Биология внутренних вод, 2022, № 4, стр. 425-430

Дестабилизационные процессы в органах гемопоэза серебряного карася как следствие стратегии выживания цестоды Ligula (Digramma) interrupta (Cestoda: Pseudophyllidea)

О. Е. Мазур a*, И. А. Кутырев a, Ж. Н. Дугаров a

a Институт общей и экспериментальной биологии Сибирского отделения Российской академии наук
Улан-Удэ, Россия

* E-mail: olmaz33@yandex.ru

Поступила в редакцию 27.09.2018
После доработки 26.01.2022
Принята к публикации 04.02.2022

Полный текст (PDF)

Аннотация

Впервые изучены цитоморфологические параметры органов гемопоэза (пронефрос, селезенка) серебряного карася Carassius auratus L., 1758, зараженного Ligula (Digramma) interrupta (Logan, 2004). Биологический материал получен от рыб из озер Долгое и Черемуховое (бассейн оз. Байкал, Республика Бурятия), неблагополучных по диграммозу. Заражение плероцеркоидами вызвало гемопоэтические трансформации – компенсаторную активацию эритропоэза в пронефросе на фоне низкого числа зрелых эритроцитов, снижение пролиферативной активности эритроидных элементов в селезенке.

Ключевые слова: рыбы, эритропоэз, пронефрос, селезенка, Ligula (Digramma) interrupta

ВВЕДЕНИЕ

Изучение отношений в системе “паразит–хозяин” – актуальное направление в экологических исследованиях, поскольку позволяет выявлять процессы коадаптации всех сочленов, формирующих эту биологическую систему. Гельминты отряда лентецов (Pseudophyllidea), имеющие обширный ареал распространения, встречаются у представителей всех классов позвоночных животных, включая костистых рыб, многие из которых – промысловые объекты. Ремнецы (семейство Ligulidae) имеют важнейшее эпизоотологическое значение. На стадии плероцеркоида, локализуясь в брюшной полости тела, в основном, карповых рыб, они инициируют летальные заболевания, тем самым регулируя численность хозяина в популяции. Имеются данные о широком распространении лигулид на всех континентах и о массовых эпизоотиях в водоемах Европы, Азии и Северной Америки, вызванных этими паразитами (Пронин, Пронина, 2005; Жохов, Пугачева, 2012; Матишов и др., 2013; Shakarboev et al., 2015; Sohn et al., 2016; Scholz, Kuchta, 2016; Gabagambi, Skorping, 2017; Lagrue et al., 2018; Иванков и др., 2020), что негативно сказывается на рыбодобывающей промышленности.

Вся организация ремнецов приспособлена к максимальному использованию в своих жизненных процессах организма хозяина (Дубинина, 1966). Известно, что представители сем. Ligulidae оказывают патогенное воздействие на организм, инициируя функциональные изменения и атрофию внутренних органов, нарушение поведенческих механизмов у рыб (Brown et al., 2002; Извекова, Тютин, 2011; Силкина и др., 2012; Bozorgnia et al., 2016; Aydogan et al., 2018; Мазур и др., 2020; Biswas, Ash, 2021). В результате их жизнедеятельности организм переходит в фазу “истощения”, рыба теряет возможность активно перемещаться, всплывает на поверхность воды и поедается рыбоядными птицами – окончательными хозяевами для паразитов (Дубинина, 1966).

Одна из систем, обеспечивающих оптимальный уровень функционирования организма, – эритрон. Это сложнейшая структурно-функциональная система, включающая циркулирующие в сосудистом русле эритроциты, органы эритропоэза и эритроразрушения, а также факторы, регулирующие процессы кроветворения (цитокины, гормоны). Изучение этой гомеостатической системы позволяет оценивать реактивные изменения эритроидного ростка кроветворения в аспекте механизмов адаптации в условиях воздействия абиотических и биотических факторов среды. Структурно-функциональные трансформации в эритроне достоверно отражают патологические состояния в организме рыб при многих паразитарных инвазиях (Головина, Тромбицкий, 1989; Tavares-Dias et al., 2008; Corrêa et al., 2013; Khurshid, Ahmad, 2013; Мазур, Толочко, 2015; Sousa et al., 2020).

Серебряный карась Carassius auratus – доминантный дополнительный хозяин для одного из видов сем. Ligulidae – Ligula (Digramma) interrupta (Logan, 2004). Рыба заражается, поедая инвазированных олигохет – первых промежуточных хозяев цестоды. Имеются немногочисленные сведения по региональной эпизоотологии и органной морфопатологии зараженных диграммой рыб (Пронин, Пронина, 2005; Однокурцев, Апсолихова, 2009; Чугунова, Шадрин, 2018), выявлены отдельные аспекты иммунопатологии (Кутырев и др., 2011; Мазур и др., 2020). Также ранее нами обнаружены у Cаrassius auratus и Rutitus rutilus lacustris L., 1758, зараженных ремнецами, анемия, цитоморфологические нарушения и дегенеративные внутриклеточные аномалии эритроцитов периферической крови (Мазур, Пронин, 2006; Мазур и др., 2016). Данные о функционировании эритроидного ростка в органах гемопоэза хозяина при инвазии Ligula interrupta отсутствуют.

Цель работы – исследовать состояние эритропоэза у серебряного карася при заражении L. interrupta в условиях локальных биоценозов.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Биологический материал получен в июле 2011 г. и 2013 г. из неводных уловов серебряного карася в озерах Долгое и Черемуховое (бассейн оз. Байкал, Республика Бурятия), неблагополучных по диграммозу. По данным Пронина и Прониной (2005) и наших исследований, ремнец L. interrupta – абсолютный доминантный паразит серебряного карася, обитающего в этих озерах. Поэтому сложившаяся система “паразит–хозяин” уникальна и максимально приближена к экспериментальным условиям (с минимальной зараженностью другими видами паразитов).

Выборка рыб состояла из особей одного размерно-возрастного состава – 3+…5+, длина 145–182 мм, масса 100–184 г (незараженные особи) и 2+…5+, длина 150–180 мм, масса 120–174 г (зараженные)). Незараженные особи были половозрелыми самками и самцами (1 : 1), у зараженных рыб пол не был определен из-за ингибирования развития гонад. Число извлеченных из полости рыб плероцеркоидов варьировало от 1 до 19 экз. в одной особи. Морфобиологические исследования проводили по общепринятым методикам (Правдин, 1966).

Для определения клеточного состава органов гемопоэза брали отпечатки пронефроса и селезенки (по три стекла от каждой рыбы), которые после высушивания на воздухе и последующей фиксации спирт-эфиром (1 : 1) окрашивали азур-эозином по Романовскому–Гимза (Сборник…, 1999). Эритроидные клетки подсчитывали с помощью светового микроскопа MC300 (Micros, Австрия) при увеличении в 1350 раз. В каждой группе рыб (незараженных и зараженных) считали по 3000 клеток. Популяционную идентификацию эритроцитов проводили по атласу клеток крови (Иванова, 1983).

Результаты исследований обрабатывали с помощью cтатистических программ. Для сравнения различий между показателями применяли критерий Манна–Уитни (U-тест).

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Клеточные элементы эритроидного ряда в органах гемопоэза (пронефросе и селезенке) у C. auratus представлены пролиферирующими (эритробласты), созревающими (дифференцировочные стадии – базофильные, полихроматофильные, оксифильные нормобласты) и зрелыми формами (табл. 1). Обнаружено, что в пронефросе незараженных рыб зрелые эритроциты – самая многочисленная группа клеток. В селезенке этих же особей, напротив, наблюдали более высокий темп эритроидной пролиферации и дифференцировки.

Таблица 1.  

Изменение эритроидного состава почки и селезенки серебряного карася, незараженных (1) и зараженных (2) Ligula interrupta

Показатель     Пронефрос     Селезенка
1 2     1     2
Число исследованных рыб, экз. 6 6 13 13
Зрелые эритроциты, % 60.2 ± 3.24 21.5 ± 2.88** 45.0 ± 1.03 58.3 ± 1.92*
Незрелые эритроциты, %: 39.8 ± 3.24 78.5 ± 2.88** 54.8 ± 1.03 41.7 ± 1.92*
эритробласты 11.8 ± 1.24 22.0 ± 2.65* 4.6 ± 0.36 1.7 ± 0.27*
базофильные нормобласты 9.1 ± 1.86 10.9 ± 1.86 0.3 ± 0.13 0.3 ± 0.22
полихроматофильные 5.8 ± 0.44 10.4 ± 1.43* 4.6 ± 0.36 3.9 ± 0.66
оксифильные 13.1 ± 0.71 35.1 ± 3.3** 45.3 ± 1.25 35.9 ± 0.58*

Примечание. Дано среднее значение и его ошибка. Значимые различия с группой незараженных особей: * р < 0.05, ** р < 0.01.

Анализ результатов исследования пронефроса и селезенки показал различия в клеточном составе их эритроидного ростка между незараженными и зараженными рыбами (табл. 1). В пронефросе карася, зараженного L. interrupta, отмечено более низкое число зрелых эритроцитов (в 2.8 раза, р < 0.01) и увеличение числа незрелых форм: эритробластов (в 1.9 раза, р < 0.05), полихроматофильных (в 1.8 раза, р < 0.05) и оксифильных (в 2.7 раза, р < 0.01) нормобластов.

Исследование популяционного состава эритроцитов в селезенке зараженных карасей выявило обратную тенденцию: значимое увеличение числа зрелых эритроцитов и снижение числа незрелых их форм (в 1.3 раза, р < 0.05) по сравнению с незараженными особями, в основном за счет эритробластов и оксифильных нормобластов.

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

У костистых рыб отсутствует единый орган кроветворения. Гемопоэтическая, в том числе эритропоэтическая, активность зафиксирована в про- и мезонефросе (Иванова, 1983; Головина и др., 2003; Флерова и др., 2020). Эритропоэз – сложный и строго регулируемый процесс, необходимый для гомеостаза крови посредством непрерывного образования эритроцитов (Ganz, 2019). Эритроцитарный состав органов кроветворения у всех исследуемых особей карася был представлен зрелыми эритроцитами и незрелыми их формами – пролиферирующими и созревающими. Первыми морфологически распознаваемыми пролиферирующими клетками в эритроне карася были эритробласты. Эти клетки в процессе дифференцировки давали базофильные, а затем полихроматофильные нормобласты. Полихроматофильные нормобласты дозревали в последующем до оксифильных нормобластов и зрелых эритроцитов, основная функция которых производить кислород–транспортный белок – гемоглобин.

В почке зараженных ремнецом карасей на фоне низкого числа зрелых клеток нами обнаружена компенсаторная интенсификация эритропоэза. При патологии компенсаторные процессы считаются важной частью адаптационных механизмов в организме. Вместе с тем, согласно работе (Мазур и др., 2016), клеточная миграция из органов кроветворения не приводила к повышению в крови оксифильных нормобластов и зрелых эритроцитов, что в итоге свидетельствовало о неэффективном эритропоэзе.

Селезенка костистых рыб также является органом гемопоэза и функционально напоминает красный костный мозг высших позвоночных (Головина и др., 2003; Noga, 2006). В наших исследованиях в селезенке зараженных L. interrupta рыб наблюдали эритропению, обусловленную преимущественно снижением числа эритробластов и оксифильных нормобластов, что указывало на слабый репаративный ответ в органе.

У зараженных L. interrupta карасей обнаруженные эритропоэтические изменения свидетельствовали о нарушении гомеостаза и снижении эффективности функционирования органов эритропоэза. По данным (Bozorgnia et al., 2016), выявлено, что ремнецы, в частности L. intestinalis L., вызывали у окуня дегенеративные клеточные изменения почечной ткани, вплоть до некроза органа. В работе (Taylor, Hoole, 1989) показано значительное снижение массы селезенки лигулезной плотвы, что связано с уменьшением эритроцитарной массы в органе. Патогенное воздействие L. interrupta на состав красной крови карася было подтверждено наличием значимых отрицательных корреляционных связей между концентрацией гемоглобина, числом эритроцитов, цитолизом и интенсивностью инвазии (Мазур и др., 2016).

Обнаруженные дестабилизационные процессы в органах гемопоэза развиваются из-за комплексного патологического воздействия ремнецов. Токсические продукты жизнедеятельности плероцеркоидов, выступающие, очевидно, как гемолитические факторы, а также механическое повреждение и сдавливание органов и тканей желудочно-кишечного тракта, почек, селезенки вплоть до их атрофии приводят к кровотечениям, ухудшению адсорбции питательных веществ, кислородному дефициту, обуславливая метаболические нарушения и, соответственно развитие механической и алиментарной анемии (Пронина, Пронин, 2005; Сlauss et al., 2008; Извекова, Тютин, 2011; Shoemaker et al., 2012; Bozorgnia et al., 2016). Возможно конкурентное поглощение цестодами питательных веществ, в том числе микро- и макроэлементов, витаминов группы В (Дубинина, 1966; Давыдов, Стражник, 1971; Бекиш и др., 2007; Куклина, Куклин, 2016; Heins, 2017), необходимых для полноценного кроветворения (Новицкий и др., 2009; Павлов и др., 2011; Остроумова, 2012). Следует отметить и возможное нарушение синтеза гуморальных стимуляторов эритропоэза – эритропоэтинов в почке (Kulkeaw, Sugiyama, 2012) из-за редукции почечной ткани.

Выводы. В системе Ligula interrupta – Carassius auratus в организме хозяина происходит ряд структурно-функциональных эритропоэтических перестроек. Данные трансформации, инициируемые паразитом, свидетельствуют о включении компенсаторных механизмов с признаками декомпенсации, и постепенным истощением адаптационных возможностей эритроидного ростка, сопровождающимся нарастанием деструктивных и необратимых патологических процессов. Такая стратегия цестоды способствует скорейшему развитию гельминтов в ослабленном организме промежуточных хозяев и попаданию в организм окончательных хозяев, где заканчивается цикл развития паразита.

Список литературы

  1. Бекиш О.-Я.Л., Семенов В.М., Бекиш Л.Э. и др. 2007. Влияние гельминтов на метаболизм витаминов у их хозяев // Вестник Витебского государственного медицинского университета. Т. 6. № 3. С. 1.

  2. Головина Н.А., Стрелков Ю.А., Воронин В.И. и др. 2003. Ихтиопатология. Москва: Мир.

  3. Головина Н.А., Тромбицкий И.Д. 1989. Гематология прудовых рыб. Кишинев: Штиинца.

  4. Давыдов О.М., Стражник Л.В. 1971. О роли тиамина в жизнедеятельности плероцеркоида Ligula intestinalis // Доповiдi АН УРСР. № 8. С. 751.

  5. Дубинина М.Н. 1966. Ремнецы Cestoda: Ligulidae фауны СССР. Москва: Наука.

  6. Жохов А.Е., Пугачева М.Н. 2012. Распределение и встречаемость плероцеркоидов Ligula intestinalis (L.) (Cestoda, Ligulidae) в оз. Тана, Эфиопия // Биология внутр. вод. № 3. С. 71.https://doi.org/10.1134/S1995082912020162

  7. Иванков В.Н., Каплуненко В.А., Большаков С.Г., Железнова Л.В. 2020. Первые случаи обнаружения ремнеца Ligula intestinalis (Linnaeus, 1758) (Cestoda: Ligulidae) у анадромной дальневосточной красноперки Tribolodon hakonensis (Gunther, 1880) (Teleostei: Cyprinidae) в Приморье // Биол. моря. Т. 46. № 3. С. 211. https://doi.org/10.31857/S0134347520030079

  8. Иванова Н.Т. 1983. Атлас клеток крови рыб (сравнительная морфология и классификация форменных элементов крови рыб). Москва: Легк. и пищ. пром-сть.

  9. Извекова Г.И., Тютин А.В. 2011. Зараженность и особенности отношений паразит-хозяин в системе Ligula intestinalis – чехонь (Pelecus cultratus) в Рыбинском водохранилище // Поволжский экол. журн. № 2. С. 137.

  10. Куклина М.М., Куклин В.В. 2016. Гематология и биохимия крови серебристой чайки Larus argentatus при инвазии цестодами Diphyllobothrium dendriticum (Cestoda: Pseudophyllidea) // Паразитология. Т. 50. № 5. С. 365.

  11. Кутырев И.А., Пронин Н.М., Дугаров Ж.Н. 2011. Лейкоцитарный состав головного отдела почки карася серебряного Carassius auratus gibelio (Cypriniformes: Cyprinidae) и влияние на него инвазии цестоды Digramma interrupta (Cestoda: Pseudophyllidea) // Изв. РАН. Сер. биол. № 6. С. 759.

  12. Мазур О.Е., Пронин Н.М. 2006. Показатели крови и иммунной системы Rutilus rutilus lacustris (Cypriniformes: Cyprinidae) при инвазии плероцеркоидами Ligula intestinalis (Pseudophyllidea: Ligulidae) // Вопр. ихтиологии. Т. 46. № 3. С. 393.

  13. Мазур О.Е., Толочко Л.В. 2015. Цитоморфологические и биохимические показатели байкальского омуля Coregonus migratoruis при инвазии плероцеркоидами Diphyllobothrium dendriticum (Cestoda: Pseudophyllidea) // Изв. РАН. Сер. биол. № 2. С. 155. https://doi.org/10.7868/S000233291502006X

  14. Мазур О.Е., Кутырев И.А., Дугаров Ж.Н. 2016. Морфофункциональные особенности эритроидного ростка крови карася серебряного, зараженного Ligula (Digramma) interrupta (Cestoda: Pseudophyllidea) // Hаучная жизнь. № 11. С. 104.

  15. Мазур О.Е., Кутырев И.А., Дугаров Ж.Н. 2020. Цитоморфологические изменения крови и мезонефроса серебряного карася, зараженного Ligula (Digramma) interrupta (Cestoda: Pseudophyllidea // Изв. РАН. Сер. биол. № 1. С. 51. https://doi.org/10.31857/S0002332920010075

  16. Матишов Г.Г., Казарникова А.В., Куцын Д.Н. 2013. Вспышка численности плероцеркоидов Digramma interrupta у азовской тарани (Rutilus rutilus heckeli) // Наука юга России. № 1. С. 53.

  17. Новицкий В.В., Гольдберг Е.Д., Уразова О.И. 2009. Патофизиология. Т. 1. Москва: ГЭОТАР-Медиа.

  18. Однокурцев В.А., Апсолихова О.Д. 2009. Паразитарные болезни рыб и их влияние на рыбную продукцию, и здоровье человека // Альманах современной науки и образования. № 11. Ч. 2. С. 150.

  19. Остроумова И.Н. 2012. Биологические основы кормления рыб. Санкт-Петербург: ГосНИОРХ.

  20. Павлов А.Д., Морщакова Е.Ф., Румянцев А.Г. 2011. Эритропоэз, эритропоэтин, железо. Молекулярные и клинические аспекты. Москва: ГЭОТАР-Медиа.

  21. Правдин И.Ф. 1966. Руководство по изучению рыб. Москва: Пищ. пром-сть.

  22. Пронин Н.М., Пронина С.В. 2005. Гостально-пространственное распределение плероцероидов ремнецов (Pseudophyllidea, Ligulidae) и экология Ligula intestinalis в водоемах бассейна оз. Байкал // Проблемы цестодологии: Сб. науч. тр. Санкт-Петербург: Зоол. ин-т РАН. Вып. 3. С. 207.

  23. Сборник инструкций по борьбе с болезнями рыб. Ч. 2. 1999. Москва: Агро-Вестник.

  24. Силкина Н.И., Микряков В.Р., Микряков Д.В. 2012. Характер изменения некоторых иммунофизиологических показателей зараженных плероцеркоидами Ligula intestinalis лещей Abramis brama на разных стадиях развития паразита // Изв. РАН. Сер. биол. № 5. С. 567.

  25. Флeрова Е.А., Сендек Д.С., Юрченко В.В. 2020. Особенности ультраструктуры мезонефроса покатной молоди балтийского лосося Salmo salar и кумжи Salmo trutta // Биология внутр. вод. № 4. С. 393.https://doi.org/10.31857/S0320965220040075

  26. Чугунова Ю.К., Шадрин Е.Н. 2018. Основные закономерности долгосрочных изменений фауны рыбьих паразитов в Красноярском водохранилище // Паразитология. Т. 52. № 5. С. 366–381. https://doi.org/10.7868/S0031184718050025

  27. Aydogan A., Innal D., Dolu H. 2018. Pathological investigations in tench (Tinca tinca (L., 1758)) naturally infected with Ligula intestinalis plerocercoids // Israel J. Vet. Medicine. V. 73. № 1. P. 31.

  28. Biswas R., Ash A. 2021. Impact of endocrine disruption on host-parasite interaction: a digest from a cosmopolitan cestode model Ligula intestinalis // Proc. Zool. Soc. № 74. Р. 523.https://doi.org/10.1007/s12595-021-00409-y

  29. Bozorgnia A., Omidzahir S.H., Hoseini S.M. et al. 2016. Occurrence and histopathological effect of Ligula intestinalis on Sea bream (Abramis brama orientalis) // Iranian J. Aquatic Animal Health. V. 2. № 2. P. 34. https://doi.org/10.18869/acadpub.ijaah.2.2.34

  30. Brown S.P., Loot G., Teriokhin A. et al. 2002. Host manipulation by Ligula intestinalis: a cause or consequence of parasite aggregation? // Int. J. Parasitol. V. 32. № 7. P. 817.

  31. Clauss T.M., Dove A.D.M., Arnold J.E. 2008. Hematologic disorders of fish // Vet. Clin. Exot. Anim. № 11. P. 445.

  32. Corrêa L.L., Karling L.C., Takemoto R.M. et al. 2013. Hematological alterations caused by high intensity of L3 larvae of Contracaecum sp. Railliet and Henry, 1912 (Nematoda, Anisakidae) in the stomach of Hoplias malabaricus in lakes in Pirassununga, Sгo Paulo // Parasitol. Res. № 112. P. 2783. https://doi.org/10.1007/s00436-013-3446-8

  33. Gabagambi N.P., Skorping A. 2017. Spatial and temporal distribution of Ligula intestinalis (Cestoda: Diphyllobothriidea) in usipa (Engraulicypris sardella) (Pisces: Cyprinidae) in Lake Nyasa // J. Helminthology. V. 92. № 4. P. 1. https://doi.org/10.1017/S0022149X17000724

  34. Ganz T. 2019. Erythropoietic regulators of iron metabolism // Free Radical Biology and Medicine. V. 133. P. 69–74. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2018.07.003

  35. Heins D.C. 2017. The cestode parasite Schistocephalus pungitii: castrator or nutrient thief of ninespine stickleback fish? // Parasitology. № 144. P. 834. https://doi.org/10.1017/S0031182016002596

  36. Khurshid I., Ahmad F. 2013. Helminthology and haematological parameters of S. labiatus, in Shallabugh Wetland and river Sindh // Int. J. Scient. Engineering Res. V. 4. № 5. P. 1993.

  37. Kulkeaw K., Sugiyama D. 2012. Zebrafish erythropoiesis and the utility of fish as models of anemia // Stem Cell. Res. Ther. 3. P. 55. https://doi.org/10.1186/scrt146

  38. Lagrue C., Presswell B., Dunckley N., Poulin R. 2018. The invasive cestode parasite Ligula from salmonids and bullies on the South Island, New Zealand // Parasitol. Res. V. 117. № 1. P. 1. https://doi.org/10.1007/s00436-017-5684-7

  39. Logan F.J., Horak A., Stefka J. et al. 2004. The phylogeny of diphyllobothriid tapeworms (Cestoda: Pseudophyllidea) based on ITS-2 rDNA sequences // Parasitol. Res. № 94. P. 10.

  40. Noga E.J. 2006. Spleen, thymus, reticulo-endothelial system, blood // Systemic pathology of fish. Scotian Press, London. A text and atlas of normal tissues in teleosts and their responses in disease. P. 121.

  41. Scholz T., Kuchta R. 2016. Fish-borne, zoonotic cestodes (Diphyllobothrium and relatives) in cold climates: A never-ending story of neglected and (re)-emergent parasites // Food Waterborne Parasitol. № 4. P. 23. https://doi.org/10.1016/j.fawpar.2016.07.002

  42. Shakarboev E., Safarova F.E., Azimov D., Urimbetov A. 2015. Fauna, ecology and taxonomy of cypriniform fish helminths in Uzbekistan // J. Microbiol. Biotechnol. Food Sci. № 5. P. 88. https://doi.org/10.15414/jmbfs.2015.5.1.88-91

  43. Shoemaker C.A., Martins M.L., Xu D-H. et al. 2012. Effect of Ichthyophthirius multifiliis parasitism on the survival, hematology and bacterial load in channel catfish previously exposed to Edwardsiella ictaluri // Parasitol. Res. № 11. P. 223.

  44. Sohn W.-M., Na B.-K., Jung S.G., Kim K.K. 2016. Mass death of Predatory Carp, Chanodichthys erythropterus, induced by plerocercoid larvae of Ligula intestinalis (Cestoda: Diphyllobothriidae) // Korean J. Parasitology. V. 54. № 3. P. 363. https://doi.org/10.3347/kjp.2016.54.3.363

  45. Sousa L.F., Sousa D.C., Coêlho T.A. et al. 2020. Morphometric Characterization of Trypanosoma spp. and blood parameters in Pterygoplichthys pardalis (Pisces: Loricariidae) from the Brazilian Amazon // Anais da Academia Brasileira de Ciências. V. 92. Suppl. 2. P. 1. https://doi.org/10.1590/0001-3765202020190577

  46. Tavares-Dias M., Moraes F.R., Martins M.L. 2008. Hematological assessment in four Brazilian teleost fish with parasitic infections, collected in feefishing from Franca, Sao Paulo, Brazil // B. Inst. Pesca, Sao Paulo. V. 34. № 2. P. 189.

  47. Taylor M., Hoole D. 1989. Ligula intestinalis (L.) (Cestoda: Pseudophyllidea): plerocercoid-induced changes in the spleen and pronephros of roach, Rutilus rutilus (L.), and gudgeon Gobio gobio (L.) // Fish Biol. V. 34. № 4. P. 583.

Дополнительные материалы отсутствуют.