Биология внутренних вод, 2022, № 1, стр. 46-62

Хищники как агенты контроля численности личинок комаров в микроводоeмах (Обзор)

Д. Д. Виноградов ab*, А. Ю. Синев b, А. В. Тиунов a

a Институт проблем экологии и эволюции им. А.Н. Северцова Российской академии наук
Москва, Россия

b Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова
Москва, Россия

* E-mail: vdd98@list.ru

Поступила в редакцию 19.02.2021
После доработки 26.03.2021
Принята к публикации 22.04.2021

Полный текст (PDF)

Аннотация

В работе обсуждаются хищники, способные контролировать численность личинок комаров в фитотельматах и их искусственных аналогах. Приведeн краткий обзор спектра потребителей личинок кулицид в микроводоемах: плоских червей, ракообразных, паукообразных, насекомых, позвоночных животных и хищных растений. Рассмотрены биология и возможности практического использования двух наиболее эффективных агентов биологического контроля – хищных комаров рода Toxorhynchites и веслоногих ракообразных. Обсуждается возможность использования хищников для контроля численности личинок комаров в микроводоемах в условиях умеренных широт.

Ключевые слова: биологический контроль, кровососущие комары, Toxorhynchites, копеподы, Aedes, фитотельматы, временные водоемы

ВВЕДЕНИЕ

Интерес к экологии личинок настоящих комаров (Culicidae), заселяющих микроводоeмы, связан в первую очередь с их способностью распространять возбудителей инфекционных и паразитарных заболеваний человека. Среди типичных обитателей микроводоемов основное внимание уделяется Aedes aegypti (L., 1762) и A. albopictus (Skuse, 1895) (Becker et al., 2010). Ae. albopictus переносит лихорадки денге, Зика и Западного Нила, чикунгунью и энцефалит Ла-Кросс (Dahmana, Mediannikov, 2020), Ae. aegypti – лихорадки денге и Зика, жeлтую лихорадку, чикунгунью, вирусы Синдбис, Майарао и другие инфекции (Alto et al., 2005; Long et al., 2011; Dutra et al., 2016). Микроводоемы заселяют и некоторые представители рода Anopheles – известные переносчики малярии, а также филяриозов, некоторых арбовирусов и других инфекций (Kitching, 2000; Becker et al., 2010). Для борьбы с личинками опасных комаров широко применяются инсектициды, но этот метод имеет ряд хорошо известных недостатков. Инсектициды негативно воздействуют на других членистоногих, а целевые виды нередко вырабатывают устойчивость к ядовитым веществам (Папченкова, Макрушин, 2013; Su et al., 2019). На этом фоне перспективно выглядят биологические методы борьбы, среди которых – использование против личинок комаров естественных хищников. Исследование трофической экологии кулицид имеет и теоретическое значение. Личинки комаров часто обильны в пресных водах, а после метаморфоза покидают водоемы. При этом они переносят на сушу биомассу и биогенные элементы, тем самым упрочняя связи между наземными и водными экосистемами (Baxter et al., 2005). Кроме того, населенные комарами микроводоемы сами могут стать интересными модельными объектами трофической экологии (Srivastava, Lawton, 1998; Srivastava et al., 2004).

В данной работе обсуждаются хищники, способные контролировать численность личинок комаров в фитотельматах и их искусственных аналогах (Приложение, рис. 1S). Фитотельматы – микроводоeмы образованные в полостях растений, например, в дуплах, пазухах листьев, розетках бромелиевых, полостях стеблей бамбуков, ловчих кувшинах хищных растений и в других объектах. Объем таких водоeмов варьирует от 3–10 мл (скопления воды в пазухах и влагалищах листьев) до ≥ 30 л (крупные дупла), но чаще всего ≤1 л. Продолжительность их жизни неодинакова ‒ небольшие фитотельматы могут осушаться и наполняться, в зависимости от режима осадков и испарения, а крупные дупла сохраняют воду годами. Основой цепей питания в фитотельматах служит детрит, в первую очередь листовой опад, а также разлагающийся материал самого растения, в котором сформирован водоем (Williams, 1987; Kitching, 2000). Искусственными аналогами фитотельмат могут быть цветочные вазы, поилки и ванночки для животных, скопления воды в выброшенных шинах и банках (Thorp, Rogers, 2015). Очерченный круг водоемов частично соответствует английскому термину container habitats (“контейнерные местообитания”), который, однако, объединяет также и более крупные водоемы, например водосборные цистерны.

ОБЩИЙ ОБЗОР ХИЩНИКОВ, ПОЕДАЮЩИХ КУЛИЦИД В МИКРОВОДОЕМАХ

Плоские черви (Platyhelminthes). Некоторые турбеллярии (Turbellaria) способны питаться личинками комаров (Medved, Legner, 1974; Dambach, 2020). Турбеллярии встречаются в фитотельматах (Kitching, 2000), но пока неизвестно, в какой степени они могут влиять на численность кулицид. Некоторые турбеллярии (Girardia anceps (Kenk, 1930) (Tricladida: Dugesiidae), Mesostoma ehrenbergii (Focke, 1836) и Bothromesostoma cf. evelinae Marcus, 1946 (Rhabdocoela: Typhloplanidae)), не отмеченные в фитотельматах, могут успешно выживать и поедать комаров в искусственных микроводоeмах; их, вероятно, можно использовать для борьбы с комарами (Tranchida et al., 2009).

Паукообразные (Arachnida). Личинки комаров могут входить в рацион водных и полуводных пауков, таких как европейские Argyroneta (Cybaeidae), всесветно распространенные Dolomedes (Pisauridae), Pirata и Pardosa (Lycosidae) (Перевозкин и др., 2004), но присутствие этих хищников не характерно для микроводоeмов (Kitching, 2000). Единственный известный пример паука, охотящегося на личинок комаров в фитотельматах (полостях стеблей бамбука), это Paracyrba wanlessi Żabka et Kovac, 1996 (Salticidae) (Żabka, Kovac, 1996). Водяные клещи рода Arrhenurus (Arrhenuridae) могут питаться личинками комаров первого возраста (Rajendran, Prasad, 1994) и встречаются в фитотельматах (Kitching, 2000). Работы по оценке паукообразных в качестве агентов биологического контроля комаров не проводили.

Ракообразные (Crustacea). К важным регуляторам численности комаров в микроводоемах относятся веслоногие ракообразные (Copepoda). Копеподы используются на практике в качестве агентов биоконтроля (Lazaro et al., 2015), и им посвящен отдельный раздел данной статьи. Среди других ракообразных поедание комаров известно для щитней (Notostraca) (Tietze, Mulla, 1991) и некоторых десятиногих (Decapoda) (Collins, 1998), но они не встречаются в фитотельматах (Fiers et al., 2013).

Стрекозы (Odonata). Личинками комаров питаются личинки многих видов равнокрылых и разнокрылых стрекоз (Сайджафарова и др., 2006; Kumar et al., 2008; Shaalan, Canyon, 2009; Barry, Roberts, 2014; Jacob et al., 2017), но для обитателей фитотельмат этот аспект биологии изучен только у нескольких видов коромысел (Aeshnidae), настоящих стрекоз (Libellulidae) и представителей сем. Pseudostigmatidae (Corbet, 1996; Fincke et al., 1997). Длительное развитие делает личинок стрекоз перспективными агентами биоконтроля, но во временных водоемах виды должны быть устойчивы к пересыханию. Для относительно крупных искусственных резервуаров, таких как цистерны, разработаны методы биологического контроля комаров с участием стрекоз (Sebastian et al., 1990).

Клопы (Heteroptera). Многие водные и полуводные клопы, в первую очередь гладыши (Notonectidae), белостомовые (Belostomatidae) и гребляки (Corixidae), питаются личинками комаров (Nam et al., 2000; Shaalan, Canyon, 2009; Нурушев и др., 2015; Dalal et al., 2020). В фитотельматах отмечены хищные клопы трeх семейств: водомерки (Gerridae), велии (Veliidae) и палочковидные водомерки (Hydrometridae) (Kitching, 2000; Mogi, 2000). Для представителей всех трех семейств известна охота на кулицид (Mogi, 2007; Оганесян, 2012). В настоящее время клопов, типичных для микроводоeмов, практически не используют в качестве агентов биологического контроля комаров, в этом отношении они мало изучены. Однако некоторые авторы (Sivagnaname, 2009) предлагают использовать для контроля комаров в микроводоeмах клопов Diplonychus indicus Venkatesan et Rao, 1980 (Belostomatidae), способных выживать и эффективно поедать комаров из воды в выброшенных автомобильных шинах.

Жуки (Coleoptera). Хищные жуки, на стадии личинки и/или имаго нападающие на кулицид, встречаются среди плавунцов (Dytiscidae), водолюбов (Hydrophilidae) и некоторых других семейств (Mogi, 2007; Becker et al., 2010). Плавунцы и водолюбы описаны в фитотельматах (Greeney, 2001), но их пищевые предпочтения остаются неизученными. Насколько нам известно, на данный момент ни один вид жуков не используется на практике в качестве агента контроля опасных комаров в микроводоeмах, хотя экспериментальные работы в этом направлении ведутся (Aditya et al., 2006).

Двукрылые (Diptera). Личинки некоторых настоящих комаров являются облигатными или факультативными хищниками, нападающими на других кулицид (Mogi, 2007; Shaalan, Canyon, 2009), однако они мало изучены в качестве контроля опасных видов. Исключение – представители рода Toxorhynchites, им посвящен отдельный раздел (см. ниже). В отдельных работах изучают представителей рода Lutzia, которые обитают в фитотельматах и других микроводоeмах и также считаются перспективными агентами контроля кулицид (Singh et al., 2014; Moirangthem, Singh, 2018).

Среди других двукрылых важными потребителями настоящих комаров в микроводоемах могут быть личинки сем. Chaoboridae. Они, в отличие от более крупных хищников, поедают личинок кулицид всех возрастов, а не только последнего (Cuthbert et al., 2019a). Лабораторные и полевые исследования показывают, что хаобориды могут оказаться эффективными агентами биоконтроля (Borkent, 1980). В последнее время предлагается использовать личинок Chaoborus в комплексе с копеподами (Cuthbert et al., 2020), а также с тeмными красителями для воды. Показано, что окрашенная вода более привлекательна для самок комаров при откладке яиц, чем неокрашенная, при этом Chaoborus одинаково успешно ловит личинок в обоих случаях. Это означает, что небольшие искусственные водоeмы с тeмной водой, в которые внесены хаоборусы, можно использовать в качестве своеобразных “ловушек для яиц”: кулициды будут активно откладывать яйца в такие местообитания, где молодых личинок смогут поедать хищники (Cuthbert et al., 2019d).

Личинок коретреллы (Corethrellidae: Corethrella) также исследуют в качестве контроля комаров (McLaughlin, 1990; Alto et al., 2005). Известно, что они потребляют преимущественно младших личинок кулицид, а также способны к так называемым “компульсивным убийствам” (Lounibos et al., 2008). Это явление более подробно описано для Toxorhynchites и рассмотрено ниже в соответствующем разделе.

Хищники, поедающие кулицид в фитотельматах, встречаются и в других семействах двукрылых (Chironomidae, Ceratopogonidae, Tipulidae, Periscelididae, Syrphidae, Muscidae, Calliphoridae, Sarcophagidae) (Mogi, 2007), но их не изучали в качестве потенциальных агентов биологического контроля.

Рыбы (Pisces). Насекомоядных рыб считают одним из главных регуляторов численности комаров в крупных водоeмах и широко используют на практике (Walton, 2007). Однако рыбы, как правило, не встречаются в фитотельматах и других микроводоeмах (Kitching, 2000).

Земноводные (Amphibia). Личинки бесхвостых земноводных, в том числе обитающие в фитотельматах, могут включать в свой рацион личинок и яйца комаров (Bowatte et al., 2013; Salinas et al., 2018), однако чаще всего, по-видимому, головастики находятся с личинками кулицид в сложных конкурентных отношениях (Mokany, Shine, 2003a, 2003b). Показано также, что самки Ae. aegypti чаще откладывают яйца в емкости с головастиками, чем без них (Bowatte et al., 2013). В совокупности это делает личинок амфибий потенциально полезными агентами биологического контроля кулицид, и в последние годы ведется работа по разработке методов их разведения и выпуска в водоемы (Raghavendra et al., 2008; Sarwar, 2015).

Растения (Plantae). В лабораторных условиях показано, что пузырчатка крупнокорневая (Utricularia macrorhiza LeConte, Lentibulariaceae) и альдрованда пузырчатая (Aldrovanda vesiculosa L., Droseraceae) эффективно уничтожают личинок комаров в небольших контейнерах. Хотя эти растения нетипичны для микроводоeмов, потенциально они могут быть использованы в программах биологического контроля кулицид (Ogwal-Okeng et al., 2011; Couret et al., 2020).

Другие хищники. Питание личинками комаров отмечено также среди гидроидных (Hydrozoa), пиявок (Hirudinea), личинок ручейников (Trichoptera) (Mogi, 2007; Becker et al., 2010), однако эти организмы не встречаются или редки в фитотельматах (Kitching, 2000).

КОМАРЫ РОДА Toxorhynchites

Род Toxorhynchites Theobald, 1901 объединяет 88 видов необычных комаров, самых крупных представителей сем. Culicidae (длина взрослых достигает 13 мм) (Coetzee, 2017). Их имаго питаются на цветках или фруктах и не способны к кровососанию, а личинки (Приложение, рис. 2S ) хищничают, поедая других водных животных. Использовать комаров рода Toxorhynchites для контроля численности кровососущих комаров впервые предлагали ещe в начале XX в. (Colledge, 1911, цит. по: (Collins, Blackwell, 2000)), и с тех пор ведутся исследования в этом направлении.

Большая часть видов рода Toxorhynchites распространена в лесах экваториальных и тропических широт, хотя некоторые виды и подвиды (Toxorhynchites rutilus rutilus (Coquillett, 1896), Toxorhynchites rutilus septentrionalis (Dyar et Knab, 1906)) в Северном полушарии заходят в умеренную зону (Trimble, Smith, 1978). Так, северная граница распространения в Северной Америке проходит через оз. Эри, но в Евразии Toxorhynchites не отмечены севернее 25° с.ш., за исключением Корейского п-ва и о. Хонсю (GBIF, 2021). Личинки обитают почти во всех типах естественных микроводоeмов, среди которых фитотельматы, а также в искусственных водоeмах, таких как скопления воды в выброшенных консервных банках и автомобильных шинах (Coetzee, 2017).

Особенности биологии и экологии Toxorhynchites. Биология комаров рода Toxorhynchites подробно описана (Steffan, Evenhuis, 1981; Collins, Blackwell, 2000; Focks, 2007). Остановимся на тех аспектах, которые наиболее важны в качестве контроля популяций кровососущих комаров в микроводоeмах.

Личинки Toxorhynchites spp. – активные хищники, питаются личинками кровососущих комаров и другими водными животными: личинками прочих двукрылых, мелкими нимфами стрекоз, головастиками, ракообразными, малощетинковыми червями (Focks, 2007). Как минимум два вида, Toxorhynchites haemorrhoidalis (Fabricius, 1787) и T. rutilus, могут захватывать сухопутных насекомых, упавших в воду (Campos, Lounibos, 2000; Dézerald et al., 2015). Личинки Toxorhynchites spp. способны к каннибализму, особенно в условиях недостатка других жертв подходящего размера, что затрудняет их разведение (Coetzee, 2017; Schiller et al., 2019). Кроме того, в случае отсутствия животной пищи личинки могут переходить на питание детритом (Steffan, Evenhuis, 1981).

Считается, что личинки кулицид служат основной добычей Toxorhynchites spp. (Coetzee, 2017). Многие работы это подтверждают, но такая картина наблюдается не всегда. Например, анализ содержимого пищеварительного тракта личинок T. rutilus, обитающих в затопленных дуплах и шинах во Флориде, показал, что они предпочитают остракод и личинок хирономид, на личинок кулицид приходится лишь 5–6% жертв (Campos, Lounibos, 2000). Впрочем, причиной может быть и малое число особей кулицид в исследованных водоемах. Личинки T. haemorrhoidalis в фитотельматах бромелиевых растений чаще выбирают упавших в воду муравьев, чем личинок кулицид, несмотря на то, что питание комарами ускоряет развитие хищника (Dézerald et al., 2015). Напротив, Toxorhynchites splendens между личинками кулицид и хирономид чаще выбирает первых (Pramanik et al., 2017).

В лабораторных условиях показано, что личинки Toxorhynchites активно питаются многими видами комаров: Ae. aegypti, Ae. albopictus, Culex quinquefasciatus Say, 1823, Armigeres subalbatus (Coqullett, 1898), Anopheles stephensi Liston, 1901 (Pramanik, Raut, 2003; Aditya et al., 2006, 2007; Albeny et al., 2011; Millado, Sumalde, 2018; Digma et al., 2019). При высокой плотности жертв одна личинка Toxorhynchites старшего возраста за сутки убивает 20–50 старших личинок Aedes, хотя при меньшей плотности жертв этот показатель ожидаемо падает (Padgett, Focks, 1981; Arunkumar, Sangaran, 2013; Digma et al., 2019). Скорость потребления находится в прямой зависимости от плотности жертв и размера хищника и в обратной – от объема контейнера. Суммарное число жертв, потребляемых одной личинкой Toxorhynchites на четвертом возрасте, на который приходится наиболее активное питание, может достигать 200 взрослых или 4500 молодых личинок Ae. aegypti (Padgett, Focks, 1980). Личинки Toxorhynchites предпочитают добычу соответствующего размера: хищники первого возраста поедают недавно вылупившихся, последнего (четвeртого) – взрослых личинок и куколок (Lounibos, 1979; Padgett, Focks, 1981; Millado, Sumalde, 2018).

Обилие и доступность пищи сильно влияют на продолжительность личиночного развития, которая может варьировать в широких пределах. На неe также влияет температура. В некоторых случаях развитие может растягиваться до трeх месяцев, хотя чаще завершается за три–четыре недели (Trimble, Smith, 1978; Steffan, Evenhuis, 1981). Это значительно больше, чем продолжительность личиночной стадии большинства кулицид, которая может быть 7–10 сут (Coetzee, 2017). Кроме того, личинки, по крайней мере, одного вида умеренной зоны, T. rutilus, переживают зиму в состоянии диапаузы, что дополнительно удлиняет личиночное развитие (Lounibos et al., 1998).

Личинкам Toxorhynchites spp. свойственны так называемые компульсивные или избыточные убийства (англ. compulsive killing, surplus killing): они нередко убивают своих потенциальных жертв, но не поедают их (Russo, 1986). Это чаще случается перед окукливанием. Предполагается, что таким образом личинка защищает будущую беззащитную куколку от животных, которые потенциально могут ей навредить (Collins, Blackwell, 2000). Другие авторы отмечают, что подобное явление описано в лабораторных условиях и в случае искусственного внесения взрослых личинок в водоeмы, тогда как его существование в природе спорно (Focks, 2007). У T. rutilus rutilus отмечено похожее поведение старших личинок во время зимней диапаузы (Lounibos et al., 1998). Если компульсивные убийства происходят в естественной среде, это может повышать эффективность Toxorhynchites spp. как агентов контроля численности кровососущих комаров.

Хищники могут оказывать на своих потенциальных жертв и косвенное влияние, не убивая их. Этот аспект биологии Toxorhynchites изучен сравнительно слабо. В экспериментах с Culex mollis Dyar et Knab, 1906 показано, что у личинок, живущих вместе с личинками Toxorhynchites theobaldi, увеличивается время развития и общая смертность. Этот эффект наблюдается даже в том случае, когда хищник содержится в сетке и не может поедать подопытных личинок, но может выделять некие вещества, улавливаемые потенциальными жертвами (Andrade, 2015).

Известно, что потенциальные жертвы могут менять свое поведение, реагируя на некоторые химические сигналы, выделяемые хищником. Разные кулициды по-разному ведут себя в присутствии личинок Toxorhynchites. Так, личинки Aedes (Ochlerotatus) triseriatus (Say, 1823) под действием сигналов от хищника (Toxorhynchites rutilus) меньше двигаются и реже питаются, а поведение Aedes albopictus не отличается от нормального (Kesavaraju, Juliano, 2006). В другом исследовании показано, что Ae. albopictus и Anopheles sinensis Wiedemann, 1828 в присутствии Toxorhynchites splendens демонстрируют низкую активность, в отличие от личинок Aedes aegypti, которые продолжают питаться так же активно, как и без хищника. В результате Toxorhynchites splendens чаще поедает Aedes aegypti, чем представителей двух других видов. Видимо, это связано с тем, что личинки Toxorhynchites splendens предпочитают не плавать за жертвой и не ловить еe активно, а неподвижно ждать, пока она случайно им не встретится (Zuharah et al., 2015). Вопрос о влиянии хищников на поведение жертв требует дальнейшего изучения и может иметь большое значение при разработке методов биологического контроля популяций опасных видов.

Ещe один вариант влияния хищника на биологию жертвы – воздействие на выбор самкой водоeма при откладке яиц. Считается, что самки комаров решают, в какой водоeм откладывать яйца, исходя из доступности пищи для личинок и потенциальной опасности со стороны хищников (Albeny-Simões et al., 2014). Показано, что наличие насекомоядных рыб и даже изображений золотых рыбок (Carassius auratus (Linnaeus, 1758)) снижает привлекательность водоемов для самок кровососущих комаров, однако опыты с Toxorhynchites splendens не показали аналогичного результата (Dieng et al., 2017). Наоборот, имеются данные, согласно которым самки Aedes aegypti чаще откладывают яйца в те контейнеры, где живут личинки Toxorhynchites theobaldi, по сравнению с емкостями, где их нет. Видимо, это объясняется тем, что при питании хищников образуются гниющие отходы и увеличивается численность бактерий, которые и привлекают самок (Albeny-Simões et al., 2014).

Применение Toxorhynchites для контроля популяций кровососущих комаров. Опыт контроля численности кровососущих комаров с помощью Toxorhynchites подробно описан в обзорных статьях (Collins, Blackwell, 2000; Focks, 2007; Schreiber, 2007; Shaalan, Canyon, 2009). Остановимся подробнее на общих закономерностях и работах последних лет.

Многие черты биологии делают представителей рода Toxorhynchites многообещающими агентами контроля численности кровососущих комаров. Во-первых, личинки Toxorhynchites заселяют микроводоeмы, недоступные для многих других хищников, например для рыб. Во-вторых, самки комаров сами распространяют яйца по целевым водоeмам. В-третьих, Toxorhynchites чаще поедают личинок старших возрастов и куколок, что повышает эффективность контроля: эффект от уничтожения преимущественно молодых личинок может сглаживаться общей высокой смертностью на личиночной стадии, а вариант с поеданием старших личинок и куколок лишен этого недостатка. Наконец, имаго Toxorhynchites не опасны для людей и не переносят заболеваний.

Представители рода Toxorhynchites оказались эффективными агентами биологического контроля кровососущих комаров на островах Тихого океана и Карибского моря, в Африке, США, Австралии. Работы проводили в основном против переносчиков опасных заболеваний: Aedes aegypti, Ae. albopictus, Ae. polynesiensis Marks, 1951, Ae. africanus (Theobald, 1901), Ae. notoscriptus (Skuse, 1889), Culex quinquefasciatus, Aedes subalbatus (Brown, 1996; Collins, Blackwell, 2000; Shaalan, Canyon, 2009).

Несмотря на достигнутые успехи, имеется ряд особенностей Toxorhynchites, затрудняющих их использование для биологического контроля и требующих дополнительного изучения: температурное ограничение; долгое развитие хищника и различия в популяционной динамике хищника и жертвы; несовпадение предпочтений хищников и жертв в выборе водоeмов (Focks, 2007). Рассмотрим их подробнее.

Так, большинство видов Toxorhynchites, как отмечено выше, теплолюбивы, и их использование в умеренной зоне лимитировано низкой активностью с осени до весны. Даже северные виды и подвиды, например T. rutilus septentrionalis, переживают в малоактивном состоянии температуры, при которых развиваются личинки некоторых кровососущих комаров, такие как Aedes triseriatus. Развитие хищников растягивается, а суточное потребление жертв падает (Trimble, Smith, 1979). Предполагается, однако, что и в умеренном климате можно выпускать Toxorhynchites весной для подавления размножения целевых видов в летний период.

Кроме того, личинки Toxorhynchites развиваются, по крайней мере, в три раза дольше, чем их жертвы, поэтому при всплесках численности вторых первые оказываются неспособны быстро ответить повышением своей численности. Этот эффект не сказывается на долгосрочном контроле, а кратковременные всплески численности целевых видов можно подавить выпуском дополнительных партий хищников. Долгое развитие имеет и другие следствия. Так, личинки Toxorhynchites способны продолжительное время голодать в ожидании добычи. Каннибализм среди взрослых личинок не очень распространен, поэтому голодающие хищники могут скапливаться в контейнерах в относительно больших количествах (Focks et al., 1980).

Необходимо отметить, что самки рода Toxorhynchites, как и других родов кулицид, откладывают яйца в микроводоeмы, но в антропогенном ландшафте предпочтения хищников и жертв различаются. Toxorhynchites чаще заселяют затенeнные водоeмы, главным образом дупла или их искусственные аналоги, также находящиеся в тени и обычно связанные с растительностью. Целевые же кровососущие виды заселяют более широкий спектр местообитаний, включая незатенeнные и не связанные с деревьями, например скопления воды на открытых свалках. Именно несовпадение предпочтений в выборе водоемов считается главной причиной неудач в тех случаях, когда заселенные на новые территории особи Toxorhynchites spp. формируют устойчивые популяции, но оказываются неспособны эффективно контролировать целевые виды, например Ae. albopictus на Гавайях в 1950-х гг. (Nakagawa, 1963) и Ae. polynesiensis на островах Фиджи в 1930-х гг. (Toohey et al., 1985). Для решения этой проблемы предлагается вносить яйца хищника в нужные водоeмы вручную, причем это действие приходится повторять регулярно, но при таком подходе теряется ряд преимуществ перед другими методами борьбы и возрастает стоимость процедур. Так, тщательный выбор местообитаний для внесения яиц Toxorhynchites после первых неудачных опытов позволил добиться эффективного контроля Aedes polynesiensis в опытных локациях на островах Фиджи (Toohey et al., 1985). Впрочем, проблема несовпадения в выборе водоeмов стоит только в антропогенных ландшафтах, где имеется обилие незатененных водоемов, но не в лесах, где отсутствие этого недостатка не затрудняет использование Toxorhynchites.

Применение Toxorhynchites в составе комплексных методов контроля. Так как сами Toxorhynchites spp. являются кулицидами, на них негативно воздействуют многие методы борьбы с комарами. В частности, это относится ко многим традиционным инсектицидам и токсинам бактерий рода Bacillus. Это затрудняет использование Toxorhynchites spp. в составе комплексных методов контроля. Однако применение малотоксичных для Toxorhynchites spp. инсектицидов (малатион, темефос и дибром) приводит к положительным результатам (Collins, Blackwell, 2000). В Новом Орлеане комбинация T. amboinensis и малатиона привела к снижению плотности популяции Aedes aegypti на 96%, тогда как применение только малатиона – на 29% (Focks et al., 1986).

Ещe одно направление разработки комплексных мер, появившееся в последние годы, – использование хищных комаров в сочетании с энтомопатогенными грибами. Показано, что личинки Toxorhynchites brevipalpis устойчивы к сравнительно высоким концентрациям конидий и бластоспор гриба Metarhizium brunneum Petch (Ascomycota: Hypocreales). В лабораторных тестах одновременное использование Toxorhynchites brevipalpis и Metarhizium brunneum против Aedes aegypti показало положительный результат, хотя и менее сильный, чем аддитивный (Alkhaibari et al., 2018). В некоторых работах предлагается комбинировать Toxorhynchites с другими хищниками. Показано, что взрослые личинки Toxorhynchites speciosus (Skuse, 1889) и хищные копеподы Mesocyclops aspericornis (Daday, 1906) могут сосуществовать в микроводоемах и снижать численность личинок Aedes notoscriptus и Culex quinquefasciatus (Brown, 1996).

Искусственное разведение Toxorhynchites и практические замечания. Применение комаров рода Toxorhynchites как агентов биологического контроля требует их разведения в неволе, которое отличается некоторыми особенностями. Во-первых, выращивание хищных личинок связано с использованием живых кормов: другие варианты питания не могут обеспечить нормальное развитие, удлиняя его в несколько раз и уменьшая размеры взрослых комаров (Focks, 2007). Во-вторых, каннибализм личинок при совместном выращивании на ранних стадиях представляет собой серьeзную проблему. На него влияет обилие кормовых насекомых, их размер относительно хищников и разброс размеров самих личинок Toxorhynchites (Focks, 2007). Полностью избежать каннибализма помогает содержание личинок в контейнерах по одной.

Наиболее распространeнный метод разведения T. rutilus предложен в работе (Focks, Boston, 1979). Он подразумевает выращивание сотен личинок в больших контейнерах при обилии пищи в виде личинок Aedes aegypti соответствующего возраста. Кормовые личинки в свою очередь питаются порошком высушенной печени и дрожжами и разводятся в том же контейнере, в котором развиваются хищные личинки. Развитие Toxorhynchites rutilus при таких условиях занимает ~2 нед.

Новая методика предложена в работе Schiller et al. (2019). Авторы отмечают, что использование в качестве живого корма кулицид имеет ряд отрицательных сторон. Синхронизация жизненных циклов кормовых и хищных комаров вызывает сложности, а отдельные личинки Aedes aegypti, успевающие развиться в имаго, представляют опасность, поскольку способны переносить заболевания человека. В качестве альтернативы авторы предлагают использовать меньше кулицид и больше других живых кормов: нематод, кольчатых червей (Naididae), личинок звонцов (Chironomidae). Еще одно важное отличие состоит в том, что личинки T. rutilus содержатся одиночно в небольших контейнерах, это сводит на нет каннибализм и позволяет эффективно убирать несъеденный корм. Имаго содержатся массово в сетчатых садках. Такой метод выращивания T. rutilus оказывается эффективнее предыдущего.

Toxorhynchites spp., выращенные в лаборатории, могут быть выпущены на всех стадиях развития. Яйца, личинки и куколки требуют помещения в целевые водоeмы вручную. Это трудоeмкая работа, но такой подход позволяет гарантированно охватить те местообитания, в которых присутствие хищника необходимо. Выпуск имаго менее трудоeмок, но и у него есть свои недостатки. Во-первых, он должен проводиться в определeнное время суток (ранним утром или вечером). Во-вторых, как отмечено выше, самки могут откладывать яйца в нецелевые водоeмы. В-третьих, содержание имаго в лаборатории требует большого пространства и трудозатрат.

Конкретное решение об использовании той или иной стратегии должно приниматься в соответствии с условиями работы в каждом частном случае (Focks, 2007; Schiller et al., 2019).

ВЕСЛОНОГИЕ РАКООБРАЗНЫЕ (Copepoda)

Хищные копеподы (Copepoda) – массовые и широко распространенные в пресных водах ракообразные, считающиеся наиболее эффективными агентами контроля численности комаров среди беспозвоночных хищников, в том числе в микроводоемах (Marten, Reid, 2007).

Особенности биологии и экологии копепод. Биология пресноводных копепод подробно описана в работе (Thorp, Rogers, 2015). В контексте биологического контроля популяций комаров наиболее полно из копепод исследованы циклопы (Cyclopoida: Cyclopidae), которых в пресных водах насчитывается ~800 видов, многие из них – хищные (Marten, Reid, 2007; Thorp, Rogers, 2015). В последние годы обращают внимание и на хищных каляноид (Calanoida: Diaptomidae) (Cuthbert et al., 2018b).

Хищные копеподы заселяют как крупные постоянные и пересыхающие водоeмы, так и микроводоeмы, включая фитотельматы (Fiers et al., 2013; Schneider, 2013). Маленькие размеры и широкая пищевая специализация позволяют им достигать высокой численности в разнообразных миниатюрных местообитаниях, связанных с деятельностью человека (Schreiber et al., 1996; Kay et al., 2002). В одной шине с водой может жить до 500 особей Mesocyclops longisetus (Thiébaud, 1912) (Marten et al., 1994).

Разные виды веслоногих ракообразных по-разному переносят высыхание. Каляноидные копеподы образуют покоящиеся яйца, устойчивые к высыханию (Dambach, 2020). Многие циклопоидные копеподы могут впадать в диапаузу на стадиях последних копеподитов и взрослых (Thorp, Rogers, 2015). Acanthocyclops и Diacyclops в таком состоянии переживают даже полное пересыхание водоемов (Wyngaard et al., 1991). Некоторые виды Mesocyclops, эффективно поедающие комаров, способны выживать во влажном грунте без свободной воды, но не выдерживают пересыхания грунта ниже определeнного порога (Zhen et al., 1994). Эта особенность может затруднять применение копепод в качестве агентов биологического контроля в небольших периодически пересыхающих водоемах.

Веслоногие ракообразные – относительно мелкие животные. Питаться личинками комаров способны только крупные виды размерами >1 мм (Marten, Reid, 2007). Большинство из них охотится на личинок первого, реже второго возрастов, лишь отдельные виды (как Lovenula raynerae Suárez-Morales, Wasserman, et Dalu, 2015 (Diaptomidae)) нападают на крупных личинок (Cuthbert et al., 2018b). Копеподы не специализируются на охоте на комаров. Они питаются разнообразными водными организмами подходящего размера, в том числе ветвистоусыми ракообразными, личинками рыб, коловратками, инфузориями и другими простейшими и даже планктонными водорослями (Kumar, Rao, 2003; Frimpong, Lochmann, 2005; Thorp, Rogers, 2015; Cuthbert et al., 2019b). Наличие альтернативной жертвы может снижать эффективность поедания личинок комаров, что, например, показано в лабораторных экспериментах для двух видов Mesocyclops, выбирающих между кулицидами и кладоцерами, а также для Macrocyclops albidus (Jurine, 1820) и Megacyclops viridis (Jurine, 1820), поедавших личинок комаров и инфузорий (Kumar, Rao, 2003; Kumar et al., 2008; Cuthbert et al., 2019b). В то же время широкая пищевая специализация позволяет копеподам длительное время существовать в водоeмах, незаселенных комарами, а после появления личинок переходить на питание ими.

Даже молодые личинки комаров по размеру сопоставимы с копеподами или превосходят их, и ракообразные применяют специфические техники для поимки таких относительно крупных жертв. Копеподы, по крайней мере изученные виды, чаще всего атакуют личинок сбоку или сзади, повреждая брюшко или сифон (Schaper, Hernández-Chavarría, 2006). Показано, что травмы сифона наиболее опасны для Aеdes aegypti, видимо, из-за нарушения работы дыхательной системы (Awasthi et al., 2012). Копеподы обычно удерживают жертву, пока она не умрет, и затем поедают. Крупные рачки могут съедать молодых личинок Aedes почти целиком (Awasthi et al., 2012). Однако при избытке жертв копеподы атакуют их одну за другой, съедая только часть каждой личинки, и, соответственно, убивают больше комаров, чем могут съесть (Marten, Reid, 2007).

Наиболее эффективные циклопоидные копеподы (например, некоторые виды Mesocyclops) в небольших местообитаниях способны убить до 50 личинок Aedes за сутки (Marten et al., 1994), в то время как для личинок Anopheles и особенно Culex эти цифры оказываются ниже (Mittal et al., 1997; Kumar, Rao, 2003). В более крупных контейнерах рачки уничтожают комаров менее активно (Marten et al., 1994; Dieng et al., 2002). Каляноидные копеподы Lovenula уничтожают до пяти личинок Culex в час (Cuthbert et al., 2018b).

Веслоногие ракообразные оказывают и косвенное воздействие на жертв. В присутствии эпибентосных копепод Megacyclops formosanus (Harada, 1931) личинки Aedes aegypti тратят меньше времени на фильтрацию и собирание пищи, а также уходят из придонного слоя воды, в котором встречаются копеподы, ближе к поверхности (Awasthi et al., 2015). Также отмечено, что в присутствии рачков личинки начинают активнее двигаться и изгибаться, что может мешать хищникам их поймать (Awasthi et al., 2012). Воздействие на поведение жертв может влиять на эффективность биологического контроля, но этот вопрос в отношении копепод остаeтся малоизученным.

Применение копепод для контроля популяций кровососущих комаров. К моменту публикации информативного обзора Marten, Reid (2007) в качестве агентов биоконтроля протестированы 48 видов копепод из 15 родов, и работы по изучению новых видов продолжаются. В последние годы показана эффективность циклопид Mеgacyclops formosanus, Mеgacyclops gigas (Claus, 1857), Cyclops divergens (Lindberg, 1936), Cyclops heberti Einsle, 1996, Acanthocyclops einslei Mirabdullayev et Defaye, 2004 (Kalimuthu et al., 2014; Früh et al., 2019), а также калянид Lovenula raynerae Suárez-Morales, Wasserman, et Dalu, 2015 и Paradiaptomus lamellatus Sars, 1895 (Cuthbert et al., 2018b, 2019c; Balakrishnan et al., 2019). Многие перспективные виды пока остаются неизученными, в первую очередь это многочисленные представители хорошо зарекомендовавших себя родов Macrocyclops, Megacyclops и Mesocyclops.

Полевые эксперименты подтверждают эффективность копепод как агентов биоконтроля. В микроводоeмах объектом контроля чаще всего становятся представители рода Aedes, а в качестве экспериментальных водоeмов использовали колодцы, кувшины, цветочные вазы, цистерны, бочки, заполненные водой шины и другие “контейнерные местообитания”, а также дупла деревьев, норы сухопутных крабов. Некоторые виды рачков снижают численность личинок Aedes в экспериментальных водоeмах на 90–100% (Riviere et al., 1987; Marten, 1990; Kay et al., 2002; Rey et al., 2004). Сочетание нескольких видов копепод в одном водоеме может снижать эффективность потребления комаров, по-видимому, из-за того, что одни ракообразные начинают использовать в пищу других (Dieng et al., 2002).

В Южном Таунсвилле в Австралии представителей рода Mesocyclops применяли для снижения численности личинок комаров Ochlerotatus spp. и Aedes spp. в системе дождевой канализации. Оказалось, достаточно заселения лишь 50 особей рачков в один канализационный люк, чтобы за два дождливых года копеподы распространились по большей части канализационной системы города. В люках, заселенных хищниками, число личинок снижалось вплоть до полного исчезновения. Также показано, что копеподы Mesocyclops и Metacyclops способны переживать в канализации засушливые периоды (Kay et al., 2002).

В работах небольшого масштаба даже в случае успешного снижения числа личинок в экспериментальных водоeмах не удаeтся добиться заметного уменьшения численности взрослых особей. Для этого необходимы работы большего масштаба, способные повлиять на местную популяцию комаров. Такие исследования проводятся в некоторых регионах, но их эффективность часто ограничена организационными возможностями (Marten, Reid, 2007; Lazaro et al., 2015).

Во Вьетнаме проведена уникальная по своим масштабам работа по снижению численности Aedes aegypti. Главными методами борьбы стало заселение копепод рода Mesocyclops в природные и искусственные водоeмы, а также очистка окрестностей деревень от мусора, собирающего воду. В 1990-х годах проведeн пилотный проект в масштабах одной деревни (Nam et al., 1998), затем аналогичную схему реализовали в регионе с населением ~400 тыс. человек (Nam et al., 2000, 2005, 2012; Kay et al., 2002; Kay, Nam, 2005). Удалось добиться сильного снижения численности и даже полной элиминации не только личинок, но и взрослых Aedes aegypti. Это стало возможным благодаря широкому привлечению к работе местного населения, что позволило охватить широкий круг водоeмов и значительные территории. Насколько нам известно, на данный момент это пример наиболее масштабного применения копепод в качестве агентов биологического контроля.

Для эффективного биоконтроля не обязательно добиваться заселения всех водоeмов копеподами. Водоeмы с хищниками превращаются в “ловушки для яиц” комаров, которые напрасно тратят энергию на размножение. Показано, что самки комаров не только не избегают откладывать яйца в водоемы, заселенные копеподами, но и выбирают их чаще незаселeнных (Vonesh, Blaustein, 2010), хотя этот вопрос требует дальнейшего изучения. Почти полного уничтожения локальной популяции комаров можно достигнуть при заселении копеподами 90% мест выплода (Nam et al., 1998).

В отдельных случаях копеподы, хорошо зарекомендовавшие себя в лаборатории, оказывались неспособны значимо повлиять на численность комаров в полевых условиях. Считается, что эффективность контроля зависит в первую очередь от длительности нахождения популяция рачков в водоeме и от еe плотности. Снижать эти показатели, а вместе с ними и эффективность контроля может пересыхание водоема, измельчание особей, регулярное изъятие воды из резервуара, голод, неприспособленность к локальным климатическим условиям и накопление в воде токсинов (Marten et al., 1994; Marten, Reid, 2007). Рассмотрим перечисленные факторы подробнее.

Многие копеподы, как отмечено выше, не переносят полного высыхания, поэтому при их заселении в пересыхающие водоeмы необходима повторная интродукция после очередного заполнения водой. Эту проблему можно решить тщательным выбором водоeма и вида ракообразных, а также искусственным поддержанием влажности водоeмов в течение сухого сезона. Иногда выпущенные исследователями веслоногие способны расселяться по новым местообитаниям и заново заселять дупла, ранее высохшие, а позже вновь наполненные водой (Riviere et al., 1987).

Некоторые виды копепод, попав в новое местообитание, быстро размножаются, истощают пищевые ресурсы и, как следствие, мельчают. Когда в водоeм попадают личинки комаров, копеподы оказываются слишком мелкими, чтобы нападать на личинок. Наиболее эффективные виды рачков, по-видимому, лишены этого недостатка благодаря склонности к каннибализму (Marten, 1990).

Копеподы могут исчезать из хозяйственных eмкостей даже без их полного осушения, если скорость воспроизведения рачков недостаточна для компенсации их потерь из-за регулярного изъятия воды. В таких условиях оказываются эффективны виды, предпочитающие плавать около дна и стенок емкостей, откуда реже берут воду, чем из центральной части сосудов (Marten, Reid, 2007).

Показано, что в некоторых типах водоемов с чистой водой копеподы погибают из-за отсутствия пищи, чаще эта проблема наблюдается не в микроводоeмах, а в более крупных водосборных цистернах (Jennings et al., 1994).

На выживание копепод оказывает негативное влияние неблагоприятные температурные условия (Marten et al., 1994; Brown, 1996), низкое содержания кислорода и накопление в воде токсинов (Rey et al., 2004; Veronesi et al., 2015).

Применение копепод в составе комплексных методов контроля. Некоторые работы показывают высокую эффективность применения копепод вместе с другими хищниками: личинками комаров Chaoborus flavicans (Meigen, 1830) и Toxorhynchites speciosus, клопами Anisops sardea Herrich-Schaeffer, 1849 (Notonectidae) (Brown, 1996; Buxton et al., 2020; Cuthbert et al., 2020). Сочетание копепод с Toxorhynchites представляется перспективным. С одной стороны, хищные комары не влияют негативно на численность веслоногих (хотя в лабораторных тестах показано, что в отсутствие более крупных жертв Toxorhynchites способны нападать на копепод). С другой стороны, личинки Toxorhynchites могут поедать личинок Culex и Anopheles, которых копеподы уничтожают хуже. Тем не менее этот вопрос, насколько нам известно, мало разработан (Marten, 1990; Brown, 1996). Активно изучается взаимодействие веслоногих ракообразных с рыбами, однако рыбы не способы заселять микроводоемы.

Веслоногие ракообразные устойчивы к некоторым инсектицидам, например к токсину бактерии Bacillus thuringiensis israelensis Barjac, 1978 (Bti), перметрину и пирипроксифену, поэтому эти вещества могут быть использованы для контроля комаров совместно с копеподами (Riviere et al., 1987; Marten et al., 1993; Wang et al., 2005). Пиперин и эвгенол негативно воздействуют на веслоногих, но летальные для них дозы выше, чем для личинок комаров, поэтому эти два вещества также можно применять совместно с ракообразными (Dhanker et al., 2013). Немногочисленные имеющиеся данные о воздействии инсектицидов на пресноводных хищных копепод даны в обзорной работе (Lorenzo et al., 2014).

Хорошие результаты даeт использование веслоногих вместе с экстрактами различных растений (Murugan et al., 2011; Kalimuthu et al., 2013, 2014) и даже металлическими наночастицами, которые токсичны для личинок комаров, но менее токсичны для веслоногих (Naresh Kumar et al., 2013; Murugan et al., 2015). Ещe одно развивающееся направление – сочетание использования хищников, в том числе копепод, с красителями для воды (принцип работы этого метода описан выше) (Cuthbert et al., 2018a). Все эти работы проведены в лабораторных условиях, предложенные комплексные методы борьбы с опасными комарами еще не проверялись в масштабных полевых экспериментах.

Искусственное разведение копепод и практические замечания. Методика разведения и интродукции веслоногих ракообразных хорошо разработана и описана (Nam et al., 2000; Balakrishnan et al., 2019). Основная идея состоит в том, что местные виды копепод, типичные для той области, в которой планируются мероприятия по борьбе с комарами, размножают в лабораторных условиях и выпускают в новые, не занятые ими местообитания. Для разведения веслоногих используют контейнеры объeмом от 3–5 до 150 л. Первых ракообразных для создания культуры ловят в природных водоeмах планктонными сетями. В качестве корма используют микроводоросли или инфузорий, культивируемых в тех же сосудах, где живут копеподы. В одном 150-литровом контейнере, заселeнном 50 рачками Mesocyclops, за 21 сут развивается 4500 особей (Nam et al., 2000). Во Вьетнаме для удобной транспортировки и хранения копепод Nam et al. (2000) использовали небольшие фрагменты пенополистирола, впитывающего воду, но поддерживающего достаточную для выживания ракообразных влажность.

При разработке практических методов контроля необходимо учитывать, что некоторые копеподы служат промежуточными хозяевами опасного паразита ришты (Dracunculus medinensis (Linnaeus, 1758)). В районах, где распространeн дракункулeз, необходимо выбирать виды копепод, не переносящих ришту. Имеются данные, что копеподы могут участвовать и в передаче возбудителя холеры (Marten, Reid, 2007). В любом случае обе эти проблемы могут быть решены фильтрацией пищевой воды от рачков.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Возможные направления будущих исследований. Важным направлением работы представляется расширение знаний о биологии потенциальных хищников. Так, остаются неизученными многие виды хищных копепод, включая представителей многообещающих родов Macrocyclops, Megacyclops и Mesocyclops по всему миру, а также десятки видов хищных кулицид тропического рода Toxorhynchites. Мало известно об особенностях непрямого воздействия хищников на жизнедеятельность комаров: на их поведение, пищевые предпочтения, выбор самками водоема для откладки яиц. Интегрированные методы контроля с участием хищников, даже хорошо изученных, только начинают разрабатываться.

Отдельного рассмотрения заслуживает вопрос о взаимодействии хищников разных видов и групп в микроводоемах. Опыт некоторых работ показывает потенциальную эффективность совместного использования Toxorhynchites и копепод (Marten, 1990; Brown, 1996). С другой стороны, три разных вида веслоногих в одном микроводоeме оказались гораздо менее эффективными агентами контроля, чем те же ракообразные по отдельности (Dieng et al., 2002). Разработана теоретическая база для описания системы взаимодействия нескольких хищников (Sih et al., 1998), но она редко применятся к сообществам микроводоeмов.

Использование хищников против комаров в России и сопредельных странах. В настоящее время в России и других странах СНГ методы контроля численности комаров с помощью хищников почти не разработаны, однако в перспективе могут оказаться полезными. Так, в Туркменистане в дуплах развиваются некоторые опасные виды кулицид, например Aedes caspius (Pallas, 1771) – переносчик туляремии, филяриозов и некоторых арбовирусов (Мамедниязов, 1995). Можно предположить, что против этого и других опасных фитотельматных видов было бы эффективно использовать хищников. Для большинства видов кулицид умеренных широт дупла и аналогичные им микроводоeмы считаются не основным и мало значимым местом выплода, в отличие от более крупных водоeмов, временных и постоянных (Малькова и др., 2013). Методы борьбы с комарами в озерах и болотах разработаны достаточно хорошо, однако не учитывают возможность использования хищных беспозвоночных, хотя такие хищники, эффективно поедающие кулицид, описаны во многих регионах (Дубицкий, 1970; Кухарчук, 1981; Ахметбекова и др., 1982; Назарова и др., 2019).

В последние годы в южных регионах России (в Краснодарском крае и Крыму) было замечено появление опасных Ae. aegypti и Ae. albopictus (Рябова и др., 2005; Ганушкина и др., 2012; Федорова и др., 2018; Коваленко и др., 2020). Их распространение ограничено изотермами января 0°С для первого и –1…–3°С для второго вида, поэтому на данный момент считается, что оба вида могут укорениться на Черноморском побережье, но не севернее. Ожидается, что с потеплением климата ареал комаров будет расширяться, хотя вероятность возникновения эпидемических вспышек лихорадок, связанных с Aedes, пока оценивается как низкая (Akiner et al., 2016; Ясюкевич и др., 2017). Учитывая приуроченность этих комаров к искусственным микроводоeмам, можно предположить, что при возникновении необходимости контроля численности Ae. aegypti и Ae. albopictus для этой цели удастся применить хищников. Перспективно выглядит использование копепод, которые хорошо зарекомендовали себя в разных частях света как агенты биологического контроля численности Ae. aegypti и Ae. albopictus. Важно отметить, что в России встречаются крупные хищные веслоногие, например родов Cyclops и Mesocyclops, приспособленные к локальным климатическим условиям (Алексеев, Барабанщиков, 2006; Лазарева, Жданова, 2020).

Список литературы

  1. Алексеев В.Р., Барабанщиков Е.И. 2006. Новый для фауны России вид Mesocyclops (Cyclopoida, Copepoda) из озера Ханка // Зоол. журн. Т. 85. № 10. С. 1257. (Alekseev V.R., Barabanshchikov E.I. 2006. А species of thе genus Mesocyclops (Cyclopoida, Copepoda) from lake Khanka new for the russian fauna // Zool. Zhurn. V. 85. № 10. P. 1257.)

  2. Ахметбекова Р.Т., Дубицкий А.М., Чилдибаев Д. 1982. О роли водных членистоногих в снижении численности массовых видов кровососущих двукрылых в аридной зоне Казахстана // Паразитология и паразитарные болезни. Т. 16. № 3. С. 246.

  3. Ганушкина Л.А., Таныгина Е.Ю., Безжонова О.В., Сергиев В.П. 2012. Об обнаружении комаров Aedes (Stegomyia) albopictus Skuse. на территории Российской Федерации // Мед. паразитол. и паразитарные болезни. Т. 1. С. 3.

  4. Дубицкий А.М. 1970. Кровососущие комары (Diptera, Culicidae) Казахстана. Алма-Ата: Изд-во “Наука”.

  5. Коваленко И.С., Якунин С.Н., Абибулаев Д.Э. и др. 2020. Обнаружение Aedes (Stegomyia) albopictus (Skuse, 1895) в Крыму // Проблемы особо опасных инфекций. Т. 2. С. 135. https://doi.org/10.21055/0370-1069-2020-2-135-137

  6. Кухарчук Л.П. 1981. Экология кровососущих комаров (Diptera, Culicidae) Сибири. Новосибирск: Изд-во “Наука”.

  7. Лазарева В.И., Жданова С.М. 2020. Копепода Cyclops bohater (Crustacea, Copepoda) в Европейской России // Биология внутр. вод. № 6. С. 550.

  8. Малькова М.Г., Якименко В.В., Винарская Н.П. и др. 2013. Кровососущие комары Западной Сибири: фауна, систематика, особенности экологии, методы полевых и лабораторных исследований. Омск: Омский научный вестник.

  9. Мамедниязов О. 1995. Кровососущие комары (Diptera, Culicidae) Туркменистана и интегрированная борьба с ними. Ашхабад: Ылым.

  10. Назарова Ш.Д., Хабиров З., Комилова С.Р. 2019. Естественные враги кровососущих комаров (Diptera, Culicidae) в юго-западном Таджикистане // Глобальные экологические проблемы: локальное решение. Москва: Изд-во “Перо”. С. 131. https://doi.org/10.1017/CBO9781107415324.004

  11. Нурушев М.Ж., Есенбекова П.А., Темрешев И.И. 2015. Водные полужесткокрылые биорегуляторы кровососущих двукрылых Иле-Блкашского региона // Вест. Омского гос. агр. ун-та. Т. 1. № 17. С. 41.

  12. Оганесян В.С. 2012. Водные клопы (Heteroptera) – регуляторы численности кровoсосущих комаров Армении // Мед. наука Армении. Т. 52. № 3. С. 65.

  13. Папченкова Г.А., Макрушин А.В., 2013. Влияние инсектицида Танрек® на репродукцию и жизнедеятельность Daphnia magna Straus в 15-суточном тесте // Биология внутр. вод. № 4. С. 74.

  14. Перевозкин В.П., Лукьянцев С.В., Гордеев М.И. 2004. Сравнительный анализ пищедобывающего поведения водных и полуводных пауков Argyroneta, Dolomedes, Pirata, Pardosa // Экология. № 2. С. 127.

  15. Рябова Т.Е., Юничева Ю.В., Маркович Н.Я. и др. 2005. Обнаружение комаров Aedes (Stegomyia) aegypti L. в г. Сочи // Мед. паразитол. и паразитар. болезни. Т. 3. С. 3.

  16. Сайджафарова А.О., Перевозкин В.П., Смирнов Г.В. 2006. Особенности пищедобывающего поведения нимф стрекоз и их влияние на структуру личиночных популяций кровососущих комаров в экспериментальной системе “хищник–жертва” // Докл. Томского гос. ун-та систем управ. и радиоэлектр. Т. 5. № 13. С. 14.

  17. Федорова М.В., Швец О.Г., Юничева Ю.В. и др. 2018. Современные границы распространения инвазивных комаров Aedes (Stegomyia) aegypti (L., 1762) и Aedes (Stegomyia) albopictus (Skuse, 1895) на юге Краснодарского края России // Проблемы особо опасных инфекций. Т. 771. № 2. С. 101. https://doi.org/10.21055/0370-1069-2018-2-101-105

  18. Ясюкевич В.В., Попов И.О., Титкина С.Н., Ясюкевич Н.В. 2017. Адвентивные виды Aedes на территории России – оценка риска новой биологической угрозы здоровью населения России // Проблемы экол. мониторинга и моделирования экосистем. Т. 28. № 3. С. 51.

  19. Aditya G., Ash A., Saha G.K. 2006. Predatory activity of Rhantus sikkimensis and larvae of Toxorhynchites splendens on mosquito larvae in Darjeeling, India // J. Vector Borne Dis. V. 43. P. 66.

  20. Aditya G., Bhattacharyay S., Kundu N. et al. 2007. Predatory efficiency of the sewage drain inhabiting larvae of Toxorhynchites splendens wiedemann on Culex quinquefasciatus Say and Armigeres subalbatus (Coquillett) larvae // Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health. V. 38. № 5. P. 799.

  21. Akiner M.M., Demirci B., Babuadze G. et al. 2016. Spread of the Invasive Mosquitoes Aedes aegypti and Aedes albopictus in the Black Sea Region Increases Risk of Chikungunya, Dengue, and Zika Outbreaks in Europe // PLoS Neglected Tropical Diseases. V. 10. № 4. P. 1. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0004664

  22. Albeny-Simões D., Murrell E.G., Elliot S.L. et al. 2014. Attracted to the enemy: Aedes aegypti prefers oviposition sites with predator-killed conspecifics // Oecologia. V. 175. № 2. P. 481. https://doi.org/10.1007/s00442-014-2910-1

  23. Albeny D.S., Martins G.F., Andrade M.R. et al. 2011. Aedes aegypti survival in the presence of Toxorhynchites violaceus (Diptera: Culicidae) fourth instar larvae // Zoologia. V. 28. № 4. P. 538. https://doi.org/10.1590/S1984-46702011000400017

  24. Alkhaibari A.M., Maffeis T., Bull J.C., Butt T.M. 2018. Combined use of the entomopathogenic fungus, Metarhizium brunneum, and the mosquito predator, Toxorhynchites brevipalpis, for control of mosquito larvae: Is this a risky biocontrol strategy? // J. Invertebr. Pathol. V. 153. P. 38. https://doi.org/10.1016/j.jip.2018.02.003

  25. Alto B.W., Griswold M.W., Lounibos L.P. 2005. Habitat complexity and sex-dependent predation of mosquito larvae in containers // Oecologia. V. 146. № 2. P. 300. https://doi.org/10.1007/s00442-005-0198-x

  26. Andrade M.R. 2015. Container-dwelling mosquitoes: habitat size, direct and indirect effects of predation. Universidade Federal de Viçosa.

  27. Arunkumar S., Sangaran A. 2013. Predatory Potential of Larvae of Toxorhynchites splendens on the Larvae of Aedes sp. // Indian Vet. J. V. 90. № 3. P. 18.

  28. Awasthi A.K., Molinero J.C., Wu C.H. et al. 2015. Behavioral changes in mosquito larvae induced by copepods predation // Hydrobiologia. V. 749. № 1. P. 113. https://doi.org/10.1007/s10750-014-2154-4

  29. Awasthi A.K., Wu C., Tsai K., King C. 2012. How does the ambush predatory copepod Megacyclops formosanus (Harada, 1931) capture mosquito larvae of Aedes aegypti // Zool. Studies. V. 51. № 7. P. 927.

  30. Balakrishnan S., Santhanam P., Manickam N., Srinivasan M. 2019. A Method of Bio-efficacy Potential of Zooplankton (Copepod) for the Control of Vector Mosquitoes // Basic and Applied Zooplankton Biology. Singapore: Springer. P. 127. https://doi.org/10.1007/978-981-10-7953-5_42_5

  31. Barry M.J., Roberts D.M. 2014. Indirect Interactions Limit the Efficiency of Odonata as Natural Control Agents for Mosquito Larvae // J. Insect Behav. V. 27. № 5. P. 626. https://doi.org/10.1007/s10905-014-9455-3

  32. Baxter C.V., Fausch K.D., Saunders W.C. 2005. Tangled webs: reciprocal flows of invertebrate prey link streams and riparian zones // Freshwater Biol. V. 50. № 2. P. 201. https://doi.org/10.1111/j.1365-2427.2004.01328.x

  33. Becker N., Petrić D., Zgomba M. et al. 2010. Mosquitoes and Their Control. Berlin: Springer. https://doi.org/10.1007/978-3-540-92874-4

  34. Borkent A. 1980. The potential use of larvae of Chaoborus cooki Saether (Diptera: Chaoboridae) as a biological control of mosquito larvae // Mosquito News. V. 40. № 4. P. 634.

  35. Bowatte G., Perera P., Senevirathne G. et al. 2013. Tadpoles as dengue mosquito (Aedes aegypti) egg predators // Biol. Control. V. 67. № 3. P. 469. https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2013.10.005

  36. Brown M.D. 1996. Evaluation of Mesocyclops aspericornis (Cyclopoida: Cyclopidae) and Toxorhynchites speciosus as integrated predators of mosquitoes in tire habitats in Queensland // J. Am. Mosq. Control Assoc. V. 12. № 3. P. 414.

  37. Buxton M., Cuthbert R.N., Dalu T. et al. 2020. Complementary impacts of heterospecific predators facilitate improved biological control of mosquito larvae // Biol. Control. V. 144. P. 104216. https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2020.104216

  38. Campos R.E., Lounibos L.P. 2000. Natural Prey and Digestion Times of Toxorhynchites rutilus (Diptera: Culicidae) in Southern Florida // Ann. Entomol. Soc. Am. V. 93. № 6. P. 1280. https://doi.org/10.1603/0013-8746(2000)093[1280:npadto]2.0.co;2

  39. Coetzee M. 2017. Culicidae (Mosquitoes) // Manual of Afrotropical Diptera. V. 2. Nematocerous Diptera and Lower Brachycera. South African National Biodiversity Institute, Pretoria. P. 677.

  40. Colledge W.R. 1911. Notes on a brush-tongued mosquito // Proc. R. Soc. Queensl. V. 23. P. 121.

  41. Collins A.P. 1998. Laboratory evaluation of the freshwater prawn, Macrobrachium borellii, as a predator of mosquito larvae // Aquat. Sci. V. 60. № 1. P. 22. https://doi.org/10.1007/s000270050023

  42. Collins L.E., Blackwell A. 2000. The biology of Toxorhynchites mosquitoes and their potential as biocontrol agents // Biocontrol News and Information. V. 21. № 4. P. 105N.

  43. Corbet P.S. 1996. Treeholes as larval habitat of the dragonfly Hadrothemis camarensis (Odonata: Libellulidae) in kakamega forest, Kenya // Aquatic Insects. V. 18. № 3. P. 129.

  44. Couret J., Notarangelo M., Veera S. et al. 2020. Biological control of Aedes mosquito larvae with carnivorous aquatic plant, Utricularia macrorhiza // Parasites and Vectors. V. 13. № 1. P. 1. https://doi.org/10.1186/s13071-020-04084-4

  45. Cuthbert R.N., Callaghan A., Dick J.T.A. 2019a. Differential Interaction Strengths and Prey Preferences across Larval Mosquito Ontogeny by a Cohabiting Predatory Midge // J. Med. Entomol. V. 56. № 5. P. 1428. https://doi.org/10.1093/jme/tjz059

  46. Cuthbert R.N., Callaghan A., Dick J.T.A. 2019b. The Effect of the Alternative Prey, Paramecium caudatum (Peniculida: Parameciidae), on the Predation of Culex pipiens (Diptera: Culicidae) by the Copepods Macrocyclops albidus and Megacyclops viridis (Cyclopoida: Cyclopidae) // J. Med. Entomol. V. 56. № 1. P. 276. https://doi.org/10.1093/jme/tjy155

  47. Cuthbert R.N., Callaghan A., Dick J.T.A. 2018a. Dye another day: the predatory impact of cyclopoid copepods on larval mosquito Culex pipiens is unaffected by dyed environments // J. Vector Ecol. V. 43. № 2. P. 334. https://doi.org/10.1111/jvec.12318

  48. Cuthbert R.N., Callaghan A., Sentis A. et al. 2020. Additive multiple predator effects can reduce mosquito populations // Ecol. Entomol. V. 45. № 2. P. 243. https://doi.org/10.1111/een.12791

  49. Cuthbert R.N., Dalu T., Wasserman R.J. et al. 2018b. Calanoid copepods: An overlooked tool in the control of disease vector mosquitoes // J. Med. Entomol. V. 55. № 6. P. 1656. https://doi.org/10.1093/jme/tjy132

  50. Cuthbert R.N., Dalu T., Wasserman R.J. et al. 2019c. Additive multiple predator effects of two specialist paradiaptomid copepods towards larval mosquitoes // Limnologica. V. 79. https://doi.org/10.1016/j.limno.2019.125727

  51. Cuthbert R.N., Ortiz-Perea N., Dick J.T.A., Callaghan A. 2019d. Elusive enemies: Consumptive and ovipositional effects on mosquitoes by predatory midge larvae are enhanced in dyed environments // Biol. Control. V. 132. P. 116. https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2019.02.008

  52. Dahmana H., Mediannikov O. 2020. Mosquito-borne diseases emergence/resurgence and how to effectively control it biologically // Pathogens. V. 9. № 4. P. 1. https://doi.org/10.3390/pathogens9040310

  53. Dalal A., Cuthbert R.N., Dick J.T.A., Gupta S. 2020. Prey preferences of notonectids towards larval mosquitoes across prey ontogeny and search area // Pest Manage. Sci. V. 76. № 2. P. 609. https://doi.org/10.1002/ps.5556

  54. Dambach P. 2020. The use of aquatic predators for larval control of mosquito disease vectors: Opportunities and limitations // Biol. Control. V. 150: e104357. https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2020.104357

  55. Dézerald O., Céréghino R., Corbara B. et al. 2015. Temperature: Diet Interactions Affect Survival through Foraging Behavior in a Bromeliad-Dwelling Predator // Biotropica. V. 47. № 5. P. 569. https://doi.org/10.1111/btp.12249

  56. Dhanker R., Kumar R., Hwang J.-S. 2013. How effective are Mesocyclops aspericornis (Copepoda: Cyclopoida) in controlling mosquito immatures in the environment with an application of phytochemicals? // Hydrobiologia. V. 716. P. 147. https://doi.org/10.1007/s10750-013-1559-9

  57. Dieng H., Boots M., Tuno N. et al. 2002. A laboratory and field evaluation of Macrocyclops distinctus, Megacyclops viridis and Mesocyclops pehpeiensis as control agents of the dengue vector Aedes albopictus in a peridomestic area in Nagasaki, Japan // Med. Vet. Entomol. V. 16. № 3. P. 285. https://doi.org/10.1046/j.1365-2915.2002.00377.x

  58. Dieng H., Satho T., Suradi N.F.B. et al. 2017. Presence of a predator image in potential breeding sites and oviposition responses of a dengue vector // Acta Tropica. V. 176. P. 446. https://doi.org/10.1016/j.actatropica.2017.08.033

  59. Digma J.R., Sumalde A.C., Salibay C.C. 2019. Laboratory evaluation of predation of Toxorhynchites amboinensis (Diptera: Culicidae) on three mosquito vectors of arboviruses in the Philippines // Biol. Control. V. 137. № 104 009. https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2019.104009

  60. Dutra H.L.C., Rocha M.N., Dias F.B.S. et al. 2016. Wolbachia Blocks Currently Circulating Zika Virus Isolates in Brazilian Aedes aegypti Mosquitoes // Cell Host and Microbe. https://doi.org/10.1016/j.chom.2016.04.021

  61. Fiers F., Romero M., Jocque M., Martens K. 2013. Crustacea in phytotelmata: a global overview // J. Crustacean Biol. V. 33. № 4. P. 451. https://doi.org/10.1163/1937240x-00002161

  62. Fincke O.M., Yanoviak S.P., Hanschu R.D. 1997. Predation by odonates depresses mosquito abundance in water-filled tree holes in Panama // Oecologia. V. 112. № 2. P. 244. https://doi.org/10.1007/s004420050307

  63. Focks D.A. 2007. Toxorhynchites As Biocontrol Agents // J. Am. Mosq. Control Assoc. V. 23. Suppl. to № 2. P. 118. https://doi.org/10.2987/8756-971x(2007)23[118:taba]2.0.co;2

  64. Focks D.A., Boston M.D. 1979. A quantified mass-rearing technique for Toxorhynchites rutilus rutilus (Coquillett) // Mosquito News. V. 39. № 3. P. 616.

  65. Focks D.A., Dame D.A., Cameron A.L., Boston M.D. 1980. Predator-prey interaction between insular populations of Toxorhynchites rutilus rutilus and Aedes aegypti // Environ. Entomol. V. 9. № 1. P. 37. https://doi.org/https://doi.org/10.1093/ee/9.1.37

  66. Focks D.A., Sackett S.R., Kloter K.O. et al. 1986. The integrated use of Toxorhynchites amboinensis and ground-level ULV insecticide application to suppress Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) // J. Med. Entomol. V. 23. № 5. P. 513. https://doi.org/10.1093/jmedent/23.5.513

  67. Frimpong E., Lochmann S. 2005. Mortality of Fish Larvae Exposed to Varying Concentrations of Cyclopoid Copepods // North Am. J. Aquaculture. V. 67. № 1. P. 66. https://doi.org/10.1577/fa03-066.1

  68. Früh L., Kampen H., Schaub G.A., Werner D. 2019. Predation on the invasive mosquito Aedes japonicus (Diptera: Culicidae) by native copepod species in Germany // J. Vector Ecol. V. 44. № 2. P. 241. https://doi.org/10.1111/jvec.12355

  69. GBIF. 2021. Toxorhynchites Theobald, 1901. GBIF Backbone Taxonomy. https://doi.org/ accessed via GBIF.org on 2021-02-19.https://doi.org/10.15468/39omei

  70. Greeney H.F. 2001. The insects of plant-held waters: a review and bibliography // J. Trop. Ecol. V. 17. № 2. P. 241. https://doi.org/10.1017/S026646740100116X

  71. Jacob S., Thomas A.P., Manju E.K. 2017. Bio control efficiency of Odonata nymphs on Aedes aegypti larvae // IOSR Journal of Environmental Science, Toxicology, and Food Technology. V. 11. № 9. P. 1. https://doi.org/10.9790/2402-1109020104

  72. Jennings C.D., Greenwood J.G., Kay B.H. 1994. Response of Mesocyclops (Cyclopoida: Copepoda) to biological and physicochemical attributes of rainwater tanks // Environ. Entomol. V. 23. № 2. P. 479–486.

  73. Kalimuthu K., Lin S.M., Tseng L.C. et al. 2014. Bio-efficacy potential of seaweed Gracilaria firma with copepod, Megacyclops formosanus for the control larvae of dengue vector Aedes aegypti // Hydrobiologia. V. 741. № 1. P. 113. https://doi.org/10.1007/s10750-013-1745-9

  74. Kalimuthu K., Wang C.H., Liu S.M. et al. 2013. Mosquito larvicidal activity of Broussonetia papyrifera compound marmesin by blocking protein AESCP-2, docking strategies, and combined effect of copepod Megacyclops formosanus against dengue vector Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) // J. Mar. Sci.Technol. (Taiwan). V. 21. Suppl. P. 308. https://doi.org/10.6119/JMST-013-1223-8

  75. Kay B.H., Nam V.S. 2005. New strategy against Aedes aegypti in Vietnam // Lancet. V. 365. № 9459. P. 613. https://doi.org/10.1016/S0140-6736(05)17913-6

  76. Kay B.H., Lyons S.A., Holt J.S. et al. 2002. Point source inoculation of Mesocyclops (Copepoda: Cyclopidae) gives widespread control of Ochlerotatus and Aedes (Diptera: Culicidae) immatures in service manholes and pits in north Queensland, Australia // J. Med. Entomol. V. 39. № 3. P. 469. https://doi.org/10.1603/0022-2585-39.3.469

  77. Kay B.H., Nam V.S., Tran V.T. et al. 2002. Control of Aedes vectors of dengue in three provinces of Vietnam by use of Mesocyclops (Copepoda) and community-based methods validated by entomologic, clinical, and serological surveillance // Am. J. Trop. Med. Hyg. V. 66. № 1. P. 40. https://doi.org/10.4269/ajtmh.2002.66.40

  78. Kesavaraju B., Juliano S.A. 2006. Differential Behavioral Responses to Water-Borne Cues to Predation in Two Container-Dwelling Mosquitoes // Ann. Entomol. Soc. Am. V. 97. № 1. P. 194. https://doi.org/10.1603/0013-8746(2004)097[0194:dbrt-wc]2.0.co;2

  79. Kitching R.L. 2000. Food Webs and Container Habitats: The Natural History and Ecology of Phytotelmata. Cambridge: Cambridge Univ. Press. https://doi.org/https://doi.org/10.1017/CBO9780511542107

  80. Kumar R., Muhid P., Dahms H.U. et al. 2008. Potential of three aquatic predators to control mosquitoes in the presence of alternative prey: A comparative experimental assessment // Mar. Freshw. Res. V. 59. № 9. P. 817. https://doi.org/10.1071/MF07143

  81. Kumar R., Rao T.R. 2003. Predation on mosquito larvae by Mesocyclops thermocyclopoides (Copepoda: Cyclopoida) in the presence of alternate prey // Int. Rev. Hydrobiol. V. 88. № 1. P. 570. https://doi.org/10.1002/iroh.200310631

  82. Lazaro A., Han W.W., Manrique-Saide P. et al. 2015. Community effectiveness of copepods for dengue vector control: Systematic review // Trop. Med. Int. Health. V. 20. № 6. P. 685. https://doi.org/10.1111/tmi.12485

  83. Long K.C., Ziegler S.A., Thangamani S.L. et al. 2011. Experimental transmission of mayaro virus by Aedes aegypti // Am. J. Trop. Med. Hyg. V. 85. № 4. P. 750. https://doi.org/10.4269/ajtmh.2011.11-0359

  84. Lorenzo T.Di., Marzio W.D., Di Sáenz M.E. 2014. Sensitivity of hypogean and epigean freshwater copepods to agricultural pollutants // Environ. Sci. Pollut. Res. V. 21. P. 4643. https://doi.org/10.1007/s11356-013-2390-6

  85. Lounibos L.P. 1979. Temporal and Spatial Distribution, Growth and Predatory Behaviour of Toxorhynchites brevipalpis (Diptera: Culicidae) on the Kenya Coast // J. Animal Ecol. V. 48. № 1. P. 213.

  86. Lounibos L.P., Makhni S., Alto B.W., Kesavaraju B. 2008. Surplus killing by predatory larvae of Corethrella appendiculata: Prepupal timing and site-specific attack on mosquito prey // J. Insect Behav. V. 21. № 2. P. 47. https://doi.org/10.1007/s10905-007-9103-2

  87. Lounibos L.P., Martin E.A., Duzak D., Escher R.L. 1998. Daylength and temperature control of predation, body size, and rate of increase in Toxorhynchites rutilus (Diptera: Culicidae) // Ann. Entomol. Soc. Am. V. 91. № 3. P. 308. https://doi.org/10.1093/aesa/91.3.308

  88. Marten G.G. 1990. Evaluation of cyclopoid copepods for Aedes albopictus control in tires // J. Am. Mosq. Control Assoc. V. 6. № 4. P. 681.

  89. Marten G.G., Borjas G., Cush M. et al. 1994. Control of Larval Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) by Cyclopoid Copepods in Peridomestic Breeding Containers // J. Med. Entomol. V. 31. № 1. P. 36. https://doi.org/10.1093/jmedent/31.1.36

  90. Marten G.G., Che W., Bordes E.S. 1993. Compatibility of cyclopoid copepods with mosquito insecticides // J. Am. Mosq. Control Assoc. V. 9. № 2. P. 150.

  91. Marten G.G., Reid J.W. 2007. Cyclopoid Copepods // J. Am. Mosq. Control Assoc. V. 23. № 2. P. 65. https://doi.org/http://dx.doi.org/10.2987/8756-971X-(2007)23[65:CC]2.0.CO;2

  92. McLaughlin R.E. 1990. Predation Rate of Larval Corethrella brakeleyi (Diptera: Chaoboridae) on Mosquito Larvae // The Florida Entomologist. V. 73. № 1. P. 143.

  93. Medved R.A., Legner E.F. 1974. Feeding and Reproduction of the Planarian, Dugesia dorotocephala (Woodworth), in the Presence of Culex peus Speiser // Environ. Entomol. V. 3. № 4. P. 637. https://doi.org/10.1093/ee/3.4.637

  94. Millado J.B.H., Sumalde A.C. 2018. Voracity and prey preference of philippine population of Toxorhynchites splendens wiedemann (Diptera: Culicidae) among Aedes spp. (Diptera: Culicidae) and Culex quinquefasciatus Say (Diptera: Culicidae) // Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health. V. 49. № 2. P. 240.

  95. Mittal P.K., Dhiman R.C., Adak T., Sharma V.P. 1997. Laboratory evaluation of the biocontrol potential of Mesocyclops thermocyclopoides against mosquito larvae // Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health. V. 28. № 4. P. 857.

  96. Mogi M. 2007. Insects and other invertebrate predators // J. Am. Mosq. Control Assoc. V. 23. № 2. P. 93. https://doi.org/10.2987/8756-971x(2007)23[93:iaoip]2.0.co;2

  97. Mogi M. 2004. Phytotelmata: hidden freshwater habitats supporting unique faunas // Freshwater Invertebrates of the Malaysian Region. Kuala Lumpur: Academy of Sciences Malaysia. P. 13.

  98. Moirangthem B.D., Singh S.N. 2018. Comparative studies of three potent bioagent against mosquito larvae // Int. J. Mosq. Res. V. 5. № 6. P. 10.

  99. Mokany A., Shine R. 2003a. Biological warfare in the garden pond: tadpoles suppress the growth of mosquito larvae // Ecol. Entomol. V. 28. № 1. P. 102. https://doi.org/10.1046/j.1365-2311.2003.00476.x

  100. Mokany A., Shine R. 2003b. Competition between tadpoles and mosquito larvae // Oecologia. V. 135. № 4. P. 615. https://doi.org/10.1007/s00442-003-1215-6

  101. Murugan K., Benelli G., Panneerselvam C.J. et al. 2015. Cymbopogon citratus-synthesized gold nanoparticles boost the predation efficiency of copepod Mesocyclops aspericornis against malaria and dengue mosquitoes // Experimen. Parasitol. V. 153. P. 129. https://doi.org/10.1016/j.exppara.2015.03.017

  102. Murugan K., Hwang J.-S., Kovendan K. et al. 2011. Use of plant products and copepods for control of the dengue vector, Aedes aegypti // Hydrobiologia. V. 666. P. 331. ZOOPLANKTONhttps://doi.org/10.1007/s10750-011-0629-0

  103. Nakagawa P.Y. 1963. Status of Toxorhynchites in Hawaii // Proc. Hawaiian Entomol. Soc. V. 18. № 2. P. 291.

  104. Nam V.S., Yen N.T., Duc H.M. et al. 2012. Community-based control of Aedes aegypti by using Mesocyclops in Southern Vietnam // Am. J. Trop. Med. Hyg. V. 86. № 5. P. 850. https://doi.org/10.4269/ajtmh.2012.11-0466

  105. Nam V.S., Yen N.T., Holynska M. et al. 2000. National progress in dengue vector control in Vietnam: survey for Mesocyclops (Copepoda), Micronecta (Corixidae) and fish as biological control agents // Am. J. Trop. Med. Hyg. V. 62. № 1. P. 5. https://doi.org/https://doi.org/10.4269/ajtmh.2000.62.5

  106. Nam V.S., Yen N.T., Kay B.H. et al. 1998. Eradication of Aedes aegypti from a village in Vietnam, using copepods and community participation // Am. J. Trop. Med. Hyg. V. 59. № 4. P. 657. https://doi.org/10.4269/ajtmh.1998.59.657

  107. Nam V.S., Yen N.T., Phong T.V. et al. 2005. Elimination of dengue by community programs using Mesocyclops (Copepoda) against Aedes aegypti in central Vietnam // Am. J. Trop. Med. Hyg. V. 72. № 1. P. 67. https://doi.org/10.4269/ajtmh.2005.72.67

  108. Naresh K.A., Jeyalalitha T., Murugan K., Madhiyazhagan P. 2013. Bioefficacy of plant-mediated gold nanoparticles and Anthocepholus cadamba on filarial vector, Culex quinquefasciatus (Insecta: Diptera: Culicidae) // Parasitol. Res. V. 112. № 3. P. 1053–1063. https://doi.org/10.1007/s00436-012-3232-z

  109. Ogwal-Okeng J., Kalema J., Namaganda M. et al. 2011. Larvicidal activity of aquatic carnivorous plant on Anopheles mosquito larval stages // Res. J. Biol. Sci. V. 6. № 9. P. 436.

  110. Padgett P.D., Focks D.A. 1981. Prey stage preference of the predator, Toxorhynchites rutilus rutilus on Aedes aegypti // Mosquito News. V. 41. № 1. P. 67.

  111. Padgett P.D., Focks D.A. 1980. Laboratory observations on the predation of Toxorhynchites rutilus rutilus on Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) // J. Med. Entomol. V. 17. № 5. P. 466. https://doi.org/10.1093/jmedent/17.5.466

  112. Pramanik M.K., Raut S.K. 2003. Occurrence of the giant mosquito Toxorhynchites splendens in drains and its predation potential on some vector mosquitoes of Kolkata (Calcutta), India // Med. Entomol. Zool. V. 54. № 4. P. 315. https://doi.org/https://doi.org/10.7601/mez.54.315

  113. Pramanik S., Banerjee S., Saha G.K., Aditya G. 2017. Observations on the predation of mosquito in presence of chironomid prey by Toxorhynchites splendens Wiedemann, 1898 (Diptera: Culicidae): implications in biological control of mosquito // Ecology, Environment and Conservation. V. 23. № 4. P. 2163.

  114. Raghavendra K., Sharma P., Dash A.P. 2008. Biological control of mosquito populations through frogs: Opportunities & constrains // Indian J. Med. Res. V. 128. № 1. P. 22.

  115. Rajendran R., Prasad R.S. 1994. A laboratory study on the life cycle and feeding behaviour of Arrenurus madaraszi (Acari: Arrenuridae) parasitizing Anopheles mosquitoes // Ann. Trop. Med. Parasitol. V. 88. № 2. P. 169. https://doi.org/10.1080/00034983.1994.11812855

  116. Rey J.R., Connell S.O., Suárez S. et al. 2004. Laboratory and field studies of Macrocyclops albidus (Crustacea: Copepoda) for biological control of mosquitoes in artificial containers in a subtropical environment // J. Vector Ecol. V. 29. № 1. P. 124.

  117. Riviere F., Kay B.H., Klein J., Sechan Y. 1987. Mesocyclops aspericornis (Copepoda) and Bacillus thuringiensis var. Israelensis for the Biological Control of Aedes and Culex Vectors (Diptera: Culicidae) Breeding in Crab Holes, Tree Holes, and Artificial Containers // J. Med. Entomol. V. 24. № 4. P. 425.

  118. Russo R. 1986. Comparison of Predatory Behavior in Five Species of Toxorhynchites (Diptera: Culicidae) // Ann. Entomol. Soc. Am. V. 79. № 3. P. 715. https://doi.org/10.1093/aesa/79.4.715

  119. Salinas A.S., Costa R.N., Orrico V.G.D., Solé M. 2018. Tadpoles of the bromeliad-dwelling frog Phyllodytes luteolus are able to prey on mosquito larvae // Ethol. Ecol. Evol. V. 30. № 6. P. 485. https://doi.org/10.1080/03949370.2018.1438518

  120. Sarwar M. 2015. Controlling Dengue Spreading Aedes Mosquitoes (Diptera: Culicidae) Using Ecological Services by Frogs, Toads and Tadpoles (Anura) as Predators // Am. J. Clin. Neurol. Neurosurg. V. 1. № 1. P. 18.

  121. Schaper S., Hernández-Chavarría F. 2006. Scanning electron microscopy of damage caused by Mesocyclops thermocyclopoides (Copepoda: Cyclopoidea) on larvae of the Dengue fever vector Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) // Revista de Biologia Tropical. V. 54. № 3. P. 847.

  122. Schiller A., Allen M., Coffey J. et al. 2019. Updated methods for the production of Toxorhynchites rutilus septentrionalis (Diptera, Culicidae) for use as biocontrol agent against container breeding pest mosquitoes in Harris County, Texas // J. Insect Sci. V. 19. № 2. P. 1. https://doi.org/10.1093/jisesa/iez011

  123. Schneider D.W. 2013. Predation and food web structure along a habitat duration gradient // Oecologia. V. 110. № 4. P. 567. https://doi.org/10.1007/s004420050197

  124. Schreiber E.T. 2007. Toxorhynchites // J. Am. Mosq. Control Assoc. V. 23. Suppl. to № 2. P. 129. https://doi.org/https://doi.org/10.2987/8756-971X(2007)23[129:T]2.0.CO;2

  125. Schreiber E.T., Hallmon C.F., Eskridge K.M., Marten G.G. 1996. Effects of Mesocyclops longisetus (Copepoda: Cyclopidae) on mosquitoes that inhabit tires: influence of litter type, quality, and quantity // J. Am. Mosq. Control Assoc. V. 12. № 4. P. 688.

  126. Sebastian A., Sein M.M., Thu M.M., Corbet P.S. 1990. Suppression of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) using augmentative release of dragonfly larvae (Odonata: Libellulidae) with community participation in Yangon, Myanmar // Bulletin of Entomol. Res. V. 80. № 2. P. 223. https://doi.org/10.1017/S0007485300013468

  127. Shaalan E.A., Canyon D.V. 2009. Aquatic insect predators and mosquito control // Public Health. V. 26. № 3. P. 223.

  128. Sih A., Englund G., Wooster D. 1998. Emergent impacts of multiple predators on prey // Trends in Ecology & Evolution. V. 13. № 9. P. 350. https://doi.org/10.1016/S0169-5347(98)01437-2

  129. Singh H., Marwal R., Mishra A., Singh K.V. 2014. Predatory habits of Lutzia (Metalutzia) fuscana (Wiedmann) (Diptera: Culicidae) in the arid environments of Jodhpur, western Rajasthan, India // Arthropods. V. 3. № 1. P. 70.

  130. Sivagnaname N. 2009. A novel method of controlling a dengue mosquito vector, Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) using an aquatic mosquito predator, Diplonychus indicus (Hemiptera: Belostomatidae) in tyres // Dengue Bulletin. V. 33. № 1. P. 148.

  131. Srivastava D.S., Lawton J.H. 1998. Why more productive sites have more species: an experimental test of theory using tree-hole communities // The American Naturalist. V. 152. № 4. P. 510.

  132. Srivastava D.S., Kolasa J., Bengtsson J. et al. 2004. Are natural microcosms useful model systems for ecology? // Trends in Ecology & Evolution. V. 19. № 7. P. 379. https://doi.org/10.1016/j.tree.2004.04.010

  133. Steffan W.A., Evenhuis N.L. 1981. Biology of Toxorhynchites // Ann. Rev. Entomol. V. 26. P. 159–181.

  134. Su T., Thieme J., White G.S. et al. 2019. High Resistance to Bacillus sphaericus and Susceptibility to Other Common Pesticides in Culex pipiens (Diptera: Culicidae) from Salt Lake City, UT // J. Med. Entomol. V. 56. № 2. P. 506.

  135. Thorp J.H., Rogers C.D. 2015. Thorp and Covich’s Freshwater Invertebrates // Ecol. Gen. Biol. Academic Press. 1118 p.

  136. Tietze N.S., Mulla M.S. 1991. Biological control of Culex mosquitoes (Diptera: Culicidae) by the tadpole shrimp, Triops longicaudatus (Notostraca: Triopsidae) // J. Med. Entomol. V. 28. № 1. P. 24. https://doi.org/10.1093/jmedent/28.1.24

  137. Toohey M.K., Goettel M.S., Takagi M. et al. 1985. Field Studies on the Introduction of the Mosquito Predator Toxorhynchites amboinensis (Diptera: Culicidae) into Fiji // J. Med. Entomol. V. 22. № 1. P. 102. https://doi.org/10.1093/jmedent/22.1.102

  138. Tranchida M.C., Maciá A., Brusa F. et al. 2009. Predation potential of three flatworm species (Platyhelminthes: Turbellaria) on mosquitoes (Diptera: Culicidae) // Biol. Control. V. 49. № 3. P. 270. https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2008.12.010

  139. Trimble R.M., Smith S.M. 1978. Geographic variation in development time and predation in the tree-hole mosquito, Toxorhynchites rutilus septentrionalis (Diptera: Culicidae) // Can. J. Zool. V. 56. № 10. P. 2156. https://doi.org/10.1139/z78-291

  140. Trimble R.M., Smith S.M. 1979. Geographic variation in the effects of temperature and photoperiod on dormancy induction, development time, and predation in the tree-hole mosquito, Toxorhynchites rutilus septentrionalis (Diptera: Culicidae) // Can. J. Zool. V. 57. № 8. P. 1612.

  141. Veronesi R., Carrieri M., Maccagnani B. et al. 2015. Macrocyclops albidus (Copepoda: Cyclopidae) for the biocontrol of Aedes albopictus and Culex pipiens in Italy // J. Am. Mosq. Control Assoc. V. 31. № 1. P. 32. https://doi.org/10.2987/13-6381.1

  142. Vonesh J.R., Blaustein L. 2010. Predator-Induced Shifts in Mosquito Oviposition Site Selection: A Meta-Analysis and Implications for Vector Control // Israel J. Ecol. Evol. V. 56. № 3–4. P. 263. https://doi.org/10.1560/IJEE.56.3-4.263

  143. Walton W.E. 2007. Larvivorous fish including Gambusia // J. Am. Mosq. Control Assoc. V. 23. P. 184. https://doi.org/10.2987/8756-971X(2007)23[184:LFIG]-2.0.CO;2

  144. Wang S., Phong T.V.U., Tuno N. et al. 2005. Sensitivity of the larvivorous copepod species, Mesocyclops pehpeiensis and Megacyclops viridis, to the insect growth regulator, pyriproxyfen // J. Am. Mosq. Control Assoc. V. 21. № 4. P. 483. https://doi.org/10.2987/8756-971X(2006)21[483:SO-TLCS]2.0.CO;2

  145. Williams D.D. 1987. The Ecology of Temporary Waters. Croom Helm, London. https://doi.org/10.1577/1548-8659-117.4.417

  146. Wyngaard G.A., Taylor B.E., Mahoney D.L. 1991. Emergence and dynamics of cyclopoid copepods in an unpredictable environment // Freshwater Biol. V. 25. № 2. P. 219. https://doi.org/10.1111/j.1365-2427.1991.tb00487.x

  147. Żabka M., Kovac D. 1996. Paracyrba wanlessi – a new genus and species of Spartaeinae from Peninsular Malaysia, with notes on its biology (Arachnida: Araneae: Salticidae) // Senckenbergiana Biologica. V. 76. № 1–2. P. 153.

  148. Zhen T.M., Jennings C.D., Kay B.H. 1994. Laboratory studies of desiccation resistance in Mesocyclops (Copepoda: Cyclopoida) // J. Am. Mosq. Control Assoc. V. 10. № 3. P. 443.

  149. Zuharah W.F., Fadzly N., Yusof N.A. et al. 2015. Risky behaviors: Effects of Toxorhynchites splendens (Diptera: Culicidae) Predator on the Behavior of Three Mosquito Species // J. Insect Sci. V. 15. № 1. P. 1. https://doi.org/10.1093/jisesa/iev115

Дополнительные материалы

скачать ESM_1.docx
Рис. 1S. - Рис. 2S.
 
 
скачать ESM_1.jpg
Рис. 1S. Примеры фитотельмат и их аналогов: а – фитотельма в стволе дерева (фото: А.Ю. Синев), б – скопление воды в розетке бромелиевого растения (фото: Д.Д. Виноградов), в – скопление воды в пластмассовой eмкости, оставленной в лесу (фото: А.Ю. Синев), г – ловчий кувшин Nepenthes sp. (фото: А.В. Тиунов).
 
 
скачать ESM_2.jpg
Рис. 2S. Внешний вид личинки Toxorhynchites sp. четвeртого возраста, пойманной в заполненном водой дупле (национальный парк Каттьен, Вьетнам). Фото: Д.Д. Виноградов.