1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Биология моря
  4. T. 48, № 6, 2022

Биология моря, 2022, T. 48, № 6, стр. 426-429

Применение спектрофотометрического метода для определения численности клеток микроводорослей рода Tetraselmis (Chlorophyta): калибровочные кривые и уравнения для подсчета

Ж. В. Маркина 1, *, С. И. Масленников 1, Л. А. Боцун 1

1 Национальный научный центр морской биологии им. А.В. Жирмунского, (ННЦМБ) ДВО РАН
690041 Владивосток, Россия

* E-mail: zhannav@mail.ru

Поступила в редакцию 05.05.2022
После доработки 14.06.2022
Принята к публикации 06.10.2022

Аннотация

Получены уравнения регрессии для учета с помощью спектрофотометрического метода численности клеток четырех видов микроводорослей рода Tetraselmis (Chlorophyta), широко применяемых в биотехнологии. Коэффициенты корреляции между численностью и оптической плотностью составили 0.856, 0.941, 0.787 и 0.916 для Tetraselmis viridis, T. striata, T. maculata и Tetraselmis sp. соответственно, что свидетельствует о точности этого метода при его использовании для определения численности клеток.

Ключевые слова: аквакультура, микроводоросли, Tetraselmis, спектрофотометрический метод

Список литературы

  1. Маркина Ж.В. Проточная цитометрия как метод исследования морских одноклеточных водорослей: развитие, проблемы, перспективы // Биол. моря. 2019. Т. 45. № 5. С. 291–298.

  2. Barka A., Blecker C. Microalgae as a potential source of single-cell proteins. A review // Biotechnol. Agron. Soc. Environ. 2016. V. 20. № 30. P. 427–436.

  3. Bertone E., Chuang A., Burford M.A., Hamilton D.P. In-situ fluorescence monitoring of cyanobacteria: Laboratory-based quantification of species-specific measurement accuracy // Harmful Algae. 2019. V. 87. Art. 101625.

  4. Chioccioli M., Hankamer B., Ross I.L. Flow cytometry pulse width data enables rapid and sensitive estimation of biomass dry weight in the microalgae Chlamydomonas reinhardtii and Chlorella vulgaris // PLoS One. 2014. V. 9. Art. e97269.

  5. Chirivella-Martorell J., Briz-Redón Á., Serrano-Aroca Á. Modelling of biomass concentration, multi-wavelength absorption and discrimination method for seven important marine microalgae species // Energies. 2018. V. 11. № 5. 1089.

  6. Detweiler A.M., Mioni C.E., Hellier K.L. Evaluation of wavelength selective photovoltaic panels on microalgae growth and photosynthetic efficiency // Algal Res. 2015. V. 9. P. 170–177.

  7. Eleršek T. The advantages of flow cytometry in comparison to fluorometric measurement in algal toxicity test // Acta Biol. Slov. 2012. V. 55. № 2. P. 3–11.

  8. Franklin N.M., Stauber J.L., Lim R.P. Development of flow cytometry-based algal bioassays for assessing toxicity of copper in natural waters // Environ. Toxicol. Chem. 2001. V. 20. P. 160–170.

  9. Gao F., Sá M., Teles I. et al. Production and monitoring of biomass and fucoxanthin with brown microalgae under outdoor conditions // Biotechnol. Bioeng. 2021. V. 118. № 3. P. 1355–1365.

  10. Griffiths M.J., Garcin C., van Hille R.P., Harrison S.T. Interference by pigment in the estimation of microalgal biomass concentration by optical density // J. Microbiol. Methods. 2011. V. 85. № 2. P. 119–123.

  11. Guillard R.R.L., Ryther J.H. Studies of marine planktonic diatoms. 1. Cyclotella nana Hustedt, and Detonula confervacea (Cleve) Gran. // Can. J. Microbiol. 1962. V. 8. P. 229–239.

  12. Günerken E., Hondt E.D., Eppink M. et al. Flow cytometry to estimate the cell disruption yield and biomass release of Chlorella sp. during bead milling // Algal Res. 2017. V. 25. P. 25–31.

  13. Hamed I. The evolution and versatility of microalgal biotechnology: a review // Comp. Rev. Food Sci. Food Saf. 2016. V. 15. P. 1104–1123.

  14. Havlik I., Beutel S., Scheper T., Reardon K.F. On-line mo-nitoring of biological parameters in microalgal bioprocesses using optical methods // Energies. 2022. V. 15. № 3. 875.

  15. Hirooka S., Tomita R., Fujiwara T. et al. Efficient open cultivation of cyanidialean red algae in acidified seawater // Sci. Rep. 2020. V. 10. № 1. P. 1–12.

  16. Hotos G.N., Avramidou D., Bekiari V. Calibration curves of culture density assessed by spectrophotometer for three microalgae (Nephroselmis sp., Amphidinium carterae and Phormidium sp.) // Eur. J. Biol. Biotechnol. 2020. V. 1. № 6. P. 1–7.

  17. Hyka P., Liskova S., Přibyl P. et al. Flow cytometry for development of biotechnological processes with microalgae // Biotechnol. Adv. 2013. V. 31. P. 2–16.

  18. Lee W.-K., Ryu Y.-K., Choi W.-Y. et al. Year-round cultivation of Tetraselmis sp. for essential lipid production in a semi-open raceway system // Mar. Drugs. 2021. V. 19. № 6. P. 314. https://doi.org/10.3390/md19060314

  19. Mohammadi M., Kazeroni N., Baboli M.J. Fatty acid composition of the marine micro alga Tetraselmis chuii Butcher in response to culture conditions // J. Algal Biomass Utln. 2015. V. 6. P. 49–55.

  20. Pereira H., Páramo J., Silva J. et al. Scale-up and large-scale production of Tetraselmis sp. CTP4 (Chlorophyta) for CO2 mitigation: From an agar plate to 100-m3 industrial photobioreactors // Sci. Rep. 2018. V. 8. P. 1–11.

  21. Plöhn M., Escudero-Onate C., Funk C. Biosorption of Cd (II) by nordic microalgae: tolerance, kinetics and equilibrium studies // Algal Res. 2021. V. 59. 102471.

  22. Sansone C., Galasso C., Orefice I. The green microalga Tetraselmis suecica reduces oxidative stress and induces repairing mechanisms in human cells // Sci. Rep. 2017. V. 7. № 1. P. 1–12.

  23. Sarpal A.S., Teixeira C.M.L.L., Costa C.R.I. et al. Evaluation of low cost medium for the production of lipids for biodiesel and carotenoids from microalgae Tetraselmis aff chuii // World J. Aquat. Res. Dev. 2019. V. 1. № 1. P. 27–35.

  24. Sivakumar N., Sundararaman M., Selvakumar G. Efficacy of micro algae and cyanobacteria as a live feed for juveniles of shrimp Penaeus monodon // Afr. J. Biotechnol. 2011. V. 10. P. 11594–11599.

  25. Sharawy Z.Z., Ashour M., Abbas E. et al. Effects of dietary marine microalgae, Tetraselmis suecica, on production, gene expression, protein markers and bacterial count of pacific white shrimp Litopenaeus vannamei // Aquacult. Res. 2020. V. 51. № 6. P. 2216–2228.

  26. Teuling E., Wierenga P.A., Schrama J.W., Gruppen H. Comparison of protein extracts from various unicellular green sources // J. Agric. Food Chem. 2017. V. 65. P. 7989–8002.

  27. Tulli F., Chini Zittelli G., Giorgi G. et al. Effect of the inclusion of dried Tetraselmis suecica on growth, feed utilization, and fillet composition of European sea bass juveniles fed organic diets // J. Aquat. Food Prod. Technol. 2012. V. 21. P. 188–197.

  28. Yoshitomi T., Karita H., Mori-Moriyama N. et al. Reduced cytotoxicity of polyethyleneimine by covalent modification of antioxidant and its application to microalgal transformation // Sci. Technol. Adv. Mater. 2021. V. 22. № 1. P. 864–874.

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Биология моря

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал