Ca2+ uptake that regulates cellular metabolism. Nat. Cell Biol. 14, 1336–1343.

  8. Sancak Y., Markhard A.L., Kitami T., Kovacs-Bogdan E., Kame K.J., Udeshi N.D., Carr S.A., Chaudhuri D., Clapham D.E., Li A.A., Calvo S.E., Goldberger O., Mootha V.K. 2013. EMRE is an essential component of the mitochondrial calcium uniporter complex. Science. 342, 1379‒1382.

  9. Hoffman N.E., Chandramoorthy H.C., Shanmughapriya S., Zhang X.Q., Vallem S., Doonan P.J., Malliankaraman K., Guo S., Rajan S., Elrod J.W., Koch W.J., Cheung J.Y., Madesh M. 2014. SLC25A23 augments mitochondrial Ca2+ uptake, interacts with MCU, and induces oxidative stress-mediated cell death. Mol. Biol. Cell. 25, 936–947.

  10. Halestrap A.P., Richardson A.P. 2015. The mitochondrial permeability transition: a current perspective on its identity and role in ischaemia/reperfusion injury. J. Mol. Cell Cardiol. 78, 129‒141.

  11. Briston T., Selwood D.L., Szabadkai G., Duchen M.R. 2019. Mitochondrial permeability transition: a molecular lesion with multiple drug targets. Trends Pharmacol. Sci. 40, 50‒70.

  12. Bick A.G., Calvo S.E., Mootha V.K. 2012. Evolutionary diversity of the mitochondrial calcium uniporter. Science. 336, 886.

  13. Marchi S., Pinton P. 2014. The mitochondrial calcium uniporter complex: molecular components, structure and physiopathological implications. J. Physiol. 592, 829‒839.

  14. Carafoli E., Lehninger A.L. 1971. A survey of the interaction of calcium ions with mitochondria from different tissues and species. Biochem. J. 122, 681–690.

  15. Toninello A., Salvi M., Colombo L. 2000. The membrane permeability transition in liver mitochondria of the great green goby Zosterisessor ophiocephalus (Pallas). J. Exp. Biol. 203, 3425‒3434.

  16. Azzolin L., Basso E., Argenton F., Bernardi P. 2010. Mitochondrial Ca2+ transport and permeability transition in zebrafish (Danio rerio). Biochim. Biophys. Acta. 1797, 1775‒1779.

  17. Vedernikov A.A., Dubinin M.V., Zabiakin V.A., Samartsev V.N. 2015. Ca2+-dependent nonspecific permeability of the inner membrane of liver mitochondria in the guinea fowl (Numida meleagris). J. Bioenerg. Biomembr. 47, 235‒242.

  18. Дерябина Ю.И., Исакова Е.П., Звягильская Р.А. 2004. Ca2+-транспортирующие системы митохондрий: свойства, регуляция, таксономические особенности. Биохимия. 69 (1), 114‒127.

  19. De Stefani D., Rizzuto R., Pozzan T. 2016. Enjoy the trip: calcium in mitochondria back and forth. Annu. Rev. Biochem. 85, 161‒192.

  20. Дубинин М.В., Ведерников А.А., Хорошавина Е.И., Адакеева С.И., Самарцев В.Н. 2015. Индукция кальций-зависимой неспецифической проницаемости внутренней мембраны в митохондриях печени млекопитающих и птиц: сравнительное исследование. Биол. мембраны. 32 (5-6), 328‒337.

  21. Brustovetsky N.N., Egorova M.V., Grishina E.V., Mayevsky E.I. 1992. Analysis of the causes of the suppression of oxidative phosphorylation and energy-dependent cationic transport into liver mitochondria of hibernating gophers, Citellus undulatus. Comp. Biochem. Physiol. B. 103, 755‒758.

  22. Hansford R.G. 1971. Some properties of mitochondria isolated from the flight muscle of the periodical cicada, Magicicada septendecim. Biochem. J. 121, 771‒780.

  23. von Stockum S., Basso E., Petronilli V., Sabatelli P., Forte M.A., Bernardi P. 2011. Properties of Ca2+ transport in mitochondria of Drosophila melanogaster. J. Biol. Chem. 286, 41163‒41170.

  24. Choi S., Quan X., Bang S., Yoo H., Kim J., Park J., Park K.S., Chung J. 2017. Mitochondrial calcium uniporter in Drosophila transfers calcium between the endoplasmic reticulum and mitochondria in oxidative stress-induced cell death. J. Biol. Chem. 292, 14 473‒ 14 485.

  25. M’Angale P.G., Staveley B.E. 2017. Inhibition of mitochondrial calcium uptake 1 in Drosophila neurons. Genet. Mol. Res. 16, gmr16019436.

  26. Menze M.A., Hutchinson K., Laborde S.M., Hand S.C. 2005. Mitochondrial permeability transition in the crustacean Artemia franciscana: absence of a calcium-regulated pore in the face of profound calcium storage. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 289, 68‒76.

  27. Holman J.D., Hand S.C. 2009. Metabolic depression is delayed and mitochondrial impairment averted during prolonged anoxia in the ghost shrimp, Lepidophthalmus louisianensis (Schmitt, 1935). J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 376, 85‒93.

  28. Mammucari C., Raffaello A., Vecellio Reane D., Rizzuto R. 2016. Molecular structure and pathophysiological roles of the mitochondrial calcium uniporter. Biochim. Biophys. Acta. 1863, 2457‒2464.

  29. Vercesi A.E., Macedo D.V., Lima S.A., Gadelha F.R., Docampo R. 1990. Ca2+ transport in digitonin-permeabilized trypanosomatids. Mol. Biochem. Parasitol. 42, 119‒124.

  30. Vercesi A.E., Docampo R. 1992. Ca2+ transport by digitonin-permeabilized Leishmania donovani. Effects of Ca2+, pentamidine and WR-6026 on mitochondrial membrane potential in situ. Biochem. J. 284, 463‒467.

  31. Moreno S.N., Vercesi A.E., Pignataro O.P., Docampo R. 1992. Calcium homeostasis in Trypanosoma cruzi amastigotes: presence of inositol phosphates and lack of an inositol 1,4,5-trisphosphate-sensitive calcium pool. Mol. Biochem. Parasitol. 52, 251‒261.

  32. Sodre C.L., Moreira B.L., Nobrega F.B., Gadelha F.R., Meyer-Fernandes J.R., Dutra P.M., Vercesi A.E., Lopes A.H., Scofano H.M., Barrabin H. 2000. Characterization of the intracellular Ca2+ pools involved in the calcium homeostasis in Herpetomonas sp. Promastigotes. Arch. Biochem. Biophys. 380, 85‒91.

  33. Benaim G., Bermudez R., Urbina J.A. 1990. Ca2+ transport in isolated mitochondrial vesicles from Leishmania braziliensis Promastigotes. Mol. Biochem. Parasitol. 39, 61‒68.

  34. Docampo R., Vercesi A.E., Huang G. 2014. Mitochondrial calcium transport in trypanosomes. Mol. Biochem. Parasitol. 196, 108‒116.

  35. Huang G., Docampo R. 2018. The mitochondrial Ca2+ uniporter complex (MCUC) of Trypanosoma brucei is a hetero-oligomer that contains novel subunits essential for Ca2+ uptake. MBio. 9, e01700‒18.

  36. Chiurillo M.A., Lander N., Bertolini M.S., Storey M., Vercesi A.E., Docampo R. 2017. Different roles of mitochondrial calcium uniporter complex subunits in growth and infectivity of Trypanosoma cruzi. MBio. 8, e00574‒17.

  37. Uribe S., Rangel P., Pardo J.P. 1992. Interactions of calcium with yeast mitochondria. Cell Calcium. 13, 211‒217.

  38. Ковалёва М.В., Суханова Е.И., Тренделева Т.А., Попова К.М., Зылькова М.В., Уральская Л.А., Звягильская Р.А. 2010. Индукция проницаемости внутренней мембраны митохондрий дрожжей. Биохимия. 75 (3), 365‒372.

  39. Звягильская Р.А., Зеленщикова В.А., Бурбаев Д.Ш. 1983. Обратный перенос электронов в митохондриях дрожжей Endomyces magnusii, выращенных на сахарозе. Биохимия. 48 (1), 3‒10.

  40. Bazhenova E.N., Saris N.-E.L., Zvyagilskaya R.A. 1998. Stimulation of the yeast mitochondrial calcium uniporter by hypotonicity and by ruthenium red. Biochim. Biophys. Acta. 1371, 96‒100.

  41. Hodges T.K., Hanson J.B. 1965. Calcium accumulation by maize mitochondria. Plant Physiol. 40, 101‒109.

  42. Dieter P., Marme D. 1980. Ca2+ transport in mitochondrial and microsomal fractions from higher plants. Planta. 150, 1‒8.

  43. Akerman K.E., Moore A.L. 1983. Phosphate dependent, ruthenium red insensitive Ca2+ uptake in mung bean mitochondria. Biochem. Biophys. Res. Commun. 114, 1176‒1181.

  44. Moore A.L., Bonner W.D. 1977. The effect of calcium on the respiratory responses of mung bean mitochondria. Biochim. Biophys. Acta. 460, 455‒466.

  45. Martins I.S., Vercesi A.E. 1985. Some characteristics of Ca2+ transport in plant mitochondria. Biochem. Biophys. Res. Commun. 129, 943‒948.

  46. Day D.A., Bertagnolli B.L., Hanson J.B. 1978. The effect of calcium on the respiratory responses of corn mitochondria. Biochim. Biophys. Acta. 502, 289‒297.

  47. Silva M.A., Carnieri E.G., Vercesi A.E. 1992. Calcium transport by corn mitochondria: evaluation of the role of phosphate. Plant Physiol. 98, 452‒457.

  48. Zottini M., Zannoni D. 1993. The use of fura-2 fluorescence to monitor the movement of free calcium ions into the matrix of plant mitochondria (Pisum sativum and Helianthus tuberosus). Plant Physiol. 102, 573‒578.

  49. de Oliveira H.C., Saviani E.E., de Oliveira J.F.P., Salgado I. 2007. Cyclosporin A inhibits calcium uptake by Citrus sinensis mitochondria. Plant Sci. 172, 665‒670.

  50. Stael S., Wurzinger B., Mair A., Mehlmer N., Vothknecht U.C., Teige M. 2012. Plant organellar calcium signalling: an emerging field. J. Exp. Bot. 63, 1525‒1542.

  51. Meng Q., Chen Y., Zhang M., Chen Y., Yuan J., Murray S.C. 2015. Molecular characterization and phylogenetic analysis of ZmMCUs in maize. Biologia. 70, 599‒605.

  52. Teardo E., Carraretto L., Wagner S., Formentin E., Behera S., De Bortoli S., Larosa V., Fuchs P., Lo Schiavo F., Raffaello A., Rizzuto R., Costa A., Schwarzlander M., Szabo I. 2017. Physiological characterization of a plant mitochondrial calcium uniporter in vitro and in vivo. Plant Physiol. 173, 1355‒1370.

  53. Selles B., Michaud C., Xiong T.C., Leblanc O., Ingouff M. 2018. Arabidopsis pollen tube germination and growth depend on the mitochondrial calcium uniporter complex. New Phytol. 219, 58‒65.

  54. Wagner S., Bortoli S.D., Schwarzlander M., Szabo I. 2016. Regulation of mitochondrial calcium in plants versus animals. J. Exp. Bot. 67, 3809‒3829.

  55. Wagner S., Behera S., De Bortoli S., Logan D.C., Fuchs P., Carraretto L., Teardo E., Cendron L., Nietzel T., Fussl M., Doccula F.G., Navazio L., Fricker M.D., Van Aken O., Finkemeier I., Meyer A.J., Szabò I., Costa A., Schwarzländer M. 2015. The EF-hand Ca2+ binding protein MICU choreographs mitochondrial Ca2+ dynamics in Arabidopsis. Plant Cell. 27, 3190‒ 3212.

  56. Paupe V., Prudent J., Dassa E.P., Rendon O.Z., Shoubridge E.A. 2015. CCDC90A (MCUR1) is a cytochrome c oxidase assembly factor and not a regulator of the mitochondrial calcium uniporter. Cell Metab. 21, 109‒116.

  57. Vais H., Tanis J.E., Muller M., Payne R., Mallilankaraman K., Foskett J.K. 2015. MCUR1, CCDC90A, is a regulator of the mitochondrial calcium uniporter. Cell Metab. 22, 533‒535.

  58. Teardo E., Carraretto L., De Bortoli S., Costa A., Behera S., Wagner R., Lo Schiavo F., Formentin E. 2015. Alternative splicing-mediated targeting of the Arabidopsis GLUTAMATE RECEPTOR3.5 to mitochondria affects organelle morphology. Plant Physiol. 167, 216‒227.

  59. Korde A.S., Maragos W.F. 2012. Identification of an N-methyl-D-aspartate receptor in isolated nervous system mitochondria. J. Biol. Chem. 287, 35 192‒ 35 200.

  60. Lee A., Vastermark A., Saier M.H. 2014. Establishing homology between mitochondrial calcium uniporters, prokaryotic magnesium channels and chlamydial IncA proteins. Microbiology. 160, 1679‒1689.

  61. Wingrove D.E., Gunter T.E. 1986. Kinetics of mitochondrial calcium transport. I. Characteristics of the sodium-independent calcium efflux mechanism of liver mitochondria. J. Biol. Chem. 261, 15 159‒15 165.

  62. Wingrove D.E., Gunter T.E. 1986. Kinetics of mitochondrial calcium transport. II. A kinetic description of the sodium-dependent calcium efflux mechanism of liver mitochondria and inhibition by ruthenium red and by tetraphenylphosphonium. J. Biol. Chem. 261, 15 166‒15 171.

  63. Khananshvili D. 2013. The SLC8 gene family of sodium-calcium exchangers (NCX): structure, function, and regulation in health and disease. Mol. Aspects Med. 34, 220‒235.

  64. Lin Q.T., Stathopulos P.B. 2019. Molecular mechanisms of leucine zipper EF-hand containing transmembrane protein-1 function in health and disease. Int. J. Mol. Sci. 20, E286.

  65. Pozos T.C., Sekler I., Cyert M.S. 1996. The product of HUM1, a novel yeast gene, is required for vacuolar Ca2+/H+ exchange and is related to mammalian Na+/Ca2+ exchangers. Mol. Cell Biol. 16, 3730‒3741.

  66. Emery L., Whelan S., Hirschi K.D., Pittman J.K. 2012. Protein phylogenetic analysis of Ca2+/cation antiporters and insights into their evolution in plants. Front. Plant Sci. 3, 1.

  67. Sano S., Aoyama M., Nakai K., Shimotani K., Yamasaki K., Sato M.H., Tojo D., Suwastika I.N., Nomura H., Shiina T. 2014. Light-dependent expression of flg22-induced defense genes in Arabidopsis. Front. Plant Sci. 5, https://doi.org/10.3389/fpls.2014.00531

  68. Zhang B., Carrie C., Ivanova A., Narsai R., Murcha M.W., Duncan O., Wang Y., Law S.R., Albrecht V., Pogson B., Giraud E., Van Aken O., Whelan J. 2012. LETM proteins play a role in the accumulation of mitochondrially encoded proteins in Arabidopsis thaliana and AtLETM2 displays parent of origin effects. J. Biol. Chem. 287, 41757‒41773.

  69. Frazier A.E., Taylor R.D., Mick D.U., Warscheid B., Stoepel N., Meyer H.E., Ryan M.T., Guiard B., Rehling P. 2006. Mdm38 interacts with ribosomes and is a component of the mitochondrial protein export machinery. J. Cell Biol. 172, 553‒564.

  70. Patron M., Granatiero V., Espino J., Rizzuto R., De Stefani D. 2019. MICU3 is a tissue-specific enhancer of mitochondrial calcium uptake. Cell Death Differ. 26, 179‒195.

  71. Cai X., Clapham D.E. 2012. Ancestral Ca2+ signaling machinery in early animal and fungal evolution. Mol. Biol. Evol. 29, 91‒100.

  72. Galagan J.E., Calvo S.E., Borkovich K.A., Selker E.U., Read N.D., Jaffe D., FitzHugh W., Ma L.J., Smirnov S., Purcell S., Rehman B., Elkins T., Engels R., Wang S., Nielsen C.B., Butler J., Endrizzi M., Qui D., Ianakiev P., Bell-Pedersen D., Nelson M.A., Werner-Washburne M., Selitrennikoff C.P., Kinsey J.A., Braun E.L., Zelter A., Schulte U., Kothe G.O., Jedd G., Mewes W., Staben C., Marcotte E., Greenberg D., Roy A., Foley K., Naylor J., Stange-Thomann N., Barrett R., Gnerre S., Kamal M., Kamvysselis M., Mauceli E., Bielke C., Rudd S., Frishman D., Krystofova S., Rasmussen C., Metzenberg R.L., Perkins D.D., Kroken S., Cogoni C., Macino G., Catcheside D., Li W., Pratt R.J., Osmani S.A., DeSouza C.P., Glass L., Orbach M.J., Berglund J.A., Voelker R., Yarden O., Plamann M., Seiler S., Dunlap J., Radford A., Aramayo R., Natvig D.O., Alex L.A., Mannhaupt G., Ebbole D.J., Freitag M., Paulsen I., Sachs M.S., Lander E.S., Nusbaum C., Birren B. 2003. The genome sequence of the filamentous fungus Neurospora crassa. Nature. 422, 859‒868.

  73. Mishra J., Jhun B.S., Hurst S., O-Uchi J., Csordas G., Sheu S.S. 2017. The mitochondrial Ca2+ uniporter: structure, function and pharmacology. Handb. Exp. Pharmacol. 240, 129–156.

  74. Jung D.W., Bradshaw P.C., Pfeiffer D.R. 1997. Properties of a cyclosporin-insensitive permeability transition pore in yeast mitochondria. J. Biol. Chem. 272, 21104‒21112.

  75. Bradshaw P.C., Jung D.W., Pfeiffer D.R. 2001. Free fatty acids activate a vigorous Ca2+:2H+ antiport activity in yeast mitochondria. J. Biol. Chem. 276, 40502‒40509.

  76. Merchant S.S., Prochnik S.E., Vallon O., Harris E.H., Karpowicz S.J., Witman G.B., Terry A., Salamov A., Fritz-Laylin L.K., Maréchal-Drouard L., Marshall W.F., Qu L.H., Nelson D.R., Sanderfoot A.A., Spalding M.H., Kapitonov V.V., Ren Q., Ferris P., Lindquist E., Shapiro H., Lucas S.M., Grimwood J.,Schmutz J., Cardol P., Cerutti H., Chanfreau G., Chen C.L., Cognat V., Croft M.T., Dent R., Dutcher S., Fernández E., Fukuzawa H., González-Ballester D., González-Halphen D., Hallmann A., Hanikenne M., Hippler M., Inwood W., Jabbari K., Kalanon M., Kuras R., Lefebvre P.A., Lemaire S.D., Lobanov A.V., Lohr M., Manuell A., Meier I., Mets L., Mittag M., Mittelmeier T., Moroney J.V., Moseley J., Napoli C., Nedelcu A.M., Niyogi K., Novoselov S.V., Paulsen I.T., Pazour G., Purton S., Ral J.P., Riaño-Pachón D.M., Riekhof W., Rymarquis L., Schroda M., Stern D., Umen J., Willows R., Wilson N., Zimmer S.L., Allmer J., Balk J., Bisova K., Chen C.J., Elias M., Gendler K., Hauser C., Lamb M.R., Ledford H., Long J.C., Minagawa J., Page M.D., Pan J., Pootakham W., Roje S., Rose A., Stahlberg E., Terauchi A.M., Yang P., Ball S., Bowler C., Dieckmann C.L., Gladyshev V.N., Green P., Jorgensen R., Mayfield S., Mueller-Roeber B., Rajamani S., Sayre R.T., Brokstein P., Dubchak I., Goodstein D., Hornick L., Huang Y.W., Jhaveri J., Luo Y., Martínez D., Ngau W.C., Otillar B., Poliakov A., Porter A., Szajkowski L., Werner G., Zhou K., Grigoriev I.V., Rokhsar D.S., Grossman A.R. 2007. The Chlamydomonas genome reveals the evolution of key animal and plant functions. Science. 318, 245‒250.

  77. Silva M.A., Carnieri E.G., Vercesi A.E. 1992. Calcium transport by corn mitochondria: evaluation of the role of phosphate. Plant Physiology. 98, 452‒457.

  78. Logan D.C., Knight M.R. 2003. Mitochondrial and cytosolic calcium dynamics are differentially regulated in plants. Plant Physiology. 133, 21–24.

  79. Kovacs-Bogdan E., Sancak Y., Kamer K.J., Plovanich M., Jambhekar A., Huber R.J., Myre M.A., Blower M.D., Mootha V.K. Reconstitution of the mitochondrial calcium uniporter in yeast. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 111, 8985‒8990.

  80. Ramakrishnan S., Docampo R. 2018. Membrane proteins in Trypanosomatids involved in Ca2+ homeostasis and signaling. Genes (Basel). 9, 304.

  81. Docampo R., Vercesi A.E. 1989. Ca2+ transport by coupled Trypanosoma cruzi mitochondria in situ. J. Biol. Chem. 264, 108‒111.

  82. Alvarez-Illera P., García-Casas P., Arias-del-Val J., Fonteriz R.I., Alvarez J., Montero V. 2017. Pharynx mitochondrial [Ca2+] dynamics in live C. elegans worms during aging. Oncotarget. 8, 55889‒55900.

  83. Liu C., Zhang Y., Ren Y., Wang H., Li S., Jiang F., Yin L., Qiao X., Zhang G., Qian W., Liu B., Fan W. 2017. The genome of the golden apple snail Pomacea canaliculata provides insight into stress tolerance and invasive adaptation. Gigascience. 7, giy101.

  84. Regier J.C., Shultz J.W., Zwick A., Hussey A., Ball B., Wetzer R., Martin J.W., Cunningham C.W. 2010. Arthropod relationships revealed by phylogenomic analysis of nuclear protein-coding sequences. Nature. 463, 1079‒1083.

  85. McQuibban A.G., Joza N., Megighian A., Scorzeto M., Zanini D., Reipert S., Richter C., Schweyen R.J., Nowikovsky K. 2010. A Drosophila mutant of LETM1, a candidate gene for seizures in Wolf-Hirschhorn syndrome. Hum. Mol. Genet. 19, 987‒1000.

  86. Tufi R., Gleeson T., von Stockum S., Hewitt V., Lee J., Terriente-Felix A., Sanchez-Martinez A., Ziviani E., Whitworth A. 2018. A comprehensive genetic characterisation of the mitochondrial Ca2+ uniporter in Drosophila. bioRxiv.https://doi.org/10.1101/458174

  87. Baradaran R., Wang C., Siliciano A.F., Long S.B. 2018. Cryo-EM structures of fungal and metazoan mitochondrial calcium uniporters. Nature. 559, 580‒584.

  88. Shimizu H., Schredelseker J., Huang J., Lu K., Naghdi S., Lu F., Franklin S., Fiji H., Wang K., Zhu H., Tian C., Lin B., Nakano H., Ehrlich A., Nakai J., Stieg A.Z., Gimzewski J.K, Nakano A, Goldhaber J.I., Vondriska T.M., Hajnóczky G., Kwon O., Chen J.N. 2015. Mitochondrial Ca2+ uptake by the voltage-dependent anion channel 2 regulates cardiac rhythmicity. Elife. 4, e04801.

  89. Lamason R.L., Mohideen M.A., Mest J.R., Wong A.C., Norton H.L., Aros M.C., Jurynec M.J., Mao X., Humphreville V.R., Humbert J.E., Sinha S., Moore J.L., Jagadeeswaran P., Zhao W., Ning G., Makalowska I., McKeigue P.M., O’donnell D., Kittles R., Parra E.J., Mangini N.J., Grunwald D.J., Shriver M.D., Canfield V.A., Cheng K.C. 2005. SLC24A5, a putative cation exchanger, affects pigmentation in zebrafish and humans. Science. 310, 1782‒1786.

  90. Bayes A., Collins M.O., Reig-Viader R., Gou G., Goulding D., Izquierdo A., Choudhary J.S., Emes R.D., Grant S.G.N. 2017. Evolution of complexity in the zebrafish synapse proteome. Nat. Commun. 8, 14613.

  91. Han Y., Ishibashi S., Iglesias-Gonzalez J., Chen Y., Love N.R., Amaya E. 2018. Ca2+-induced mitochondrial ROS regulate the early embryonic cell cycle. Cell Rep. 22, 218‒231.

  92. Hellsten U., Harland R.M., Gilchrist M.J., Hendrix D., Jurka J., Kapitonov V., Ovcharenko I., Putnam N.H., Shu S., Taher L., Blitz I.L., Blumberg B., Dichmann D.S., Dubchak I., Amaya E., Detter J.C., Fletcher R., Gerhard D.S., Goodstein D., Graves T., Grigoriev I.V., Grimwood J., Kawashima T., Lindquist E., Lucas S.M., Mead P.E., Mitros T., Ogino H., Ohta Y., Poliakov A.V., Pollet N., Robert J., Salamov A., Sater A.K., Schmutz J., Terry A., Vize P.D., Warren W.C., Wells D., Wills A., Wilson R.K., Zimmerman L.B., Zorn A.M., Grainger R., Grammer T., Khokha M.K., Richardson P.M., Rokhsar D.S. 2010. The genome of the Western clawed frog Xenopus tropicalis. Science. 328, 633‒636.

  93. Alfoldi J., Di Palma F., Grabherr M., Williams C., Kong L., Mauceli E., Russell P., Lowe C.B., Glor R.E., Jaffe J.D., Ray D.A., Boissinot S., Shedlock A.M., Botka C. 2011. The genome of the green anole lizard and a comparative analysis with birds and mammals. Nature. 477, 587‒591.

  94. Shanmughapriya S., Rajan S., Hoffman N.E., Zhang X., Guo S., Kolesar J.E., Hines K.J., Ragheb J., Jog N.R., Caricchio R., Baba Y., Zhou Y., Kaufman B.A., Cheung J.Y., Kurosaki T., Gill D.L., Madesh M. 2015. Ca2+ signals regulate mitochondrial metabolism by stimulating CREB-mediated expression of the mitochondrial Ca2+ uniporter gene MCU. Sci. Signal. 8, ra23.

  95. Kim B., Takeuchi A., Koga O., Hikida M., Matsuoka S. 2012. Pivotal role of mitochondrial Na+,Ca2+-exchange in antigen receptor mediated Ca2+ signalling in DT40 and A20 B lymphocytes. J. Physiol. 590, 459‒474.

  96. Holt C., Campbell M., Keays D.A., Edelman N., Kapusta A., Maclary E., Domyan E.T., Suh A., Warren W.C., Yandell M., Gilbert M.T.P., Shapiro M.D. 2018. Improved genome assembly and annotation for the rock pigeon (Columba livia). G3 (Bethesda). 8, 1391‒1398.

  97. Gunter T., Pfeiffer D. 1990. Mechanisms by which mitochondria transport calcium. Physiol. 258, 755‒786.

  98. Michels G., Khan I.F., Endres-Becker J., Rottlaender D., Herzig S., Ruhparwar A., Wahlers T., Hoppe U.C. 2009. Regulation of the human cardiac mitochondrial Ca2+ uptake by 2 different voltage-gated Ca2+ channels. Circulation. 119, 2435‒2443.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска содержание выпуска

Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал