1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии
  4. T. 39, № 4, 2022

Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии, 2022, T. 39, № 4, стр. 307-318

Изменения pH в матриксе митохондрий и цитозоле при индуцированной глутаматом дисрегуляции Са2+-гомеостаза в культивируемых нейронах гиппокампа крысы

А. М. Сурин a, b, *, Л. Р. Горбачева c, d, И. Г. Савинкова c, Р. Р. Шарипов a, В. Г. Пинелис b

a НИИ общей патологии и патофизиологии
125315 Москва, Россия

b “НМИЦ здоровья детей” Минздрава России
119991 Москва, Россия

c Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова
117513 Москва, Россия

d Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, биологический факультет
119234 Москва, Россия

* E-mail: surin_am@mail.ru

Поступила в редакцию 02.03.2022
После доработки 21.03.2022
Принята к публикации 27.03.2022

Аннотация

Воздействие высоких концентраций глутамата (Glu) на первичные культуры нейронов из мозга крысы приводит к сильной деполяризации митохондрий, развивающейся синхронно со вторичным подъемом внутриклеточной концентрации свободного Са2+ (отсроченной кальциевой дисрегуляцией, ОКД). В данной работе одновременно с измерениями внутриклеточной концентрации свободного Ca2+ ([Ca2+]i) были измерены pH в матриксе митохондрий (рНm) и цитозоле (рНс) нейронов, при действии токсической дозы Glu (100 мкМ). Для этого в первичных культурах из гиппокампа новорожденных крыс была достигнута экспрессия pH-чувствительного зеленого белка mtYFP в митохондриях и рН-чувствительного красного белка mKate в цитозоле. Полученную нейрональную культуру нагружали Ca2+-индикатором Fura-FF и в тех нейронах, которые экспрессировали совместно mtYFP и mKate, одновременно измеряли [Ca2+]i, рНm и рНс. Обнаружено, что во время первой фазы Ca2+-ответа на Glu, когда наблюдается частичная деполяризация митохондрий, происходит увеличение градиента pH между матриксом митохондрий и цитозолем (ΔpH), которое компенсирует снижение электрического компонента митохондриального потенциала (∆Ψm), поддерживая тем самым постоянство электрохимического потенциала митохондрий. Развитие ОКД приводит к резкому снижению ∆Ψm и ΔpH в соме нейронов, однако полного коллапса ΔpH не наблюдается. Это может означать, что ОКД не обусловлена неспецифической мегапорой во внутренней мембране митохондрий (мРТР), как это принято считать. Либо часть митохондрий в соме нейронов сохраняет барьерные свойства внутренней мембраны и не формирует мРТР даже при развитии ОКД и достижении высокого Ca2+-плато.

Ключевые слова: глутамат, флуоресцентные белки, измерения pH, отсроченная кальциевая дисрегуляция, митохондрии, нейрональные культуры

Список литературы

  1. Wang Y., Qin Z. 2010. Molecular and cellular mechanisms of excitotoxic neuronal death. Apoptosis. 15 (11), 1382–1402. https://doi.org/10.1007/s10495-010-0481-0

  2. Zhou Y., Danbolt N.C. 2014. Glutamate as a neurotransmitter in the healthy brain. J. Neural Transm. 121 (8), 799–817.https://doi.org/10.1007/s00702-014-1180-8

  3. Gudiño-Cabrera G., Ureña-Guerrero M.E., Rivera-Cervantes M.C., Feria-Velasco A.I., Beas-Zárate C. 2014. Excitotoxicity triggered by neonatal monosodium glutamate treatment and blood–brain barrier function. Arch. Med. Res. 45 (8), 653–659. https://doi.org/10.1016/j.arcmed.2014.11.014

  4. Jewett B.E., Thapa B. 2021. Physiology, NMDA receptor. StatPearls [Internet]. Treasure Island (FL): StatPearls Publishing.

  5. Zöllner J.P., Schmitt F.C., Rosenow F., Kohlhase K., Seiler A., Strzelczyk A., Stefan H. 2021. Seizures and epilepsy in patients with ischaemic stroke. Neurol. Res. Pract. 3 (1), 63. https://doi.org/10.1186/S42466-021-00161-W

  6. Verkhratsky A., Kirchhoff F. 2007. NMDA receptors in glia. Neuroscientist. 13 (1), 28–37. https://doi.org/10.1177/1073858406294270

  7. Gerkau N.J., Rakers C., Petzold G.C., Rose C.R. 2017. Differential effects of energy deprivation on intracellular sodium homeostasis in neurons and astrocytes. J. Neurosci. Res. 95 (11), 2275–2285. https://doi.org/10.1002/jnr.23995

  8. Huo Y., Feng X., Niu M., Wang L., Xie Y., Wang L., Ha J., Cheng X., Gao Z., Sun Y. 2021. Therapeutic time windows of compounds against NMDA receptors signaling pathways for ischemic stroke. J. Neurosci. Res. 99 (12), 3204–3221. https://doi.org/10.1002/JNR.24937

  9. Tymianski M., Charlton M.P., Carlen P.L., Tator C.H. 1993. Secondary Ca2+ overload indicates early neuronal injury which precedes staining with viability indicators. Brain Res. 607 (1–2), 319–323. https://doi.org/10.1016/0006-8993(93)91523-U

  10. Nicholls D.G., Ward M.W. 2000. Mitochondrial membrane potential and neuronal glutamate excitotoxicity: Mortality and millivolts. Trends Neurosci. 23 (4), 166–174. https://doi.org/10.1016/S0166-2236(99)01534-9

  11. Khodorov B. 2004. Glutamate-induced deregulation of calcium homeostasis and mitochondrial dysfunction in mammalian central neurones. Progr. Biophys. Mol. Biol. 86 (2), 279–351. https://doi.org/10.1016/j.pbiomolbio.2003.10.002

  12. Abramov A.Y., Duchen M.R. 2010. Impaired mitochondrial bioenergetics determines glutamate-induced delayed calcium deregulation in neurons. Biochim. Biophys. Acta. 1800 (3), 297–304. https://doi.org/10.1016/j.bbagen.2009.08.002

  13. Nicholls D.G., Budd S.L. 2000. Mitochondria and neuronal survival. Physiol. Rev. 80 (1), 315–360.

  14. Duchen M.R. 2012. Mitochondria, calcium-dependent neuronal death and neurodegenerative disease. Pflügers Arch. 464 (1), 111–121. https://doi.org/10.1007/s00424-012-1112-0

  15. Plotegher N., Filadi R., Pizzo P., Duchen M.R. 2021. Excitotoxicity revisited: Mitochondria on the verge of a nervous breakdown. Trends Neurosci. 44 (5), 342–351. https://doi.org/10.1016/J.TINS.2021.01.001

  16. Surin A.M., Gorbacheva L.R., Savinkova I.G., Sharipov R.R., Khodorov B.I., Pinelis V.G. 2014. Study on ATP concentration changes in cytosol of individual cultured neurons during glutamate-induced deregulation of calcium homeostasis. Biochemistry (Moscow). 79 (2), 146–157. https://doi.org/10.1134/S0006297914020084

  17. Budd S.L., Nicholls D.G. 1996. A reevaluation of the role of mitochondria in neuronal Ca2+ homeostasis. J. Neurochem. 66 (1), 403–411. https://doi.org/10.1046/J.1471-4159.1996.66010403.X

  18. Pinelis V.G., Bykova L.P., Bogachev A.P., Isaev N.K., Viktorov I.V, Khodorov B.I. 1997. Toxic effect of glutamate on cultured cerebellar granular cells reduces the intracellular level of ATP. The role of Ca2+ ions. Bull. Exp. Biol. Med. 123 (2), 162–164.

  19. Ioudina M., Uemura E., Greenlee H.W. 2004. Glucose insufficiency alters neuronal viability and increases susceptibility to glutamate toxicity. Brain Res. 1004 (1–2), 188–192. https://doi.org/10.1016/J.BRAINRES.2003.12.046

  20. Sorokina E.G., Reutov V.P., Senilova Y.E., Khodorov B.I., Pinelis V.G. 2007. Changes in ATP content in cerebellar granule cells during hyperstimulation of glutamate receptors: possible role of NO and nitrite ions. Bull. Exp. Biol. Med. 143 (4), 442–445. https://doi.org/10.1007/S10517-007-0151-6

  21. Surin A.M., Khiroug S.S., Gorbacheva L.R., Khodorov B.I., Pinelis V.G., Khiroug L. 2013. Comparative analysis of cytosolic and mitochondrial ATP synthesis in embryonic and postnatal hippocampal neuronal cultures. Front. Mol. Neurosci. 5, 102. https://doi.org/10.3389/fnmol.2012.00102

  22. Hwang S.-M., Koo N.-Y., Jin M., Davies A.J., Chun G.-S., Choi S.-Y., Kim J.-S., Park K. 2011. Intracellular acidification is associated with changes in free cytosolic calcium and inhibition of action potentials in rat trigeminal ganglion. J. Biol. Chem. 286 (3), 1719–1729.

  23. Wang G.J., Randall R.D., Thayer S.A. 1994. Glutamate-induced intracellular acidification of cultured hippocampal neurons demonstrates altered energy metabolism resulting from Ca2+ loads. J. Neurophysiol. 72 (6), 2563–2569. https://doi.org/10.1152/JN.1994.72.6.2563

  24. Bolshakov A.P., Mikhailova M.M., Szabadkai G., Pinelis V.G., Brustovetsky N., Rizzuto R., Khodorov B.I. 2008. Measurements of mitochondrial pH in cultured cortical neurons clarify contribution of mitochondrial pore to the mechanism of glutamate-induced delayed Ca2+ deregulation. Cell Calcium. 43 (6), 602–614. https://doi.org/10.1016/j.ceca.2007.10.005

  25. Chudakov D.M., Matz M.V., Lukyanov S., Lukya-nov K.A. 2010. Fluorescent proteins and their applications in imaging living cells and tissues. Physiol. Rev. 90 (3), 1103–1163. https://doi.org/10.1152/PHYSREV.00038.2009

  26. Okumoto S. 2010. Imaging approach for monitoring cellular metabolites and ions using genetically encoded biosensors. Curr. Opin. Biotechnol. 21 (1), 45–54. https://doi.org/10.1016/J.COPBIO.2010.01.009

  27. Nicholls D.G., Ferguson S.J. 2013. Bioenergetics. 4th ed. Middletown, USA: Acad. Press. 434 p. https://doi.org/10.1017/CBO9781107415324.004

  28. Скулачев В.П., Богачев А.В., Каспаринский Ф.О. 2011. Мембранная биоэнергетика. М.: Изд-во МГУ. 368 стр.

  29. Сурин А.М., Красильникова И.А., Пинелис В.Г., Ходоров Б.И. 2014. Исследование взаимосвязи между индуцированной глутаматом отсроченной Са2+ дизрегуляцией, митохондриальной деполяризацией и последующей гибелью нейронов. Патогенез. 12 (4), 40–46.

  30. Shcherbo D., Merzlyak E.M., Chepurnykh T.V., Fradkov A.F., Ermakova G.V., Solovieva E.A., Lukyanov K.A., Bogdanova E.A., Zaraisky A.G., Lukyanov S., Chudakov D.M. 2007. Bright far-red fluorescent protein for whole-body imaging. Nat. Methods. 4 (9), 741–746. https://doi.org/10.1038/NMETH1083

  31. Buckman J.F., Hernandez H., Kress G.J., Votyakova T.V., Pal S., Reynolds I.J. 2001. MitoTracker labeling in primary neuronal and astrocytic cultures: Influence of mitochondrial membrane potential and oxidants. J. Neurosci. Methods. 104 (2), 165–176. https://doi.org/10.1016/S0165-0270(00)00340-X

  32. Duchen M.R., Surin A., Jacobson J. 2003. Imaging mitochondrial function in intact cells. Methods Enzymol. 361, 353–389. https://doi.org/10.1016/S0076-6879(03)61019-0

  33. Keminer O., Peters R. 1999. Permeability of single nuclear pores. Biophys. J. 77 (1), 217–228. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(99)76883-9

  34. Mattaj I.W., Englmeier L. 1998. Nucleocytoplasmic transport: The soluble phase. Annu. Rev. Biochem. 67, 265–306. https://doi.org/10.1146/ANNUREV.BIOCHEM.67.1.265

  35. Brustovetsky N., Dubinsky J.M. 2000. Dual responses of CNS mitochondria to elevated calcium. J. Neurosci. 20 (1), 103–113.

  36. Шарипов Р.Р., Красильникова И.А., Пинелис В.Г., Горбачева Л.Р., Сурин А.М. 2018. Исследование механизма сенситизации нейронов к повторному действию глутамата. Биол. мембраны. 35 (5), 384–397.

  37. Ходоров Б.И., Сторожевых Т.П., Сурин А.М., Сорокина Е.Г., Юравичус А.И., Бородин А.В., Винская Н.П., Каспеков Л.Г., Пинелис В.Г. 2001. Митохондриальная деполяризация играет доминирующую роль в механизме нарушения нейронального кальциевого гомеостаза вызванного глутаматом. Биол. мембраны. 18 (6), 421–432.

  38. Abramov A.Y., Duchen M.R. 2008. Mechanisms underlying the loss of mitochondrial membrane potential in glutamate excitotoxicity. Biochim. Biophys. Acta. 1777 (7–8), 953–964. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2008.04.017

  39. Kiedrowski L. 1999. N-methyl-D-aspartate excitotoxicity: Relationships among plasma membrane potential, Na+/Ca2+ exchange, mitochondrial Ca2+ overload, and cytoplasmic concentrations of Ca2+, H+, and K+. Mol. Pharmacol. 56 (3), 619–632.

  40. Toth A., Meyrat A., Stoldt S., Santiago R., Wenzel D., Jakobs S., von Ballmoos C., Ott M. 2020. Kinetic coupling of the respiratory chain with ATP synthase, but not proton gradients, drives ATP production in cristae membranes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 117(5), 2412–2421. https://doi.org/10.1073/pnas.1917968117

  41. Bernardi P. 1999. Mitochondrial transport of cations: Channels, exchangers, and permeability transition. Physiol. Rev. 79 (4), 1127–1155. https://doi.org/10.1038/370621a0

  42. Dubinin M.V., Adakeeva S.I., Samartsev V.N. 2013. Long-chain α,ω-dioic acids as inducers of cyclosporin A-insensitive nonspecific permeability of the inner membrane of liver mitochondria loaded with calcium or strontium ions. Biochemistry (Moscow). 78 (4), 412–417. https://doi.org/10.1134/S000629791304010X

  43. Вабниц А.В., Сторожевых Т., Пинелис В.Г., Ходоров Б.И. 2005. Открывание митохондриальной поры не является необходимым условием для деполяризации митохондрий нарушения кальциевой регуляции, вызываемых глутаматом в нейронах мозга. Биол. мембраны. 2 (4), 378–382.

  44. Bauer T.M., Murphy E. 2020. Role of mitochondrial calcium and the permeability transition pore in regulating cell death. Circ. Res. 126 (2), 280–293. https://doi.org/10.1161/CIRCRESAHA.119.316306

  45. Carinci M., Vezzani B., Patergnani S., Ludewig P., Lessmann K., Magnus T., Casetta I., Pugliatti M., Pinton P., Giorgi C. 2021. Different roles of mitochondria in cell death and inflammation: Focusing on mitochondrial quality control in ischemic stroke and reperfusion. Biomedicines. 9 (2), 1–28. https://doi.org/10.3390/BIOMEDICINES9020169

  46. Abramov A.Y., Berezhnov A. V., Fedotova E.I., Zinchenko V.P., Dolgacheva L.P. 2017. Interaction of misfolded proteins and mitochondria in neurodegenerative disorders. Biochem. Soc. Trans. 45 (4), 1025–1033. https://doi.org/10.1042/BST20170024

  47. Chalmers S., Nicholls D.G. 2003. The relationship between free and total calcium concentrations in the matrix of liver and brain mitochondria. J. Biol. Chem. 278 (21), 19 062–19 070. https://doi.org/10.1074/jbc.M212661200

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал