Биология внутренних вод, 2022, № 5, стр. 567-585

Полногеномные, локальные и сегментные дупликации у позвоночных

Большинство биологов считают дупликацию генов и геномов с последующей дивергенцией источником эволюционного процесса, стимулировавшим появление и радиацию крупных таксонов животных и растений, например позвоночных и покрытосеменных (Freeling, Thomas, 2006). Дупликации генов и геномов достигаются с помощью дупликаций разного масштаба – WGD, SD и LD. При WGD амплифицируются протяженные участки ДНК (онологи). При SD под влиянием хромосомных перестроек амплифицируются менее протяженные геномные сегменты; при межхромосомных перестройках они могут оказаться на разных хромосомах. LD обычно происходят по типу тандемных повторов, в результате которых на хромосоме появляется кластер расположенных друг за другом родственных генов. Во всех перечисленных случаях происходит дупликация генома, группы генов или отдельных генов, в результате чего из исходных (предковых) генов получаются гомологичные им копии. Гомологичные гены в составе одного генома, образовавшиеся путем дупликации предкового гена, являются паралогами; гомологичные гены в составе геномов разных организмов, появившиеся в результате эволюции одного и того же предкового гена, который был в геноме общего предка этих организмов, являются ортологами (Ravi, Venkatesh, 2018).

В 1970 г. Сусуму Оно (Ohno, 1970) вынес на обсуждение гипотезу 2R, согласно которой анцестральный геном позвоночных до их диверсификации прошел через два раунда полногеномных дупликаций – 1R (WGD1) и 2R (WGD2). Позднее челюстноротые рыбы прошли через третий раунд полногеномной дупликации (3R, WGD3), давший начало таксону костистых рыб (Teleostei) и потому обозначенный как TGD (Ohno, 1970; Noеl et al., 2010; Braasch et al., 2016; Pasquier et al., 2016). Среди тетрапод дупликации геномов произошли у амфибий и рептилий (Sauria); у птиц и млекопитающих устойчивые полиплоидные формы не обнаружены (Васильев, 1985; Uno et al., 2013; Evans et al., 2017; Ravi, Venkatesh, 2018) (рис. 1).

Рис. 1.

Схема эволюции позвоночных с отметкой основных раундов полногеномных дупликаций (WGD1, WGD2, WGD3) относительно этапов дивергенции Vertebrata на Agnatha и Gnatostomata, и расхождения последних на Sarcopterygii и Actinopterygii. Esoc – Esocidae; Salm – Salmonidae. Звездочками отмечены дупликации в отдельных отрядах в составе таксонов. Пояснения в тексте.

Большинство авторов считают, что первые два раунда дупликаций имели место до разделения бесчелюстных и челюстноротых ~500–550 млн лет назад (Holland et al., 1994; Kuraku et al., 2009a, 2009b; Van de Peer et al., 2017). Другая точка зрения поддерживает сценарий, в котором первый раунд отнесен к периоду до расхождения бесчелюстных и челюстноротых, а второй – к периоду после их расхождения (Nakatani et al., 2021). Третий раунд дупликаций произошел, предположительно, ~230–400 (Venkatachalam et al., 2017) или ~300–450 млн лет назад (Taylor et al., 2001).

Анализ геномов у круглоротых указывает на высокую вероятность независимых от челюстноротых событий полиплоидизации (гексаплоидизации) в линии миног (Smith, Keinath, 2015; Nakatani et al., 2021). Независимые события полиплоидизации произошли у осетрообразных в семействах Acipenseridae и Polyodontidae (Crow et al., 2012; Du et al., 2020; Cheng et al., 2021). В ветви лучеперых рыб после события TGD и появления таксона Teleostei, дупликации геномов произошли у карповых (СyGD) (Ma et al., 2014) и лососевых рыб (SaGD) (Alexandrou et al., 2013; Berthelot et al., 2014; Животовский, 2015). Полиплоиды также обнаружены в отдельных отрядах колючеперых, например, у губанообразных Labriformes, лабиринтообразных Anabantiformes и некоторых других (Васильев, 1985; Felip et al., 2009; Cioffi et al., 2015) (рис. 1).

Помимо гипотезы 2R, предложены модели, рассматривающие вклад в эволюционный процесс как полногеномных, так и локальных и сегментных дупликаций (Freeling, Thomas, 2006). Например, в модели “1R + SD” учитывается вклад множественных сегментных дупликаций в геномные перестройки миног до события 1R и после него (Asrar et al., 2013; Smith, Keinath, 2015; Nakatani et al., 2021). Предполагается, что в возникновение Salmonidae внесли вклад как полногеномные дупликации TGD и SaGD, так и SD (Васильев, 1977; Животовский, 2015).

