Биология моря, 2021, T. 47, № 1, стр. 13-22

Метод изоляции черноморских альговирусов

В основе методик выделения альговирусов из проб полевого материала лежит известное свойство вирусов вызывать лизис у их одноклеточных хозяев (бактерий, микроводорослей). Вирусный лизис приводит к повышению прозрачности и изменению цвета жидкой среды, в которой происходит контакт вирусов и их хозяев. Это свойство, проявление которого можно наблюдать визуально и с помощью специальных оптических приборов, авторы использовали при создании простых и доступных методов изоляции альговирусов черноморских микроводорослей (Декларационный патент…, 2004; Патент…, 2012).

Для изоляции альговирусов в бактериологические лабораторные пробирки пипеткой вносили 2.0 мл исследуемой пробы морской воды (0.2, 0.5–1.0 или 1.0 мл проб, приготовленных из жабр рыб, мантийной жидкости мидий или донных отложений соответственно) и добавляли 2.0 мл жидкой культуры микроводоросли в логарифмической стадии роста в стабилизирующей среде Гольдберга. В контроле 2.0 мл культуры микроводоросли вносили в 2.0 мл пастеризованной или стерильной морской воды или в такой же объем стабилизирующей среды Гольдберга.

В исследованиях использовали жидкие культуры микроводорослей Tetraselmis viridis (Rouchijajnen) R.E. Norris, Hori & Chihara, 1980; Dunaliella viridis Teodoresco, 1905; Phaeodactylum tricornutum Bohlin, 1897; Prorocentrum pusillum (Schiller) Dodge & Bibby, 1973; Isochrysis galbana Parke, 1949; Emiliania huxleyi (Lohmann) Hay & Mohler, 1967; Stichococcus bacillaris Nägeli, 1849; Dunaliella salina (Dunal) Teodoresco, 1905 и Chlorella vulgaris Beyerinck [Beijerinck], 1890, полученные из отдела экологической физиологии водорослей ИнБЮМ. Этот же отдел института предоставил жидкую культуру цианобактерий Synechococcus sp. (BS 9001 4/М). В 2016 г. для изоляции черноморских альговирусов впервые использовали альгологически чистую культуру Tisochrysis lutea (Haptophyta) клон MBRU_Tiso-08 из коллекции “Морской биобанк” Национального научного центра морской биологии им. А.В. Жирмунского ДВО РАН (http://marbank.dvo.ru) (Степанова, Стельмах, 2017).

После заражения жидких культур микроводорослей в малых объемах (в бактериологических пробирках) наблюдения осуществляли в течение 20 сут. Известно, что, если в пробе присутствует искомый альговирус, изменения проявляются уже через 5–10 сут: интенсивность окраски культуры снижается до полного исчезновения цвета, а прозрачность повышается (Stepanova, 2014). Затем выполняли несколько пассажей для установления стойкого инкубационного периода и накопления вирусной суспензии (в пробирках). Для получения большого объема вирусных суспензий (0.5–1.0 л) инфицирование жидких культур микроводорослей проводят в пропорции приблизительно 1 : 10, например, 30–50 мл вирусной суспензии на 0.3–0.5 л культуры. При этом лизис наступает на несколько дней позже, чем при использовании пробирок.

В 2002–2019 гг. из проб полевого и клинического материала изолированы новые для науки альговирусы морских микроводорослей T. viridis (TvV), D. viridis (DvV), P. tricornutum (PtV), P. pusillum (PpV), I. galbana (IgV) и T. lutea (TlV), а также новые для экосистемы Чёрного моря штаммы альговируса микроводоросли E. huxleyi (EhV) и цианофага к культуре цианобактерии Synechococcus sp. (ScV). Всего из 1054 изученных проб полевого и клинического материала выделено 325 штаммов альговирусов, среди которых 80 – TvV, 136 – PtV, 41 – DvV, 20 – PpV, 21 – IgV, 18 – EhV, 3 – ScV и 6 – TlV. Каждая из клинических проб объединяла биологический материал от 2–5 человек; всего материал был взят у 182 пациентов, обработана 41 проба. Из клинических проб выделены 16 вариантов PtV (Stepanova et al., 2011).

Следует отметить, что наиболее успешным (“выгодным”) объектом для изоляции альговирусов стали мидии, поскольку около 50% всех изученных проб из мантийной жидкости этих моллюсков были контаминированы альговирусами (Степанова, 2004, 2016, 2017а, 2018б). Однако мидии как организмы-фильтраторы могут сохранять и накапливать вирусы в течение длительного периода времени, что не позволяет использовать их для мониторинга альговирусов. Результаты мониторинга при каждом отборе проб должны отражать текущую ситуацию в исследуемой акватории гидроэкосистемы, в нашем случае – наличие (циркуляцию) альговирусов тех или иных микроводорослей или их отсутствие (численность ниже порога чувствительности используемых методов) в период отбора проб. Кроме этого, в зимнее время отбор мидий связан с определенными трудностями.

Наиболее удобным материалом для исследования альговирусов служат пробы морской воды, так как их отбор не представляет сложности в любой сезон года, они не требуют предварительной обработки и в 13–66% всех изученных проб морской воды (в зависимости от принадлежности вируса к тому или иному виду микроводоросли-хозяина) обнаруживаются альговирусы (Степанова, 2018б).

Запатентованный авторами простой доступный и легко воспроизводимый метод изоляции черноморских альговирусов может быть рекомендован для использования в любых лабораториях, в том числе и слабо оснащенных. Метод является основой для титрования альговирусов; он позволяет определять концентрацию (инфекционный титр, численность) вирусов в вирусных суспензиях и в изучаемых пробах, например, для установления сезонной численности альговирусов в микропланктоне морской воды исследуемых акваторий. Этот метод был использован для изучения хозяев черноморских альговирусов (Степанова, 2016), для определения вида изолята неизвестной микроводоросли в чистой культуре (Степанова, Галатонова, 2009), для выявления влияния на титры альговирусов ДНК и продуктов ее распада, попадающих в окружающую среду в результате вирусного лизиса (Stepanova, 2005), а также в модельных экспериментах при изучении роли вирусного лизиса в изменении физических характеристик среды обитания альговирусов (Степанова, Гайский, 2018; Степанова и др., 2018; Шоларь, Степанова, 2019).

Метод использовали также для мониторинга черноморских альговирусов в экосистеме Крымского региона Чёрного моря. В первую очередь его применяли для изучения распространения, распределения и сезонности альговирусов, отражающих экологические характеристики микроводорослей-хозяев, а также как часть экомониторинга акваторий в окрестностях г. Севастополь с учетом чувствительности микроводорослей-хозяев альговирусов к экологической ситуации (Степанова, 2016, 2018б, 2018в). На основании результатов поиска и изоляции альговирусов как биологических индикаторов микроводорослей-хозяев предложено применять подобные исследования для изучения географического распространения микроводорослей, а результаты мониторинга альговирусов в бухтах г. Севастополь подтвердили возможность использования альговирусов в качестве экологического индикатора (Степанова, 2007, 2017б, 2018б, 2018в). Анализ результатов изоляции альговирусов из жабр рыб показал, что вирусная контаминация изучаемого материала наблюдается лишь в холодный сезон года при сокращении продолжительности светового дня. Авторы связывают этот факт со снижением иммунологического статуса организма гидробионтов и рекомендуют использовать тест на наличие альговирусов в жабрах рыб при изучении состояния популяций представителей ихтиофауны (Степанова, 2007).

Предварительное изучение черноморских альговирусов

Использование простого и доступного авторского метода изоляции альговирусов из проб морской воды позволило получить представление о сезонности (частоте изоляции альговирусов в разные сезоны) и определить титр (концентрацию, численность) вирусов в пробе воды и в вирусной суспензии (после установления стойкого инкубационного периода) (Степанова, 2016). Так, в воде титр альговирусов микроводорослей T. viridis и D. viridis при сезонном пике численности их хозяев достигал 10⁵–10⁶ инфекционных единиц в 1 мл, а в вирусных суспензиях был выше на 5–7 порядков. Титры альговирусов других микроводорослей как в пробах воды, так и в вирусных суспензиях были на несколько порядков ниже. Таким образом, титры альговирусов в пробах морской воды и в вирусных суспензиях зависят от сезона, сезонного пика и вида хозяина. Очевидна также зависимость титров альговирусов от экологического статуса изучаемых акваторий, к которому чувствительны микроводоросли – хозяева альговирусов; частоту изоляции альговирусов могут определять и неустановленные биотические и абиотические факторы, влияющие как на хозяев, так и на вирусы (Степанова, 2018a).

В практике вирусологи используют такие простые и доступные классические методики, описанные в пособиях по общей вирусологии, как определение приблизительных размеров изучаемых вирусов на основе фильтрования вирусных суспензий через фильтры с известным размером пор; выявление температурной чувствительности вирусов – определение температуры их инактивации и устойчивости к замораживанию и/или нагреванию. Устойчивость вирусов к температурному фактору косвенно подтверждает их простое строение, а неустойчивость может свидетельствовать о сложном строении вирусов, например, о наличии суперкапсида, который выявляется по чувствительности к хлороформу.

Применение этих простых методик при изучении черноморских альговирусов (Степанова, 2004, 2016; Степанова, Стельмах, 2017) позволило получить данные по биологии и экологии новых для науки альговирусов, а также двух новых для экосистемы Черного моря вирусов EhV и ScV. Исследования вируса ScV еще не завершены и будут продолжены.

С помощью оптического микроскопа получены данные о динамике контакта альговирусов и их хозяев-микроводорослей. В ходе изучения черноморских альговирусов и вирусного лизиса показано, что после 4 ч контакта альговирусов и микроводоросли T. viridis подвижность клеток микроводоросли снижалась, а после 8 ч контакта появлялись деформированные (разбухшие) клетки, оболочки которых затем разрывались, а содержимое изливалось в окружающую среду (Степанова, 2004).

Таким образом, предварительное изучение изолированных вирусов, доступное даже для малооснащенных лабораторий, позволяет получить информацию о биологии и экологии выделяемых вирусов, которая может быть полезна для мониторинга (определения сезонности), титрования и уточнения инкубационного периода альговирусов.

Классические вирусологические методы, использованные при изучении черноморских альговирусов

Для более детального изучения черноморских альговирусов применяли электронную микроскопию и такие биохимические методы, как электрофорез вирусных белков, определение принадлежности нуклеиновой кислоты, секвенирование вирусных геномов и их анализ с помощью компьютерных программ. Использовали также приборы, предназначенные для общебиологических исследований, например, микрокалориметр или монитор тепловой (биологической) активности (МБА) (Thermal Activity Monitor LKB 2277, Швеция) и ультрачувствительный флуориметр ToxY-PAM (Walz, Германия). Принципы и особенности применения этих приборов при исследовании черноморских альговирусов подробно изложены ранее (Степанова, 2004; Stepanova, 2014). Для изучения черноморских альговирусов применяли имеющуюся приборную базу ИнБЮМ (эпифлуоресцентный и оптический микроскопы, МБА), но чаще использовали приборы, методы и компьютерные программы, принадлежащие материально-техническим базам других научных и практических подразделений России, Украины, Норвегии и США.

Биохимические исследования позволили установить принадлежность нуклеиновых кислот (НК) разных штаммов альговирусов микроводоросли T. viridis, провести анализ их белкового спектра, определить размер геномов, а также выполнить исследования по секвенированию геномов черноморских альговирусов (Степанова, 2004; Степанова и др., 2005, 2013). По результатам исследования при помощи электрофореза белкового спектра черноморских альговирусов микроводоросли T. viridis обнаружено около 40 вирусных белков черноморских альговирусов этой микроводоросли. Использование комплекта реагентов “РИБО-сорб” для выделения РНК/ДНК позволило подтвердить принадлежность к ДНК вирусных НК, выделенных из концентрированных вирусных суспензий. Исследования проводили на базе Главного военного клинического госпиталя (Украина, Киев). Размер геномов альговирусов штаммов TvV-S20, TvV-SI1 и DvV-SI2 определяли в электрофорезе, используя в качестве маркера НК TvV-S1, принадлежность которой к ДНК и размер (20–23 kbp) были определены в Бергенском университете (Норвегия).

В соответствии с программой международного проекта “Marine Phage, Virus & Virome Sequencing Project” (Broad Institute, MTI, USA) геномы трех штаммов черноморских альговирусов были секвенированы, ассемблированы и аннотированы исследователями Broad Institute (см.: Henn et al., 2010); полученные результаты представлены в базы данных CAMERA и NCBI. Предварительный анализ геномов штаммов TvV-S20, TvV-SI1 и DvV-SI2 черноморских альговирусов, проведенный с помощью компьютерной программы (Shcherbatenko, 2012), выявил их сходство с наиболее изученными вирусами микроводорослей семейства Phycodnaviridae, обнаружив при этом уникальность и индивидуальные особенности исследованных штаммов, основанные на космополитной комбинации их генов (Степанова и др., 2013).

По результатам электрофореза выявлено около 40 вирусных белков альговируса микроводоросли T. viridis, а по данным CAMERA – 55; при анализе с помощью компьютерной программы выявлено свыше 80 белков. Таким образом, анализ генетических данных оказался наиболее эффективным методом при обнаружении вирусных белков.

Электронно-микроскопические и биохимические исследования, в том числе секвенирование вирусных геномов и их анализ, позволили пополнить знания о биологии альговирусов и стали дополнительным аргументом для включения обнаруженных в Чёрном море альговирусов в семейство Phycodnaviridae.

Модельные эксперименты

В результате поиска, изоляции, изучения и мониторинга морских вирусов создана коллекция черноморских альговирусов, которая в настоящее время поддерживается на базе ИПТС. Коллекция черноморских альговирусов используется для выполнения модельных экспериментов и/или исследований.

Модельные эксперименты с применением прибора МБА показали, что контакт альговирусов и раствора ДНК сопровождался повышением теплопродукции с кооперативным переходом, а под влиянием тетрануклеотидов гуанин-цитозин-гуанин-цитозин происходило угнетение инфекционного титра некоторых штаммов альговирусов (Степанова, 2004; Stepanova et al., 2003; Stepanova, 2005, 2014). Мы полагаем, что в природе это явление может играть роль регулятора активной вирусной инфекции, плавно останавливая процесс гибели хозяев-микроорганизмов и сохраняя их как вид, что не противоречит, а дополняет существующую концептуальную модель вирусного контроля разнообразия сообществ хозяев (Wommack, Colwell, 2000).

В модельных экспериментах установлено, что мидия M. galloprovincialis может утилизировать (усваивать и накапливать в тканях и органах) до 99% альговирусов из воды (Степанова, 2017а). Выявлена зависимость этого показателя от продолжительности опыта, сложности морфологии вируса, возраста (размера) моллюска и наличия неиндикаторной для вируса микроводоросли; ее присутствие приближает эксперимент к природным условиям, способствует удержанию вирусов в псевдофекалиях и ускоряет их утилизацию мидиями. Установлено, что часть альговирусов концентрируется в организме фильтрующих моллюсков и возвращается в окружающую среду с фекалиями, поступая на дно, где может быть использована бентофагами, и/или диффундирует обратно в пелагиаль. Полученные результаты свидетельствуют об участии двустворчатых моллюсков в циркуляции морских вирусов.

Экспериментальное изучение контакта культуры морской микроводоросли T. viridis с альговирусом (штамм TsV-S1) показало, что в условиях непрерывного искусственного освещения вирусное инфицирование клеток водорослей при интенсивности света 60 мкЭ/(м² с) отмечалось через сутки после заражения культуры, а при 20 мкЭ/(м² с) – через двое суток (Стельмах, Степанова, 2019). Инфицированные и неинфицированные клетки различались по форме и размерам. При интенсивности света 60 мкЭ/(м² с) инфицированная культура начинала отмирать в конце третьих суток при численности клеток 3 × 10⁵ кл./мл, а при освещении 20 мкЭ/(м² с) – в начале пятых суток при такой же численности. В условиях низкой интенсивности света полный лизис водорослей происходил к концу шестых суток; при увеличении интенсивности света в 3 раза этот процесс сокращался до четырех суток. Ранее контакт культуры морской микроводоросли T. viridis с альговирусом (штамм TsV-S1) в условиях комнатной температуры и освещенности изучали в оптическом микроскопе, а также по уровню теплопродукции с использованием метода микрокалориметрии (Степанова, 2004; Stepanova, 2006, 2014). Использование метода микрокалориметрии в сочетании с другими методами расширило знания о динамике контакта микроводорослей и альговирусов, а также позволило получить объективные результаты, подкрепленные цифровыми данными и графическими изображениями. Установлено, что через 4 ч теплопродукция инфицированной культуры микроводоросли незначительно отличалась от таковой в контроле (без вируса). Через 8–10 ч после заражения теплопродукция инфицированной культуры была уже в 3 раза ниже, чем в контроле, но визуальные различия между опытом и контролем через 10 ч отсутствовали. Однако использование оптической микроскопии позволило увидеть, что уже через 4 ч подвижность инфицированных клеток значительно сокращалась по сравнению с таковой клеток в контрольном образце культуры. Различия между контролем и опытом, видимые невооруженным глазом, обычно наблюдались через 20–24 ч: в опыте был виден осадок, надосадочная жидкость была прозрачной; в контроле культура сохраняла зеленый цвет, наиболее интенсивный у поверхности. На этом этапе теплопродукция контрольного образца была в 3.5 раза выше, чем опытного. Спустя несколько суток осадок в опыте терял цвет, а в контроле интенсивность окраски практически не изменялась; теплопродукция в опыте снижалась до 0.5 мкВт. Это можно объяснить тепловыделением при росте и развитии бактериальной флоры, так как в экспериментах используются альгологически чистые культуры, в которых не исключено присутствие бактерий. Теплопродукция контрольной культуры достигала 11 мкВт, что свидетельствовало о продолжающемся росте и развитии микроводорослей. Инфицирование основной массы клеток, вероятно, происходило в течение первых четырех часов контакта микроводоросли T. viridis с альговирусом TvV-S1 и сопровождалось снижением двигательной активности клеток. Это отражалось на уровне теплопродукции инфицированной культуры. Разница между количеством выделяемого тепла в контроле и в опыте через 8 ч после начала эксперимента указывает на угнетение метаболизма у инфицированной культуры. На этом этапе в опытных образцах наблюдали разрыв клеточных оболочек и разрушение отдельных клеток микроводоросли. В контроле клетки водоросли были активными, нарушений их целостности не отмечено. Через 24 ч в надосадочной жидкости инфицированной культуры клетки микроводорослей отсутствовали, а в осадке присутствовали неподвижные часто деформированные клетки, оболочки которых разрушались. Очевидно, при разрыве (лизисе) клеток происходит выход созревших вирионов во внешнюю среду. К этому времени разница между уровнями теплопродукции в опыте и контроле была самой большой.

Особый интерес представляют исследования по влиянию вирусов гидросферы и вирусного лизиса на физические параметры водной среды, в которой они обитают. Результаты модельных экспериментов по изучению черноморских альговирусов позволяют утверждать, что морские вирусы и их вирусный лизис необходимо учитывать как в теории, так и в практике физики моря, в том числе в оптике. Для проведения модельных экспериментов по изучению влияния вирусного лизиса на электрическую проводимость (ЭП) и прозрачность морской воды были созданы лабораторная установка и экспериментальный лабораторный стенд, которые были подробно описаны ранее (Степанова, Гайский, 2018; Степанова и др., 2018; Шоларь, Степанова, 2019; Шоларь и др., 2019). В настоящее время создана и находится на стадии модернизации двухъемкостная лабораторная установка, использование которой позволит одновременно получать результаты по динамике изменения ЭП и прозрачности морской воды как в опыте (контакт культуры микроводоросли с альговирусом), так и в контроле (рост и развитие культуры микроводоросли без вирусного лизиса).

Известно, что простейшие одноклеточные организмы могут влиять на состояние и величину электрической энергии в гидросфере. В водной среде микроорганизмы в процессе жизнедеятельности изменяют окислительно-восстановительный потенциал, концентрацию водородных ионов и метаболитов, а также генерируют электрические поля. Показано, что локальная неоднородность электрического поля акватории помимо гидродинамических и химических факторов может определяться также жизнедеятельностью бактерио-, фито- и зоопланктона. На изменение электрического потенциала водной среды в результате жизнедеятельности гидробионтов влияют их генотип, функциональное состояние и адаптационный фактор (Александров, 1985). Естественно, что функциональное состояние одноклеточных гидробионтов изменяется при их контакте с вирусами, что позволяет говорить о влиянии вирусного лизиса на электрический потенциал водной среды их обитания, в том числе на изменение ЭП воды. Клетки микроводоросли-хозяина оказывают определенное влияние на ЭП среды, а вирусы, разрушая клетки микроводоросли, приводят к снижению ЭП. Вероятно, этим можно объяснить снижение ЭП морской воды в процессе контакта микроводоросли и альговирусов на фоне повышения температуры воды, которое мы наблюдали в экспериментах (Степанова, Гайский, 2018; Степанова и др., 2018), хотя это противоречит принятой физической зависимости. Снижение ЭП жидкости (смеси на основе морской воды) отмечено в период лизиса клеток культур микроводорослей соответствующими альговирусами. Микромодель пика численности фитопланктона с последующим вирусным лизисом, созданная в культуре, соответствует микромодели сезонного вирусного пика в природе. Таким образом, экспериментально полученные результаты снижения ЭП морской воды при вирусном лизисе позволяют предположить, что в сезонные пики численности фитопланктона, за которыми следуют пики численности альговирусов, в акваториях должно наблюдаться изменение ЭП. Каким будет характер этого изменения – местным, локальным или повсеместным, т.е. глобальным, еще предстоит изучить. Мы не обнаружили литературных данных о динамике ЭП морской воды, связанной с сезонными пиками численности морских микроорганизмов (бактерио-, фито-, вириопланктона). В то же время результаты проведенных нами экспериментов с учетом требований по точности, предъявляемых к действующему международному уравнению состояния морской воды TEOS-10 (см.: IOC, SCOR and IAPSO, 2010), позволяют утверждать, что это влияние существенно.

В лабораторных условиях с использованием микробиоты в основном тихоокеанских регионов изучены и описаны оптические параметры жидкой среды в процессе вирусного лизиса (Balch et al., 2002; Simis et al., 2005, 2007; Uitz et al., 2010). Исследования нацелены на изучение процесса вирусного лизиса с учетом многих меняющихся показателей, таких как численность клеток; количество пигментов; размеры органических частиц, образующихся в результате вирусного лизиса; степень их агрегации; химический состав среды и т.д. Характерные изменения, обнаруженные в ходе вирусного лизиса в условиях эксперимента, предложено использовать для индикации вирусного лизиса в гидросфере и для выявления массовой смертности одноклеточных хозяев в водоемах на основе оптического дистанционного зондирования. Однако значение вирусов и вирусного лизиса в изменении физических характеристик водной среды их обитания не рассматривалось, а вирусы не учитывались в качестве активных компонентов физики и оптики гидросферы. Сведения (в том числе экспериментальные) о роли черноморских вирусов (альговирусов) в изменении прозрачности акватории Чёрного моря до недавнего времени также отсутствовали. Для определения роли черноморских альговирусов и вирусного лизиса в изменении прозрачности среды их обитания был выполнен ряд модельных экспериментов с использованием черноморской микробиоты – культур микроводорослей и суспензий альговирусов (Степанова и др., 2018; Шоларь, Степанова, 2019; Шоларь и др., 2019). Изменение прозрачности морской воды в экспериментах фиксировали при помощи малогабаритного мультиспектрального измерителя показателя ослабления направленного света (ПОС) – СИПО (Латушкин, 2013) с применением двухъемкостного экспериментального лабораторного стенда, где в одном из опытов использовали культуру микроводоросли D. viridis в контакте с вирусной суспензией альговируса DvV-SI1, а в контроле – только культуру микроводоросли D. viridis без вируса. Полученные результаты свидетельствуют о влиянии вирусного лизиса на прозрачность морской воды и частично объясняют аномалии оптических свойств воды, наблюдаемые в разных океанических регионах, что является оригинальным дополнением к уже существующим предположениям и объяснениям (Organelli et al., 2017). Предположение о связи вирусного лизиса с аномалиями оптических свойств морской воды, например, с быстрым изменением прозрачности в динамике пика цветения фитопланктона, указывает на необходимость учета в теории и практике физики и оптики моря пока еще мало изученного вклада морских (водных) вирусов.

Таким образом, анализ опубликованных данных по поиску, изоляции и изучению черноморских альговирусов показал, что в ходе исследований помимо классических методов могут успешно применяться методики, усовершенствованные и/или разработанные авторами обзора. Использование этих методик позволило изолировать и изучить новые для науки и для экосистемы Чёрного моря вирусы микроводорослей и одного вида цианобактерий.

Клинический материал и материал, полученный от гидробионтов, стали новыми источниками для изоляции альговирусов, что позволило заметно расширить знания по экологии морских вирусов. Новые для науки данные получены в результате модельных экспериментов; разработаны уникальная лабораторная установка и экспериментальный стенд для исследования вирусного лизиса.

На основании результатов поиска и изоляции альговирусов из проб морской воды, отобранной в бухтах у г. Севастополь, мониторинг альговирусов предложено использовать в качестве экологического индикатора и как составляющую экомониторинга, а альговирусы рассматривать как биологические индикаторы и/или маркёры.

В результате проведенного экспериментального изучения вирусного лизиса одноклеточных микроводорослей-хозяев с использованием созданных лабораторных установки и стенда выявлены новые для физики и оптики моря факты на уровне биофизических процессов контакта вируса и хозяина. Полученные данные позволяют обосновать и упрочить представления о морских (водных) вирусах и вирусном лизисе как об активных физических и оптических компонентах (элементах) в гидросфере, которые необходимо учитывать в теории и практике физики моря.

Краткое описание методологии поиска, изоляции и изучения черноморских альговирусов, в том числе модельных экспериментов, и полученных результатов может послужить стимулом для активизации морской (водной) вирусологии в научных учреждениях как нашей страны, так и за рубежом, где это новое научное направление еще не получило должного развития.