1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Биология моря
  4. T. 48, № 2, 2022

Биология моря, 2022, T. 48, № 2, стр. 123-132

Влияние липидного комплекса из морской зеленой водоросли Ulva lactuca Linnaeus, 1753 на биохимические показатели плазмы крови и печени при экспериментальной дислипидемии

Н. Ф. Кушнерова 1, *, С. Е. Фоменко 1, В. Г. Спрыгин 1, Е. С. Другова 1, Т. В. Момот 2, Л. Н. Лесникова 1, В. Ю. Мерзляков 1

1 Тихоокеанский океанологический институт им. В.И. Ильичева ДВО РАН
690041 Владивосток, Россия

2 Дальневосточный федеральный университет
690950 Владивосток, Россия

* E-mail: natasha50@mail.ru

Поступила в редакцию 20.04.2021
После доработки 31.08.2021
Принята к публикации 25.11.2021

Полный текст (PDF)

Аннотация

Исследовано влияние липидного комплекса, выделенного из таллома морской зеленой водоросли Ulva lactuca Linnaeus, 1753, и коммерческого препарата “Омега-3” на биохимические показатели плазмы крови и печени крыс при экспериментальной высокожировой диете (гиперхолестериновый рацион с жировой нагрузкой). Влияние диеты сопровождалось увеличением в плазме крови животных количества общих липидов, общего холестерина, липопротеинов низкой плотности, коэффициентов холестерин/фосфолипиды и атерогенности, а также снижением общих фосфолипидов, уровня холестерина липопротеинов высокой плотности и изменением соотношения классов нейтральных липидов печени. Липидный комплекс U. lactuca показал более высокую эффективность в восстановлении липидного состава крови и печени при высокожировой диете по сравнению с действием препарата “Омега-3”. Морские водоросли могут использоваться как сырье для получения препаратов с гиполипидемическими свойствами.

Ключевые слова: Ulva lactuca, липидный комплекс, высокожировая диета, кровь, печень, липопротеины, холестерин, нейтральные липиды

Морские водоросли в настоящее время признаются источником новых природных биологически активных веществ и фармацевтических препаратов для профилактики и/или лечения многих заболеваний. Это самовозобновляемое, а также доступное для добычи сырье с большой биомассой. Отмечена меньшая сложность технологических процессов при выделении биологически активных веществ из водорослей. При этом выделенные вещества обладают выраженной фармакологической активностью и, как правило, низкой токсичностью (Cheng-Sánchez, Sarabia, 2018). В морских гидробионтах синтезируется множество вторичных метаболитов, имеющих уникальные структуры (Agatonovic-Kustrin et al., 2019); некоторые из них отсутствуют в наземных растениях. Это относится как к полифенольным метаболитам, а именно к полимерам флороглюцина – флоротаннинам, так и к липидным структурам, содержащим эссенциальные полиненасыщенные жирные кислоты (ПНЖК) семейства n-3.

В отечественной и зарубежной литературе широко представлены результаты исследования фармакологических свойств полисахаридной составляющей бурых водорослей. Наиболее изучены в этом направлении полисахариды таких видов, как Saccharina japonica, Fucus evanescens, Costaria costata и Undaria pinnatifida (Имбс и др., 2009; Heavisides et al., 2018). Известны комплексные исследования применения фукоидана, выделенного из S. japonica и S. cichоrioides, при дислипидемии у пациентов с онкологическими заболеваниями, при диабете и гепатите В (Luthuli et al., 2019). Полисахариды из зеленой водоросли Codium fragile показали иммуномодулирующую активность (Park et al., 2020), а из бурой водоросли Sargassum siliquastrum – нейропротективный эффект при старении (Hannan et al., 2020). Каррагинаны из красной водоросли Gigartina pistillata были эффективны при колоректальном раке (Cotas et al., 2020a), а ульваны из зеленой водоросли Ulva rigida – как антикоагулянты (Adrien et al., 2019). Особый научный интерес вызывают полифенолы бурых водорослей, в частности, флоротаннины, как эффективные антиоксиданты (Яковлева, Белоциценко, 2017), которые используются для лечения онкологических заболеваний (Park et al., 2020), и как гепатопротекторные средства (Cotas et al., 2020b). Перспективную группу веществ морского происхождения составляют липидные комплексы, в состав которых в значительных количествах входят эссенциальные фосфолипиды, гликолипиды и полиненасыщенные жирные кислоты (Susanto et al., 2019), показавшие высокую эффективность в профилактике дислипидемий (Desnoyers et al., 2018). При введении липидного экстракта из микроводоросли рода Schizochytrium снижался уровень холестерина, что оказывало ингибирующее влияние на ГМГ-КоА-редуктазу (Chen et al., 2011). При этом липидкоррегирующее действие данного экстракта не уступало таковому, выделенному из рыбы, по эффективности снижать уровень триглицеридов и общего холестерина (Komprda et al., 2015). Известны работы, указывающие на эффективность профилактического введения липидных фракций из водорослей, обогащенных n-3 кислотами, при развитии атеросклероза на фоне высокожировой диеты (Liu et al., 2016). Докозогексаеновая кислота, выделенная из разных видов водорослей, используется для первичной профилактики сердечно-сосудистых заболеваний на ранней стадии, так как она оказывает влияние на увеличение холестерина в липопротеинах высокой плотности (ЛПВП) и низкой плотности (ЛПНП) (Bernstein et al., 2012). Однако возможности практического использования липидных комплексов из водорослей, очевидно, еще не исчерпаны.