Организация генов альбуминоидов на хромосомах

Среди позвоночных только амниоты имеют полный набор из четырех генов альбуминоидов. У млекопитающих все четыре гена – DBP, ALB, AFP и AFM – находятся на одной хромосоме (рис. 2). У челюстноротых рыб обнаружены гены двух альбуминоидов – alb и dbp. Бесчелюстные имеют только один альбуминоид – альбумин; ген dbp у них отсутствует (Fanali et al., 2012). Подобно млекопитающим, у панцирной щуки и стерляди гены alb и dbp расположены на одной хромосоме в противоположной транскрипционной ориентации (рис. 2б). У низших костистых рыб обнаружено 2–3 гена-паралога альбумина: у щуки обыкновенной – 2 гена, у лососевых – 3. Причем, гены alb и dbp могут находиться как на одной, так и на разных хромосомах. У щуки гены-паралоги находятся на двух разных хромосомах. У микижи 3 гена-паралога альбумина находятся на хромосомах 1, 11 и 23; на хромосоме 11 расположены гены и альбумина и dbp; на хромосомах 1 и 23 – только гены альбумина.

Рис. 2.

Положение на хромосоме генов альбуминоидов в составе синтеничных групп у человека (а), стерляди (б), лосося атлантического (в) и щуки обыкновенной (г). Стрелки показывают направление транскрипции. un – ген не определен. Наименования генов и пояснения в тексте.

У млекопитающих и рыб синтеничные группы генов, включающие альбумин, различны. Не совпадают они у панцирной щуки, стерляди и лососеобразных. В то же время в отряде лососеобразных обнаружены две устойчивые синтеничные группы, включающие гены-паралоги альбумина (рис. 2в, 2г). У щуки обыкновенной, которая рассматривается как наиболее близкий к общим предкам лососеобразных вид (Rondeau et al., 2014), синтеничная группа на хромосоме 13 включает, с учетом альбумина, пять генов: E3 ubiquitin protein lipase K CMF1 like – solute carrier family 20 member – albumin – methylenetetrahydrofolate dehydrogenase (NADP+ dependent) 2 like – epithelial mitogen (epigen). Другая синтеничная группа (также из пяти генов) на хромосоме 5 включает другие гены: poly(A) polymerase gamma – retinal homeobox protein Rx1-like – albumin – v-rel avian reticuloendotheliosis vital oncogene homolog – peroxisomal biogenesis factor 13 (рис. 2в).

У лосося атлантического синтеничная группа на хромосоме ssa15 совпадает (кроме одного гена) с последовательностью генов щуки на хромосоме 13, но только в обратном порядке: epigen – methylenetetrahydrofolate dehydrogenase (NADP + dependent) 2 like – albumin – sodium dependeter phosphate transporter 2 – Un – E3 ubiquitin protein lipase K CMF1 like (рис. 2г). Другая синтеничная группа на неустановленной хромосоме лосося (Un) полностью совпадает с порядком генов у щуки на хромосоме 5 (рис. 2г).

Обе синтеничные группы встречаются на разных хромосомах у кумжи Salmo trutta озерного гольца Salvelinus namaycush радужной форели Oncorhynchus mykiss в виде полных или укороченных вариантов. При этом, в каждом случае отмечаются примеры преобразования синтеничных групп в результате инверсий единичных генов, нескольких генов или полных групп сцепления.

Экзон-интронная организация генов альбумина

Длина кодирующей последовательности СDS гена альбумина у челюстноротых относительно постоянна (табл. 2). У всех протестированных видов она организована в виде 14–16 экзонов; минимальное число экзонов – 13 – имеет ген альбумина озерного гольца Salvelinus namaycush на хромосоме 4. За исключением двух крайних экзонов, остальные кодируют полипептидную цепь из трех доменов. Длины полных последовательностей гена варьируют существенно за счет разной длины интронов – некодирующих участков ДНК (табл. 2, 3, рис. 3). У миноги все перечисленные показатели превосходят таковые у челюстноротых рыб.

Рис. 3.

Графическое представление экзон-интронной организации генов альбумина у морской миноги (Petromyzon marinus), латимерии (Latimeria chalumnae), стерляди (Acipenser ruthenus), панцирной щуки (Lepisosteus oculatus), атлантического лосося (Salmo salar), щуки обыкновенной (Esox luceus) и человека (Homo sapiens). Экзоны представлены в виде темных вертикальных боксов разной толщины в зависимости от их длины, интроны – в виде горизонтальных линий между ними. D1–D3 – домен. Использованы графические данные DB Genes NCBI.

Сравнение длин соответствующих интронов в генах альбумина челюстноротых рыб и человека не выявило ни одного совпадения (табл. 3). Большинство представленных в DB NCBI последовательностей интронов начинаются с динуклеотида GT и заканчиваются AG (сайты сплайсинга); заметим, что в ряде представленных последовательностей (интроны между вторым и третьим экзонами гена альбумина щуки обыкновенной Esox Lucius на хромосоме 5 и гена альбумина панцирной щуки Lepisosteus oculatus эти сайты отсутствуют.

Сравнение повторяющихся элементов в структуре интронов генов альбумина рыб и человека, расположенных между экзонами 2 и 3 и выделенных в табл. 3 розовым цветом, не выявило совпадений. В интронах гена альбумина человека имеются 11 SINEs и 6 LINEs – коротких и длинных диспергированных повторов ДНК. Они не следуют в линейном порядке друг за другом, а разбросаны по разным участкам последовательности (Nishio, Dugaiczyk, 1996; Nishio et al., 1996). Cреди SINEs наиболее известны специфичные для приматов Alu – повторы, названные по наименованию рестриктазы Alu, обработка которой ДНК и привела к их обнаружению: aattgcttgtgtttctt, gatgtatg, gaatactcattcat и другие. В гене альбумина человека выявлено 4 Alu-последовательности.

У рыб в составе интронов гена альбумина обнаружены другие короткие повторы. Так, интрон, расположенный между экзонами 1 и 2, содержит tg-повторы разной длины – от 40 до 124 п.н. у лососевых и более короткие – у латимерии. Самый длинный второй интрон (7411 п.н.) в гене альбумина лосося на хромосоме ssa15 содержит 13 копий коротких повторов agagtatggc, 10 копий ccttggtaat и 11 копий aaccaggtcc. Перечисленные последовательности отсутствуют у гена-паралога альбумина лосося, а также в генах альбумина радужной форели, латимерии и человека.

Область промотора гена альбумина у тестируемых видов представлена в DB NCBI только последовательностью у лосося атлантического. Она состоит из 410 п.н. (Salmo salar albumin promoter region: GenBank X79487.1). У человека область промотора детально исследована (Kajiyama et al., 2006). Она состоит из 406 п.н. (albumin (ALB) 5' regulatory region; RefSeq NC_000004.12). И у лосося, и у человека промоторы генов альбумина содержат ТАТА-мотивы. Заметим, что у многих позвоночных промоторы ряда генов могут содержать другие инициирующие элементы (Carninci et al., 2006). Промоторный мотив ТАТА-бокс гена альбумина лосося состоит из шести нуклеотидов (ТАТААА), у человека – из семи (ТАТАААА). Регуляторные области генов альбумина лосося и человека гомологичны, что подтверждается специфическим связыванием фактора транскрипции HNF1 лосося промоторными участками генов альбумина рыб и млекопитающих (Deryckere et al., 1995).

Организация полипептидной цепи альбумина

Полипептидная цепь альбумина и других альбуминоидов состоит из трех альбуминовых доменов, являющихся структурными и функциональными единицами (Li et al., 2017). Домены содержат сайты связывания разнообразных эндогенных и экзогенных лигандов, включая семь сайтов связывания жирных кислот (Ghuman et al., 2005). Каждый домен содержит ~190 аминокислотных остатков (а.о.). У млекопитающих каждый домен стабилизирован 5–6 S‒S- связями; полная полипептидная цепь имеет 17 S‒S-связей (Saber et al., 1977). Спирализованные области полипептидной цепи придают ей конформационную гибкость, а S‒S-связи поддерживают необходимую жесткость пространственной структуры. Подобно млекопитающим, рыбы сохраняют консервативную трехдоменную организацию альбуминов, а также консервативное количество аминокислотных остатков и S-S-связей. У миног все показатели пропорционально возрастают (табл. 2, рис. 4).

Рис. 4.

Графическое изображение альбуминовых доменов (D) полипептидной цепи альбумина человека (HSA) (RefSeq NP_000468.1) (а) и японской миноги Lеthenteron camtschaticum (GenBank BAF47283.1) (б); положения цистеинов (С77‒С193) и S‒S-связей в домене (D1) HSA (RefSeq NP_000468.1) (в). Пояснения в тексте.

Консервативность перечисленных параметров поддерживается при относительно высоких показателях сходства аминокислотных последовательностей на внутриродовом и внутриотрядном уровнях. В то же время, сходство последовательностей у представителей разных отрядов оказывается минимальным. Так, сходство альбумина SDS-1 морской миноги с альбуминами того же вида и японской миноги достигает ~77–99%, а с альбуминами млекопитающих лишь ~22–24%. Сходство альбумина стерляди (612 а.о.) с альбуминами осетрообразных – ~81–99%; с альбуминами панцирникообразных, многоперообразных и лососевых ~58, ~49–51 и ~43% соответственно; с AFP и AFM амниот ~28–35% и с DBP позвоночных <28%. Такая же закономерность прослеживается для альбумина лосося атлантического: высокое сходство последовательностей на внутриродовом (~78–99%) и внутриотрядном (~64–93%) уровнях, более низкое – на межотрядном уровне (~41–49% с альбуминами панцирной щуки и осетрообразных) и минимальное – с альбуминоидами амниот (~23–27%) и DBP (~20–22%).

Для панцирной щуки максимальное сходство (93%) также отмечено на внутриотрядном уровне с альбумином миссисипского панцирника Atractosteus spatula; более низкие показатели – с альбуминами осетрообразных (~58–60%) и лососеобразных (~43–49%) и минимальное сходство – с альбуминами млекопитающих (~31–33%), AFP и AFM амниот (~26–32%) и DBP (~21–22%).

Альбумины морской миноги имеют особый статус, обусловленный большой длиной полипептидной цепи (1423 а.о.), наличием семи альбуминовых доменов и пропорционального размеру белка числа S‒S-связей (41), в целом, сохраняя сходство с альбуминоидами челюстноротых. Высокий уровень сходства последовательностей альбуминов миног на внутриотрядном уровне по сравнению с альбуминами других позвоночных, вероятно, объясняется их независимым происхождением от одно- или двухдоменного предшественника, в отличие от альбуминов других позвоночных, ведущих начало от трехдоменного предшественника (Gray, Doolittle, 1992). Гомология аминокислотных последовательностей альбуминов миног и альбуминоидов челюстноротых сохраняется на всей протяженности миножьей аминокислотной цепи (рис. 5).

Рис. 5.

Множественное выравнивание в SmartBLAST последовательностей альбуминов японской речной миноги Lethenteron camtschaticum (а) и морской миноги Petromyzon marinus (б) с пятью ближайшими гомологами альбуминоидами ALB, VDB, AFP и AFM человека Homo sapiens, мыши Mus musculus и рыбки данио Danio rerio. Вверху – шкала длины аминокислотных последовательностей, справа – их длина; рядом с наименованием белка и вида указан идентификатор ID.

Эволюционные преобразования альбумина и их связь с дупликацией геномов/генов

Трехдоменные альбуминоиды произошли из однодоменного предшественника. Первоначально этот вывод сделан на основе анализа аминокислотной последовательности бычьего сывороточного альбумина и, прежде всего, по расположению S‒S-мостиков, характеризующихся 3-кратным повторением в аминокислотной последовательности (Brown, 1976). Позднее выяснилось, что последовательности альбуминоидов других видов млекопитающих имели сходную архитектуру S‒S-связей и трехдоменную структуру (Gorin et al., 1981; Jagodzinski et al., 1981; Morinaga et al., 1983 и др.; Minghetti et al., 1985).

Начало альбуминоидам дал древний ген, кодирующий “полудоменный” белок (½D) (Gibbs, Dugaiczyk, 1987). Он имел в своей структуре пять экзонов. Из него произошел ген с семью экзонами, кодирующий однодоменный (1D) белок. На его основе появился ген, кодирующий двухдоменный белок (2D), и содержащий 11 экзонов, и далее – анцестральный ген из 15 экзонов, кодирующий трехдоменный белок – предшественник альбуминоидов (3D). Удлинение древнего гена произошло в результате двух событий негомологичной рекомбинации (неравный кроссинговер) и одного события гомологичной рекомбинации. Предполагается, что анцестральный ген был дуплицирован, дав начало двум протогенам-паралогам – прото-ALB и прото-DBP. Из прото-ALB появились гены ALB, которые дали начало генам AFP и AFM, а из прото-DBP появились гены витамин D-связывающего белка позвоночных (Eiferman et al., 1981; Ohno, 1981; Sargent et al., 1981; Gibbs, Dugaiczyk, 1987; Gray, Doolittle, 1992; Noel et al., 2010). Ген DBP на начальных этапах эволюции потерял два экзона (12-й и 13-й) (Nishio, Dugaiczyk, 1996; Malik et al., 2013). DBP не обнаружен у миног (Gray, Doolittle, 1992), однако, представлен почти во всех других группах позвоночных и за ~500 млн лет их эволюции хорошо сохранил свою структуру (Bouillon et al., 2020). Ген альбумина имеют все позвоночные, кроме некоторых костистых рыб; AFP и AFM имеют только амниоты (Noel et al., 2010).

События дупликации генов, которые привели к общей для альбуминоидов трехдоменной структуре, предположительно, происходили между ответвлением миног от ствола позвоночных (~450 млн лет назад) и появлением DBP (Gray, Doolittle, 1992). Альбумин миног произошел, скорее всего, в результате дупликации гена, кодирующего одно- или двудоменный белок, независимо от событий, ведущих к трехдоменному альбумину, и до появления гена DBP (Gray, Doolittle, 1992). В линии миног произошло удлинение полипептидной цепи альбумина до семи доменов. По аналогии с моделью Гиббса и Дужека (Gibbs, Dugaiczyk, 1987), можно предположить, что это удлинение могло быть результатом негомологичных рекомбинаций в виде неравного кроссинговера. Литературные данные указывают на наличие у миног двух альбуминов – AS и SDS-1, предположительно, кодируемых генами-паралогами (Filosa et al., 1998). Недавние исследования указывают на высокую вероятность независимых от челюстноротых событий полиплоидизации в ветви миног в виде гексаплоидизации и сегментарных дупликаций (Smith, Keinath, 2015; Nakatani et al., 2021), что косвенно поддерживает точку зрения о возможности наличия у миног генов-паралогов альбумина.

После события 2R эволюция альбумина на основе трехдоменного предшественника в разных ветвях челюстноротых происходила по разным сценариям. Латимерия (Sarcopterygii) и панцирная щука (Holostei) имели типичный для позвоночных диплоидный геном, сходный с геномом человека (Ravi, Venkatesh, 2018), их альбумины детерминированы одним геном. У Tetrapoda (Sarcopterygii) произошли дупликационные события, затронувшие альбуминоиды. Так, у амфибий ~40 млн лет назад произошла полногеномная дупликация, в результате чего лягушки имеют гены альбумина на гомеологичных хромосомах. У амниот полиплоиды появились в группе Sauria (ящерицы); у птиц и Mammalia стабильные полиплоиды не обнаружены (Васильев, 1985). Между тем у всех амниот есть гены AFP и AFM, отсутствующие у других Vertebrata. Они появились, предположительно, вследствие локальной – тандемной дупликации анцестрального гена альбуминоидов и появления предкового гена AFP/AFM (Noel et al., 2010). Другая точка зрения рассматривает AFM как промежуточное звено между ALB и AFP (Fasano et al., 2007). Таким образом, у тетрапод эволюция альбумина шла в двух направлениях: появление множественных копий гена альбумина в составе гомеологичных хромосом у аллотетраплоидов (амфибии) и тандемная дупликацая гена альбумина с появлением генов-паралогов AFP и AFM, в результате чего возник кластер ALB/AFP/AFM, от которого на отдалении 1.5 млн п.н. расположен ген DBP (амниоты). Появление AFP/AFM произошло, вероятно, после 2R и расхождения амфибий и рептилий ~320 млн лет назад (Noel et al., 2010).

В другой ветви челюстноротых – Actinopterygii – в отряде осетрообразных у стерляди выявлено две копии гена альбумина, появившиеся, вероятно, вследствие специфичной для Acipenseriformes дупликации генома. На отрезке времени ~230–450 млн лет назад, параллельно со временем расхождения амфибий и рептилий, в ветви Actinopterygii произошло событие TGD, давшее начало таксону Teleostei и стимулировавшее диверсификацию этой группы. В результате реорганизации геномов наиболее массовые группы костистых – колючеперые и костнопузырные – утратили ген альбумина, а низшие костистые – лососевые и щуковые – получили дополнительные копии этого гена.

На основе представленных данных предлагается схема эволюции альбумина в группах Agnatha и Gnatostomata (рис. 6), дополненная событиями полногеномных и сегментарных дупликаций, рекомбинаций и дупликаций гена альбумина, в том числе у тетрапод в группе Amniota.

Рис. 6.

Схема эволюционных преобразований предшественника альбуминоидов и альбумина под влиянием WGD: у бесчелюстных (а) и челюстноротых до события TGD (б) и после него (в). Схема дополнена событиями сегментарных и локальных (тандемных) дупликаций, а также событием потери генов альбумина. Пояснения в тексте.

Эволюционная судьба генов-паралогов альбумина после дупликационных событий

Сусумо Оно (Ohno, 1970) предположил, что наиболее часто после дупликации один из двух генов-паралогов теряет функциональность. Одной из причин потери может быть накопление вредных мутаций, которые приводят к вырождению, псевдогенизации, нефункциональному состоянию гена. Псевдогены характеризуются определенной степенью гомологии с функциональными генами и изменениями организации, препятствующими их нормальной транскрипции и трансляции. Бóльшая часть копий теряет функциональность в процессе ре-диплоидизации, следующей за дупликационным событием. Анализ последствий TGD на примере мультигенных семейств Teleostei указывает на высокий процент утраты их генов после дупликации геномов (Brunet et al., 2006; Braash et al., 2016). Так, у Danio rerio сохраняется ~20% всех дуплицированных генов, остальные теряют функциональность (Postlethwait et al., 2000), а в целом, по группе костистых, этот показатель достигает ~17% (Braasch, Postlethwait, 2012). Примером потери гена как результата TGD, вероятно, является и отсутствие гена альбумина у колючеперых и костнопузырных рыб. Это событие не имеет ничего общего с отсутствием DBP у миног. В первом случае речь идет о возможной утрате генов альбумина, так как до события TGD альбумины были во всех группах костных челюстноротых. Во втором случае отсутствие DBP объясняется тем, что ответвление бесчелюстных произошло до появления трехдоменного предшественника всех альбуминоидов, а значит, и до появления прото-DBP.

В то же время, некоторые группы рыб, например Salmonidae, демонстрируют включение почти половины всех дуплицированных генов в процессы суб- и неофункционализации (Berthelot et al., 2014). Эти два сценария реализуются в эволюции генов-паралогов, которые сохранились после дупликационных событий. При субфункционализации происходит разделение функций исходного гена между паралогами. Модель “дупликации–вырождения–дополнения” или DDC (Duplication-Degeneration-Complementation (Force et al., 1999) предлагает возможный сценарий распределения функций предкового гена между двумя паралогами. Согласно ей, накопление мутаций происходит в обеих копиях. Это ведет к снижению их функциональности, в результате чего обе копии в сумме воспроизводят эффект одного (исходного) гена. Если мутации касаются регуляторных областей, то это будет отражаться на паттернах экспрессии паралогов. Если мутации касаются белок-кодирующих областей, то они могут привести к распределению функций исходного гена между его дочерними копиями. Примеры этих сценариев описаны в ряде экспериментальных работ и обзоров (Озернюк, Мюге, 2013; Каменская, Брыков, 2020; Байрамов и др., 2021; Gu, Xia, 2019 и др.).

Примеряя перечисленные сценарии к альбуминоидам, отметим, что первоначально кодируемый предковым геном трехдоменный анцестральный белок, вероятно, выполнял функцию транспорта. Его дупликация привела к появлению двух паралогов – прото-ALB и прото-DBP – давших начало генам альбумина и витамин D-связывающего белка. Последующая их субфункционализация могла проходить в виде специализации каждого из них на транспорте определенного круга лигандов: широкого – в случае альбумина и узкого – в случае DBP. Возможно, что сужение функциональности DBP произошло вследствие потери им двух экзонов на ранних этапах эволюции. Примером неофункционализации может служить приобретение одним из двух паралогов, а именно альбумином, новой (осмотической) функции. Это могло произойти из-за повышения уровня экспрессии кодирующего его гена, возможно, в результате мутаций в его регуляторной области. Соответствующий уровень экспрессии обеспечил высокий титр альбумина в плазме, оказавшийся достаточным для создания им коллоидно-осмотического давления плазмы. Поскольку среди всех альбуминоидов только альбумин имеет максимально высокий титр в плазме позвоночных, именно он и был закреплен отбором в качестве идеального белкового фактора, контролирующего гомеостаз внеклеточной жидкости в организме позвоночных.

Другой пример субфункционализации касается альбумина у миног и тетрапод. Паралоги гена альбумина SDS-1 и AS разделили функцию транспорта лигандов между разными стадиями онтогенеза (Filosa et al., 1998), подобно генам-паралогам ALB и AFP у млекопитающих, разделившим функцию транспорта между эмбриональным и постнатальным этапами развития.

Еще один пример суб- и неофункционализации демонстрируют лососевые, чьи геномы прошли через полногеномные и сегментные дупликации и испытали не менее шести событий множественного слияния хромосом (Makhrov, 2017). Почти половина предковых генов (48%) сохранилась у лососевых в виде копий, значительная часть которых имеет дивергентные профили (уровни) экспрессии (Berthelot et al., 2014). Данное обстоятельство указывает на высокую вероятность мутаций в регуляторных областях паралогов и на то, что у лососевых почти половина генов-паралогов вовлечена в процессы суб- и неофункционализации. Возможно, что в эти процессы вовлечены и гены-паралоги альбумина.

После дупликационных событий геномы проходят через период ре-диплоидизации или возврата к диплоидному состоянию (Ravi, Venkatesh, 2018). Этим, вероятно, и объясняется причина несовпадения в количествах реальных и ожидаемых генов-паралогов у полиплоидов. Установлено (Ramberg et al., 2021), что у Salmo salar среднее число паралогов для ряда генов, кодирующих ферментные белки, – три. Такое же число паралогов установлено и для альбумина у S. salar. По-видимому, это число больше двух из-за того, что лососевые пережили (помимо 1R и 2R) две полногеномные дупликации – TGD и SaGD. В то же время оно меньше ожидаемой величины “четыре”, возможно, вследствие процесса ре-диплоидизации полиплоидного генома, который лососевые пережили в позднем меловом периоде и эоцене (Gundappa et al., 2021). Между тем, у щуки обыкновенной обнаруживается только два, а не три гена-паралога альбумина, что может объясняется только одним (помимо 1R и 2R) дупликационным событием в виде TGD в эволюции Esocidae.

После приведенных примеров той или иной стратегии в эволюции генов-паралогов возникает закономерный вопрос – какие факторы определяют ее выбор?

Факторы, влияющие на эволюционную судьбу генов-паралогов

Эволюционная стратегия генов-паралогов зависит от способа дупликации (WGD или SD) и типа амплифицируемых фрагментов ДНК (Freeling, Thomas, 2006). При полногеномных дупликациях ДНК копируется в виде длинных копий – онологов, объединяющих множественные группы генов. В таком виде сохраняются гены, вовлеченные в процессы регуляции онтогенеза, оогенеза, клеточного цикла, сигнальных каскадов и другие. В составе онологов гены часто объединены в так называемые “функциональные модули”. Кодируемые генами таких модулей белки, как правило, организованы в надмолекулярные функциональные комплексы. Считается, что дупликация таких модулей приводит к скачку приспособленности организмов. В то же время, при сегментных дупликациях отдельные гены, не объединенные в функциональные модули, сохраняются в виде коротких копий ДНК. Такой способ амплификации не приводит к скачку приспособленности, но вносит определенный вклад в модуляцию биологических процессов. В виде коротких копий сохраняются гены, отвечающие за консервативные функции, например за метаболизм ДНК, активность нуклеаз и др. (Bowers et al., 2003; Papp et al., 2003; Yang et al., 2003; Maere et al., 2005; Freeling, Thomas, 2006). Представления о роли баланса генов в составе длинных и коротких копий ДНК основаны на том, что баланс соблюдается в онологах, в то время как локальные дупликации, например тандемные, из-за риска несбалансированности предпочтительно охватывают гены, кодирующие мономерные белки или гены, слабо связанные на хромосоме (Freeling, Thomas, 2006).

Возвращаясь к альбуминам лососеобразных (щуковых и лососевых рыб), отметим, что информация о наличии их в составе функциональных модулей отсутствует. Однако, оказалось, что они стабильно присутствуют в составе двух синтеничных групп из пятии-шести генов. Одна такая “щучья” группа генов на chr 5 полностью воспроизводится на одной из хромосом лосося атлантического, кумжи и микижи. Другая “щучья” группа генов на chr 13 полностью воспроизводится на chr 18 озерного гольца, и в виде инвертированной последовательности генов – на хромосоме ssa15 лосося; при этом, у лосося один из пяти генов щуки заменяется на другой – “теряется”. Инверсии отдельных или нескольких генов из этих двух синтеничных групп щуки, замены одних генов на другие – эти события имеют место и у других лососеобразных. Ни полиплоидизация, ни характерные для лососеобразных интенсивные хромосомные перестройки, которые обнаружены и у предков костистых (Braash et al., 2016), не “разорвали” эти группы, а только перестроили их.

Сравнительный анализ геномов костистых рыб, панцирной щуки, слоновой акулы Callorhinchus milii и других челюстноротых показал, что для костистых характерны короткие консервативные синтеничные группы или блоки (Ravi, Venkatesh, 2018). Для одиночных генов, кодирующих мономерные белки, не организованных в кластеры в виде тандемных повторов и не входящих в состав функциональных модулей, установлена еще одна закономерность – такие гены теряются чаще, чем связанные гены в составе функциональных модулей онологов (Freeling, Thomas, 2006). Не исключено, что подобный сценарий потери гена альбумина мог реализоваться в группах Ostariophysi и Acanthopterygii.

Благодаря WGD, костистые рыбы совершили глобальный скачок в эволюционном развитии, в то время как в процессе сегментных дупликаций и дупликаций отдельных генов может достигаться более “тонкая” подгонка механизмов, направленных на поддержание сбалансированной работы удвоенного генома и, в конечном счете, на гомеостаз физиологических функций.

Проблема компенсации функции альбумина в группах Acanthopterygii и Ostariophysi

Учитывая роль сывороточного альбумина как одного из ключевых факторов физиологического гомеостаза у высших позвоночных, его потеря у представителей низших позвоночных могла бы привести к неблагоприятным последствиям. Однако, Acanthopterygii и Ostariophysi относятся к наиболее массовым и эволюционно продвинутым группам позвоночных, а это, в свою очередь, позволяет предположить, что осмотическую и транспортную функции альбумина у них взяли на себя какие-то другие белки плазмы.

Анализ белкового состава плазмы крови костистых рыб, включая Acanthopterygii и Ostariophysi, выявил широкий спектр белков с высоким электроотрицательным потенциалом, способных связывать неорганические катионы и диполи воды и проявляющих таким образом осмотическую активность. Оказалось, что в плазме крови альбумин-содержащих и “безальбуминовых” костистых рыб присутствует не один, а несколько белков в составе осмотически активной белковой фракции: 1) альбумин; 2) белок тепловой акклимации (warm temperature acclimated 65 kDa protein), проявляющий свойства гемопексина; 3) ингибиторы сериновых и цистеиновых протеиназ; 4) аполипопротеины АроА-I и Аро-14 в составе липопротеинов высокой плотности; и 5) множественная дополнительная анодная фракция из низкомолекулярных белков с высокоотрицательным поверхностным потенциалом (Andreeva, 2019, 2020, 2021). В составе последней имеются не только “истинные” белки плазмы – внеклетоточные белки, выполняющие в системе кровообращения специфические функции, но и так называемые “транзитные” белки, чей пул постоянно пополняют внутриклеточные белки, попадающие в кровь вследствие разрушения клеток (Andreeva, 2021).

Доля осмотически активных белков плазмы костистых рыб из вышеперечисленных групп достигает ~50–60% тотального белка, что сопоставимо с содержанием альбумина в плазме млекопитающих. Это предполагает сопоставимый с Mammalia вклад этих белков в коллоидно-осмотическое давление плазмы у “безальбуминовых” костистых рыб. Не пострадала у Acanthopterygii и Ostariophysi и транспортная функция плазмы крови. Так, сравнение функций транспорта жирных кислот между альбуминами и липопротеинами высокой плотности позволяет предположить их более эффективное воплощение с участием липопротеиновых частиц (Andreeva, 2019).

Причины эволюционного успеха полиплоидов на примере Teleostei или почему у костистых рыб потеря альбумина прошла “незамеченной”

Главные изменения, возникшие у Teleostei по сравнению с более древними лучеперыми рыбами, и, по-видимому определившие их эволюционный успех, затронули механизмы локомоции, питания и плодовитости (Romer, Parsons, 1986). Teleostei отличаются от других позвоночных высочайшим разнообразием формы тела, образа жизни, типа питания и высокой плодовитостью. Поскольку геномы представителей костистых рыб прошли через дополнительный раунд WGD и таксонспецифичные события SaGD, CyGD и др., прогрессивные черты этой группы в значительной степени связывают с событиями дупликации геномов. Среди дуплицированных генов особое место занимают HOX-гены. После отделения Acipenseriformes и Semionotiformes, у предков костистых произошла дупликация четырех кластеров НОХ-генов. Полагают, что именно это событие отразилось на формообразовательных процессах, морфологии организма и послужило причиной радиации предковой группы, давшей начало новому таксону (Озернюк, Мюге, 2013; Soshnikova et al., 2013).

Другая группа генов, чьи дупликации имели важные последствия для эволюции Teleostei, – гены, кодирующие факторы транскрипции. Они представлены разными мультигенными семействами – Sox, Bmp, Gtf3a, Hif, HNF1 и др., вовлеченными в регуляцию экспрессии сотен других генов, сигнальные каскады, контроль процессов эмбриогенеза, онтогенеза, оогенеза, клеточного цикла и др. (Озернюк, Мюге, 2013; Pelster, Egg, 2018; Rojo-Bartolome et al., 2020). Эволюционному успеху Teleostei, несомненно, способствовали и гены, кодирующие белки промежуточного обмена. Прежде всего, это белки, участвующие в липидном обмене, составляющем основу энергетики рыб. Особая роль отводится транспортным белкам, отвечающим за обеспечение тканевых обменных процессов всеми требуемыми лигандами, включая альбуминоиды (Sharma et al., 2006).

Для выживания полиплоидных организмов важно состояние кластеров генов рРНК, поскольку экспрессия дуплицированных генов лимитируется белок-синтезирующей способностью рибосом, зависящей от эффективности пополнения пулов различных фракций рРНК. При сравнении экспрессии кластеров этих генов у аллотетраплоидного (4n = 200) и диплоидного (2n = 100) серебряного карася Carassius auratus четкой корреляции не выявлено, хотя замечены различия в экспрессии 5S и 45S рРНК (Zhao et al., 2021). На примере Danio rerio и полиплоидных окунеобразных показано влияние дупликационных событий и хромосомных перестроек на перераспределение, накопление и гомеостаз рРНК, обеспечивающих необходимый уровень экспрессии востребованных дуплицированных генов (Cioffi et al., 2015; Rojo-Bartolome et al., 2020). В отличие от костистых рыб и других эукариот, в семействе Acipenseridae на примере девяти видов североамериканских осетровых показана множественность аллелей гена 18S рРНК, связанная, предположительно, с полиплоидизацией этой группы (Krieger et al., 2000, 2006; Krieger, Fuerst, 2002). Существенная индивидуальная вариация гена 18S рРНК отсутствует у большинства других видов, для которых установлены его последовательности. Существует предположение, что высокий полиморфизм этих последовательностей у осетровых может быть связан с низкой скоростью согласованной эволюции в этой группе, замедлившей потерю любой возникшей полиморфной вариации. Данное обстоятельство позволяет объяснить отсутствие подобной вариабельности у костистых рыб быстрыми темпами эволюционных преобразований в этой группе (Ravi, Venkatesh, 2018).