1. На главную
  2. Электронные версии
  3. Биотехнология
  4. T. 39, № 5, 2023

Биотехнология, 2023, T. 39, № 5, стр. 61-69

Геномная характеристика бактерий Bacillus subtilis PY79 и NCIB 3610 как потенциальных продуцентов сурфактина

В. С. Трефилов 1, *, В. А. Лабанов 2, М. Г. Хренова 1, Т. В. Панова 1, В. А. Родин 1, В. Ю. Савицкая 1, Е. А. Кубарева 3, М. Э. Зверева 1

1 Химический факультет, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
119991 Москва, Россия

2 Факультет биоинженерии и биоинформатики, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
119991 Москва, Россия

3 НИИ Физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
119992 Москва, Россия

* E-mail: trefilov.vadik@gmail.com

Поступила в редакцию 05.10.2023
После доработки 30.10.2023
Принята к публикации 02.11.2023

Аннотация

Сурфактин является одним из мощных поверхностно-активных веществ биологического происхождения и обладает широким спектром потенциальных сфер применения в промышленности и медицине. Главным фактором, ограничивающим его активное использование, является высокая стоимость производства. Из-за сложности структуры химический синтез сурфактина нерентабелен, поэтому основным подходом к его получению является микробиологический синтез. В данной работе способность синтезировать сурфактин продемонстрирована для штамма Bacillus subtilis NCIB 3610, обладающего свойствами, потерянными большинством модельных лабораторных штаммов B. subtilis. Методом нанопорового секвенирования получены последовательности геномов B. subtilis NCIB 3610 и B. subtilis PY79 и проведен их сравнительный анализ с геномом штамма B. subtilis 168, генно-модифицированные производные которого являются запатентованными продуцентами сурфактина. Показано отсутствие в штамме NCIB 3610 каких-либо мутаций, способных помешать биосинтезу сурфактина. В штамме PY79 выявлены мутации в генах, участвующих в клеточных процессах, конкурирующих с биосинтезом сурфактина. Таким образом, полученные в данной работе результаты позволяют рассматривать B. subtilis NCIB 3610 и PY79 как альтернативные штаммы-основы для генно-инженерного конструирования потенциального продуцента сурфактина.

Ключевые слова: B. subtilis, сурфактин, штаммы-продуценты, полногеномное секвенирование, множественное выравнивание геномов

Список литературы

  1. Singh A., Van Hamme J.D., Ward O.P. Surfactants in microbiology and biotechnology: Part 2. Application aspects. Biotechnology Advances, 2007, 25, 99–121.https://doi.org/10.1016/j.biotechadv.2006.10.004

  2. Pardhi D.S., Panchal R.R., Raval V.H., Joshi R.G., Poczai P., Almalki W.H., Rajput K.N. Microbial surfactants: A journey from fundamentals to recent advances. Front. Microbiol., 2022, 13, 982603. https://doi.org/10.3389/fmicb.2022.982603

  3. Stein T. Bacillus subtilis antibiotics: structures, syntheses, and specific functions. Mol. Microbiol., 2005, 56, 845–857. https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2005.04587.x

  4. Кисиль О.В., Трефилов В.С., Садыкова В.С., Зверева М.Э., Кубарева Е.А. Сурфактин: биологическая активность и возможность применения в сельском хозяйстве. Прикладная биохимия и микробиология, 2023, 59, 1, 3–16.https://doi.org/10.31857/S0555109923010026

  5. Théatre A., Cano-Prieto C., Bartolini M., Laurin Y., Deleu M., Niehren J., Jacques P. The surfactin-like lipopeptides from Bacillus spp.: Natural biodiversity and synthetic biology for a broader application range. Front. Bioeng. Biotechnol., 2021, 9, 623701. https://doi.org/10.3389/fbioe.2021.623701

  6. Arima K., Kakinuma A., Tamura G. Surfactin, a crystalline peptide lipid surfactant produced by Bacillus subtilis: Isolation, characterization and its inhibition of fibrin clot formation. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1968, 31, 488‒494. https://doi.org/10.1016/0006-291X(68)90503-2

  7. Seydlová G., Svobodová J. Review of surfactin chemical properties and the potential biomedical applications. Cent. Eur. J. Med., 2008, 3, 123‒133.https://doi.org/10.2478/s11536-008-0002-5

  8. Bais H.P., Fall R., Vivanco J.M. Biocontrol of Bacillus subtilis against infection of Arabidopsis roots by Pseudomonas syringae is facilitated by biofilm formation and surfactin production. Plant Physiol., 2004, 134, 307‒319. https://doi.org/10.1104/pp.103.028712

  9. Yang Z., Zu Y., Zhu J., Jin M., Cui T., Long X. Application of biosurfactant surfactin as a pH-switchable biodemulsifier for efficient oil recovery from waste crude oil. Chemosphere, 2020, 240, 124946.https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2019.124946

  10. Liu J.F., Mbadinga S.M., Yang S.Z., Gu J.D., Mu B.Z. Chemical structure, property and potential applications of biosurfactants produced by Bacillus subtilis in petroleum recovery and spill mitigation. Int. J. Mol. Sci., 2015, 16, 4814‒4837. https://doi.org/10.3390/ijms16034814

  11. Yeh M.S., Wei Y.H., Chang J.S. Bioreactor design for enhanced carrier-assisted surfactin production with Bacillus subtilis. Process Biochem., 2006, 41, 1799‒1805. https://doi.org/10.1016/j.procbio.2006.03.027

  12. Qun Wu, Yan Xu, Method for Promoting Bacillus subtilis to synthesize surfactin based on Multi-gene Synergy, US20200131229A1, USA, 2020 (пaтeнт).

  13. Xia L., Wen J. Available strategies for improving the biosynthesis of surfactin: a review. Crit. Rev. Biotechnol., 2022, 1‒18. https://doi.org/10.1080/07388551.2022.2095252

  14. Wu Q., Zhi Y., Xu Y. Systematically engineering the biosynthesis of a green biosurfactant surfactin by Bacillus subtilis 168. Metab. Eng., 2019, 52, 87‒97. https://doi.org/10.1016/j.ymben.2018.11.004

  15. Nye T.M., Schroeder J.W., Kearns D.B., Simmons L.A. Complete genome sequence of undomesticated Bacillus subtilis strain NCIB 3610. Genome Announce, 2017, 5, 10‒1128. https://doi.org/10.1128/genomeA.00364-17

  16. Yazgan A., Özcengiz G., Marahiel M.A. Tn10 insertional mutations of Bacillus subtilis that block the biosynthesis of bacilysin. Biochim. Biophys. Acta, Gene Struct. Expr., 2001, 1518, 87‒94. https://doi.org/10.1016/s0167-4781(01)00182-8

  17. Zeigler D.R., Prágai Z., Rodriguez S., Chevreux B., Muffler A., Albert T., Perkins J.B. The origins of 168, W23, and other Bacillus subtilis legacy strains. J. Bacteriol., 2008, 190, 6983‒6995. https://doi.org/10.1128/JB.00722-08

  18. Youssef N.H., Duncan K.E., Nagle D.P., Savage K.N., Knapp R.M., McInerney M.J. Comparison of methods to detect biosurfactant production by diverse microorganisms. J. Microbiol. Methods, 2004, 56, 339‒347. https://doi.org/10.1016/j.mimet.2003.11.001

  19. Dufour S., Deleu M., Nott K., Wathelet B., Thonart P., Paquot M. Hemolytic activity of new linear surfactin analogs in relation to their physico-chemical properties. Biochim. Biophys. Acta, Gen. Subj., 2005, 1726, 87‒95. https://doi.org/10.1016/j.bbagen.2005.06.015

  20. Kolmogorov M., Yuan J., Lin Y., Pevzner P.A. Assembly of long, error-prone reads using repeat graphs. Nat. Biotechnol., 2019, 37, 540‒546.https://doi.org/10.1038/s41587-019-0072-8

  21. Huang Y.T., Liu P.Y., Shih P.W. Homopolish: a method for the removal of systematic errors in nanopore sequencing by homologous polishing. Genome Biol., 2021, 22, 1‒17. https://doi.org/10.1186/s13059-021-02282-6

  22. Katoh K., Rozewicki J., Yamada K.D. MAFFT online service: multiple sequence alignment, interactive sequence choice and visualization. Briefings in Bioinf., 2019, 20, 1160‒1166. https://doi.org/10.1093/bib/bbx108

  23. Lu H., Giordano F., Ning Z. Oxford Nanopore MinION sequencing and genome assembly. Genomics, Proteomics Bioinf., 2016, 14, 5, 265‒279. https://doi.org/10.1016/j.gpb.2016.05.004

  24. Nakano M.M., Corbell N., Besson J., Zuber P. Isolation and characterization of sfp: a gene that functions in the production of the lipopeptide biosurfactant, surfactin, in Bacillus subtilis, Mol. Gen. Genet., 1992, 232, 313‒321. https://doi.org/10.1007/BF00280011

  25. Hayashi K., Ohsawa T., Kobayashi K., Ogasawara N., Ogura M. The H2O2 stress-responsive regulator PerR positively regulates srfA expression in Bacillus subtilis. J. Bacteriol., 2005, 187, 19, 6659‒6667. https://doi.org/10.1128/JB.187.19.6659-6667.2005

  26. Molle V., Nakaura Y., Shivers R.P., Yamaguchi H., Losick R., Fujita Y., Sonenshein A.L. Additional targets of the Bacillus subtilis global regulator CodY identified by chromatin immunoprecipitation and genome-wide transcript analysis. J. Bacteriol., 2003, 185, 6, 1911‒1922. https://doi.org/10.1128/JB.185.6.1911-1922.2003

  27. Takano K., Ogasahara K., Kaneda H., Yamagata Y., Fujii S., Kanaya E., Yutani K. Contribution of hydrophobic residues to the stability of human lysozyme: calorimetric studies and X-ray structural analysis of the five isoleucine to valine mutants. J. Mol. Biol., 1995, 254, 1, 62‒76. https://doi.org/10.1006/jmbi.1995.0599

  28. Tsuge K., Ano T., Hirai M., Nakamura Y., Shoda M. The genes degQ, pps, and lpa-8 (sfp) are responsible for conversion of Bacillus subtilis 168 to plipastatin production. Antimicrob. Agents Chemother., 1999. 43, 9, 2183‒2192. https://doi.org/10.1128/AAC.43.9.2183

  29. Kearns D.B., Chu F., Branda S.S., Kolter R., Losick R. A master regulator for biofilm formation by Bacillus subtilis. Mol. Microbiol., 2005, 55, 3, 739‒749. https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2004.04440.x

  30. Schneider K.B., Palmer T.M., Grossman A.D. Characterization of comQ and comX, two genes required for production of ComX pheromone in Bacillus subtilis. J. Bacteriol., 2002, 184, 2, doi: 410‒419. https://doi.org/10.1128/JB.184.2.410-419.2002

  31. Hirooka K., Shioda S., Okada M. Identification of critical residues for the catalytic activity of ComQ, a Bacillus prenylation enzyme for quorum sensing, by using a simple bioassay system. Biosci. Biotechnol. Biochem., 2020, 84, 2. 347‒357. https://doi.org/10.1080/09168451.2019.1685371

Дополнительные материалы отсутствуют.

Инструменты

следующая статья выпуска предыдущая статья выпуска содержание выпуска

Биотехнология

Архивы выпусков Информация о журнале Отправить рукопись в журнал