В настоящее время в связи с потреблением населением пищи с высоким содержанием животного жира и холестерина наблюдается увеличение числа больных со сформированным ожирением с метаболическими нарушениями, сопровождающимися гиперхолестеринемией (Новгородцева и др., 2011). Для лечения гиперхолестеринемии рекомендовано применение различных синтетических липидоснижающих препаратов, к которым относятся статины, являющиеся ингибиторами ключевого фермента биосинтеза холестерина – ГМГ-КоА-редуктазы (Мареев, 2010). Статины при длительном применении и использовании в больших дозах способны вызывать неблагоприятные побочные эффекты, поэтому отдельным группам пациентов они противопоказаны. Предлагается заменять их немедикаментозными гиполипидемическими средствами на основе природного сырья, в частности, биологически активными веществами из морских гидробионтов (Беседнова, 2014). К таким средствам следует отнести липидный комплекс из таллома морской зеленой водоросли Ulva lactuca. Комплекс полярных липидов из U. lactuca показал наилучший терапевтический эффект по сравнению с таковым, полученным при использовании Sargassum pallidum и Zostera marina при экспериментальном аллоксановом диабете (Кривошапко и др., 2012). Водно-спиртовый экстракт из U. lactuca при экспериментальной гиперхолестеринемии способствовал снижению уровня холестерина, триацилглицеринов, липопротеинов низкой плотности и восстанавливал структуру миокарда мышей (Kammoun et al., 2018). Однако данные о зеленых водорослях, в том числе относящихся к роду Ulva, как об источниках липидных комплексов с липидкоррегирующими свойствами ограничены.

Ulva lactuca Linnaeus, 1753 (отдел Chlorophyta – зеленые водоросли, класс Ulotrichophyceae, порядок Ulvales – ульвовые, семейство Ulvaceae) в ряде районов является ценозообразующим элементом донных сообществ. Слоевище пластинчатое длиной до 1 м, простое или расщепленное на лопасти. Пластины плоские или морщинистые, часто с отверстиями, с гладкими или складчатыми краями. Растет на камнях, скалах, илистом грунте с песком, камнями и ракушей, на мелководье защищенных и подверженных умеренному волнению побережий (Титлянов, Титлянова, 2012). В талломе U. lactuca отмечено высокое содержание веществ липидной природы. Согласно литературным данным (Хотимченко, 2003), фосфолипидный состав этой водоросли включает фосфатидилэтаноламин, фосфатидилглицерин, фосфатидилинозит, фосфатидилсерин и фосфатидную кислоту. В составе общих липидов обнаружен бетаиновый липид (1,2–диацилглицеро-О-4-(N, N, N-триметил)-гомосерин (ДГТС), который, имея определенное структурное сходство с фосфатидилхолином, не является фосфолипидом, так как не содержит остатка фосфорной кислоты. Важными элементами гликолипидной и фосфолипидной фракций являются ПНЖК семейства n-3: α-линоленовая, стеаридоновая, эйкозапентаеновая и докозагексаеновая (Хотимченко, 2003; Баркина и др., 2020), что обусловливает высокую фармакологическую ценность липидного комплекса. Известно, что применение жирных кислот семейства n-3 способствует сохранению здоровья человека (Jump et al., 2015; Desnoyers et al., 2018).

К настоящему времени в отечественной и зарубежной фармацевтической промышленности в качестве немедикаментозных гиполипидемических средств из жира морских рыб ценных пород, содержащих эссенциальные фофолипиды и полиненасыщенные жирные кислоты семейства n-3, разработаны следующие препараты: “Омега 3-6-9 Супер Эвалар” (Россия), “ОМЕГА-3 концентрат Миролла” (Россия), “ОМЕГА 3-6-9 концентрат Миролла” (Россия), “Омега 3” (Now Foods, USA) и “Доппельгерц Актив Омега-3” (Германия). Однако морские водоросли также могут быть сырьевым источником для получения липидных комплексов с гиполипидемическими свойствами.

Цель данной работы – изучение влияния липидного комплекса, выделенного из таллома морской зеленой водоросли Ulva lactuca, на липидный состав плазмы крови и печени крыс при гиперхолестериновом рационе с жировой нагрузкой.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДИКА

Образцы водоросли Ulva lactuca собирали в осенний период в прибрежных водах б. Алексеева о-ва Попова зал. Петра Великого (Японское море). Выборка водорослей составила 100 талломов. Водоросли тщательно очищали от эпифитов и частиц песка, промывали морской, а затем водопроводной водой, после этого отжимали и погружали в кипящую воду на 2 мин для инактивации ферментов. Затем таллом сушили при температуре ниже 50°С и измельчали с помощью лабораторной мельницы до частиц размером 0.5–1.0 мм. Выделение липидного комплекса осуществляли общепринятым для выделения липидов из растительного и животного сырья методом (Bligh, Dyer, 1959). Количество общих липидов определяли весовым методом.

Эксперимент проводили на беспородных белых крысах-самцах с массой тела 143 ± 3 г, полученных из питомника филиала “Столбовая” ФГБУН “Научный центр биомедицинских технологий” ФМБА России. Исследования на животных выполнены в соответствии с приказом Минздрава России от 01.04.2016 № 199н “Об утверждении Правил лабораторной практики” и требованиями ГОСТ Р 53434-2009 “Принципы надлежащей лабораторной практики”. Животные были адаптированы в виварии в течение 7 сут до начала эксперимента (карантин). Во время этого периода ежедневно оценивали внешнее состояние крыс; в эксперимент были взяты животные без признаков отклонений. Животные получали питьевую воду без ограничений и корм ежедневно в одно и то же время в режиме свободного доступа. После прохождения карантина крыс произвольно распределяли на интактных (контроль), потреблявших на протяжении всего эксперимента сбалансированный общевиварный базовый рацион, и крыс, подвергавшихся моделированию алиментарной дислипидемии. Наиболее популярной является модель кормления животных высокожировой диетой, представляющей собой гиперхолестериновый рацион с жировой нагрузкой. В нашем эксперименте для развития алиментарной дислипидемии в течение 30 сут животных кормили высокожировой пищей, состоявшей из общевиварного базового рациона с добавлением холестерина и говяжьего сала в количестве 2 и 20% соответственно от общего состава рациона (Миронов, 2012). Другой группе крыс в высокожировую диету добавляли липидный комплекс U. lactuca в дозе 1 г/кг массы животного (Новгородцева и др., 2010). В группе с препаратом сравнения “Омега-3” (Now Foods, USA) в высокожировую диету вводили данный липидный комплекс в этой же дозе. В 1 г препарата “Омега-3” содержится 0.35 г насыщенных жирных кислот, 0.35 г мононенасыщенных жирных кислот, а также 0.3 г омега-3 жирных кислот, представленных эйкозапентаеновой кислотой (180 мг) и докозагексаеновой кислотой (120 мг).

Животных содержали по одной особи в индивидуальных пластиковых клетках на подстилке из опилок при температуре 20–22ºС и режиме освещения 12 : 12 ч. Животные были разделены на следующие группы по 10 особей в каждой: 1-я группа – контроль (интактные, общевиварный базовый рацион), 2-я группа – высокожировая диета, 3-я группа – высокожировая диета + липидный комплекс ульвы, 4-я группа – высокожировая диета + + липидный комплекс “Омега-3”. Животных выводили из эксперимента декапитацией под легким эфирным наркозом с соблюдением “Европейской конвенции о защите позвоночных животных, используемых для экспериментов или в иных научных целях” (1986).

В плазме крови животных с помощью биохимических наборов “Ольвекс диагностикум” (Россия) определяли уровень общих липидов, общего холестерина, общих фосфолипидов, триацилглицеринов, холестерина липопротеинов низкой плотности (ХС ЛПНП), холестерина липопротеинов высокой плотности (ХС ЛПВП), липопротеинов низкой (ЛПНП) и высокой плотности (ЛПВП). Экстракты общих липидов из плазмы крови и ткани печени готовили по методу Фольча (Folch et al., 1957). Суспензию силикагеля марки “КСК” и пластинки размером 6 × 6 см для микротонкослойной хроматографии липидов готовили по методу Светашева и Васьковского (Svetachev, Vaskovsky, 1972). Разделение нейтральных липидов по классам осуществляли методом одномерной микротонкослойной хроматографии на силикагеле (Amenta, 1964). Использовали системы растворителей гексан : серный эфир : уксусная кислота в соотношении 90 : 10 : 1 об/об. Идентификацию пятен липидов проводили с помощью очищенных препаратов отечественного производства (Реахим, Россия). Для разделения фосфолипидов по классам использовали системы растворителей (по: Rouser et al., 1967). Для обнаружения фосфолипидов, содержавших аминогруппу (фосфатидилэтаноламин, фосфатидилсерин), пластинки опрыскивали 5% раствором нингидрина в ацетоне (Rouser et al., 1967). Фосфолипиды, содержавшие гидроксильные группы (фосфатидилинозит), обнаруживали с помощью периодатного реактива Шиффа (Кейтс, 1975). Для проявления всех фосфолипидных классов применяли молибдатный реактив (Vaskovsky et al., 1975) и реагент на основе малахитового зеленого (Vaskovsky, Latyshev, 1975). Количество отдельных классов фосфолипидов и величину общих фосфолипидов рассчитывали по методу Васьковского с соавторами (Vaskovsky et al., 1975) с принятым алгоритмом их количественного определения. Содержание отдельных классов выражали в процентах от общей суммы фосфолипидов или нейтральных липидов соответственно. Для проявления гликолипидов использовали антроновый реагент (Van Gent et al., 1973). Количество общих гликолипидов определяли по методу Васьковского и Хотимченко (Vaskovsky, Khotimchenko, 1982). Жирно-кислотный состав липидного комплекса определяли с помощью метода газо-жидкостной хроматографии (ГЖХ). Метиловые эфиры жирных кислот (МЭЖК) получали переэтерификацией липидов (см.: Carreau, Dubacq, 1978) и очищали с помощью ТСХ, используя систему гексан : диэтиловый эфир (95 : 5 по объему). МЭЖК анализировали на газовом хроматографе “ЛХМ-2000” (ОАО “Хроматограф”, Россия) с пламенно-ионизационным детектором, капиллярная колонка НР-5-МS c 5% фенилметилсилоксаном (30 м × 0.25 мм,“Agilent”, США), газ-носитель – гелий. Температура инжектора составляла 180°С. Идентификацию МЭЖК проводили путем сравнения времени удерживания с таковым известных стандартов (Christie, 1988). Результаты выражали в процентах от суммы жирных кислот.

Количественные данные обрабатывали с использованием статистического пакета Instat 3.0 (GraphPad. Software Inc. USA, 2005) со встроенной процедурой проверки соответствия выборки закону нормального распределения. Для определения статистической значимости различий в зависимости от параметров распределения использовали параметрический t-критерий Стьюдента или непараметрический U-критерий Манна–Уитни. Дизайн эксперимента был одобрен Комиссией по вопросам этики Тихоокеанского океанологического института им. В.И. Ильичева ДВО РАН.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Липидный комплекс Ulva lactuca представлял собой массу коричнево-зеленого цвета. Химический состав липидного комплекса U. lactuca представлен в табл. 1. Количество общих липидов достигало 40.2 ± 1.8 мг/г сухой ткани, что совпадает с опубликованными ранее данными (Хотимченко, 2003). По содержанию преобладали гликолипиды и нейтральные липиды (42 и 38% от общих липидов соответственно), тогда как фракция фосфолипидов составляла 10.3%. Среди нейтральных липидов преобладали триацилглицерины. В липидном комплексе также присутствовали суммарная фракция диацилглицерины + моноацилглицерины, свободные жирные кислоты, свободные стерины и эфиры стеринов. В составе фосфолипидной составляющей липидного комплекса отмечено наличие пяти известных классов фосфолипидов: фосфатидилэтаноламин, фосфатидилглицерин, фосфатидилинозит, фосфатидилсерин и фосфатидная кислота, что согласуется с опубликованными данными (Хотимченко, 2003; Michalak, Chojnacka, 2015). Среди жирных кислот липидного комплекса U. lactuca доля насыщенных жирных кислот достигала 33.4%, причем основным компонентом была пальмитиновая кислота (16:0). Содержание мононенасыщенных жирных кислот составляло 16.2%, они были представлены пальмитолеиновой (16:1 n-7), цис-вакценовой (18:1 n-7) и олеиновой (18:1 n-9) кислотами. Наличие цис-вакценовой кислоты является таксономическим признаком зеленых водорослей рода Ulva (Хотимченко, 2003). Среди основных идентифицированных жирных кислот преобладали ПНЖК (50.4% от общей суммы жирных кислот). Следует отметить, что жирнокислотный состав U. lactuca отличался высоким содержанием ПНЖК семейства n-3 (37.8%), что в 3 раза превышало содержание ПНЖК семейства n-6 (12.6%). Данный факт согласуется с опубликованными данными для зеленых водорослей (Хотимченко, 2003; Cardosо, 2017).

Таблица 1.  

Химический состав липидного комплекса таллома Ulva lactuca

Биохимические параметры Показатели
Общие липиды, мг на 1 г сухой ткани 40.2 ± 1.8
Общие фосфолипиды, мг на 1 г сухой ткани 4.1 ± 0.3
Общие нейтральные липиды, мг на 1 г сухой ткани 15.3 ± 0.8
Общие гликолипиды, мг на 1 г сухой ткани 16.9 ± 0.9
Другие (бетаиновые липиды) мг на 1 г сухой ткани 3.9 ± 0.2
Нейтральные липиды, % от суммы всех классов
Диацилглицерины + моноацилглицерины 12.3 ± 1.2
Свободные стерины 15.1 ± 0.9
Свободные жирные кислоты 9.3 ± 1.1
Триацилглицерины 49.3 ± 2.2
Эфиры стеринов 8.2 ± 0.9
Остаточная фракция 5.9 ± 0.7
Фосфолипиды, % от суммы всех классов
Фосфатидилэтаноламин 20.5 ± 1.2
Фосфатидилглицерин 26.5 ± 1.5
Фосфатидилинозит 21.2 ± 1.3
Фосфатидилсерин 17.3 ± 1.1
Фосфатидная кислота 14.5 ± 0.9
Жирные кислоты, % от суммы всех жирных кислот
14:0 (миристиновая) 1.2 ± 0.1
16:0 (пальмитиновая) 31.2 ± 2.9
18:0 (стеариновая) 1.0 ± 0.1
16:1 n-7 (пальмитолеиновая) 4.1 ± 0.2
18:1 n-7 (цис-вакценовая) 9.8 ± 0.4
18:1 n-9 (олеиновая) 2.3 ± 0.2
18:2 n-6 (линолевая) 10.9 ± 0.4
20:4 n-6 (арахидоновая) 1.7 ± 0.1
16:4 n-3 (гексадекатетраеновая) 12.1 ± 0.5
18:3 n-3 (α-линоленовая) 16.3 ± 0.7
18:4 n-3 (стеаридоновая) 6.9 ± 0.1
20:5 n-3 (эйкозапентаеновая) 1.9 ± 0.2
22:6 n-3 (докозагексаеновая) 0.6 ± 0.1

Высокожировая диета в течение 30 сут сопровождалась увеличением массы животных на 29% (р < 0.001), что составляло 185 ± 4 г по сравнению с 143 ± 3 г в контроле, при одновременном увеличении удельной массы печени на 72% (7.45 ± 0.37 г/100 г массы тела против 4.34 ± 0.15 г/100 г массы тела в контроле; р < 0.001). В печени отмечена сплошная зернистость жировых включений, т.е. выраженная жировая инфильтрация. Согласно исследованиям Новгородцевой с соавторами (2011), при высокожировой диете уже через 30 сут развивается стеатоз печени, характеризующийся жировой гипертрофией гепатоцитов в результате накопления в них избыточного количества жира.

При исследовании биохимических показателей липидного обмена в плазме крови у экспериментальных животных в условиях высокожировой диеты отмечено развитие выраженной дислипидемии (табл. 2). Это подтверждалось тем, что количество общих липидов в плазме крови увеличилось на 30% (р < 0.001), а общего холестерина – на 80% (p < 0.001) по сравнению с контрольными значениями. При этом количество общих фосфолипидов снизилось на 20% (р < 0.001), что обусловило увеличение коэффициента холестерин/фосфолипиды в 2.2 раза (р < 0.001). Уровень триацилглицеринов повысился почти в 2.5 раза (p < 0.001), а значение ЛПНП увеличилось на 40% (р < 0.01) при одновременном снижении уровня ЛПВП на 35% (р < 0.001). Значение атерогенного ХС ЛПНП повысилось на 24% (р < 0.01), тогда как уровень ХС ЛПВП снизился на 14% (p < 0.01). В связи с этим рассчитанный коэффициент атерогенности у данных животных был достоверно выше контрольных значений в 6 раз. Это свидетельствует о нарушении липидного обмена в плазме крови под действием высокожировой диеты и является фактором риска метаболического синдрома и сердечно-сосудистых заболеваний.

Таблица 2.  

Биохимические показатели плазмы крови крыс после высокожировой диеты (ВЖД) и введения липидных комплексов из Ulva lactuca и “Омега-3” (M ± m)

Показатель 1-я группа контроль 2-я группа
ВЖД 		3-я группа
ВЖД + ульва 		4-я группа
ВЖД + “Омега-3”
Общие липиды (г/л) 4.70 ± 0.19 6.10 ± 0.173 4.72 ± 0.15в 5.21 ± 0.141, в, *
Общий холестерин (ммоль/л) 2.64 ± 0.13 4.76 ± 0.143 3.00 ± 0.12в 3.24 ± 0.142, в
Общие фосфолипиды (ммоль/л) 2.49 ± 0.06 2.00 ± 0.053 2.53 ± 0.05в 2.36 ± 0.05в, *
Холестерин Фосфолипиды 1.06 ± 0.01 2.38 ± 0.053 1.19 ± 0.02в 1.37 ± 0.033, в, ***
Триацилглицерины (ммоль/л) 1.10 ± 0.05 2.70 ± 0.173 1.00 ± 0.06в 1.20 ± 0.07в, *
ЛПНП (ммоль/л) 0.63 ± 0.04 0.88 ± 0.062 0.62 ± 0.04б 0.73 ± 0.031, б, **
ЛПВП (ммоль/л) 1.70 ± 0.08 1.10 ± 0.063 1.71 ± 0.05в 1.50 ± 0.041, в, **
ХС ЛПНП (ммоль/л) 0.87 ± 0.03 1.08 ± 0.052 0.87 ± 0.02б 0.94 ± 0.03а, *
ХС ЛПВП (ммоль/л) 0.71 ± 0.02 0.61 ± 0.022 0.74 ± 0.02в 0.64 ± 0.021, б, *
Коэффициент атерогенности 0.55 ± 0.06 3.32 ± 0.163 0.75 ± 0.08в 1.16 ± 0.113, в, ***

Примечание. Различия статистически достоверны при: 1, а, *р < 0.05; 2, б, **р < 0.01; 3, в, ***р < 0.001. Цифры – по сравнению с контролем; буквы – по сравнению со 2-й группой; звездочки – по сравнению с 3-й группой.

Анализ показателей липидного обмена в печени крыс после высокожировой диеты выявил существенные изменения содержания нейтральных липидов (табл. 3). Так, уровень триацилглицеринов достоверно повысился на 11% (р < 0.001), холестерина – на 21% (р < 0.001), а свободных жирных кислот – на 19% (р < 0.001) относительно контрольных значений. В то же время отмечено снижение содержания эфиров холестерина на 14% (p < 0.01), что свидетельствует о нарушении этерифицирующей функции печени. Следовательно, при употреблении высокожировой диеты происходило изменение липидного обмена печени.

Таблица 3.  

Содержание нейтральных липидов в печени крыс после высокожировой диеты (ВЖД) и введения липидных комплексов из Ulva lactuca и “Омега-3” (в % от суммы фракций, M ± m)

Показатель 1-я группа контроль 2-я группа
ВЖД 		3-я группа
ВЖД + ульва 		4-я группа
ВЖД + Омега 3
Триацил-глицерины 23.81 ± 0.49 26.44 ± 0.243 22.77 ± 0.27в 24.61 ± 0.19в,***
Свободные жирные кислоты 12.81 ± 0.44 15.30 ± 0.253 13.00 ± 0.27в 13.80 ± 0.23в,*
Холестерин 14.72 ± 0.66 17.87 ± 0.223 14.36 ± 0.26в 15.59 ± 0.10в,***
Эфиры холестерина 17.55 ± 0.63 15.11 ± 0.192 17.75 ± 0.28в 16.46 ± 0.28в,**
Остаточная фракция 31.11 ± 0.69 25.28 ± 0.37 32.12 ± 0.41 29.54 ± 0.52

Примечание. Различия статистически достоверны при: 1, а, *р < 0.05; 2, б, **р < 0.01; 3, в, ***р < 0.001. Цифры – по сравнению с контролем; буквы – по сравнению со 2-й группой; звездочки – по сравнению с 3-й группой. Остаточная фракция – воски + + углеводороды + метиловые эфиры жирных кислот.

Введение в высокожировую диету липидного комплекса U. lactuca (далее “ульва”) (3-я группа) или “Омега-3” (4-я группа) сопровождалось выраженной тенденцией к восстановлению характеристик массы, а также биохимических показателей крови и печени, однако степень выраженности нормализующего эффекта различалась (табл. 2, 3). Масса тела крыс 3-й группы (147 ± 4 г) соответствовала таковой в контроле, при этом была ниже на 21% (р < 0.001) по сравнению с таковой у крыс 2-й группы (высокожировая диета). Удельная масса печени (4.61 ± 0.17 г/100 г массы) также соответствовала контрольным значениям и была ниже, чем у животных во 2-й группе, на 38% (р < 0.001). При потреблении животными высокожировой диеты с “Омега-3” масса тела была выше, чем в контроле, на 17% (168.57 ± 3 г, р < 0.01), тогда как по сравнению со 2-й группой она была ниже на 9% (р < 0.001). Удельная масса печени крыс этой группы также достоверно отличалась от контроля и была выше на 51% (6.57 ± 0.26 г/100 г массы, р < 0.01), но на 12% (р < 0.05) ниже по сравнению с таковой у животных из 2-й группы.

При сравнении показателей липидного обмена в плазме крови крыс в 3-й группе с таковыми во 2-й группе (табл. 2) отмечено снижение общих липидов на 23% (р < 0.001), общего холестерина на 37% (р < 0.001) и увеличение общих фосфолипидов на 27% (р < 0.001). Это обусловило снижение коэффициента холестерин/фосфолипиды на 50% (р < 0.001). В плазме крови крыс 4-й группы (“Омега-3”) количество общих липидов снизилось на 15% (р < 0.001), холестерина – на 32% (р < 0.001) при одновременном увеличении общих фосфолипидов на 18% (р < 0.001) по сравнению с таковыми величинами во 2-й группе. Расчет коэффициента холестерин/фосфолипиды показал, что он снизился на 43% (р < 0.001). Уровень триацилглицеринов в плазме крови 3-й и 4-й групп достоверно не отличался от контрольных значений, но по сравнению с таковым во 2-й группе снизился на 63% (р < 0.001) и 56% (р < 0.001) соответственно. Значение ЛПНП в плазме крови при введении липидного комплекса ульвы снизилось на 30% (р < 0.01), а при введении “Омега-3” – на 24% (р < 0.01). Одновременно увеличился уровень ЛПВП в плазме крови крыс 3-й группы на 55% (р < 0.001), а 4-й группы – на 36% (р < 0.001). Исследование уровня ХС ЛПНП показало, что в 3-й группе он был ниже на 20% (р < 0.05), а в 4-й группе на 13% ( р< 0.05) по сравнению с таковым во 2-й группе. Уровень ХС ЛПВП в плазме крови крыс 3-й группы увеличился на 21% (р < 0.001), а в 4-й группе он не отличался от такового во 2-й группе. Расчет коэффициента атерогенности показал, что при введении липидного комплекса ульвы его значение достоверно не отличалось от контроля, тогда как при введении “Омега-3” коэффициент был в 2 раза выше (р < 0.001). В то же время его значение относительно 2-й группы было ниже на 65% (р < 0.001), а относительно 3-й группы – на 77% (р < 0.001).

При сравнении величин нейтральных липидов в печени крыс 3-й и 4-й групп с таковыми 2-й группы (высокожировая диета) отмечены достоверные различия (табл. 3). При введении липидного комплекса ульвы количество триацилглицеринов снизилось на 14% (р < 0.001), свободных жирных кислот на 15% (р < 0.001), холестерина на 20% (р < 0.001), тогда как при введении “Омега-3” эти показатели снизились на 7, 10 и 13% (р < 0.001) соответственно. Величины эфиров холестерина были выше, чем таковые во 2-й группе: при введении липидного комплекса ульвы они увеличились на 17% (р < 0.001), а при введении “Омега-3” – на 9% (р < 0.001).

Сравнение полученных биохимических показателей плазмы крови и печени животных 3-й и 4-й групп со значениями в контрольной группе показало, что введение липидного комплекса ульвы в высокожировую диету способствовало их восстановлению до уровня контроля (табл. 3). В то же время при введении в высокожировую диету липидного комплекса “Омега-3” (4-я группа) сохранились статистически достоверные различия по сравнению с контролем по некоторым биохимическим показателям плазмы крови и печени (табл. 2, 3). Так, количество общих липидов в плазме крови превышало контрольные значения на 11% (р < 0.05), холестерина – на 23% (р < 0.001), соотношение холестерин/фосфолипиды – на 29% (р < 0.001). При этом значение ЛПНП достоверно превышало контроль на 16% (р < 0.05), тогда как уровень ЛПВП был ниже на 12% (р < 0.05), а величина ХС ЛПВП – на 10% (р < 0.05). Количество триацилглицеринов печени было выше, чем в контроле, на 4% (р < 0.01), свободных жирных кислот – на 8% (р < 0.001), а холестерина – на 6% (р < 0.001).

Таким образом, липидный комплекс ульвы был более эффективным липидкоррегирующим средством, чем препарат “Омега-3”. Подтверждением этому является расчет статистической достоверности между соответствующими величинами изученных биохимических показателей в плазме крови и печени крыс 3-й и 4-й групп. Так, в плазме крови при введении “Омега-3” количество общих липидов было выше на 10% (р < 0.05), а общих фосфолипидов ниже на 7% по сравнению с их количеством при введении липидного комплекса ульвы, что обусловило увеличенное на 15% (р < 0.001) соотношение холестерин/фосфолипиды. Следует отметить более высокий уровень триацилглицеринов в плазме крови (на 20%, р < 0.05) и ЛПНП (на 18%, р < 0.05), а также снижение величин ЛПВП (на 12%, р < 0.01) и ХС ЛПВП (на 14%, р < 0.05) по сравнению с таковыми в 3-й группе.

ОБСУЖДЕНИЕ

Ожирение способствует возникновению и обострению каскада процессов, включающих активацию симпатической и ренин-ангиотензиновой систем, развитию окислительного стресса и дислипидемий, высвобождению медиаторов воспаления, повышению адипогенеза и, таким образом, стимулированию системной дисфункции, которая приводит к клиническим проявлениям сердечно-сосудистых заболеваний (Seca, Pinto, 2018). При воздействии гиперхолестериновой нагрузки в течение 30 сут у экспериментальных животных формируется стрессовая реакция организма, характеризующаяся экстренной гиперфункцией гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной системы (Луценко и др., 1973). Из полученных результатов следует, что в условиях экспериментальной модели высокожировой диеты (гиперхолестериновый рацион с жировой нагрузкой) формируется дислипидемия и нарушается липидный обмен печени. Биохимический механизм такой метаболической разбалансировки, как увеличение уровня холестерина, жирных кислот и триацилглицеринов в плазме крови и печени, можно объяснить не только значительным поступлением этих компонентов с диетой, но и стрессовой реакцией организма на жировую нагрузку (Noeman et al., 2011). Известно, что при стрессе происходит активация липолиза в жировой ткани, что сопровождается поступлением большого количества свободных жирных кислот в кровь и далее в печень. При этом жирные кислоты в печени начинают использоваться в синтезе триацилглицеринов, а при окислении до ацетил-КоА – в синтезе холестерина, что приводит к росту данных биохимических показателей в крови. Итогом двух воздействий (высокожировая диета и стресс) является образование атерогенных липопротеинов с большой молекулярной массой, что обусловливает повышение вязкости плазмы и рост артериального давления. Именно этому типу дислипидемии в последнее время придают большое значение в связи с повышенным риском сердечно-сосудистых осложнений (Бокерия, Оганов, 2010).

Перспективным направлением в профилактике и лечении метаболических изменений, возникающих при дислипидемии, является использование природных липидных комплексов морского происхождения, содержащих полиненасыщенные жирные кислоты семейства n-3. Биологическое действие такого сложного природного комплекса, как липидный комплекс Ulva lactuca, следует рассматривать как результат суммы воздействия всех компонентов его состава. Вместе с тем, в настоящее время ценность лекарственных средств из морских гидробионтов, как правило, ассоциируется прежде всего со свойствами входящих в них ПНЖК n-3. Снижение повышенного уровня холестерина плазмы крови под действием ПНЖК n-3 связывают с повышением активности фермента лецитин:холестерин-ацилтрансферазы (ЛХАТ) (Kammoun et al., 2018). Использование ПНЖК n-3 приводит к подавлению печеночного синтеза триацилглицеринов и усилению их экскреции, а также к выведению холестерина с желчью и фекалиями. Кроме того, ПНЖК депонируются в форме эфиров холестерина (Титов, 1999), что подтверждается ростом в печени этого биохимического показателя в нашем эксперименте. Таким образом, метаболические перестройки под влиянием липидного комплекса U. lactuca и “Омега-3” способствуют восстановлению соотношения липопротеинов в пользу увеличения ЛПВП в плазме крови. Способность экзогенных “морских” липидов включаться в метаболизм позволяет предполагать их активное влияние на большинство жизненноважных процессов.

При сравнительном анализе величин отклонений исследованных биохимических параметров в плазме крови и печени крыс при введении липидного комплекса U. lactuca и препарата сравнения “Омега-3” были выявлены наиболее значимые эффекты липидного комплекса ульвы. Причем содержание эйкозапентаеновой и докозагексаеновой кислот в липидном комплексе U. lactuca и в препарате сравнения “Омега-3” было идентичным и составляло 300 мг в 1 г общих липидов. Однако следует отметить, что помимо этих двух ПНЖК в состав “Омега-3” входят мононенасыщенные жирные кислоты, выделенные из ценных пород рыб. В то же время в составе липидного комплекса U. lactuca наряду с мононенасыщенными жирными кислотами содержится широкий спектр жирных кислот семейства n-3 (α-линоленовая, гексадекатетраеновая, стеаридоновая, эйкозапентаеновая, докозагексаеновая кислоты), а также семейства n-6 (линолевая и арахидоновая). Присутствие в его составе пяти видов фосфолипидов морского происхождения, обладающих репаративными свойствами, а также полиненасыщенных жирных кислот семейства n-3 и n-6, по-видимому, и обусловливает более высокую биологическую активность липидного комплекса U. lactuca, чем “Омега-3”.

На основании вышеизложенного следует, что морские водоросли могут использоваться как сырье для получения препаратов с липидкоррегирующими свойствами. Применение липидных комплексов, содержащих “морские” липиды, выделенные из морской зеленой водоросли U. lactuca, позволит проводить эффективную профилактику нарушений метаболических реакций при воздействии гиперкалорийного питания.

Список литературы

  1. Баркина М.Ю., Помазенкова Л.А., Чопенко Н.С. и др. Влияние скорости тепловой акклимации на полярные липиды Ulva lactuca // Физиол. растений. 2020. Т. 67. № 1. С. 84–95.

  2. Беседнова Н.Н. Морские гидробионты – потенциальные источники лекарств // Здоровье. Мед. экология. Наука. 2014. Т. 3. № 57. С. 4–10.

  3. Бокерия Л.А., Оганов Р.Г. Все о холестерине: национальный доклад. М.: Изд-во НЦССХ им. А.Н. Бакулева РАМН. 2010. 180 с.

  4. Европейская конвенция о защите позвоночных животных, используемых для экспериментов или в иных научных целях ETS N 123 (Страсбург, 18 марта 1986 г.).

  5. Имбс Т.И., Шевченко Н.М., Суховерхов С.В. и др. Влияние сезона на состав и структурные характеристики полисахаридов бурой водоросли Costaria costata // Химия природ. соедин. 2009. № 6. С. 661–665.

  6. Кейтс М. Техника липидологии. М.: Мир. 1975. 221 с.

  7. Кривошапко О.Н., Попов А.М., Артюков А.А., Костецкий Э.Я. Особенности коррегирующего действия полярных липидов и биоантиоксидантов из морских гидробионтов при нарушениях липидного и углеводного обмена // Биомед. химия. 2012. Т. 58. Вып. 2. С. 189–198.

  8. Луценко М.Т., Рыжавский Б.Я., Чертов А.Д., Луценко Н.В. Адаптация организма к повышенному содержанию холестерина. Благовещенск: Благовещ. мед. ин-т. 1973. 143 с.

  9. Мареев В.Ю. Аторвастатин в лечении больных ишемической болезнью сердца и дислипидемией с высоким общим риском (по результатам российского многоцентрового исследования АТЛАНТИКА): оценка безопасности // Кардиология. 2010. № 5. С. 77–83.

  10. Миронов А.Н. Руководство по проведению доклинических исследований лекарственных средств. Ч. 1. М.: Гриф и К. 2012. 944 с.

  11. Новгородцева Т.П., Гвозденко Т.А., Касьянов С.П. и др. Использование биологически активной добавки к пище на основе липидов морских гидробионтов в эксперименте на крысах // Вопр. питания. 2010. Т. 79. № 2. С. 24–27.

  12. Новгородцева Т.П., Сомова Л.М., Гвозденко Т.А. и др. Алиментарная дислипидемия: экспериментально-морфологические аспекты. Владивосток: Изд-во Дальневост. фед. ун-та. 2011.168 с.

  13. Титлянов Э.А., Титлянова Т.В. Морские растения стран Азиатско-тихоокеанского региона, их использование и культивирование. Владивосток: Дальнаука. 2012. 377 с.

  14. Титов В.Н. Биологическое обоснование применения полиненасыщенных жирных кислот семейства ω 3 в профилактике атеросклероза // Вопр. питания. 1999. № 3. С. 34–41.

  15. Хотимченко С.В. Липиды морских водорослей-макрофитов и трав: Структура, распределение, анализ. Владивосток: Дальнаука. 2003. 230 с.

  16. Яковлева И.М., Белоциценко Е.С. Антиоксидантный потенциал массовых видов макроводорослей Японского моря // Биол. моря. 2017. Т. 43. № 5. С. 372–383.

  17. Adrien A., Bonnet A., Dufour D. et al. Anticoagulant activity of sulfated ulvan isolated from the green macroalga Ulva rigida // Mar. Drugs. 2019. V. 17. № 5. P. 291–310.

  18. Agatonovic-Kustrin S., Kustrin E., Gegechkori V., Morton D.W. High-performance thin-layer chromatography hyphenated with microchemical and biochemical derivatizations in bioactivity profiling of marine species // Mar. Drugs. 2019. V. 17. № 3. P. 148–160.

  19. Amenta J.S. A rapid chemical method for quantification of lipids separated by thin-layer chromatography // J. Lipid Res. 1964. V. 5. № 2. P. 270–272.

  20. Bernstein A.M., Ding E.L., Willett W.C. et al. A Meta-analysis shows that docosahexaenoic acid from algal oil reduces serum triglycerides and increases HDL-cholesterol and LDL-cholesterol in persons without coronary heart disease // J. Nutr. 2012. V. 142. № 1. P. 99–104.

  21. Bligh E.G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification // Can. J. Biochem. Physiol. 1959. V. 37. № 8. P. 911–917.

  22. Cardoso C., Ripol A., Afonso C. et al. Fatty acid profiles of the main lipid classes of green seaweeds from fish pond aquaculture // J. Food Sci. Nutr. 2017. V. 5. P. 1189–1194.

  23. Carreau J.P., Dubacq J.P. Adaptation of a macro-scale method to the micro-scale for fatty acid methyl transesterification of biological lipid extracts // J. Chromatogr. A. 1978. V. 151. № 3. P. 384–390.

  24. Chen J.N., Jiang Y., Ma K.Y. et al. Microalga decreases plasma cholesterol by down-regulation of intestinal NPC1L1, hepatic LDL Receptor, and HMG-CoA- Reductase // J. Agric. Food Chem. 2011. V. 59. № 12. P. 6790–6797.

  25. Cheng-Sánchez I., Sarabia F. Chemistry and biology of bioactive glycolipids of marine origin // Mar. Drugs. 2018. V. 16. № 9. P. 294–346.

  26. Christie W.W. Equivalent chain-lengths of methyl ester derivatives of fatty acids on gas chromatography. A reappraisal // J. Chromatogr. A. 1988. V. 447. P. 305–314.

  27. Cotas J., Marques V., Afonso M.B. et al. Antitumour potential of Gigartina pistillata carrageenans against colorectal cancer stem cell-enriched tumourspheres // Mar. Drugs 2020a. V. 18. № 1. P. 50–63.

  28. Cotas J., Leandro A., Monteiro P. et al. Seaweed phenolics: from extraction to applications // Mar. Drugs. 2020b. V. 18. № 8. P. 384–430.

  29. Desnoyers M., Gilbert K., Rousseau G. Cardioprotective effects of omega-3 polyunsaturated fatty acids: dichotomy between experimental and clinical studies // Mar. Drugs. 2018. V. 16. № 7. P. 234–244.

  30. Folch J., Less M., Sloane-Stanley G.H. A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissue // Biol. Chem. 1957. V. 226. P. 497–509.

  31. Jump D.B., Depner C.M., Tripathy S., Lytle K.A. Potential for dietary omega-3 fatty acids to prevent nonalcoholic fatty liver disease and reduce the risk of primary liver cancer // Adv. Nutr. 2015. V. 6. № 6. P. 694–702.

  32. Hannan Md. A., Dash R., Haque Md. N. et al. Neuroprotective potentials of marine algae and their bioactive metabolites: Pharmacological insights and therapeutic advances // Mar. Drugs. 2020. V. 18. № 7. 347–397.

  33. Heavisides E., Rouger C., Reichel A.F. et al. Seasonal variations in the metabolome and bioactivity profile of Fucus vesiculosus extracted by an optimised, pressurised liquid extraction protocol // Mar. Drugs. 2018. V. 16. № 12. P. 503–531.

  34. Kammoun I., Salah H.B., Saad H.B. et al. Hypolipidemic and cardioprotective effects of Ulva lactuca ethanolic extract in hypercholesterolemic mice // Arch. Physiol. Biochem. 2018. V. 124. № 4. P. 313–325.

  35. Komprda T., Skultety O., Krizkova S. et al. Effect of dietary Schizochytrium microalga oil and fish oil on plasma cholesterol level in rats // J. Anim. Physiol. Anim. Nutr. (Berl.). 2015. V. 99. № 2. P. 308–316.

  36. Liu L., Hu Q.L., Wu H.H. et al. Protective role of n6/n3 PUFA supplementation with varying DHA/EPA ratios against atherosclerosis in mice // J. Nutr. Biochem. 2016. V. 32. № P. 171–180.

  37. Luthuli S., Wu S., Cheng Y. et al. Therapeutic effects of fucoidan: A review on recent studies // Mar. Drugs. 2019. V. 17. № 9. P. 487–502.

  38. Michalak I., Chojnacka K. Algae as production systems of bioactive compounds. A review // Eng. Life Sci. 2015. V. 15. P. 160–176.

  39. Noeman S.A., Hamooda H.E., Baalash A.A. Biochemical study of oxidative stress markers in the liver, kidney and heart of high fat diet induced obesity in rats // Diabetol. Metab. Syndr. 2011. V. 3. P. 17–25.

  40. Park H-B., Hwang J., Zhang W. et al. Polysaccharide from Codium fragile induces anti-cancer immunity by activating natural killer cells // Mar. Drugs. 2020. V. 18. № 12. P. 626–638.

  41. Rouser G., Kritchevsky G., Yamamoto A. Column chromatographic and associated procedures for separation and determination of phosphatides and glycolipids // In: G.V. Marinetti. Lipid Chromatographic Analysis. Marcel Dekker, New York. 1967. V. 1. P. 99–162. Column chromatographic and associated procedures // Lipid chromatogr. Anal. 1967. V. 1. P. 99–162.

  42. Seca A.M.L., Pinto D.C.G.A. Overview on the antihypertensive and anti-obesity effects of secondary metabolites from seaweeds // Mar. Drugs. 2018. V. 16. № 7. P. 237–255.

  43. Susanto E., Fahmi A-S., Hosokawa M., Miyashita K. Variation in lipid components from 15 species of tropical and temperate seaweeds // Mar. Drugs. 2019. V. 17. № 11. P. 630–651.

  44. Svetashev V.I., Vaskovsky V.E. A simplified technique for thin layer microchromatography of lipids // J. Chromatogr. 1972. V. 67. № 2. P. 376–378.

  45. van Gent C.M., Roseleur O.J., van der Bijl P. The detection of cerebrosides on thin-layer chromatograms with an anthrone spray reagent // J. Chromatogr. A. 1973. V. 85. № 1. P. 174–176.

  46. Vaskovsky V.E., Kostetsky E.Y., Vasendin I.M. A universal reagent for phospholipid analysis // J. Chromatogr. 1975. V. 114. № 1. P. 129–141.

  47. Vaskovsky V.E., Latyshev N.A. Modified Jungnickelʼs reagent for detecting phospholipids and other phosphorus compounds on thin-layer chromatograms // J. Chromatogr. 1975. V. 115. № 1. P. 246–249.

  48. Vaskovsky V.E., Khotimchenko S.V. HPTLC of polar lipids of algae and other plants // J. High Resolut. Chromatogr. 1982. V. 5. № 11. P. 635–636.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Биология моря

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал